Reconhecemos o apoio do Dr. Clem Jones AO, do Conselho Nacional de Saúde e Pesquisa Médica da Austrália [GNT1145580, GNT1176326], da Fundação metal, e do Governo do Estado de Queensland (DSITI, Departamento de Ciência, Tecnologia da Informação e Inovação).

Todos os experimentos em animais foram aprovados pelo comitê de ética animal da Universidade de Queensland.
1. Preparação interna de microbolhas
<ol><li>Pese uma razão molar de 9:1 de 1,2-distearoyl-sn-glycero-3-fosfocholina e 1,2-distearoyl-sn-gliceo-3-phosphoethanolamine-N-[amino (polietilenoglicol)-2000] (sal de amônio). 0,5 mg de mistura lipídica é necessário por 1 mL de solução de microbolhas. Alternativamente, os lipídios já podem ser comprados em clorofórmio, se o uso de lipídios pré-dissolvidos passar a passo 1.3.</li>
	<li>Dissolva o lipídio em um pequeno volume de clorofórmio em um copo de vidro.</li>
	<li>Evaporar o clorofórmio com um evaporador ou um fluxo de nitrogênio.</li>
	<li>Reidratar a filme lipíduo seco com 10 mL de PBS + 10% de glicerol + 10% de solução propilenoglicol que foi filtrada através de filtro de 0,22 μm.</li>
	<li>Coloque a solução lipídica rehidratada em um sonicator de banho de água definido para 55 °C (acima da temperatura de fusão dos lipídios) e sonicar até dissolver completamente.</li>
	<li>Solução lipídica aliquot em frascos de HPLC de 1,5 mL autoclaved e parafuso nas tampas de septa.</li>
	<li>Aspire todo o ar no frasco com uma seringa de 5 mL equipada com uma agulha de 27 G e crie um vácuo no frasco.</li>
	<li>Adicione octofluoropropano ao frasco com a seringa incluída, elaborando o gás do recipiente. Encha o frasco com 1-2 mL de octafluoropropano lendo o volume na seringa.</li>
	<li>Sele cada frasco com filme de parafina e leve à geladeira.</li>
	<li>No dia do experimento, leve o frasco à temperatura ambiente, adicione 0,5 mL de solução naCl de 0,9% ao frasco, depois coloque o frasco em um amalgamador e aguta por 45 s (tempo predefinido) para produzir os microcompletos.</li>
</ol>2. Controle de qualidade de microbolhas usando um contador de coulter
<ol><li>Retire a solução de microbolhas do amalgamador e desabafe o gás do frasco perfurando a septa com uma agulha de 19 G.</li>
	<li>Diluir a solução de microbolhas realizando diluições seriais de duas etapas 1:5.000 adicionando 100 μL de solução de microbolhas em 5 mL de solução de fluxo filtrado usando uma seringa de 1 ml com agulha de 19 G, e, em seguida, tomar 100 μL de 1:50 solução de microbolhas diluídas e pipetação em solução de fluxo filtrado de 10 mL em um cuvette usando uma pipeta.</li>
	<li>Verifique se o tanque de eletrólitos tem solução de fluxo suficiente e que o tanque de resíduos está vazio.</li>
	<li>Coloque a cuvette na plataforma do contador coulter e bloqueie-a no lugar. Use uma abertura de 30 μm para aquisição de amostras.</li>
	<li>No software, carregue o método operacional padrão (SOM) e selecione Editar som | concentração. Digite diluição de 5000x.</li>
	<li>No software, escolha um nome de arquivo adequado. Por exemplo, microbubble_1_date.</li>
	<li>Carregue e proteja o cuvette na plataforma.</li>
	<li>No software selecione Executar| Verifique e verifique se a concentração amostral é inferior a 10%. Se esse número for superior a 10%, realize uma nova diluição das microbolhas com um fator de diluição maior.</li>
	<li>Selecione 'Iniciar' para iniciar uma aquisição da amostra para obter a leitura inicial.</li>
	<li>Enxágüe a abertura do contador Coulter com solução de fluxo filtrada após cada medição. Repita as etapas 2.2-2.9 para obter 3 réplicas.</li>
	<li>Coloque uma cuvette com solução de microbolha diluída em um banho de água sonicator e sonicate por 30 s.</li>
	<li>Meça a solução com microbolhas sônicas e rotule em branco.</li>
	<li>No software, subtraia a leitura final da leitura inicial. Isso subtrai quaisquer partículas que não sejam microbolhas e não contenham gás.</li>
	<li>Selecione Resultados de exibição no software, para exibir a concentração de microbolhas, distribuição de tamanho, tamanho médio e concentração de volume.</li>
</ol>3. Rotulagem de anticorpos fluorescentes
<ol><li>Obtenha uma solução de 1 mg/mL de IgG do mouse no PBS sem quaisquer aditivos.</li>
	<li>Rotule 1 mg de mouse IgG com AlexaFluor 647 em tampão de bicarbonato de sódio de 0,1 M seguindo as instruções dos fabricantes localizadas no kit. Esta quantidade de IgG fluorescentemente rotulado é suficiente para realizar este procedimento em 5-7 camundongos adultos onde uma dose de 5 mg/kg de anticorpo é administrada.</li>
	<li>Adicione o corante à solução de IgG em 0,1 M de tampão de bicarbonato de sódio e incubar por 15 min a temperatura ambiente.</li>
	<li>Purifique o anticorpo fluorescente rotulado, encaixendo a solução de anticorpos em uma coluna de spin e centrifugando a 1.000 x g por 5 min. O corante livre permanecerá na cama da coluna.</li>
	<li>Use um espectotômetro para medir a concentração de proteínas. Meça a absorvância da solução conjugada em 280 nm e 650 nm (A280 e A650). Calcule a concentração de proteína na amostra usando a equação: Concentração de proteína (M) = [A280 - (A650 x 0,03)] x fator de diluição / 203.000.</li>
	<li>Use um espectrômetro para calcular o grau de rotulagem usando a equação: corante de mols por proteína toupeira = fator de diluição A650 x / 239 000 x concentração de proteína (M). NOTA: Um grau aceitável de rotulagem é de 3-7 mols corante por proteína toupeira e tipicamente obtido grau de rotulagem é em torno de 6.</li>
</ol>4. Configuração de ultrassom
<ol><li>Utilizando o sistema de ultrassom focado, adicione o espaçador de 5 mm ao bolus de água para posicionar o foco do ultrassom 9 mm abaixo do fundo do bolus de água.</li>
	<li>Encha o bolus de água com aproximadamente 300 mL de água deionizada que foi desgaseada com um degasser inline por 20 minutos (o teor de oxigênio deve ser inferior a 3 ppm). Coloque a matriz anular no bolus de água e use um espelho dentário para verificar se não há bolhas de ar na superfície. Se estiver presente na superfície, remova a matriz anular e substitua-a no bolus de água.</li>
	<li>Inicie o software de aplicativo. No menu forma de onda, selecione Definir ciclo de serviço de forma de onda. As configurações são PRF (Hz) 10, ciclo de responsabilidade 10%, foco 80 mm, frequência central 1 MHz, amplitude (pressão negativa de pico MPa) 0,65 MPa, índice mecânico = 0,65. Pressione definir para definir a forma de onda e armazená-la na memória. NOTA: O sistema de ultrassom focado é pré-calibrado pelo fabricante a partir de medições tomadas por um hidrofone calibrado.</li>
	<li>No software do sistema de ultrassom focado, defina um plano de tratamento. Isso requer a definição de uma região de tratamento composta por múltiplos locais de tratamento individual, e a definição de ações a serem tomadas em cada um desses locais de tratamento. Neste caso, a zona de tratamento é um hemisfério do cérebro do camundongo.</li>
	<li>Na janela do controlador de movimento, vá para a guia 'Digitalizar ' e Digite o valor de início, parada e incremento para movimento na dimensão x e valor de início, parada e incremento para movimento na direção y. Digite valores para X: start -4, stop 3.50 e Y: -3.00, stop 3, Increment 1.5, # loops: 1.</li>
	<li>Defina as ações para os locais de tratamento. Na janela do controlador de movimento, selecione o botão Event . Na janela de edição de script, selecione uma lista de ações que serão executadas na ordem selecionada em cada local de tratamento. Defina o Tipo de Movimento para a grade raster na parte superior da janela do script. Na guia de eventos selecione Adicionar ações para movê-las para o painel de script e adicionar Mover Síncronia, Iniciar arb de arb de gatilho, esperar, interromper a arb de arb. Clique na ação de espera e selecione um tempo de espera de 6.000 ms. NOTA: Essas configurações farão do tratamento uma grade de 6 x 5 de pontos de tratamento espaçados a 1,5 mm de distância, com cada ponto tendo uma duração de tratamento de 6 s. A duração total para sonicar um cérebro de rato é de aproximadamente 3 minutos. Esta grade de tratamento de tamanho é adequada para camundongos adultos C57/Bl6 pesando aproximadamente 30 g. O tamanho da grade das manchas de tratamento pode ser ajustado para cima ou para baixo, dependendo do tamanho do mouse.</li>
</ol>5. Preparação animal
<ol><li>Pesar o mouse com um equilíbrio preciso de 0,1g.</li>
	<li>Camundongo anesthetize com 90 mg/kg de cetamina e 6 mg/kg de xilazina intraperitoneally. Teste para ausência de reflexos com uma pitada de dedo do dedo do dedo. Alternativamente, os camundongos podem ser anestesiados com isoflurano usando um aparelho anestésico inalatório apropriado com uma máscara facial apropriada. Se usar isoflurane, o rato deve ser colocado em uma almofada de calor durante o ultrassom para evitar hipotermia.</li>
	<li>Use uma navalha elétrica para raspar o cabelo da cabeça do animal, em seguida, aplique creme de depilação com um broto de algodão, deixe ligado por 2-3 minutos ou até que o cabelo seja limpo com um pedaço úmido de gaze. Tome cuidado para que o creme de depilação não entre nos olhos do rato.</li>
	<li>Marque o centro da cabeça do rato com um marcador permanente. O transdutor tem um buraco em seu centro e o foco do transdutor e ponto focal podem ser alinhados visualmente.</li>
	<li>Encha um pequeno barco de pesagem que já teve o fundo cortado e substituído por plástico colado na parte inferior do barco de pesagem com gel de ultrassom. Isso serve como um espaçador de 8 mm e fornece um bom acoplamento na cabeça do mouse e permite a inspeção visual do foco do transdutor alinhado com a cabeça do mouse.</li>
</ol>6. Preparação de microbolhas
<ol><li>Aqueça um frasco de microbolhas à temperatura ambiente. Para ativar, adicione 0,5 mL de solução NaCl de 0,9% ao frasco e coloque em um amalgamador para agitar por 45 s para produzir os microcompletos.</li>
	<li>Vente o frasco perfurando o septa com uma agulha de 27 G.</li>
</ol>7. Tratamento de ultrassom
<ol><li>Inverta o frasco de microbolhas e elabove suavemente 1 μL/g peso corporal da solução. A este adicione a solução de anticorpos fluorescentes rotulados e misture suavemente na seringa. O volume máximo injetado é de 150 μL. NOTA: Os microbolhas preparados internamente são aproximadamente 60 vezes menos concentrados do que os usados clinicamente (por exemplo, microbolhas Definity). Ajuste o volume ou concentração de modo que o número de microbolhas injetadas sejam semelhantes aos utilizados clinicamente (ou seja. Definity 1,2 x 108 microbolhas/kg de peso corporal).</li>
	<li>Injete a solução de microbolhas e anticorpos retroorbitamente, tomando o cuidado de injetar suavemente e lentamente. Em seguida, aplique pomada oftálmica nos olhos do rato.</li>
	<li>Coloque o mouse no suporte da cabeça (veja Tabela de Materiais) e conserte o nariz do mouse. Em seguida, coloque o pequeno barco de pesagem cheio de gel de ultrassom em cima da cabeça.</li>
	<li>Abaixe o bolus de água até que ele fique em cima do gel de ultrassom no barco de pesagem.</li>
	<li>Use o joystick para mover o foco do transdutor para o centro da cabeça. Selecione Redefinir a Origem na guia de movimento.</li>
	<li>Selecione a varredura completa. As etapas 7.3-7.6 levarão 2 min.</li>
	<li>Para obter consistência, defina um temporizador para garantir um atraso de 2 minutos entre a injeção de microbolhas e a seleção completa da varredura.</li>
	<li>Após o tratamento ser concluído, aplique pomada oftalmica nos olhos e coloque o rato em uma câmara de recuperação aquecida. Se a hipotermia for observada durante o procedimento, uma almofada de aquecimento pode ser colocada sob o mouse para fornecer calor suplementar durante o procedimento.</li>
</ol>8. Colheita e processamento de tecidos
<ol><li>No ponto de tempo de interesse após o parto do ultrassom (pelo menos 1h para detectar altos níveis de anticorpo no cérebro) anestesia profundamente o camundongo com uma overdose de solução pentobarbitona (100 mg/kg) e transcardialmente perfumar o rato com 30 mL PBS. Uma boa perfusão é necessária para detectar especificamente anticorpos fluorescentes rotulados que foram entregues ao cérebro.</li>
	<li>Colete o cérebro e corrija por imersão em 4% pfa por 24 h a 4 °C, depois lave com PBS.</li>
	<li>Imagem do cérebro em um scanner infravermelho colocando o cérebro na bandeja e adquirindo uma imagem no canal de 700 nm. NOTA: Após a fixação, o cérebro é removido do PFA, lavado em PBS e seccionado. Alternativamente, pode ser colocado em solução crioprotectante de etileno glicol por 24 h a 4 °C ou até submergir, e depois movido para um novo crioprotetor contendo frasco e colocado a -20 °C para armazenamento a longo prazo.</li>
	<li>Seção o cérebro frio na PBS usando um vibratome. Cole o cérebro na plataforma e corte seções de 30-40 μm e colete em PBS. NOTA: A autofluorescência lysosômica (predominante em seções de animais com mais de 12 meses) deve ser branqueada pela iluminação noturna das seções em uma caixa de câmara leve, à temperatura ambiente e em PBS contendo azida (0,02%) para bloquear o crescimento bacteriano.</li>
</ol>9. Coloração de tecidos e aquisição de imagem
<ol><li>Transferir seções para solução de bloqueio (5% BSA em 0,2% Triton/PBS) por 2h à temperatura ambiente e, em seguida, lave as seções 3x substituindo a solução por 0,2% Triton/PBS.</li>
	<li>Incubar seções a 4 °C durante a noite com os anticorpos primários contra Iba1 (diluição 1:1.000) e CD68 (diluição 1:500), em 0,2% Triton/PBS, seguido por lavagens 3x com 0,2% Triton/PBS.</li>
	<li>Incubar seções por 2h à temperatura ambiente com anticorpos secundários fluorescentes (diluição 1:500), seguidas por lavagens 3x com apenas Triton/PBS de 0,2%. NOTA: Os núcleos também podem ser manchados usando a solução DAPI (0,5 μg/mL).</li>
	<li>Transfira as seções para um slide e deslize com mídia de montagem em jogo rígido. Permita tempo suficiente para que o meio de montagem se solidifique antes da visualização e aquisição de imagens (durante a noite).</li>
	<li>Com um microscópio confocal obter imagens de pilha de z (pelo menos 10 μm de profundidade e 0,3 μm de tamanho de passo, 10 imagens por animal) da área cerebral alvo do ultrassom usando um microscópio confocal e um objetivo de pelo menos 40x de ampliação. NOTA: Tenha cuidado para adquirir imagens dentro do alcance dinâmico do sinal, evitando a sub-/superexposição. Salve os arquivos de imagem no formato de software correspondente usado pelo microscópio.</li>
</ol>10. Análise de imagem
<ol><li>Converta os arquivos de microscopia de pilha z usando o importador de arquivos de software de análise de imagens.</li>
	<li>Abra os arquivos convertidos no software e ajuste a intensidade do canal Iba1 para observar células microgliais.</li>
	<li>Corte uma única célula microglial desenhando uma caixa ao redor dela, selecione 'crop' e salve o novo arquivo.</li>
	<li>Construa a renderização da superfície 3D do sinal IBA1 por:<ol>
<li>Abra o arquivo Imaris de célula única gerado na etapa anterior.</li>
		<li>Adicione uma superfície ao arquivo.</li>
		<li>Selecione o canal correspondente à coloração Iba1.</li>
		<li>Aplique um limiar que deve se sobrepor à mancha Iba1</li>
		<li>Selecione apenas a estrutura de interesse que está formando a célula microglial de interesse</li>
	</ol>
</li>
	<li>Finalize o processo<ol>
<li>Obtenha e regise o volume da mancha Iba1</li>
		<li>Construa a renderização da superfície 3D da coloração CD68</li>
		<li>Dentro do subsfilo de superfície IBA1, mascarar o canal CD68 e remover os voxels fora da mancha IBA1</li>
		<li>Adicione uma nova superfície ao arquivo</li>
		<li>Selecione o canal correspondente à coloração cd68</li>
		<li>Aplique um limiar que deve se sobrepor à coloração do CD68 e esteja o mais próximo possível, correspondendo aos volumes de coloração</li>
		<li>Finalize o processo, pois apenas as estruturas intra-microglial CD68 estarão presentes neste arquivo e, portanto, não requerem outra etapa de filtragem de limiar</li>
		<li>Obtenha e regise o número e o volume médio das estruturas positivas do CD68</li>
		<li>Calcule o volume relativo das estruturas CD68 por suas estruturas IBA1 correspondentes como medida de ativação microglial em estado fagocítico.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Choi, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+and+transient+blood-brain+barrier+opening+in+the+hippocampus+of+Alzheimer's+double+transgenic+mice+using+focused+ultrasound.">Noninvasive and transient blood-brain barrier opening in the hippocampus of Alzheimer's double transgenic mice using focused ultrasound.</a> Ultrasonic Imaging. 30 (3), 189-200 (2008).</li><li>Lipsman, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood-brain+barrier+opening+in+Alzheimer's+disease+using+MR-guided+focused+ultrasound.">Blood-brain barrier opening in Alzheimer's disease using MR-guided focused ultrasound.</a> Nature Communications. 9 (1), 2336 (2018).</li><li>Pandit, R., Chen, L., G&#246;tz, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+blood-brain+barrier:+physiology+and+strategies+for+drug+delivery.">The blood-brain barrier: physiology and strategies for drug delivery.</a> Advanced Drug Delivery Reviews. 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Não temos nada para revelar.

Anticorpos fluorescentes podem ser entregues ao cérebro usando ultrassom focado juntamente com microbolhas aplicadas em um modo de varredura. O parto de anticorpos, a morfologia microglial e o alargamento liossômico podem ser detectados por microscopia de fluorescência após o ultrassom de varredura. Microglia pode entrar em seus anticorpos e antígenos lysossomes que os anticorpos têm vinculado em um processo mediado por receptores fc4.
Há uma série de etapas críticas para alcançar a abertura de BBB e a entrega de anticorpos repetiveis usando este método. É fundamental garantir um bom acoplamento entre o transdutor de ultrassom e a cabeça do mouse. Remova todo o cabelo na cabeça do mouse e certifique-se de que não há bolhas de ar no acoplamento. As características dos microbolhas preparados internamente são fundamentais para o sucesso. Os microbolhas devem ter uma concentração suficiente de 108 microbolhas/mL e uma distribuição de tamanho de tal forma que mais de 90% dos microbolhas tenham menos de 10 μm de diâmetro. Isso ocorre porque microbolhas maiores são conhecidas por serem filtradas fora da circulação pelos pulmões. Um tamanho médio aceitável é entre 1 -3 μm. As microbolhas devem ser manuseadas e injetadas suavemente para evitar destruí-las na seringa. É importante que o ultrassom seja aplicado no máximo 2 minutos após a injeção dos microbolhas que podem ser alcançadas com a prática. O direcionamento de um cérebro inteiro ou de hemisfério inteiro é facilmente alcançado com a abordagem do SUS e a precisão do alvo é improvável que seja um problema ao atingir grandes regiões. Uma região cerebral menor, como o hipocampo ou o estriato, também pode ser alvo com sucesso, mas neste caso é importante que o foco se sobreponha à região alvo. A altura de um cérebro de camundongo é semelhante ao comprimento axial do feixe de ultrassom focado a 1 MHz usando um transdutor de ultrassom típico, de modo que o transdutor só precisa ser movido na dimensão x e y e não na dimensão z. Isso pode ser determinado pelo conhecimento de coordenadas estereotaxas para uma determinada estrutura cerebral e pela visualização das suturas lambdoid e sagital através da pele depilada do rato.
Aqui demonstramos uma técnica que usa injeções retroorbitais para fornecer microbolhas e anticorpos. Uma alternativa às injeções retroorbitais são as injeções de veias da cauda, que também é uma técnica eficaz para fornecer microbolhas e anticorpos. As vantagens da injeção retroorbital é que é tecnicamente menos desafiadora do que as injeções de veias da cauda, e pode ser repetida várias vezes (alternando o olho de injeção) com risco muito mínimo de dano tecidual.
Se nenhum anticorpo fluorescente é detectado no cérebro é provável que o BBB não tenha aberto. A solução de problemas deve se concentrar na obtenção de uma solução concentrada de microbolhas e injetá-la para não destruir os microbolhas e entregar o ultrassom dentro de dois minutos do tempo de injeção. Se não ocorrer abertura de BBB, o pico de pressão negativa pode ser aumentado, com a ressalva de que pressões negativas de pico mais altas aumentam a chance de causar microhemorrhages que não detectamos em um pico de pressão negativa de 0,65 MPa usando as configurações descritas. Dependendo da especificidade do antígeno do anticorpo, o padrão de coloração será diferente. O padrão de coloração obtido ao injetar um anticorpo anti-tau é mostrado na Figura 2.
Esta técnica pode ser aplicada a uma variedade de anticorpos e, desde que a abertura consistente do BBB seja obtida, a ligação do anticorpo a um alvo no cérebro pode ser avaliada. A abordagem de ultrassom de varredura alcança a abertura do BBB através de um cérebro de camundongo inteiro de forma reprodutível.
Uma limitação dessa técnica é que a ocorrência e extensão da abertura do BBB não é observada enquanto o rato estiver vivo. Essa limitação poderia ser superada pela inclusão de imagens de ressonância magnética com agente de contraste de gadolinium ao procedimento, mas isso aumenta significativamente o tempo e o custo do procedimento.
Descrita aqui é uma única sônica e administração única do protocolo de anticorpos que pode ser usada para determinar quanto aumento da absorção de anticorpos pode ser alcançado, bem como onde eles estão localizados no cérebro após o parto. O protocolo também pode ser usado em um estudo longitudinal para avaliar os efeitos terapêuticos da entrega de anticorpos. Em um estudo de tratamento, o protocolo pode ser repetido com um intervalo de inter-tratamento de uma semana ou mais, a fim de avaliar o potencial terapêutico de um anticorpo entregue ao cérebro. O potencial terapêutico do anticorpo entregue pelo ultrassom pode ser avaliado em modelos de camundongos transgênicos de doenças neurodegenerativas. As leituras do efeito terapêutico podem incluir testes comportamentais, histologia e bioquímica para os níveis de proteínas patológicas, como tau, amilóide-β ou sinucleína.
Em conclusão, delineamos um método para abrir a barreira cerebral no sangue em camundongos para fornecer anticorpos fluorescentes rotulados. Esse método será de interesse dos pesquisadores que avaliam abordagens terapêuticas para doenças neurodegenerativas.

O ultrassom terapêutico é uma tecnologia emergente voltada para o tratamento de doenças cerebrais de forma não invasiva, em parte facilitando o acesso de agentes terapêuticos ao cérebro1,2,3. Como apenas uma pequena fração de anticorpos terapêuticos voltados para doenças cerebrais são absorvidos e retidos no cérebro4, o ultrassom terapêutico oferece a possibilidade de aumentar sua absorção e engajamento direcionado5,6.
Em nosso laboratório, estamos desenvolvendo abordagens terapêuticas para doenças neurodegenerativas nas quais um anticorpo em vários formatos é entregue através da barreira hematoencefálica (BBB) usando microbolhas. Para isso, o ultrassom é aplicado através do crânio no cérebro em vários pontos usando um modo de varredura que chamamos de ultrassom de varredura (SUS)7. A interação mecânica entre a energia do ultrassom, os microbolhas injetadas por via intravenosa e a vasculatura cerebral separa transitoriamente as junções apertadas do BBB em um determinado volume de sônica, permitindo anticorpos e outras cargas, incluindo agentes terapêuticos para efetivamente atravessar essa barreira7,8,9 . Além disso, o ultrassom tem sido mostrado para facilitar a absorção de anticorpos do cérebro intersticicial em células cerebrais, como neurônios, onde o anticorpo se distribui por todo o corpo celular e até mesmo em processos neuróticos5,10.
A doença de Alzheimer é caracterizada por uma patologia amilóide-β e tau11, e uma série de modelos animais está disponível para dissecar mecanismos patogênicos e validar estratégias terapêuticas. Uma abordagem do SUS, pela qual o ultrassom é aplicado em um padrão sequencial em todo o cérebro, quando repetida em várias sessões de tratamento, pode reduzir a patologia da placa amiloide no cérebro de camundongos mutantes de proteína precursora amilóide-β (APP) e ativar microglia que toma o amiloide, levando à melhoria na função cognitiva7. A abertura do BBB com ultrassom e microbolhas também reduz a patologia tau em pR5, K3 e rTg4510 tau transgênicos camundongos5,12,13. É importante ressaltar que, enquanto a microglia remove depósitos de proteína extracelular, um dos mecanismos de liberação subjacentes às patologias intraneuronas induzidas pelo SUS é a ativação da autofagia neuronal12.
Aqui, delineamos um processo experimental, pelo qual anticorpos fluorescentes rotulados são preparados, e depois misturados com microbolhas à base de lipídios interna, seguidos de injeção retroorbital em camundongos anestesiados. A injeção retroorbital é uma alternativa à injeção da veia da cauda que descobrimos ser igualmente eficaz e simples de realizar repetidamente. Isso é imediatamente seguido pela aplicação do SUS no cérebro. Para determinar a absorção de anticorpos terapêuticos, os camundongos são sacrificados e o aumento da concentração de anticorpos no cérebro é então quantificado. Como proxy da mudança na homeostase cerebral, a atividade fagocítica microglial é determinada pela histologia e reconstrução volumosa 3D.
Os dados gerados sugerem que a entrega de ultrassom de anticorpos é uma abordagem potencialmente atraente para tratar doenças neurodegenerativas. O protocolo pode ser aplicado da mesma forma a outros candidatos a medicamentos, bem como a cargas modelo, como dextrans fluorescentemente rotulados de tamanhos definidos14.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphocholine</td>
			<td>Avanti</td>
			<td>850365C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-[amino(polyethyleneglycol)-2000]</td>
			<td>Avanti</td>
			<td>880128C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AlexaFluor 647 antibody labeling kit</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>A20186</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CD68 antibody</td>
			<td>AbD Serotec</td>
			<td>MCA1957GA</td>
			<td>Use 1:1000 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chloroform</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>372978</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coulter Counter (Multisizer 4e)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G5516</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti-rabbit IgG, Alexa Fluor 488</td>
			<td>Thermo FIsher</td>
			<td>A-11008</td>
			<td>Use 1:500 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti-rabbit IgG, Alexa Fluor 488</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>A-11077</td>
			<td>Use 1:500 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>head holder (model SG-4N, Narishige Japan)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iba1 antibody</td>
			<td>Wako</td>
			<td>019-19741</td>
			<td>Use 1:1000 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Image analysis software</td>
			<td>Beckman Coulter</td>
			<td>#8547008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflow flow solution</td>
			<td>Beckman Coulter</td>
			<td>B43905</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Near infrared imaging system Odyssey Fc</td>
			<td>Licor</td>
			<td>2800-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Octafluoropropane</td>
			<td>Arcadophta</td>
			<td>0229NC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propylene Glycol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P4347</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TIPS (Therapy Imaging Probe System)</td>
			<td>Philips Research</td>
			<td>TIPS_007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>Bitplane</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

delivery of antibodies into the brain using focused scanning ultrasound

Apenas uma pequena fração de anticorpos terapêuticos voltados para doenças cerebrais são tomados pelo cérebro. O ultrassom focado oferece a possibilidade de aumentar a absorção de anticorpos e o engajamento através da abertura transitória da barreira hematoencefálica (BBB). Em nosso laboratório, estamos desenvolvendo abordagens terapêuticas para doenças neurodegenerativas em que um anticorpo em diversos formatos é entregue em todo o BBB utilizando microbolhas, concomitante com aplicação de ultrassom focalizada através do crânio visando múltiplas manchas, uma abordagem que chamamos de ultrassom de varredura (SUS). Os efeitos mecânicos de microbolhas e ultrassom nos vasos sanguíneos aumentam o transporte paracelular através do BBB, separando transitoriamente junções apertadas e aumentando a transcitose mediada por vesículas, permitindo que anticorpos e agentes terapêuticos cruzem efetivamente. Além disso, o ultrassom também facilita a absorção de anticorpos do cérebro intersticicial em células cerebrais, como neurônios onde o anticorpo se distribui por todo o corpo celular e até mesmo em processos neuróticos. Em nossos estudos, anticorpos fluorescentes rotulados são preparados, misturados com microbolhas baseadas em lipídios preparados internamente e injetados em camundongos imediatamente antes de o SUS ser aplicado ao cérebro. O aumento da concentração de anticorpos no cérebro é então quantificado. Para explicar alterações na homeostase cerebral normal, a fagocitose microglial pode ser usada como marcador celular. Os dados gerados sugerem que o fornecimento de ultrassom de anticorpos é uma abordagem atraente para tratar doenças neurodegenerativas.

Usando este protocolo, anticorpos rotulados fluorescentemente são entregues ao cérebro e podem ser detectados, juntamente com a ativação de microglia. A conclusão que pode ser traçada é o uso de ultrassom focado e microbolhas marcadamente melhora a absorção cerebral de anticorpos e pode entregar anticorpos para todo o cérebro ou hemisfério de um rato quando usado em um modo de varredura. A Figura 1 mostra o dispositivo de aplicação de ultrassom TIPS (diferentes componentes rotulados) que é usado para abrir o BBB. A Figura 2 mostra os resultados representativos das medidas de tamanho e concentração de Coulter que devem ser obtidas quando os microbolhas são produzidos corretamente. Para visualizar facilmente a entrega, os anticorpos foram rotulados com um corante fluorescente vermelho distante. A absorção de anticorpos pelo cérebro pode ser facilmente visualizada em todo o cérebro ou seções usando um scanner infravermelho ou usando microscopia fluorescente em seções cerebrais. Seções cerebrais mostram a localização do anticorpo fluorescentemente rotulado a um nível microscópico. Os resultados representativos para a entrega de ultrassom de varredura ao hipocampo de anticorpo anti-tau fluorescente RN2N são mostrados na Figura 3. Para observar qualquer alteração da homeostase cerebral normal como consequência do SUS e do parto de anticorpos, uma leitura foi o teor microglial lyosomal em relação à fagocitose. A Figura 4 mostra coloração representativa para microglia usando Iba1 e o marcador específico microglial lysosome CD68 para determinar se a microglia se torna mais fagocítica após a entrega do anticorpo.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61372/61372fig01.jpg"> Figura 1: O sistema de ultrassom focado usado para a entrega de ultrassom com componentes críticos sendo rotulados. (A) O suporte de gel caseiro que serve como espaçador de 8 mm. (B) Ver através do transdutor mostrando como o alvo está alinhado com o foco visualmente (C). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61372/61372fig01large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61372/61372fig02.jpg"> Figura 2: Medidas de controle de qualidade de microbolhas preparadas internamente. (A) Equipamento de contador Coulter utilizado para obter estatísticas sumárias (B) e distribuição de tamanho de microbolhas em número (C) e distribuição de volume (D). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61372/61372fig02large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61372/61372fig03.jpg"> Figura 3: Entrega de anticorpos fluorescentes no cérebro utilizando o SUS. (A) Um fragmento de anticorpo fluorescente rotulado específico para uma isoforme tau entregue por conta própria, SUS por conta própria, e um tratamento combinado revelou aumento da absorção do anticorpo por um hemisfério sonicado quando combinado com o SUS usando imagens fluorescentes infravermelhas próximas de um hemisfério do cérebro. Foi aplicada uma mesa de aparência (LUT), com maior intensidade de fluorescência em unidades arbitrárias exibidas em cores mais quentes. (B) A quantificação da fluorescência foi feita sem subtrair os níveis de controle somente do SUS de fluorescência de fundo. Média ± SEM mostrada. (C) Aumento da absorção do anticorpo fluorescente rotulado por neurônios hipocampais mostrados em imagens de baixa e alta ampliação de seções cerebrais. No tratamento combinado, o anticorpo se distribui em corpos celulares e até mesmo dendritos como mostrado para neurônios hipocampais. Blue=DAPI, magenta=fragmento de anticorpo. Barra de escala: 50 μm. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61372/61372fig03large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61372/61372fig04.jpg"> Figura 4: Rotulagem representativa de imunofluorescência para microglia, mostrando a morfologia esperada da microglia e renderizada em 3D com o software de análise de imagem. A morfologia da microglia é observada em verde e os níveis e a distribuição de CD68 é observada em vermelho. Barra de escala 10 μm. Green=Iba1, red=CD68. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61372/61372fig04large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Delivery of Antibodies into the Brain Using Focused Scanning Ultrasound

Apresentado aqui é um protocolo para abrir transitoriamente a barreira hematoencefálica (BBB) focalmente ou em todo o cérebro do rato para fornecer anticorpos fluorescentes e ativar microglia. Também é apresentado um método para detectar a entrega de anticorpos e ativação de microglia por histologia.

Entrega de anticorpos no cérebro usando ultrassom de varredura focalizado

Only a small fraction of therapeutic antibodies targeting brain diseases are taken up by the brain. Focused ultrasound offers a possibility to increase ...

delivery-antibodies-into-brain-using-focused-scanning

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

3.0K visualizações.  The University of Queensland. Apresentado aqui é um protocolo para abrir transitoriamente a barreira hematoencefálica (BBB) focalmente ou em todo o cérebro do rato para fornecer anticorpos fluorescentes e ativar microglia. Também é apresentado um método para detectar a entrega de anticorpos e ativação de microglia por histologia.

Vídeo: Delivery of Antibodies into the Brain Using Focused Scanning Ultrasound

Ultrasound-Guided Microinjection into the Mouse Forebrain In Utero at E9.5

In utero survival surgery in mice permits the molecular manipulation of gene expression during development. However, because the uterine wall is opaque during early embryogenesis, the ability to target specific parts of the embryo for microinjection is greatly limited. Fortunately, high-frequency ultrasound imaging permits the generation of images that can be used in real time to guide a microinjection needle into the embryonic region of interest. Here we describe the use of such imaging to guide the injection of retroviral vectors into the ventricular system of the mouse forebrain at embryonic day (E) 9.5. This method uses a laparotomy to permit access to the uterine horns, and a specially designed plate that permits host embryos to be bathed in saline while they are imaged and injected. Successful surgeries often result in most or all of the injected embryos surviving to any subsequent time point of interest (embryonically or postnatally). The principles described here can be used with slight modifications to perform injections into the amnionic fluid of E8.5 embryos (thereby permitting infection along the anterior posterior extent of the neural tube, which has not yet closed), or into the ventricular system of the brain at E10.5/11.5. Furthermore, at mid-neurogenic ages (~E13.5), ultrasound imaging can be used direct injection into specific brain regions for viral infection or cell transplantation. The use of ultrasound imaging to guide in utero injections in mice is a very powerful technique that permits the molecular and cellular manipulation of mouse embryos in ways that would otherwise be exceptionally difficult if not impossible.

Ultrasound-Guided Microinjection into the Mouse Forebrain In Utero at E9.5

In utero survival surgery in mice permits the molecular manipulation of gene expression during development. Here we describe the use of high-frequency ultrasound imaging to guide the injection of retroviral vectors into the mouse brain at embryonic day (E) 9.5.

Ultra-som guiada microinjeção em parte frontal do cérebro do rato In Utero Em E9.5

In utero survival surgery in mice permits the molecular manipulation of gene expression during development.  However, because the uterine wall is opaque ...

Neurociência

Efficient Gene Delivery into Multiple CNS Territories Using In Utero Electroporation

The ability to manipulate gene expression is the cornerstone of modern day experimental embryology, leading to the elucidation of multiple developmental pathways. Several powerful and well established transgenic technologies are available to manipulate gene expression levels in mouse, allowing for the generation of both loss- and gain-of-function models. However, the generation of mouse transgenics is both costly and time consuming. Alternative methods of gene manipulation have therefore been widely sought. In utero electroporation is a method of gene delivery into live mouse embryos1,2 that we have successfully adapted3,4. It is largely based on the success of in ovo electroporation technologies that are commonly used in chick5. Briefly, DNA is injected into the open ventricles of the developing brain and the application of an electrical current causes the formation of transient pores in cell membranes, allowing for the uptake of DNA into the cell. In our hands, embryos can be efficiently electroporated as early as embryonic day (E) 11.5, while the targeting of younger embryos would require an ultrasound-guided microinjection protocol, as previously described6. Conversely, E15.5 is the latest stage we can easily electroporate, due to the onset of parietal and frontal bone differentiation, which hampers microinjection into the brain. In contrast, the retina is accessible through the end of embryogenesis. Embryos can be collected at any time point throughout the embryonic or early postnatal period. Injection of a reporter construct facilitates the identification of transfected cells.
To date, in utero electroporation has been most widely used for the analysis of neocortical development1,2,3,4. More recent studies have targeted the embryonic retina7,8,9 and thalamus10,11,12. Here, we present a modified in utero electroporation protocol that can be easily adapted to target different domains of the embryonic CNS. We provide evidence that by using this technique, we can target the embryonic telencephalon, diencephalon and retina. Representative results are presented, first showing the use of this technique to introduce DNA expression constructs into the lateral ventricles, allowing us to monitor progenitor maturation, differentiation and migration in the embryonic telencephalon. We also show that this technique can be used to target DNA to the diencephalic territories surrounding the 3rd ventricle, allowing the migratory routes of differentiating neurons into diencephalic nuclei to be monitored. Finally, we show that the use of micromanipulators allows us to accurately introduce DNA constructs into small target areas, including the subretinal space, allowing us to analyse the effects of manipulating gene expression on retinal development.

Efficient Gene Delivery into Multiple CNS Territories Using In Utero Electroporation

In utero electroporation allows for rapid gene delivery in a spatially- and temporally-controlled manner in the developing central nervous system (CNS). Here we describe a highly adaptable in utero electroporation protocol that can be used to deliver expression constructs into multiple embryonic CNS domains, including the telencephalon, diencephalon and retina.

Entrega Gene eficiente em múltiplos territórios CNS Usando In Utero Eletroporação

The ability to manipulate gene expression is the cornerstone of modern day experimental embryology, leading to the elucidation of multiple developmental ...

Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the over-production of amyloid-beta and the deposition of amyloid-beta plaques in brain regions of the afflicted individuals. Throughout the years scientists have generated numerous Alzheimer&#8217;s disease mouse models that attempt to replicate the amyloid-beta pathology. Unfortunately, the mouse models only selectively mimic the disease features. Neuronal death, a prominent effect in the brains of Alzheimer&#8217;s disease patients, is noticeably lacking in these mice. Hence, we and others have employed a method of directly infusing soluble oligomeric species of amyloid-beta - forms of amyloid-beta that have been proven to be most toxic to neurons - stereotaxically into the brain. In this report we utilize male C57BL/6J mice to document this surgical technique of increasing amyloid-beta levels in a select brain region. The infusion target is the dentate gyrus of the hippocampus because this brain structure, along with the basal forebrain that is connected by the cholinergic circuit, represents one of the areas of degeneration in the disease. The results of elevating amyloid-beta in the dentate gyrus via stereotaxic infusion reveal increases in neuron loss in the dentate gyrus within 1 week, while there is a concomitant increase in cell death and cholinergic neuron loss in the vertical limb of the diagonal band of Broca of the basal forebrain. These effects are observed up to 2 weeks. Our data suggests that the current amyloid-beta infusion model provides an alternative mouse model to address region specific neuron death in a short-term basis. The advantage of this model is that amyloid-beta can be elevated in a spatial and temporal manner.

Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

Infusão estereotáxica de oligomica beta-amilóide no ratinho Hippocampus

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the ...

Analysis of Brain Mitochondria Using Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy

Human brain is a high energy consuming organ that mainly relies on glucose as a fuel source. Glucose is catabolized by brain mitochondria via glycolysis, tri-carboxylic acid (TCA) cycle and oxidative phosphorylation (OXPHOS) pathways to produce cellular energy in the form of adenosine triphosphate (ATP). Impairment of mitochondrial ATP production causes mitochondrial disorders, which present clinically with prominent neurological and myopathic symptoms. Mitochondrial defects are also present in neurodevelopmental disorders (e.g. autism spectrum disorder) and neurodegenerative disorders (e.g. amyotrophic lateral sclerosis, Alzheimer&#39;s and Parkinson&#39;s diseases). Thus, there is an increased interest in the field for performing 3D analysis of mitochondrial morphology, structure and distribution under both healthy and disease states. The brain mitochondrial morphology is extremely diverse, with some mitochondria especially those in the synaptic region being in the range of &#60;200 nm diameter, which is below the resolution limit of traditional light microscopy. Expressing a mitochondrially-targeted green fluorescent protein (GFP) in the brain significantly enhances the organellar detection by confocal microscopy. However, it does not overcome the constraints on the sensitivity of detection of relatively small sized mitochondria without oversaturating the images of large sized mitochondria. While serial transmission electron microscopy has been successfully used to characterize mitochondria at the neuronal synapse, this technique is extremely time-consuming especially when comparing multiple samples. The serial block-face scanning electron microscopy (SBFSEM) technique involves an automated process of sectioning, imaging blocks of tissue and data acquisition. Here, we provide a protocol to perform SBFSEM of a defined region from rodent brain to rapidly reconstruct and visualize mitochondrial morphology. This technique could also be used to provide accurate information on mitochondrial number, volume, size and distribution in a defined brain region. Since the obtained image resolution is high (typically under 10 nm) any gross mitochondrial morphological defects may also be detected.

Mitochondrial visualization and analysis from mammalian brain tissue is a challenging task. Here, we describe how three dimensional (3D) reconstruction analysis from the serial block-face scanning electron microscopy (SBFSEM) can be used to gain insights on the morphological and volumetric analysis of this critical energy generating organelle.

Análise do Cérebro mitocôndrias Usando Serial Block-cara Scanning Electron Microscopy

Human brain is a high energy consuming organ that mainly relies on glucose as a fuel source. Glucose is catabolized by brain mitochondria via glycolysis, ...

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous substances into the brain. These exogenous substances may induce injurious impact or constitute therapeutic strategy. The most common delivery methods of exogenous substances into the brain are based on systemic deliveries, such as subcutaneous or intravenous routes. Although commonly used, these approaches have several limitations, including low delivery efficacy into the brain. In contrast, surgical methods that locally deliver substances into the CNS are more specific and prevent the uptake of the exogenous substances by other organs. Several surgical methods for CNS delivery are available; however, they tend to be very traumatic. Here, we describe a mouse infusion microsurgery technique, which effectively delivers substances into the brain via the internal carotid artery, with minimal trauma and no interference with normal CNS functionality.

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

The present protocol describes a mouse microsurgery infusion technique, which effectively delivers substances directly into the brain via the internal carotid artery.

Técnica do mouse Microcirurgia de infusão para distribuição de substâncias alvejado no SNC<i&gt; via</i&gt; Artéria carótida interna

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous ...

Delivery of Antibodies into the Murine Brain via Convection-enhanced Delivery

Convection-enhanced delivery (CED) is a neurosurgical technique enabling effective perfusion of large brain volumes using a catheter system. Such an approach provides a safe delivery method by-passing the blood brain barrier (BBB), thus allowing treatment with therapeutics with poor BBB-permeability or those for which systemic exposure is not desired, e.g., due to toxicity. CED requires optimization of the catheter design, injection protocol, and properties of the infusate. With this protocol we describe how to perform CED of a solution containing up to 20 &#181;g of an antibody into the caudate putamen of mice. It describes preparation of step catheters, testing them in vitro and performing the CED in mice using a ramping injection program. The protocol can be readily adjusted for other infusion volumes and can be used for injecting various tracers or pharmacologically active or inactive substances, including chemotherapeutics, cytokines, viral particles, and liposomes.

Convection-enhanced delivery (CED) is a method enabling effective delivery of therapeutics into the brain by direct perfusion of large tissue volumes. The procedure requires the use of catheters and an optimized injection procedure. This protocol describes a methodology for CED of an antibody into a mouse brain.

Entrega de anticorpos para o cérebro murino via convecção-fornecimento aprimorado

Convection-enhanced delivery (CED) is a neurosurgical technique enabling effective perfusion of large brain volumes using a catheter system. Such an ...

Using Near-infrared Fluorescence and High-resolution Scanning to Measure Protein Expression in the Rodent Brain

Neuroscience is the study of how cells in the brain mediate various functions. Measuring protein expression in neurons and glia is critical for the study of neuroscience as cellular function is determined by the composition and activity of cellular proteins. In this article, we describe how immunocytochemistry can be combined with near-infrared high-resolution scanning to provide a semi-quantitative measure of protein expression in distinct brain regions. This technique can be used for single or double protein expression in the same brain region. Measuring proteins in this fashion can be used to obtain a relative change in protein expression with an experimental manipulation, molecular signature of learning and memory, activity in molecular pathways, and neural activity in multiple brain regions. Using the correct proteins and statistical analysis, functional connectivity among brain regions can be determined as well. Given the ease of implementing immunocytochemistry in a laboratory, using immunocytochemistry with near-infrared high-resolution scanning can expand the ability of the neuroscientist to examine neurobiological processes at a systems level.

Here, we present a protocol that uses near-infrared dyes in conjunction with immunohistochemistry and high-resolution scanning to assay proteins in brain regions.

Usando a fluorescência near-infrared e a exploração de alta resolução para medir a expressão da proteína no cérebro do roedor

Neuroscience is the study of how cells in the brain mediate various functions. Measuring protein expression in neurons and glia is critical for the study ...

A Benchtop Approach to the Location Specific Blood Brain Barrier Opening using Focused Ultrasound in a Rat Model

Stereotaxic surgery is the gold standard for localized drug and gene delivery to the rodent brain. This technique has many advantages over systemic delivery including precise localization to a target brain region and reduction of off target side effects. However, stereotaxic surgery is highly invasive which limits its translational efficacy, requires long recovery times, and provides challenges when targeting multiple brain regions. Focused ultrasound (FUS) can be used in combination with circulating microbubbles to transiently open the blood brain barrier (BBB) in millimeter sized regions. This allows intracranial localization of systemically delivered agents that cannot normally cross the BBB. This technique provides a noninvasive alternative to stereotaxic surgery. However, to date this technique has yet to be widely adopted in neuroscience laboratories due to the limited access to equipment and standardized methods. The overall goal of this protocol is to provide a benchtop approach to FUS BBB opening (BBBO) that is affordable and reproducible and can therefore be easily adopted by any laboratory.

Focused ultrasound with microbubble agents can open the blood brain barrier focally and transiently. This technique has been used to deliver a wide range of agents across the blood brain barrier. This article provides a detailed protocol for the localized delivery to the rodent brain with or without MRI guidance.

Uma abordagem benchtop para a abertura da barreira cerebral de sangue específica do local usando ultrassom focado em um modelo de rato

Stereotaxic surgery is the gold standard for localized drug and gene delivery to the rodent brain. This technique has many advantages over systemic ...

A High-Throughput Image-Guided Stereotactic Neuronavigation and Focused Ultrasound System for Blood-Brain Barrier Opening in Rodents

The blood-brain barrier (BBB) has been a major hurdle for the treatment of various brain diseases. Endothelial cells, connected by tight junctions, form a physiological barrier preventing large molecules (&#62;500 Da) from entering the brain tissue. Microbubble-mediated focused ultrasound (FUS) can be used to induce a transient local BBB opening, allowing larger drugs to enter the brain parenchyma.
In addition to large-scale clinical devices for clinical translation, preclinical research for therapy response assessment of drug candidates requires dedicated small animal ultrasound setups for targeted BBB opening. Preferably, these systems allow high-throughput workflows with both high-spatial precision as well as integrated cavitation monitoring, while still being cost effective in both initial investment and running costs.
Here, we present a bioluminescence and X-ray guided stereotactic small animal FUS system that is based on commercially available components and fulfills the aforementioned requirements. A particular emphasis has been placed on a high degree of automation facilitating the challenges typically encountered in high-volume preclinical drug evaluation studies. Examples of these challenges are the need for standardization in order to ensure data reproducibility, reduce intra-group variability, reduce sample size and thus comply with ethical requirements and decrease unnecessary workload. The proposed BBB system has been validated in the scope of BBB opening facilitated drug delivery trials on patient-derived xenograft models of glioblastoma multiforme and diffuse midline glioma.

The blood-brain barrier (BBB) can be temporarily disrupted with microbubble-mediated focused ultrasound (FUS). Here, we describe a step-by-step protocol for high-throughput BBB opening in vivo using a modular FUS system accessible for non-ultrasound experts.

Um sistema de neuronação estereática guiada por imagem de alta produtividade e sistema de ultrassom focado para abertura de barreira hemencefálica em roedores

The blood-brain barrier (BBB) has been a major hurdle for the treatment of various brain diseases. Endothelial cells, connected by tight junctions, form a ...

Targeted Neuronal Injury for the Non-Invasive Disconnection of Brain Circuitry

Surgical intervention can be quite effective for treating certain types of medically intractable neurological diseases. This approach is particularly useful for disorders in which identifiable neuronal circuitry plays a key role, such as epilepsy and movement disorders. Currently available surgical modalities, while effective, generally involve an invasive surgical procedure, which can result in surgical injury to non-target tissues. Consequently, it would be of value to expand the range of surgical approaches to include a technique that is both non-invasive and neurotoxic.
Here, a method is presented for producing focal, neuronal lesions in the brain in a non-invasive manner. This approach utilizes low-intensity focused ultrasound together with intravenous microbubbles to transiently and focally open the Blood Brain Barrier (BBB). The period of transient BBB opening is then exploited to focally deliver a systemically administered neurotoxin to a targeted brain area. The neurotoxin quinolinic acid (QA) is normally BBB-impermeable, and is well-tolerated when administered intraperitoneally or intravenously. However, when QA gains direct access to brain tissue, it is toxic to the neurons. This method has been used in rats and mice to target specific brain regions. Immediately after MRgFUS, successful opening of the BBB is confirmed using contrast enhanced T1-weighted imaging. After the procedure, T2 imaging shows injury restricted to the targeted area of the brain and the loss of neurons in the targeted area can be confirmed post-mortem utilizing histological techniques. Notably, animals injected with saline rather than QA do demonstrate opening of the BBB, but dot not exhibit injury or neuronal loss. This method, termed Precise Intracerebral Non-invasive Guided surgery (PING) could provide a non-invasive approach for treating neurological disorders associated with disturbances in neural circuitry.

The goal of the protocol is to provide a method for producing non-invasive neuronal lesions in the brain. The method utilizes Magnetic Resonance-guided Focused Ultrasound (MRgFUS) to open the Blood Brain Barrier in a transient and focal manner, in order to deliver a circulating neurotoxin to the brain parenchyma.

Lesão Neuronal Direcionada para a Desconexão Não Invasiva do Circuito Cerebral

Surgical intervention can be quite effective for treating certain types of medically intractable neurological diseases. This approach is particularly ...