Agradecemos a Inez Puttemans, Marc De Paep, Sara De Pril, Wouter Depuydt, Astrid Hermans, Piet Kayenbergh, Gerrit Meulemans, Christophe Ulens e Stijn Verstraeten para assistência técnica e administrativa.

Todos os procedimentos técnicos foram realizados de acordo com guia do Instituto Nacional de saúde para o cuidado e a utilização de animais de laboratório e a UE Directiva 2010/63/UE e foram aprovados pelo Comitê ético de KU Leuven.
1. general métodos para gravações extracelulares em macacos se comportando acordado
<ol><li>Treine os animais para executar as tarefas visuais e motoras necessárias para resolver sua questão de investigação específicos. Certifique-se de que o animal é capaz de forma flexível, alternar entre tarefas durante a mesma sessão de gravação, a fim de testar o neurônio extensivamente e obter uma melhor compreensão das características de condução a resposta neural (Figura 2-3).<ol>
<li>Treinar o animal em Visually-Guided agarramento (VGG; agarrando 'na luz') para avaliar os componentes visuomotoras da resposta. Nota: independentemente da tarefa escolhida, gradualmente restringir a ingestão de líquidos pelo menos três dias antes do início da fase de treinamento.<ol>
<li>Conter a cabeça do macaco para toda a duração da sessão experimental.</li>
			<li>Nas primeiras sessões, segurar a mão contralateral à câmara de gravação na posição de repouso e ajudar o animal a alcançar e agarrar o objeto, dando recompensa manual após cada tentativa.</li>
			<li>Lugar para voltar a mão do macaco na posição de descanso no final de cada julgamento.</li>
			<li>Todos os vários julgamentos, soltar a mão do macaco e aguarde alguns segundos para observar se o animal inicia o movimento espontaneamente.</li>
			<li>Aplica o manual recompensa sempre que o macaco chega para o objeto.</li>
			<li>Quando a fase atingindo é adquirida corretamente, ajude o animal a levantar (ou puxar) o objeto e recompensa manualmente.</li>
			<li>Como em 1.1.1.4 e 1.1.1.5, lançar mão do macaco e aguarde alguns segundos para observar se o animal inicia o movimento espontaneamente. Recompensar-se sempre que o movimento é realizado corretamente.</li>
			<li>Corrigir o atingindo, mão posição e orientação de pulso quantas vezes for necessário durante o procedimento.</li>
			<li>Repita os passos acima até que o animal executa a sequência automaticamente.</li>
			<li>Carrega a tarefa automática. O animal obtém automaticamente recompensado, quando ele executa os movimentos de alcance e compreensão para um tempo predeterminado.</li>
			<li>Gradualmente aumente o tempo de exploração do objeto.</li>
			<li>Introduza o laser que projeta o ponto de fixação na base do objeto. Adicione então o tracker do olho para monitorar a posição de olho em torno do objeto-para-ser-compreendeu.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Treine o animal em Memory-Guided agarramento (MGG) para investigar o componente motor da resposta, não afetado pelo componente visual do estímulo.<ol>
<li>Segurar a cabeça do macaco.</li>
			<li>Siga os mesmos passos descritos para o VGG, certificando-se de que o animal mantém a fixação do laser durante a tarefa dentro de uma janela definida por via electrónica. Para esta versão da tarefa, a luz se apaga no final do período de fixação.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Treine o macaco na fixação passiva para abordar a resposta visual e seletividade de forma.<ol>
<li>Segurar a cabeça do macaco.</li>
			<li>Apresente os estímulos visuais para o macaco usando um CRT (fixação passiva de estímulos 3D) ou um monitor de LCD (fixação passiva de estímulos 2D).</li>
			<li>Apresente um ponto de fixação no centro da tela, sobreposto os estímulos visuais.</li>
			<li>Recompensar o animal após cada apresentação do estímulo e aumentar gradualmente o período de fixação até atingir os padrões da tarefa.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Realizar a cirurgia, usando vestidos, cortinas e ferramentas estéril.<ol>
<li>Anestesiar o animal com cetamina (15 mg/kg, por via intramuscular) e cloridrato de medetomidina (0,01-0,04 mL/kg por via intramuscular) e confirmar a anestesia regularmente, verificando a resposta do animal a estímulos, frequência cardíaca, o ritmo respiratório e o sangue pressão.</li>
		<li>Manter a anestesia geral (propofol 10 mg/kg/h por via intravenosa) e administrar oxigênio com um tubo endotraqueal. Use uma pomada lanolim-baseado para evitar ressecamento do olho enquanto sob anestesia.</li>
		<li>Proporcionar analgesia usando 0,5 cc de buprenorfina (0,3 mg/ml por via intravenosa). Em caso de aumento da frequência cardíaca durante a cirurgia, pode ser administrada uma dose extra.</li>
		<li>Implante um post cabeça de MRI compatível com parafusos de cerâmicos e acrílica dental. Realize todas as cirurgias de sobrevivência em condições assépticas rigorosas. Para uma manutenção adequada do campo estéril, use luvas estéreis descartáveis, máscaras e instrumentos esterilizados.</li>
		<li>Guiado por ressonância magnética anatômica (RM; Coordenadas de Horsley-Clark), fazer uma craniotomia acima da área de interesse e a câmara de gravação no crânio do macaco do implante. Use uma câmara de gravação padrão para gravações extracelular única unidade ou um microdrive multielectrode, para a gravação simultânea de vários neurônios.</li>
		<li>Após a cirurgia, descontinuar a administração intravenosa de propofol até espontânea respirando currículos. Não abandone o animal até que ele recuperou a consciência e apresentar o animal no grupo social somente após a completa recuperação.</li>
		<li>Proporcionar analgesia pós-operatória, tal como recomendado pelo veterinário institucional; por exemplo usar Meloxicam (5mg/ml por via intramuscular).</li>
		<li>Espere 6 semanas após a cirurgia antes de iniciar o experimento. Isto permite uma melhor fixação do post principal para o crânio e garantias de que o animal se recuperou totalmente da intervenção.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Localizar a área de gravação usando ressonância magnética (para gravações extracelular de unidade única) e a tomografia computadorizada (CT; para gravações multielectrode).<ol>
<li>Encha de capilares de vidro com uma solução de sulfato de cobre 2% e inseri-los em uma grade de gravação.</li>
		<li>Realizar a ressonância magnética (corte espessura: 0,6 mm).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Monitoramento da atividade neural.<ol>
<li>Uso de microeletrodos de tungstênio com uma impedância de 0,8 – 1 MΩ.</li>
		<li>Inserir o eletrodo através da dura-máter usando um tubo de guia de aço inoxidável de 23G e um microdrive hidráulico.</li>
		<li>Para a discriminação de spike, amplificar e filtrar a atividade neural entre 300 e 5.000 Hz.</li>
		<li>Para gravações de (LFP) potenciais de campo local, amplificar e filtrar o sinal entre 1 e 170 Hz.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Monitorar o sinal de olho<ol>
<li>Ajuste uma câmera infravermelha diante dos olhos do animal para obter uma imagem adequada da pupila e do reflexo corneal.</li>
		<li>Use uma câmera baseada em infravermelho para experimentar a posição de aluno a 500 Hz.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. investigar o objeto seletividade áreas dorsais
<ol><li>Realize a preensão visualmente guiadas (VGG).<ol>
<li>Escolha o direito de agarrar a instalação dependendo do objetivo da pesquisa: carrossel instalação ou configuração de robô (Figura 3).</li>
		<li>Para a instalação do carrossel, execute a tarefa VGG:<ol>
<li>Deixe o macaco Coloque a mão contralateral no hemisfério gravado na posição de descanso na escuridão completa para iniciar a sequência.</li>
			<li>Depois de um tempo variável (intertrial intervalo: 2.000-3.000 ms), aplicar um laser vermelho (ponto de fixação) na base do objeto (distância: 28 cm dos olhos dos macacos). Se o animal mantém seu olhar dentro de uma janela de fixação eletronicamente definida (+ /-2,5 °) para 500 ms, ilumine o objeto de cima com uma fonte de luz.</li>
			<li>Após um atraso variável (300-1500 ms), programar um escurecimento do laser (indicação visual de GO) instruindo o macaco para levantar a mão da posição de repouso e alcançar, agarrar e segurar o objeto para um intervalo variável (tempo de armazenagem: 300-900 ms).</li>
			<li>Sempre que o animal realiza toda a sequência corretamente, recompensá-lo com uma gota de suco.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Use uma sequência semelhante de tarefa para a instalação do robô.<ol>
<li>Quanto à configuração do carrossel, deixe o macaco Coloque a mão contralateral no hemisfério gravado na posição de descanso na escuridão completa para iniciar a sequência.</li>
			<li>Depois de um tempo variável (intertrial intervalo: 2.000-3.000 ms), acender o LED (ponto de fixação) do objeto (de dentro; distância: 28 cm dos olhos dos macacos). Novamente, se o animal mantém seu olhar dentro de uma janela de fixação eletronicamente definida (+ /-2,5 °) para 500 ms, ilumine o objeto de dentro com uma fonte de luz branca.</li>
			<li>Após um atraso variável (300-1500 ms), desligar o LED (indicação visual de GO), instruindo o macaco para levantar a mão da posição de repouso e alcançar, agarrar e segurar o objeto para um intervalo variável (tempo de armazenagem: 300-900 ms).</li>
			<li>Sempre que o animal realiza toda a sequência corretamente, recompensá-lo com uma gota de suco.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Durante a tarefa, quantificar o desempenho do macaco, com especial atenção para o calendário. Medida tanto que o tempo decorrido entre o sinal de ir e o início do movimento da mão (tempo de reação) e entre o início do movimento e o elevador do objeto (tempo de agarrar).</li>
	</ol></li>
	<li>Realizar a preensão guiada por memória (MGG; 'Agarrando no escuro'). Use a tarefa MGG para determinar se os neurônios estão visuomotoras ou motor-dominante. Nota: A sequência é semelhante ao descrito para o VGG, mas o objeto é aproveitado na escuridão total.<ol>
<li>Idêntica à tarefa de VGG, deixe o macaco Coloque a mão contralateral no hemisfério gravado na posição de descanso na escuridão completa para iniciar a sequência.</li>
		<li>Depois de um tempo variável (intertrial intervalo: 2.000-3.000 ms), aplicar um laser/LED vermelho (ponto de fixação) para indicar o ponto de fixação (na base do objeto para configuração do carrossel, no centro do objeto para configuração do robô; distância: 28 cm dos olhos dos macacos) . Se o animal mantém seu olhar dentro de uma janela de fixação eletronicamente definida (+ /-2,5 °) para 500 ms, ilumine o objecto.</li>
		<li>Depois de um tempo fixo (400 ms), desligue a luz.</li>
		<li>Após um atraso variável período (1500-300 ms), seguindo a luz deslocamento, dim/interruptor no ponto de fixação (ir CUE) para instruir o macaco para levantar a mão e alcance, alcance e mantenha o objeto (tempo de armazenagem: 300-900 ms).</li>
		<li>Sempre que o animal realiza toda a sequência corretamente, dá uma gota de suco como recompensa.</li>
	</ol></li>
	<li>Execute a fixação passiva. Quanto a tarefa VGG, escolha a configuração mais adequada (instalação carrossel ou robô) dependendo do objetivo da pesquisa. Nota: Duas tarefas diferentes fixação passiva podem ser realizadas: fixação passiva de objetos do mundo real (usando os objetos-para-ser-compreendeu as configurações de carrossel e robô) e fixação passiva de imagens 3D/2D de objetos.<ol>
<li>Execute a fixação passiva de objetos do mundo real.<ol>
<li>Apresente o ponto de fixação (laser vermelho para o carrossel de configuração projetada na base do objeto e LED vermelho na configuração do robô).</li>
			<li>Se o animal mantém seu olhar dentro de uma janela de fixação eletronicamente definida (+ /-2,5 °) para 500 ms, ilumine o objeto para 2.000 ms.</li>
			<li>Se o animal mantém seu olhar dentro da janela para 1.000 ms, recompensá-lo com uma gota de suco.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Execute a fixação passiva de imagens 3D/2D de objetos.<ol>
<li>Apresentar todos os estímulos visuais em um fundo preto (luminância de 8 cd/m2) usar um monitor (resolução de 1.280 x 1.024 pixels) equipado com um rápido decaimento P46-fósforo e operado a 120 Hz (distância de visualização: 86 cm).</li>
			<li>Nos testes de 3D, apresente os estímulos estereoscopicamente, alternando as imagens do olho direito e esquerdo em um display (monitor CRT), em combinação com dois obturadores ferroelétrica cristal líquido. Localizar estes obturadores diante dos olhos do macaco, operar a 60 Hz e sincronizar com o retrace vertical do monitor.</li>
			<li>Inicie o julgamento, apresentando uma pequena praça no centro da tela (ponto de fixação; 0,2 ° × 0,2 °). Se a posição do olho permanece dentro de uma definido eletronicamente 1° quadrado janela (muito menor do que para objetos do mundo real) pelo menos 500 ms, apresente o estímulo visual na tela, para um tempo total de 500 ms.</li>
			<li>Quando o macaco mantém uma fixação estável até o deslocamento de estímulo, recompensá-lo com uma gota de suco.</li>
			<li>Para um estudo adequado de seletividade de forma, execute uma completa bateria de testes com imagens em 2D durante a tarefa de fixação passiva, na sequência a seguir.</li>
			<li>Execute um teste de pesquisa. Testar a seletividade visual da célula usando um amplo conjunto de imagens (imagens de superfície; Figura 4A), incluindo as fotos do objeto que é entendido no VGG. Por esta e todas as tarefas visuais subsequentes, compare a imagem evocando a resposta mais forte (denominada 'imagem preferida') para uma segunda imagem para que o neurônio está respondendo fracamente (denominada ' imagem for'). Se o neurônio sob estudo também responde às imagens de objetos, procure componentes de estímulo, dirigindo a capacidade de resposta da célula (ensaios de contorno, teste de campo receptivo e redução).</li>
			<li>Execute um teste de contorno. As imagens de superfície original de objetos reais (imagens 2D ou 3D que contém a textura, sombreamento e perspectiva), obter versões progressivamente simplificadas, da mesma forma estímulo (silhuetas e contornos; Figura 4B). Colete pelo menos 10 ensaios por condição a fim de determinar se o neurônio prefere a superfície original, a silhueta ou o contorno da forma original.</li>
			<li>Execute um teste de campo receptivo (RF). Para mapear o RF de um neurônio, apresentar as imagens de objetos em diferentes posições em um display (neste experimento, 35 posições; tamanho do estímulo de 3°), abrangendo o campo visual central19,20. Para coletar bastante repetições de estímulo em todas as posições possíveis em um tempo razoável, reduzir a duração do estímulo (estímulos piscados; duração do estímulo: 300 ms, intertrial intervalo: 300 ms).</li>
			<li>Execute um teste de redução. Execute um teste de redução com contorno dos fragmentos apresentados no centro de RF para identificar o recurso mínimo de forma eficaz (MESF). Gera o conjunto de estímulos no Photoshop, recorte o contorno de cada uma das formas de contorno originais ao longo dos eixos principais (Figura 3B). Projetar a MESF como o fragmento de forma menor, evocando uma resposta que seja pelo menos 70% da resposta contorno intacta e não significativamente menor do que aquela resposta8.</li>
			<li>Para uma melhor estimativa da posição de dependência (o efeito da posição do estímulo na seletividade do fragmento), fazer dois testes diferentes. Execute um teste de redução com os fragmentos localizados na posição ocupada com a forma de contorno original. Execute um teste de redução com os fragmentos para o centro de massa da forma.</li>
			<li>Nesta fase, execute um novo mapeamento de RF usando o MESF.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
	<li>Gallese, V., Fadiga, L., Fogassi, L., Rizzolatti, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Action+recognition+in+the+premotor+cortex.">Action recognition in the premotor cortex.</a> Brain. 119 (2), 593-609 (1996).</li><li>Fogassi, L., Gallese, V., Buccino, G., Craighero, L., Fadiga, L., Rizzolatti, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical+mechanism+for+the+visual+guidance+of+hand+grasping+movements+in+the+monkey:+a+reversible+inactivation+study.">Cortical mechanism for the visual guidance of hand grasping movements in the monkey: a reversible inactivation study.</a> Brain. 124 (3), 571-586 (2001).</li><li>Rizzolatti, G., Camarda, R., Fogassi, L., Gentilucci, M., Luppino, G., Matelli, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+organization+of+inferior+area+6+in+the+macaque+monkey.+II.+Area+F5+and+the+control+of+distal+movements.">Functional organization of inferior area 6 in the macaque monkey. II. Area F5 and the control of distal movements.</a> Exp. Brain Res. 71 (3), 491-507 (1988).</li><li>Mishkin, M., Ungerleider, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contribution+of+striate+inputs+to+the+visuospatial+functions+of+parieto-preoccipital+cortex+in+monkeys.">Contribution of striate inputs to the visuospatial functions of parieto-preoccipital cortex in monkeys.</a> Behav. Brain Res. 6 (1), 57-77 (1982).</li><li>Goodale, M. A., Milner, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Separate+visual+pathways+for+perception+and+action.">Separate visual pathways for perception and action.</a> Trends Neurosci. 15 (1), 20-25 (1992).</li><li>Baumann, M. A., Fluet, M. C., Scherberger, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Context-specific+grasp+movement+representation+in+the+macaque+anterior+intraparietal+area.">Context-specific grasp movement representation in the macaque anterior intraparietal area.</a> J. Neurosci. 29 (20), 6436-6438 (2009).</li><li>Murata, A., Gallese, V., Luppino, G., Kaseda, M., Sakata, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selectivity+for+the+shape,+size,+and+orientation+of+objects+for+grasping+neurons+of+monkey+parietal+area+AIP.">Selectivity for the shape, size, and orientation of objects for grasping neurons of monkey parietal area AIP.</a> J. Neurophysiol. 83 (5), 2580-2601 (2000).</li><li>Romero, M. C., Pani, P., Janssen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+shape+features+in+the+macaque+anterior+intraparietal+area.">Coding of shape features in the macaque anterior intraparietal area.</a> J. Neurosci. 34 (11), 4006-4021 (2014).</li><li>Sakata, H., Taira, M., Kusonoki, M., Murata, A., Tanaka, Y., Tsutsui, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+coding+of+3D+features+of+objects+for+hand+action+in+the+parietal+cortex+of+the+monkey.">Neural coding of 3D features of objects for hand action in the parietal cortex of the monkey.</a> Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 353 (1373), 1363-1373 (1998).</li><li>Taira, M., Mine, S., Georgopoulos, A. P., Murata, A., Sakata, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parietal+cortex+neurons+of+the+monkey+related+to+the+visual+guidance+of+the+hand+movement.">Parietal cortex neurons of the monkey related to the visual guidance of the hand movement.</a> Exp Brain Res. 83 (1), 29-36 (1990).</li><li>Janssen, P., Scherberger, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+guidance+in+control+of+grasping.">Visual guidance in control of grasping.</a> Annu. Rev. 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A., Murata, A., Fogassi, L., Gallese, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+properties+of+grasping-related+neurons+in+the+ventral+premotor+area+F5+of+the+macaque+monkey.">Functional properties of grasping-related neurons in the ventral premotor area F5 of the macaque monkey.</a> J. Neurophysiol. 95 (2), 709-729 (2006).</li><li>Umilta, M. A., Brochier, T., Spinks, R. L., Lemon, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+recording+of+macaque+premotor+and+primary+motor+cortex+neuronal+populations+reveals+different+functional+contributions+to+visuomotor+grasp.">Simultaneous recording of macaque premotor and primary motor cortex neuronal populations reveals different functional contributions to visuomotor grasp.</a> J. 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Neurophysiol. 115 (3), 1542-1555 (2016).</li><li>Decramer, T., Premereur, E., Theys, T., Janssen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-electrode+recordings+in+the+macaque+frontal+cortex+reveal+common+processing+of+eye-,+arm-+and+hand+movements.+Program+No.+495.15/GG14.">Multi-electrode recordings in the macaque frontal cortex reveal common processing of eye-, arm- and hand movements. Program No. 495.15/GG14.</a> Neuroscience Meeting Planner. , (2017).</li><li>Pani, P., Theys, T., Romero, M. C., Janssen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Grasping+execution+and+grasping+observation+activity+of+single+neurons+in+macaque+anterior+intraparietal+area.">Grasping execution and grasping observation activity of single neurons in macaque anterior intraparietal area.</a> J. Cogn. Neurosci. 26 (10), 2342-2355 (2014).</li><li>Turriziani, P., Smirni, D., Oliveri, M., Semenza, C., Cipolotti, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+the+prefrontal+cortex+in+familiarity+and+recollection+processes+during+verbal+and+non-verbal+recognition+memory.">The role of the prefrontal cortex in familiarity and recollection processes during verbal and non-verbal recognition memory.</a> Neuroimage. 52 (1), 469-480 (2008).</li><li>Tsao, D. Y., Schweers, N., Moeller, S., Freiwald, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patches+of+faces-selective+cortex+in+the+macaque+frontal+lobe.">Patches of faces-selective cortex in the macaque frontal lobe.</a> Nat. Neurosci. 11 (8), 877-879 (2008).</li></ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Uma abordagem abrangente para o estudo do fluxo dorsal requer uma cuidadosa seleção de tarefas comportamentais e testes visuais: visuais e preensão paradigmas podem ser empregadas ou combinados ou separadamente, dependendo das propriedades específicas da região.
Neste artigo, nós fornecemos os exemplos da atividade neural gravado em AIP e F5p em resposta a um subconjunto de tarefas visuais e motoras, mas respostas muito semelhantes podem ser observadas em outras áreas frontais como área 45B e F5a.
Propomos duas configurações experimentais para investigar a representação neural de objetos durante a preensão. Com um vertical rotativo carrossel (Figura 3A) contendo até seis objetos, podemos apresentar diferentes objetos para o macaco. O carrossel rotativo permite a apresentação de diferentes objetos de destino (diferenciando-se em forma, tamanho, volume, etc.), que exigem diferentes estratégias de preensão (aperto poder contra aperto de precisão).
Uma segunda maneira mais sofisticada para apresentar objetos durante as gravações de célula única é através de um braço de robô comercial e pinça (Figura 3B). Neste caso, o robô inicia o julgamento, segurando um objeto (Figura 3B) e movendo-o para uma posição específica no espaço na escuridão total, enquanto a mão do macaco fica na posição de descanso. Além disso, a sequência dos acontecimentos é idêntica nas duas configurações. No entanto, o uso de um robô permite uma ampla manipulação de parâmetros experimentais (a distância em que o objeto é apresentado, posição no avião frontoparallel, ou a orientação do objeto). Finalmente, como mostrado no painel direito de Figura 3B, o robô também pode ser programado para agarrar objetos diferentes (placa e esfera no nosso caso).
Esta abordagem experimental permite determinar as características do objeto dirigindo visuomotoras neurônios que respondem à observação do objeto durante a preensão. No entanto, esta abordagem também tem limitações. Com todos os testes, alguns neurônios serão excluídos ensaios complementares (por exemplo, sem respostas para as imagens dos objetos, sem seletividade de contorno), de modo que as conclusões do experimento podem pertencem somente a um subconjunto de todos os neurônios mostrando relacionados à tarefa atividade durante a preensão. No entanto, em nossos estudos anteriores8, a grande maioria (83%) de neurônios, mostrando respostas visuais para observação de objeto durante a preensão também estava a responder seletivamente as imagens dos objetos, e a grande maioria dos neurônios último (90%) foram também seletiva para contornos versões destas imagens. Portanto, nosso protocolo de teste pode ser apropriado para uma grande fração de todos os neurônios responsivos visualmente no córtex frontal e parietal.
Alguns neurônios visuomotoras, provavelmente em subsectores de motor-relacionados mais no córtex frontal como área F5p, podem apenas responder a objetos no contexto de uma tarefa de preensão e nunca responder às imagens dos objetos (mesmo com a disparidade binocular), apresentadas em um exiba. No entanto, podemos investigar as propriedades desta subpopulação de neurônios usando o robô. Com esta configuração experimental, podemos apresentar os objetos em diferentes locais no plano frontoparallel durante a fixação passiva (análoga a um teste de RF), em diferentes orientações 3D e a diferentes distâncias do animal, e podemos combinar sacádicos olho movimentos no sentido do objeto com o objeto agarrando21.
Nossa intenção não é fornecer um protocolo experimental único ou rígido para o estudo dos neurônios parieto-frontal, mas para sublinhar a necessidade de uma abordagem abrangente e dinâmica, com as tarefas e testes, projetados especificamente para os neurônios sob estudo. Sobre seletividade visual, por exemplo, o nosso protocolo pode ser facilmente adaptado para o estudo de outras propriedades visuais de neurônios respondendo aos objetos. Por exemplo, seguimos uma abordagem muito semelhante ao investigar 3D seletividade em F5a12 e AIP neurónios13 durante a preensão. Também combinamos que preensão de execução e detalhada visual testes com vídeos de ações ao investigar as respostas de observação de ação em AIP22. Da mesma forma, muitas outras tarefas experimentais, não incluídas aqui, podem ser adicionadas também ao nosso protocolo dependendo a questão científica a ser abordada. Essas tarefas incluem o estudo de ambas as características puramente físicas do estímulo (por exemplo, tamanho do estímulo) e aspectos cognitivos como estímulo familiaridade23 ou biológico relevância (preferência por formas que são biologicamente relevantes como rostos24).
Mais estudos nestas áreas fornecerão um melhor entendimento da rede e nos permitirá refinar o tipo de protocolos para ser usado.

Primatas humanos e não humanos compartilham a capacidade de realizar ações complexas motor, incluindo o objeto agarrando. Para com êxito executar essas tarefas, nosso cérebro precisa para completar a transformação das propriedades do objeto intrínseco em comandos de motor. Essa transformação depende de uma sofisticada rede de áreas corticais dorsais localizado no parietal e ventral cortéx pré-motor1,2,3 (Figura 1).
De estudos de lesão em macacos e humanos4,5, sabemos que o fluxo visual dorsal - originárias do córtex visual primário e direcionada para o córtex parietal posterior - está envolvido na visão espacial e o planejamento do motor ações. No entanto, a maioria das áreas de fluxo dorsal não é dedicada a um único tipo de processamento. Por exemplo, a área intraparietal anterior (AIP), dentre as áreas de estágio final no fluxo dorsal visual, contém uma variedade de neurônios que disparam não só durante a preensão de7,6,8, mas também durante o visual inspeção do objeto7,8,9,10.
Semelhante ao AIP, neurônios na área F5, localizado no córtex cortéx ventral (PMv), também respondem durante a fixação visual e o objeto agarrando, que é provável que seja importante para a transformação da informação visual em ações motor11. A porção anterior da região (subsector F5a) contém neurônios responder seletivamente a tridimensional (3D, disparidade definida) imagens de12,13, enquanto o subsector localizado da convexidade (F5c) contém neurônios caracteriza-se pelo espelho propriedades1,3, disparando tanto quando um animal realiza ou observa uma ação. Finalmente, a região posterior do F5 (F5p) é um campo relacionado a mão, com uma alta proporção de visuomotoras neurônios responsivos à observação tanto e preensão de objetos 3D14,15. Ao lado de F5, área 45B, localizado no ramo inferior do sulco arqueado, também podem estar envolvidos em forma processamento16,17 e18de preensão.
Testes de seletividade de objeto no córtex frontal e parietal é um desafio, porque é difícil determinar o que caracteriza estes neurônios respondem e quais são os campos receptivos destes neurônios. Por exemplo, se um neurônio responde a uma placa, mas não para um cone, cuja característica desses objetos está dirigindo esta seletividade: o contorno 2D, a estrutura 3D, a orientação em profundidade ou uma combinação de muitas características diferentes? Para determinar as características do objeto de crítica para os neurônios que respondem durante a fixação do objeto e de agarramento, é necessário empregar vários testes visuais usando versões reduzidas das mesmas imagens e imagens de objetos.
Uma fração considerável dos neurônios no AIP e F5 não só responde à apresentação visual de um objeto, mas também quando o animal apreende este objeto no escuro (ou seja, na ausência de informação visual). Tais neurônios podem não responder a uma imagem de um objeto que não pode ser aproveitada. Daí, visuais e motor componentes da resposta estão intimamente ligados, que torna difícil investigar a representação do objeto neuronal nestas regiões. Desde que os neurônios visuomotoras somente podem ser testados com objetos do mundo real, precisamos de um sistema flexível para apresentar diferentes objetos em diferentes posições no campo visual e às diferentes orientações se queremos determinar quais recursos são importantes para estes neurônios. Este último só pode ser alcançado por meio de um robô capaz de apresentar objetos diferentes em locais diferentes no espaço visual.
Este artigo pretende fornecer um guia experimental para pesquisadores interessados no estudo dos neurônios parieto-frontal. Nas seções seguintes, nós forneceremos o protocolo geral utilizado em nosso laboratório para a análise das respostas de preensão e visual objeto em macacos acordado (Macaca mulatta).

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Grasping robot</td>
			<td>GIBAS Universal Robots</td>
			<td>UR-6-85-5-A</td>
			<td>Robot arm equipped with a gripper</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carousel motor</td>
			<td>Siboni</td>
			<td>RD066/&#8224;20 MV6, 35x23 F02</td>
			<td>Motor to be implemented in a custom-made vertical carousel. It allows the rotation of the carousel.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye tracker</td>
			<td>SR Research</td>
			<td>EyeLink II</td>
			<td>Infrared camera system sampling at 500 Hz</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter</td>
			<td>Wavetek Rockland</td>
			<td>852</td>
			<td>Electronic filters perform a variety of signal-processing functions with the purpose of removing a signal&#39;s unwanted frequency components.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Preamplifier</td>
			<td>BAK ELECTRONICS, INC.</td>
			<td>A-1</td>
			<td>The Model A-1 allows to reduce input capacity and noise pickup and allows to test impedance for metal micro-electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrodes</td>
			<td>FHC</td>
			<td>UEWLEESE*N4G</td>
			<td>Metal microelectrodes (* = Impedance, to be chosen by the researcher)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CRT monitor</td>
			<td>Vision Research Graphics</td>
			<td>M21L-67S01</td>
			<td>The CRT monitor is equipped with a fast-decay P46-phosphor operating at 120 Hz</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ferroelectric liquid crystal shutters</td>
			<td>Display Tech</td>
			<td>FLC Shutter Panel; LV2500P-OEM</td>
			<td>The shutters operate at 60 Hz in front of the monkeys and are synchronized to the vertical retrace of the monitor</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

investigating object representations in the macaque dorsal visual stream using single-unit recordings

Estudos anteriores mostraram que os neurônios em áreas parieto-frontal do cérebro do macaco podem ser altamente seletivos para objetos do mundo real, superfícies curvas definidas pelo disparidade e imagens de objetos do mundo real (com e sem disparidade) em uma maneira similar como descrito no fluxo ventral visual. Além disso, áreas parieto-frontal são acreditadas para converter informações de objeto visual em saídas de motor adequadas, tais como o pré-moldar da mão durante a preensão. Para melhor caracterizar a seletividade de objeto na rede cortical envolvida nas transformações visuomotoras, nós fornecemos uma bateria de testes destinados a analisar a seletividade de objeto visual de neurônios em regiões parieto-frontal.

Figura 5 parcelas as respostas de um neurônio exemplo gravado de área F5p testado com quatro objetos: duas diferentes formas - uma esfera e uma placa-mostrada em dois tamanhos diferentes (6 e 3 cm). Este neurônio particular respondeu não só à esfera grande (estímulo ideal; painel esquerdo superior), mas também para o prato grande (painel inferior esquerdo). Em comparação, a resposta para os objetos menores era mais fraca (superior e inferior direito painéis).
A Figura 6 mostra um neurônio exemplo gravado no AIP testado durante VGG e fixação passiva. Este neurônio responsivo não foi apenas durante a preensão (tarefa VGG, painel A) mas também para a apresentação visual de imagens 2D de objetos apresentados em uma tela (fixação passiva, incluindo as imagens dos objetos usados na tarefa preensão; Figura 6B). Note-se que o estímulo preferido na tarefa fixação passiva não é necessariamente o objeto-para-ser-compreendeu, mas outro imagens 2D com o qual o animal não tem nenhuma experiência anterior de preensão (tangerina). A Figura 6 mostra o RF desta célula quando testado com a imagem preferida e for. Um exemplo das respostas obtidas no teste de redução é mostrado na Figura 6. Este neurônio exemplo respondeu aos fragmentos de menor no teste (1-1,5 °).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57745/57745fig1v2.jpg"> Figura 1. Parieto-frontal rede envolvidos no processamento do objeto visual e planejamento motor e execução. Projetos AIP área parietal posterior às áreas PFG, 45B e F5a e então a F5p, M1 e, finalmente, a medula espinhal.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57745/57745fig2v2.jpg"> Figura 2. Árvore de decisão para testes de seletividade de objeto: protocolo experimental usado para testar respostas visuomotoras em nossas populações neuronais. A tarefa VGG pode ser seguida por um MGG ou uma tarefa visual (fixação passiva). Duas tarefas diferentes fixação passiva podem ser consideradas dependendo da região de interesse: fixação passiva de objetos do mundo real e fixação passiva de imagens 2D de objetos. O sistema visuomotoras primata evoluiu para oferecer suporte a manipulação de objetos reais, não as imagens dos objetos6,13 e, portanto, prevê-se que as regiões com um motor componente dominante será significativamente mais responsivo à visão de objetos reais, compreensível. No entanto, seletividade de forma só pode ser explorada em detalhe, usando uma abordagem de redução, que pode ser mais facilmente implementada com as imagens dos objetos. A tarefa de fixação passiva 2D, uma resposta positiva (indicando seletividade visual para as imagens dos objetos) significa que é possível refinar a resposta neuronal ainda mais. Isso nos leva a executar uma nova tarefa experimental, explorando recursos de nível inferiores no estímulo. Em contraste, uma resposta negativa indica o final do experimento.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57745/57745fig3v2.jpg"> Figura 3. Configurações visuomotoras. (A). instalação de carrossel. Painel esquerdo: projeto carrossel (invisível para o macaco). Painel direito: o detalhe da placa do carrossel, mostrando o objeto a ser compreendido e a mão de macaco, aproximando-se a isso. Com um carrossel rotativo vertical que contém até seis objetos, podemos apresentar diferentes objetos para o macaco. B. configuração de robô. Painel esquerdo: vista da instalação do robô frontal. Painel direito: o detalhe dos quatro diferentes objetos apresentados pelo robô (pequeno/grande placa; esfera pequeno/grande). Uma segunda maneira mais sofisticada para apresentar os objetos durante as gravações de célula única é por meio de um braço de robô comercial equipado com uma alça. Para A e B, a sequência de eventos é idêntico durante a fixação visual, com a exceção de que, na configuração do carrossel, o objeto fica iluminado de cima e na configuração do robô, o objeto é iluminado por dentro. Na fase de compreensão, a tarefa um pouco diferente. Considerando que na configuração do carrossel, a deixa ir é indicada pelo escurecimento do laser; na configuração do robô, a fixação, o LED apaga-se completamente. Uma outra diferença refere-se a funcionalidade específica de ambas as configurações. Enquanto a configuração de carrossel pode ser usada principalmente para testar a seletividade de objeto em uma posição única no espaço visual, com a instalação do robô, podemos programar a distância em que o objeto a ser compreendido é apresentado, a posição no plano frontoparallel, ou até mesmo induzir perturbações na orientação a objetos durante a preensão (por exemplo, uma rotação rápida 45 ° do objeto durante a fase de alcance). Ambos os sistemas permitem a apresentação de objetos de destino diferentes, com diferentes propriedades preensão (tamanho, volume, etc.), que exigem diferentes estratégias de preensão (aperto poder contra aperto de precisão). (C). o exemplo de uma tarefa VGG (instalação de carrossel). 1. fixação: Em nossa tarefa VGG carrossel, o macaco coloca a sua mão contralateral em um dispositivo de posição descanso para iniciar a sequência. Em seguida, um laser projeta-se sobre o objeto-para-ser-compreendeu, que permanece em escuridão total. 2. luz sobre: se o animal mantém uma fixação estável em torno de uma janela definida por via electrónica em torno do objeto para uma duração específica, o objeto é iluminado por uma fonte externa de luz (fase visual da tarefa). Finalmente, após um atraso variável, o laser escurece, trabalhando como uma indicação visual de GO e indicando para o macaco para iniciar o movimento de preensão. O animal é recompensado por alcançar, agarrar e levantando o objeto (detectado por cabos de fibra óptica).
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57745/57745fig4v2.jpg"> Figura 4. Estímulos visuais. (A). exemplo de conjunto de estímulo usado para avaliar a seletividade de forma visual. (B). as imagens de superfície original na, nós produzimos versões progressivamente simplificadas dos estímulos visuais (superfícies 3D, superfícies 2D, silhuetas, contornos e fragmentos). Dividindo-se o contorno em segmentos menores, nós pesquisamos para o mínimo eficaz forma característica (MESF) evocando a seletividade visual.
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57745/57745fig5v2.jpg"> Figura 5. Tarefa VGG testada com a instalação do robô (configuração de robô em Figura 3B). Apresentamos quatro objetos diferentes na mesma posição em profundidade: grande esfera (superior esquerdo), prato grande (inferior esquerdo), pequena placa (canto inferior direito) e pequena esfera (superior direito). A resposta neuronal é alinhada ao aparecimento de luz no objeto (tamanho de 20 ms).
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57745/57745fig6v2.jpg"> Figura 6. Neurônio AIP gravado usando VGG (agarrando no carrossel) e tarefas de fixação passiva. (A). atividade durante a preensão. Peristimulus-tempo histograma mostrando a resposta de um neurônio AIP (resposta neuronal alinhado para o início de luz sobre o objeto). (B). resposta Visual do neurônio mesmo quando testado com um amplo conjunto de imagens em 2D de objetos do mundo real, incluindo uma imagem do objeto a ser agarrado (em duas orientações diferentes: horizontal e vertical). (C). mapeamento de campo receptivo. 2D interpoladas mapas representando as médias das respostas aos estímulos (à direita) preferenciais (à esquerda) e for para o neurônio na e B, quando testado com imagens de 3° de objetos. Para construir os mapas, podemos quantificar a resposta neuronal líquida (subtraindo-se a atividade de linha de base) obtidos em 35 posições diferentes na tela (indicado pelas interseções das linhas de grade tracejada; [0,0]: posição central; azimute de + 6 °: contralateral), espaçados de 2 ° separados e abrange tanto o ipsi e contralateral hemifields visual. Cor indica a força da resposta neural (variando entre 0 e o máximo de resposta da célula). (D). lote de árvore cor representando as respostas de líquido normalizadas (disparo taxa menos atividade de linha de base) do mesmo neurônio como na figura 6A-C ao estímulo preferencial e for (contornos da imagem preferida e for) no teste padrão de redução (redução de teste com os fragmentos localizado na posição ocupada na forma original de contorno 4-fragmento de estímulos, primeira linha 8-fragmento de estímulos, na segunda fila; 16-fragmento de estímulos, terceira fila). A cor em cada círculo indica a magnitude de resposta (1 = 28 picos/s).

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Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

É apresentado um protocolo detalhado para analisar a seletividade de objeto de parieto-frontal neurônios envolvidos nas transformações visuomotoras.

Investigar as representações do objeto no fluxo Dorsal de Visual de Macaque usando gravações unitárias

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...

investigating-object-representations-macaque-dorsal-visual-stream

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.2K visualizações.  Katholieke Universiteit Leuven. É apresentado um protocolo detalhado para analisar a seletividade de objeto de parieto-frontal neurônios envolvidos nas transformações visuomotoras.

Vídeo: Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

Única unidade de In vivo Gravações do quiasma óptico de rato

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Neurociência

Transretinal ERG Recordings from Mouse Retina: Rod and Cone Photoresponses

There are two distinct classes of image-forming photoreceptors in the vertebrate retina: rods and cones. Rods are able to detect single photons of light whereas cones operate continuously under rapidly changing bright light conditions. Absorption of light by rod- and cone-specific visual pigments in the outer segments of photoreceptors triggers a phototransduction cascade that eventually leads to closure of cyclic nucleotide-gated channels on the plasma membrane and cell hyperpolarization. This light-induced change in membrane current and potential can be registered as a photoresponse, by either classical suction electrode recording technique1,2 or by transretinal electroretinogram recordings (ERG) from isolated retinas with pharmacologically blocked postsynaptic response components3-5. The latter method allows drug-accessible long-lasting recordings from mouse photoreceptors and is particularly useful for obtaining stable photoresponses from the scarce and fragile mouse cones. In the case of cones, such experiments can be performed both in dark-adapted conditions and following intense illumination that bleaches essentially all visual pigment, to monitor the process of cone photosensitivity recovery during dark adaptation6,7. In this video, we will show how to perform rod- and M/L-cone-driven transretinal recordings from dark-adapted mouse retina. Rod recordings will be carried out using retina of wild type (C57Bl/6) mice. For simplicity, cone recordings will be obtained from genetically modified rod transducin &alpha;-subunit knockout (T&alpha;-/-) mice which lack rod signaling8.

We describe a relatively simple method of transretinal electroretinogram (ERG) recordings for obtaining rod and cone photoresponses from intact mouse retina. This approach takes advantage of the block of synaptic transmission from photoreceptors to isolate their light responses and record them using field electrodes placed across the isolated flat-mounted retina.

Transretinal Recordings ERG de Retina do mouse: Rod e Photoresponses Cone

There are two distinct classes of image-forming photoreceptors in the vertebrate retina: rods and cones. Rods are able to detect single photons of light ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Labeling fluorescentes retrógrada Permite alvejado Extracelular Gravação Single-unidade dos neurônios identificados<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Simultaneous Whole-cell Recordings from Photoreceptors and Second-order Neurons in an Amphibian Retinal Slice Preparation

One of the central tasks in retinal neuroscience is to understand the circuitry of retinal neurons and how those connections are responsible for shaping the signals transmitted to the brain. Photons are detected in the retina by rod and cone photoreceptors, which convert that energy into an electrical signal, transmitting it to other retinal neurons, where it is processed and communicated to central targets in the brain via the optic nerve. Important early insights into retinal circuitry and visual processing came from the histological studies of Cajal1,2 and, later, from electrophysiological recordings of the spiking activity of retinal ganglion cells - the output cells of the retina3,4.
A detailed understanding of visual processing in the retina requires an understanding of the signaling at each step in the pathway from photoreceptor to retinal ganglion cell. However, many retinal cell types are buried deep in the tissue and therefore relatively inaccessible for electrophysiological recording. This limitation can be overcome by working with vertical slices, in which cells residing within each of the retinal layers are clearly visible and accessible for electrophysiological recording.
Here, we describe a method for making vertical sections of retinas from larval tiger salamanders (Ambystoma tigrinum). While this preparation was originally developed for recordings with sharp microelectrodes5,6, we describe a method for dual whole-cell voltage clamp recordings from photoreceptors and second-order horizontal and bipolar cells in which we manipulate the photoreceptor's membrane potential while simultaneously recording post-synaptic responses in horizontal or bipolar cells. The photoreceptors of the tiger salamander are considerably larger than those of mammalian species, making this an ideal preparation in which to undertake this technically challenging experimental approach. These experiments are described with an eye toward probing the signaling properties of the synaptic ribbon - a specialized synaptic structure found in a only a handful of neurons, including rod and cone photoreceptors, that is well suited for maintaining a high rate of tonic neurotransmitter release7,8 - and how it contributes to the unique signaling properties of this first retinal synapse.

We describe the preparation of thin retinal slices from aquatic tiger salamanders (Ambystoma tigrinum) and explain how we use these slices to study synaptic processing in the retina by obtaining dual whole-cell voltage clamp recordings from photoreceptors and second-order horizontal and bipolar cells.

Gravações Whole-cell simultâneas de fotorreceptores e os neurônios de segunda ordem em um anfíbio Retinal Slice Preparação

One of the central tasks in retinal neuroscience  is to understand the circuitry of retinal neurons and how those connections are  responsible for shaping ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

Um Procedimento para Implantação de Arrays organizado de microfios para gravações a única unidade em Awake, comportando-se Animais

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral cortex. We here share our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex using a method developed by Lima and colleagues1. Recordings are performed in mice expressing Channelrhodopsin-2 (ChR2) in specific neuronal subpopulations. Members of the population are identified by their response to a brief flash of blue light. This technique &#8211; termed &#8220;PINP&#8221;, or Photostimulation-assisted Identification of Neuronal Populations &#8211; can be implemented with standard extracellular recording equipment. It can serve as an inexpensive and accessible alternative to calcium imaging or visually-guided patching, for the purpose of targeting extracellular recordings to genetically-identified cells. Here we provide a set of guidelines for optimizing the method in everyday practice. We refined our strategy specifically for targeting parvalbumin-positive (PV+) cells, but have found that it works for other interneuron types as well, such as somatostatin-expressing (SOM+) and calretinin-expressing (CR+) interneurons.

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

Here we describe our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex. Neurons expressing ChR2 are identified by their response to blue light. The method uses standard extracellular recording equipment, and serves as an inexpensive alternative to calcium imaging or visually-guided patching.

Um Guia para<em&gt; In vivo</em&gt; Gravação única unidade de Optogenetically Identificado Cortical Inibitória Interneurônios

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral ...

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise from extra-retinal sources. Ex vivo ERG provides an efficient method to dissect the function of retinal cells directly from an intact isolated retina of animals or donor eyes. In addition, ex vivo ERG can be used to test the efficacy and safety of potential therapeutic agents on retina tissue from animals or humans. We show here how commercially available in vivo ERG systems can be used to conduct ex vivo ERG recordings from isolated mouse retinas. We combine the light stimulation, electronic and heating units of a standard in vivo system with custom-designed specimen holder, gravity-controlled perfusion system and electromagnetic noise shielding to record low-noise ex vivo ERG signals simultaneously from two retinas with the acquisition software included in commercial in vivo systems. Further, we demonstrate how to use this method in combination with pharmacological treatments that remove specific ERG components in order to dissect the function of certain retinal cell types.

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Ex vivo ERG can be used to record electrical activity of retinal cells directly from isolated intact retinas of animals or humans. We demonstrate here how common in vivo ERG systems can be adapted for ex vivo ERG recordings in order to dissect the electrical activity of retinal cells.

Simultâneo<em&gt; Ex vivo</em&gt; Teste Funcional de Dois retinas por<em&gt; In vivo</em&gt; Sistema Eletrorretinograma

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise ...

A Visual Guide to Sorting Electrophysiological Recordings Using 'SpikeSorter'

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be user friendly with a graphical user interface, able to read data files in a variety of formats, and provide users with a flexible set of tools giving them the ability to detect and sort extracellular voltage waveforms from different units with some degree of reliability. Previously published spike sorting methods are now available in a software program, SpikeSorter, intended to provide electrophysiologists with a complete set of tools for sorting, starting from raw recorded data file and ending with the export of sorted spikes times. Procedures are automated to the extent this is currently possible. The article explains and illustrates the use of the program. A representative data file is opened, extracellular traces are filtered, events are detected and then clustered. A number of problems that commonly occur during sorting are illustrated, including the artefactual over-splitting of units due to the tendency of some units to fire spikes in pairs where the second spike is significantly smaller than the first, and over-splitting caused by slow variation in spike height over time encountered in some units. The accuracy of SpikeSorter's performance has been tested with surrogate ground truth data and found to be comparable to that of other algorithms in current development.

The article shows how to use the program SpikeSorter to detect and sort spikes in extracellular recordings made with multi-electrode arrays.

A Visual Guide to Classificando gravações eletrofisiológicas Usando &#39;SpikeSorter&#39;

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be ...

Visual Evoked Potential Recordings in Mice Using a Dry Non-invasive Multi-channel Scalp EEG Sensor

For scalp EEG research environments with laboratory mice, we designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable because of the plunger-spring-barrel structural facet and mechanical strengths resulting from metal materials. The whole process for acquiring the VEP responses in vivo from a mouse consists of four steps: (1) sensor assembly, (2) animal preparation, (3) VEP measurement, and (4) signal processing. This paper presents representative measurements of VEP responses from multiple mice with a submicro-voltage signal resolution and sub-hundred millisecond temporal resolution. Although the proposed method is safer and more convenient compared to other previously reported animal EEG acquiring methods, there are remaining issues including how to enhance the signal-to-noise ratio and how to apply this technique with freely moving animals. The proposed method utilizes easily available resources and shows a repetitive VEP response with a satisfactory signal quality. Therefore, this method could be utilized for longitudinal experimental studies and reliable translational research exploiting non-invasive paradigms.

We designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable. This paper describes the whole process from manufacturing the proposed EEG electrode to signal processing of visual evoked potential (VEP) signals measured on a mouse scalp using a dry non-invasive multi-channel EEG sensor.

Gravações de potenciais evocadas visuais em ratos usando um não-invasivo seco multi-canal do couro cabeludo Sensor de EEG

For scalp EEG research environments with laboratory mice, we designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable ...

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Electroporation is an essential non-viral gene transfection approach to introduce DNA plasmids or small RNA molecules into cells. A sensory neuron in the dorsal root ganglion (DRGs) extends a single axon with two branches. One branch goes to the peripheral nerve (peripheral branch), and the other branch enters the spinal cord through the dorsal root (central branch). After the neural injury, the peripheral branch regenerates robustly whereas the central branch does not regenerate. Due to the high regenerative capacity, sensory axon regeneration has been widely used as a model system to study mammalian axon regeneration in both the peripheral nervous system (PNS) and the central nervous system (CNS). Here, we describe a previously established approach protocol to manipulate gene expression in mature sensory neurons in vivo via electroporation. Based on transfection with plasmids or small RNA oligos (siRNAs or microRNAs), the approach allows for both loss- and gain-of-function experiments to study the roles of genes-of-interests or microRNAs in regulation of axon regeneration in vivo. In addition, the manipulation of gene expression in vivo can be controlled both spatially and temporally within a relatively short time course. This model system provides a unique tool to investigate the molecular mechanisms by which mammalian axon regeneration is regulated in vivo.

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Electroporation is an effective approach to deliver genes of interests into cells. By applying this approach in vivo on the neurons of adult mouse dorsal root ganglion (DRG), we describe a model to study axon regeneration in vivo.

Investigação regeneração do axônio mamíferos: In Vivo Electroporation do gânglio de raiz Dorsal do rato adulto

Electroporation is an essential non-viral gene transfection approach to introduce DNA plasmids or small RNA molecules into cells. A sensory neuron in the ...

Investigar as representações do objeto no fluxo Dorsal de Visual de Macaque usando gravações unitárias

Resumo

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Única unidade de In vivo Gravações do quiasma óptico de rato

Transretinal Recordings ERG de Retina do mouse: Rod e Photoresponses Cone

Labeling fluorescentes retrógrada Permite alvejado Extracelular Gravação Single-unidade dos neurônios identificados

Gravações Whole-cell simultâneas de fotorreceptores e os neurônios de segunda ordem em um anfíbio Retinal Slice Preparação

Um Procedimento para Implantação de Arrays organizado de microfios para gravações a única unidade em Awake, comportando-se Animais

Um Guia para

Simultâneo

A Visual Guide to Classificando gravações eletrofisiológicas Usando 'SpikeSorter'

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Investigação regeneração do axônio mamíferos: In Vivo Electroporation do gânglio de raiz Dorsal do rato adulto