GVdB, via the University of Leuven (KU Leuven), receives long-term structural research support from the Methusalem Program funded by the Flemish Government (METH08/07) and holds a European Research Council Advanced Grant AdvG-2012-321670 from the Ideas Program of the European Union seventh framework program. SET received a Research Foundation-Flanders (FWO) Research Assistant Fellowship.

O protocolo foi aprovado pela Universidade de Leuven Ética Conselho de Revisão de Pesquisa Animal. 1. Preparação da Linha Venosa <ol><li> Preparar a ponta do cateter venoso por rapidamente imergindo a parte central de 60 cm microrenathane tubagem (MRE) em óleo de sésamo quente (&gt; 220 ° C). Subsequentemente esticar a parte do meio do tubo para produzir um diâmetro estreito (diâmetro externo (OD) &lt;0.5 mm), movendo-se suavemente as extremidades do tubo para longe umas das outras. </li><li> Utilizar uma lâmina de bisturi para cortar o tubo em duas partes de 30 cm cada (ver Figura 1, Quadro 1). </li><li> Ligar o tubo de ERM de polietileno tubagem PE10 usando conector de polietileno PE50 e ligar esta tubagem PE10 para a parte inferior do suporte giratório. Conectar a parte superior da peça giratória a tubagem PE10, e ligar esta para uma agulha de ponta Luer com tubagem PE50 conector de acordo com a Figura 1. </li><li> Aplicar forte fast-acting cola adesiva para todas as ligações e testar o cateter para detecção de fugas através de lavagem com ar. Gás esterilizar o cateter antes da sua utilização. </li></ol><img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/55553/55553fig1.jpg" /> Figura 1: Construção de Venosa Line. Linhas venosas são preparados por alongamento do tubo de ERM para um diâmetro pequeno e ligando-o através de uma tubagem de polietileno de um dispositivo giratório de roedor. Ver Tabela 1 para instruções sobre comprimentos das diferentes partes. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55553/55553fig1large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> lenda </td><td> comprimento </td><td> Volume </td></tr><tr><td> 1) de agulhas Luer topo 22G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 2) PE50 - polietileno de 0,023&quot; x 0,038&quot; </td><td> 5 cm </td><td> 13 uL </td></tr><tr><td> 3) PE10 - polietileno de 0,011&quot; x 0,024” </td><td> 50 centímetros </td><td> 30 uL </td></tr><tr><td> 4) Roedor giratória 20 L </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 5) PE-10 </td><td> 15 cm </td><td> 9 pL </td></tr><tr><td> 6) PE-50 (conector) </td><td> 5 cm </td><td> 13 uL </td></tr><tr><td> 7) MRE025 Dica esticado microrenathane 0,025&quot; x 0,012&quot; </td><td> 30 cm </td><td> 27 uL </td></tr><tr><td> Soma total </td><td> 105 cm </td><td> 92 uL </td></tr></tbody></table> Tabela 1: Construção de Venosa Line. Esta tabela fornece uma legenda para a Figura 1. 2. Anestesia e Manipulação de pré-cirurgia <ol><li> Use de 24 semanas de idade macho C57BL 6J / (27-32 g). NOTA: Nós usamos ratos 24 semanas de idade (adultos maduros) como esta idade corresponde melhor com a idade média dos pacientes de terapia intensiva. Nós utilizamos ratos machos apenas para evitar a influência cíclica de estrogénios. A técnica também pode ser usada em animais mais jovens (testadas em ratinhos de idade de 16 semanas) e fêmeas, se preferido. </li><li> Esterilizar todos os instrumentos cirúrgicos antes do uso. Limpar o cateter venoso caseira estéril com solução salina para remover quaisquer bolhas de ar e para testar a permeabilidade e potenciais fugas. </li><li> Corte um fio de metal (0,8 mm de diâmetro) de 80 cm de comprimento, dobrá-lo por dobragem e fazer um laço. Chumbo 3 pérolas sobre o fio dobrado para o circuito. Anexar o cateter para o arame metálico de guiamento pela ponta do cateter através das pérolas 3. NOTA: A ligação de fio de metal é necessário para a rotação da peça giratória para que o cateter está ligado. Como tal, o rato pode mover-se livremente, sem bloquear a linha venosa. </li><li> Anestesiar a mouse por uma injecção intraperitoneal (IP) de uma mistura de 0,03 ml de cetamina (100 mg / kg) e 0,02 mL de xilazina (13 mg / kg). Certifique-se de que a anestesia é adequada, verificando a ausência de reflexos. Puxe suavemente a língua mouse fora com uma pinça para evitar asfixia por ingestão da língua. NOTA: Se após 10 min, o murganho ainda tenta retirar os seus membros dar cetamina adicional como um mL bolus 0,01. </li><li> Raspar a área cirúrgica incluindo abdómen, lado ventral do pescoço (triângulo entre queixo, esterno e clavícula), e entre as omoplatas na base da cabeça). </li><li> Colocar o rato na posição de bruços numa almofada de aquecimento pré-aquecido, desinfectar a pele com etanol a 70% e aplicar uma pequena quantidade de lubrificante oftálmica para proteger os olhos de secar. Infiltrar nos locais cirúrgicos (abdómen, pescoço-frente e verso) com 0,2 mL de ropivacaína (0,67 mg / kg). </li><li> Enquanto o rato ainda está em posição de pronação, fazer uma pequena incisão na base do lado dorsalda cabeça com bisturi ou tesoura. Expor os músculos cervicais posteriores, e amarrar o músculo para o laço da ligação de fio de nylon com 3,0 por conduzindo um fio de nylon 3.0 sob o músculo. </li><li> Posicione o mouse em seu lado direito. Fazer uma pequena incisão vertical na pele do pescoço ventral com um bisturi ou tesoura. Sob orientação visual, um túnel subcutaneamente agulha de calibre 18 através desta incisão ventral para a incisão na parte traseira feita anteriormente e enfiar o cateter através da agulha para exteriorizar-lo no lado ventral. </li><li> Posicione o mouse sobre as suas costas. Passe um fio 3.0 nylon atrás dos dentes superiores incisivos do mouse e fita-lo até a almofada de aquecimento. Proteger a cabeça em uma máscara facial para a entrega de oxigénio (2 L / min). Corrigir o rato em uma posição esticada para baixo gravando a cauda e as duas patas dianteiras. NOTA: Se os anestesia de cetamina-xilazina por si só não é suficiente, isoflurano inalado (0,5-1,5%) pode ser administrado durante a cirurgia. </li></ol><pclass = &quot;jove_title&quot;&gt; 3. Colocação de uma crônica sonda vesical de demora <ol><li> Posicione o mouse sob o microscópio de dissecação. Na incisão feita anteriormente no pescoço ventral, gentilmente provocar tecido adiposo e glândulas afastado com uma pinça até que a veia jugular pode ser visualizado. </li><li> Bruscamente dissecar para libertar a veia jugular do tecido conjuntivo subcutâneo e de cima e em torno do vaso através da colocação da ponta do fórceps entre a veia e tecido conjuntivo e a abertura das pinças repetidamente em paralelo com a veia. Como tal, os danos à veia serão evitados. </li><li> Isolar a veia jugular, colocando uma pinça sem corte sob a veia. Alimentar três pedaços de fio de seda 3.0 sob a veia, a posição de uma parte proximal à bifurcação da veia jugular (ligadura craniana) e uma parte perto da esternocleidomastoideu (caudal ligadura). Apertar a ligadura craniana e a ligadura caudal para alongar a veia e evitar hemorragia excessiva durante a colocação do cateter. Tou seja, uma ligadura solta com o fio do meio para assegurar a fácil fixação do cateter mais tarde. </li><li> Utilizando micro-tesoura, fazer uma incisão ao longo da nervura entre as ligaduras cranianos e caudal e grande o suficiente para passar o cateter. Agarre o cateter com uma pinça, e inserir o cateter 11 mm na veia. Folgadamente fixar o cateter por amarrar a ligadura meio e confirmar o posicionamento correcto por lavagem suavemente com solução salina estéril. </li><li> Fixar o cateter por firmemente amarrar a ligadura meio e caudal em torno do vaso e o cateter. Laço termina de ligadura caudal e meio em conjunto para prender firmemente o cateter. Garantir que os nós não obstruir a veia, através de lavagem do cateter após cada nó feito. Finalmente, amarrar o caudal e ligaduras cranianos. Fechar a incisão com suturas 5.0 de seda. </li></ol> 4. Cecal Clipagem e Puncture <ol><li> Fazer uma incisão mediana de 1 cm através da pele da metade inferior do abdómen com bisturi ou tesoura;ter cuidado para não penetrar na cavidade peritoneal. </li><li> Identificar a linha alba da musculatura abdominal e fazer uma incisão intermuscular para ganhar a entrada para a cavidade peritoneal. Localizar o ceco, e utilizar uma pinça anatómicas rombas para isolar o ceco e exteriorização. </li><li> Ligadura o ceco em 50% do seu comprimento com suturas de seda 3,0. Certifique-se de não ligar a válvula ileocecal para que a continuidade intestinal é mantido. </li><li> Perfurar a ceco com uma agulha de calibre 18 por um único através de-e-a meio caminho através do furo entre a ligação e a ponta do ceco. Depois de retirar a agulha, extrudir uma pequena quantidade de fezes a partir do furo para assegurar a desobstrução. </li><li> Reposicionar o intestino na cavidade abdominal, e fechar o peritônio e pele com suturas 5.0 de seda. NOTA: Em média, um novo estagiário requer de 10 a 15 animais para ser capaz de colocar sem problemas do cateter venoso e executar CLP dentro de 45 min. Após o período de treinamento, uma anestesia / cirurgia related mortalidade de 10% pode ser esperado. </li></ol> Tratamento 5. Pós-cirúrgico e Reanimação com Fluidos <ol><li> Colocar o rato na posição supina e fixar o cateter no fio de fixação com fita adesiva. Mover o rato para uma gaiola individual. Utilize uma base com um grampo ajustável para manter o dispositivo giratório 25 cm acima do rato e firmemente tape a parte livre do fio de ligação de metal para o ponto de rotação da peça giratória. </li><li> Anexar uma seringa que contém a mistura de colóides equilibradas e cristalóides (1: 4) para a linha venosa para iniciar a reanimação fluido. </li><li> Coloque a gaiola num ambiente de temperatura controlada (27 ° C) do armário de animais com 12 horas de luz e os ciclos de escuro e iniciar a reanimação de fluidos por via intravenosa (10 mL / kg / h) através de uma bomba de infusão, accionado por seringa precisas. Fornecer enriquecimento gaiola, tais como material de assentamento e um bloco de madeira. </li></ol> 6. Cuidados Intensivos <ol><li> Às 6 h pós-operação, por via subcutânea injectar dor medication e antibióticos (0,3 mL buprenorfina (0,15 mg / kg) e 0,2 mL de imipenem (16.67mg / kg)). NOTA: Após a prática padrão de medicina de animais de laboratório, a primeira dose de analgésicos é dada antes da incisão cirúrgica inicial e, em seguida, como dirigido por políticas veterinários da instituição. As injecções subcutâneas deve ser cuidadosamente injectada no espaço subcutâneo. </li><li> Depois de 20 - 24 h de reanimação fluido, substituir os cristalóides / colóides de nutrição parentérica total (6,67 mL / kg / h). NOTA: A nutrição parentérica total administrado (5,8 kcal / 24 h), cobre cerca de 40% das necessidades calóricas diárias de ratinhos, semelhante à da ingestão calórica precoce de pacientes na unidade de cuidados intensivos. </li><li> Subcutaneamente administrar medicação para a dor e antibióticos (0,6 mL de buprenorfina (0,3 mg / kg) e 0,2 mL de imipenem (16,67 mg / kg) a cada 12 h durante a totalidade do período de doença grave. </li><li> Confira os animais pelo menos a cada 3 h durante o dia. Avaliar o sofrimento, dando uma dorpontuação baseada no mouse escala careta validado 11. Intensificar monitorização para animais com uma pontuação elevada dor. </li></ol> 7. final do experimento NOTA: Aprovação e recomendações sobre o nível de gravidade do modelo e diretrizes e políticas para endpoints humanos deve ser procurado a partir do Institutional Review Board Ética local para Pesquisa Animal. Nota: Em caso de uma linha venosa não funcionais, tais como cateter bloqueado, deslocalização do cateter, problemas com a bomba de seringa, o animal é excluído do estudo e eutanasiados. <ol><li> No final do período experimental, anestesiar profundamente o rato usando uma mistura de 0,03 ml de cetamina (100 mg / kg) e 0,02 mL (13 mg / kg), xilazina. Euthanize o mouse por retirada de sangue por punção cardíaca. Loja encaixe amostras de tecidos congelados de interesse a -80 ° C. </li></ol>

<ol>
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M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+hyperdynamic+murine+model+of+resuscitated+sepsis+using+echocardiography.">Characterization of a hyperdynamic murine model of resuscitated sepsis using echocardiography.</a> Am J Respir Crit Care Med. 164 (5), 891-895 (2001).</li><li>Heuer, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cecal+ligation+and+puncture+with+total+parenteral+nutrition:+a+clinically+relevant+model+of+the+metabolic,+hormonal,+and+inflammatory+dysfunction+associated+with+critical+illness.">Cecal ligation and puncture with total parenteral nutrition: a clinically relevant model of the metabolic, hormonal, and inflammatory dysfunction associated with critical illness.</a> J Surg Res. 121 (2), 178-186 (2004).</li><li>Conti, M., Merlani, P., Ricou, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prognosis+and+quality+of+life+of+elderly+patients+after+intensive+care.">Prognosis and quality of life of elderly patients after intensive care.</a> Swiss Med Wkly. 142, (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Foi desenvolvido um modelo de ratinho mais clinicamente relevante da doença crítica, combinando o método de ligadura e puno do ceco para induzir sépsia com a utilização de um cateter venoso central para fluidos, drogas e nutrientes administrados. Esta configuração experimental é reprodutível, permite estudar a fase prolongada da doença crítica e resulta numa taxa de mortalidade estável, por este meio simulando a situação clínica humana 1. Ligadura e perfuração cecal tem sido amplamente reconhecida como um modelo animal de doença aguda crítica que reproduz as principais características da sepse 6, 7. No entanto, este modelo de doença aguda crítica não permite o estudo de falha não resolvendo de múltiplos órgãos, perda de massa muscular, e endócrino e alterações metabólicas, que são típicas para a fase prolongada da doença crítica. Além disso, os resultados pré-clínicos com este modelo muitas vezes não conseguem Translatde e para o clínico humano ajuste 8, 9, 10. Por isso, desenvolvemos um modelo onde a colocação de um cateter venoso central permite que o investigador para administrar extensa reanimação com líquidos, medicamentos e nutrição parenteral total. Estas medidas de apoio são de vital importância para os pacientes criticamente doentes, a fim de sobreviver à fase aguda da doença crítica. Apesar da colocação deste cateter venoso central, os animais ainda são capazes de mover-se livremente com o desconforto relativamente menor. Dor medicação diária ajuda a aliviar o sofrimento, como avaliado pela escala do rato careta de dor 11. Este modelo também incorpora outros aspectos essenciais de cuidados de suporte para pacientes críticos, tais como o tratamento com antibióticos e medicação para a dor. Este modelo tem várias limitações. Primeiro, o extenso procedimento cirúrgico é exigente e requer formação suficiente. Nuncaobstante, com uma formação suficiente, em média, 10% dos animais operados morrer durante ou imediatamente após a cirurgia. Além disso, os cateteres que não estão bem colocados, pode levar a fugas de fluidos de ressuscitação ou nutrição parenteral para o tórax do animal. Em média, 15% dos animais sobreviventes têm de ser excluídos durante o estudo devido a estes problemas relacionados cateter. Assim, quando se calcula o número necessário de animais para uma experiência, tem de se ter em conta um excedente de 25% devido a cirurgia e perdas relacionadas ao cateter. Em segundo lugar, com apenas um ponto de acesso venoso, antibióticos e analgésicos ainda tem que ser administrado por via subcutânea duas vezes ao dia. De fato, a compatibilidade de nutrição parenteral com antibióticos e drogas medicação para a dor não pode ser garantido, e, portanto, co-infusão deve ser evitado. Rubor da linha seguida por uma injecção de bolus é também tecnicamente não é possível devido ao limitado volume de sangue dos ratinhos. Em terceiro lugar, a anestesia e cirurgia necessária tO posicionamento do cateter irá induzir uma resposta de stress severa, por si só. Nós usamos animais saudáveis ​​sem cirurgia como controles, e considerar a cirurgia relacionada com cateter, como parte da doença crítica, comparável ao que pacientes de UTI cirúrgicas humanos têm de suportar. Em quarto lugar, enquanto medicação para a dor pós-operatória e antibióticos eo uso de um cateter venoso central para permitir a administração de nutrição parenteral aumenta a relevância clínica do modelo CLP murino, o nosso modelo ainda não imitar completamente a situação clínica humana. Na verdade, devido ao tamanho pequeno de animais é um desafio para introduzir várias técnicas de apoio avançadas, como a terapia de substituição renal. No entanto, o uso deste modelo permite a interferência genética, vital para desvendar a patogênese da doença crítica. Demonstrou-se que a mortalidade e a gravidade do procedimento CLP pode ser manipulado, se necessário, pela porção do ceco que está ligado, pelo tamanho e númber de punções, ressuscitação fluido subcutânea e a administração de antibióticos ao dia 6, 12. Nós escolhemos um protocolo em que fornecida extensa reanimação fluido em 10 ml / kg / h durante as primeiras 20 h, tal como foi demonstrado previamente que esta melhora a mortalidade 13. Os nossos adaptações devem ser incorporadas no protocolo se um modelo de doença crítica prolongada é desejada em vez de um modelo de letalidade. Este modelo de ratinho utiliza um CLP de grau médio, de reanimação fluido intravenoso e o tratamento com antibióticos, de modo a criar um modelo clinicamente mais relevante da doença crítica, como é mostrado pelas suas curvas de sobrevivência prolongados que imita a taxa de sobrevivência de sépsis humana 1. A população de UTI paciente, como a população em geral, é o envelhecimento 14. A fim de imitar o ambiente da UTI humano ainda mais de perto, pode-se usar ratinhos madura (6 meses), como utilizado no presente estudo, em ouder para melhorar a relevância clínica do modelo experimental. Em conclusão, este modelo de mouse requer um extenso procedimento cirúrgico e tratamento intensivo diário dos animais, mas resulta em um modelo de doença grave, que permite que o investigador para estudar os aspectos da fase prolongada de doença crítica.

doença crítica é um estado de doença em que a função de um ou mais sistemas de órgãos é dificultada na medida em que o paciente vai morrer, a menos que o suporte médica intensiva é administrado. Considerando que a causa inicial para a admissão na unidade de cuidados intensivos (UCI) pode variar, variando de trauma, cirurgia complicada, queimaduras, exacerbações da doença a sepsia, todos os pacientes criticamente doentes sofrem de danos celulares, causada por hipoperfusão, hipoxia e inflamação excessiva entre outros , o que leva à falência de órgãos. A maioria dos pacientes sobrevivem ao insulto agudo, mas uma fração importante dos pacientes não se recuperam imediatamente e precisa de tratamento intensivo prolongado. Eles estão em alto risco de morte devido a não resolver falência múltipla de órgãos. Além disso, a fase prolongada da doença crítica caracteriza-se por fraqueza muscular profundo e endócrino e alteração metabólica, dos quais a patogénese está actualmente completamente compreendida. vários rmodelos Odent estão sendo usados ​​no ambiente de pesquisa de cuidados intensivos. Os dois modelos mais utilizados são a administração exógena de lipopolissacarídeo (LPS) e ligação cecal e punção (CLP). Ambos os modelos foram desenvolvidos para mimetizar a fase aguda da septicemia, definida como uma disfunção de órgãos com risco de vida causada por uma resposta do hospedeiro desregulada à infecção, e uma das principais razões para a admissão na UCI em todo o mundo 1, 2. O modelo LPS tem várias desvantagens, uma vez que apenas transitoriamente afeta a liberação de citocinas e do estado hemodinâmico do animal 3. Ao contrário dos seres humanos, roedores também são particularmente resistentes à endotoxina e o uso de doses elevadas &#39;&#39; de endotoxina é necessário para a produção de hipotensão e mortalidade, por este meio aumentando ainda mais preocupações da validade deste método 4, 5. O outro modelo, a ligadura cecal e modelo punção (CLP)apresenta uma ligação de uma porção do ceco seguido por um punção de agulha através de-e-through. Este procedimento faz com que uma infecção abdominal polimicrobiana com danos no tecido, seguido por uma translocação das bactérias dentro do compartimento de sangue. Isto irá desencadear uma resposta inflamatória sistémica e o desenvolvimento de sepsia. O modelo CLP tem sido amplamente reconhecida como um modelo animal de doença aguda crítica, que reproduz as características principais de sépsis: hiperinflamação, vasodilatação, hipotensão e aumento do débito cardíaco 6, 7. No entanto, este modelo não permitir o estudo de falha não resolvendo de múltiplos órgãos, perda de massa muscular, e endócrino e alterações metabólicas, que são típicas para a fase prolongada da doença crítica. Além disso, recentemente a validade dos modelos de rato para doença grave têm sido questionadas, uma vez que resultados de modelos de mouse nem sempre pode ser traduzido para definir o humano 8, 9, 10. Uma possível explicação pode ser de que o tratamento de suporte que é fornecido para criticamente doentes pacientes humanos difere substancialmente do cuidado que é fornecida a ratinhos gravemente doentes. Portanto, para se assemelhar a configuração humano mais perto e para permitir a investigação da fase prolongada de doença grave, foi desenvolvido um modelo de ratinho que mimetiza a cuidados intensivos aguda como dado para os seres humanos, tais como grande administração de fluidos por via intravenosa e o tratamento com antibióticos, e que permite para administrar cuidados de suporte, a fim de sobreviver à fase prolongada da doença crítica, como suporte nutricional. Para este efeito, nós adaptamos o modelo de ratinho de sepsia induzida por CLP, sendo o padrão de ouro para sepsia, e colocado de um cateter venoso central, que permite a administração de fluidos, nutrição e drogas.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>Ecuphar</td>
			<td></td>
			<td>Vetergesic 0,3mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6&#160;</td>
			<td>Janvier labs</td>
			<td>C57BL/6JRj</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>colloids</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td></td>
			<td>Volulyte 6%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>crystalloids</td>
			<td>Baxter</td>
			<td></td>
			<td>Plasmalyte a viaflo</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethilon 3.0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>F3211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imipenem</td>
			<td>MSD&#160;</td>
			<td></td>
			<td>Tienam 500mg powder for injection fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Eurovet</td>
			<td></td>
			<td>Iso-vet</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Eurovet</td>
			<td></td>
			<td>Nimatek 100mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LocTite Super glue3 all plastics&#160;</td>
			<td>Rectavit</td>
			<td>119818</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mersilk 3.0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>L192</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mersilk 5.0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>F682</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microrenathane .025 O.D.&#34; x .012 I.D.&#34;</td>
			<td>Bioseb</td>
			<td>MRE-025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>olimel N7E</td>
			<td>Baxter</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE10 - Polyethylene .011&#34; x .024&#34;&#160;</td>
			<td>Instech Solomon</td>
			<td>BTPE-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE-50 tubing .023&#34;x.038&#34;</td>
			<td>Instech Solomon</td>
			<td>BTPE-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent Swivel 20 G</td>
			<td>Bioseb</td>
			<td>RS-20G&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ropivaca&#239;ne</td>
			<td>Astrazenica</td>
			<td></td>
			<td>Naropin 2mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine</td>
			<td>VMD</td>
			<td></td>
			<td>Xylazine hydrochloride 2%</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration in a mouse model of critical illness

Este protocolo descreve um modelo de rato cateterizado centralmente de doença crítica prolongada. Nós combinar a ligação cecal e método punção para induzir sépsia com a utilização de um cateter venoso central para fluidos, drogas e nutrientes administrados para mimetizar a situação clínica humana. Pacientes criticamente doentes necessitam de apoio médico intensivo, a fim de sobreviver. Embora a maioria dos pacientes irá recuperar dentro de poucos dias, cerca de um quarto dos pacientes necessitam de tratamento intensivo e está em alto risco de morrer de não resolver a falha de múltiplos órgãos. Além disso, a fase prolongada da doença crítica caracteriza-se por fraqueza muscular profundo, e endócrino e alterações metabólicas, de que a patogénese está actualmente completamente compreendida. O modelo animal mais utilizado na pesquisa de cuidados intensivos é a ligadura e punção cecal modelo para induzir sepse. Este é um modelo muito reprodutíveis, com alterações inflamatórias e hemodinâmicos agudos semelhantes a setembro humanosis, que é projetado para estudar a fase aguda da doença crítica. No entanto, este modelo caracteriza-se por uma elevada letalidade, que é diferente da situação clínica humana, e não é desenvolvido para estudar a fase prolongada da doença crítica. Por isso, nós adaptamos a técnica de colocação de um cateter venoso central na veia jugular que nos permite administrar cuidados de suporte clinicamente relevante, para melhor imitar a situação clínica humana de doença grave. Este modelo do rato requer um extenso procedimento cirúrgico e tratamento intensivo diário dos animais, mas resulta em um modelo relevante da fase aguda e prolongada de doença crítica.

Ratinhos C57BL / 6 foram feitas criticamente doentes como descrito acima. Foram realizadas duas experiências para avaliar a sobrevivência pós-CLP até dois pontos de tempo: de sobrevivência até 5 dias (n = 15) e sobrevivência até ao dia 7 (n = 22) pós-CRE. As curvas de sobrevivência das duas experiências não foram significativamente diferentes (em comparação até o dia 5), ​​indicando a reprodutibilidade da configuração experimental. animais não sobreviventes foram encontrados morte ou sacrificados devido à atingindo endpoints humanos. A ligação de 50% do ceco em combinação com antibióticos, ressuscitação fluido e nutrição parenteral total através de um cateter venoso na veia jugular, tal como descrito, resultou numa mortalidade de 13% após 1 dia de doença grave, 24% de mortalidade após 3 dias de doença crítica, 27-31% de mortalidade após 5 dias de doença grave e 36% após 7 dias de doença grave. Os ratos alimentados com pares saudáveis, que foram calórica restrita à ingestão de nutrientes do criticamentecamundongos doentes, não mostraram qualquer mortalidade. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/55553/55553fig2.jpg" /> Figura 2: Curvas de sobrevivência após 5 ou 7 dias de doença crítica. Não houve mortalidade no grupo de animais saudáveis (A, B, linha tracejada - animais saudáveis, sem cirurgia). Cinco dias após a cirurgia (A), a taxa de mortalidade foi de 27% (linha sólida). Sete dias após a indução da sepsis (B), a taxa de mortalidade foi de 36%. Os ratinhos com vazamento ou cateteres desalojados foram excluídos da experiência (15%). <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55553/55553fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting.

O uso de um cateter venoso central para fluidos, drogas e Administração de nutrientes em um modelo do rato da doença crítica

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce ...

use-central-venous-line-for-fluids-drugs-nutrient-administration

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

8.8K visualizações.  KU Leuven. This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting. 

Vídeo: Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

Manual Muscle Testing:  A Method of Measuring Extremity Muscle Strength Applied to Critically Ill Patients

Survivors of acute respiratory distress syndrome (ARDS) and other causes of critical illness often have generalized weakness, reduced exercise tolerance, and persistent nerve and muscle impairments after hospital discharge.1-6 Using an explicit protocol with a structured approach to training and quality assurance of research staff, manual muscle testing (MMT) is a highly reliable method for assessing strength, using a standardized clinical examination, for patients following ARDS, and can be completed with mechanically ventilated patients who can tolerate sitting upright in bed and are able to follow two-step commands. 7, 8 
This video demonstrates a protocol for MMT, which has been taught to &ge;43 research staff who have performed &gt;800 assessments on &gt;280 ARDS survivors. Modifications for the bedridden patient are included. Each muscle is tested with specific techniques for positioning, stabilization, resistance, and palpation for each score of the 6-point ordinal Medical Research Council scale.7,9-11 Three upper and three lower extremity muscles are graded in this protocol: shoulder abduction, elbow flexion, wrist extension, hip flexion, knee extension, and ankle dorsiflexion. These muscles were chosen based on the standard approach for evaluating patients for ICU-acquired weakness used in prior publications. 1,2.

Survivors of acute respiratory distress syndrome (ARDS) and critical illness frequently develop long-lasting muscle weakness. Manual muscle testing (MMT) is a standardized clinical examination commonly used to measure strength of peripheral skeletal muscle groups. This video demonstrates MMT using the 6-point Medical Research Council scale.

Teste muscular manual: um método de medir a força muscular Extremidade Aplicada à pacientes criticamente enfermos

Survivors of acute respiratory distress syndrome (ARDS) and other causes of critical illness often have generalized weakness, reduced exercise tolerance, ...

Medicina

Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically implanted catheters permit a researcher to effectively and humanely administer substances, perform repeated blood sampling and assists in conscious direct measurements of blood pressure and heart rate. Once the catheter is implanted long-term sampling is possible. Patency and catheter life depends on multiple factors including the lock solution used, flushing regimen and catheter material. This video will demonstrate the methodology of femoral artery and venous catheterization of the rat. In addition the video will demonstrate the use of the femoral venous and arterial catheters for blood sampling, drug administration and use of the arterial catheter in taking measurements of blood pressure and heart rate in a conscious freely-moving rat. A tether and harness attached to a swivel system will allow the animal to be housed and have samples taken by the researcher with minimal disruption to the animal. To maintain patency of the catheter, careful daily maintenance of the catheter is required using lock solution (100 U/ml heparinized saline), machine-ground blunt tip syringe needles and the use of syringe filters to minimize potential contamination. With careful aseptic surgical techniques, proper catheter materials and careful catheter maintenance techniques, it is possible to sustain patent catheters and healthy animals for long periods of time (several weeks).

Chronic catheterization of blood vessels in the rat is often required for administration of substances, obtain blood sample over a period of time or for direct conscious blood pressure measurements. Femoral arterial catheterization of the rat and corresponding measurements of blood pressure in the conscious animal will be demonstrated.

Cateterismo arterial e venoso femoral para coleta de sangue, Drug Administration e Pressão Arterial Consciente e Medidas de freqüência cardíaca

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

A Novel Surgical Approach for Intratracheal Administration of Bioactive Agents in a Fetal Mouse Model

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and acquired diseases. Apart from congenital or inherited abnormalities with the requirement for long-term expression of the delivered gene, several non-inherited perinatal conditions, where short-term gene expression or pharmacological intervention is sufficient to achieve therapeutic effects, are considered as potential future indications for this kind of approach. Candidate diseases for the application of short-term prenatal therapy could be the transient neonatal deficiency of surfactant protein B causing neonatal respiratory distress syndrome1,2 or hyperoxic injuries of the neonatal lung3. Candidate diseases for permanent therapeutic correction are Cystic Fibrosis (CF)4, genetic variants of surfactant deficiencies5 and &alpha;1-antitrypsin deficiency6.
Generally, an important advantage of prenatal gene therapy is the ability to start therapeutic intervention early in development, at or even prior to clinical manifestations in the patient, thus preventing irreparable damage to the individual. In addition, fetal organs have an increased cell proliferation rate as compared to adult organs, which could allow a more efficient gene or stem cell transfer into the fetus. Furthermore, in utero gene delivery is performed when the individual's immune system is not completely mature. Therefore, transplantation of heterologous cells or supplementation of a non-functional or absent protein with a correct version should not cause immune sensitization to the cell, vector or transgene product, which has recently been proven to be the case with both cellular and genetic therapies7.
In the present study, we investigated the potential to directly target the fetal trachea in a mouse model. This procedure is in use in larger animal models such as rabbits and sheep8, and even in a clinical setting9, but has to date not been performed before in a mouse model. When studying the potential of fetal gene therapy for genetic diseases such as CF, the mouse model is very useful as a first proof-of-concept because of the wide availability of different transgenic mouse strains, the well documented embryogenesis and fetal development, less stringent ethical regulations, short gestation and the large litter size.
Different access routes have been described to target the fetal rodent lung, including intra-amniotic injection10-12, (ultrasound-guided) intrapulmonary injection13,14 and intravenous administration into the yolk sac vessels15,16 or umbilical vein17. Our novel surgical procedure enables researchers to inject the agent of choice directly into the fetal mouse trachea which allows for a more efficient delivery to the airways than existing techniques18.

We developed a novel surgical approach for intratracheal administration of bioactive agents into the mouse fetus. The delivery route is more efficient in targeting the fetal mouse lungs than the commonly used intra-amniotic injection. This procedure has to date not been described in a mouse model.

Uma nova abordagem cirúrgica para administração intratraqueal de agentes bioativos em um modelo de camundongo Fetal

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and ...

A Model of Chronic Nutrient Infusion in the Rat

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to affect the function of several organs and tissues and to contribute to the development of the many complications associated with obesity and the metabolic syndrome, including type 2 diabetes. To study the mechanisms by which excessive levels of glucose and fatty acids affect the pancreatic beta-cell and the secretion of insulin, we have established a chronic nutrient infusion model in the rat. The procedure consists of catheterizing the right jugular vein and left carotid artery under general anesthesia; allowing a 7-day recuperation period; connecting the catheters to the pumps using a swivel and counterweight system that enables the animal to move freely in the cage; and infusing glucose and/or Intralipid (a soybean oil emulsion which generates a mixture of approximately 80% unsaturated/20% saturated fatty acids when infused with heparin) for 72 hr. This model offers several advantages, including the possibility to finely modulate the target levels of circulating glucose and fatty acids; the option to co-infuse pharmacological compounds; and the relatively short time frame as opposed to dietary models. It can be used to examine the mechanisms of nutrient-induced dysfunction in a variety of organs and to test the effectiveness of drugs in this context.

A protocol for chronic infusions of glucose and Intralipid in rats is described. This model can be used to study the impact of nutrient excess on organ function and physiological parameters.

Um Modelo de Infusão Crónica de nutrientes no Rato

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to  affect the function of several organs and tissues and to contribute to the  ...

A Mouse Fetal Skin Model of Scarless Wound Repair

Early in utero, but not in postnatal life, cutaneous wounds undergo regeneration and heal without formation of a scar. Scarless fetal wound healing occurs across species but is age dependent. The transition from a scarless to scarring phenotype occurs in the third trimester of pregnancy in humans and around embryonic day 18 (E18) in mice. However, this varies with the size of the wound with larger defects generating a scar at an earlier gestational age. The emergence of lineage tracing and other genetic tools in the mouse has opened promising new avenues for investigation of fetal scarless wound healing. However, given the inherently high rates of morbidity and premature uterine contraction associated with fetal surgery, investigations of fetal scarless wound healing in vivo require a precise and reproducible surgical model. Here we detail a reliable model of fetal scarless wound healing in the dorsum of E16.5 (scarless) and E18.5 (scarring) mouse embryos.

During mammalian development, early gestational skin wounds heal without a scar. Here we detail a reliable and reproducible model of fetal scarless wound healing in the cutaneous dorsum of E16.5 (scarless) and E18.5 (scarring) mouse embryos.

Um modelo de pele Rato Fetal de reparação de feridas Scarless

Early in utero, but not in postnatal life, cutaneous wounds undergo regeneration and heal without formation of a scar. Scarless fetal wound healing occurs ...

A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all limb bone fractures fail to heal completely due to the extent of the trauma, disease, or age of the patient. Our ability to improve bone regenerative strategies is critically dependent on the ability to mimic serious bone trauma in test animals, but the generation and stabilization of large bone lesions is technically challenging. In most cases, serious long bone trauma is mimicked experimentally by establishing a defect that will not naturally heal. This is achieved by complete removal of a bone segment that is larger than 1.5 times the diameter of the bone cross-section. The bone is then stabilized with a metal implant to maintain proper orientation of the fracture edges and allow for mobility. 
Due to their small size and the fragility of their long bones, establishment of such lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. As such, long bone defect models are confined to rats and larger animals. Nevertheless, mice afford significant research advantages in that they can be genetically modified and bred as immune-compromised strains that do not reject human cells and tissue.
Herein, we demonstrate a technique that facilitates the generation of a segmental defect in mouse femora using standard laboratory and veterinary equipment. With practice, fabrication of the fixation device and surgical implantation is feasible for the majority of trained veterinarians and animal research personnel. Using example data, we also provide methodologies for the quantitative analysis of bone healing for the model.

Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice.

Um Defeito modelo simples Critical porte Femoral em Ratos

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all ...

A Novel Approach for the Administration of Medications and Fluids in Emergency Scenarios and Settings

The available routes of administration commonly used for medications and fluids in the acute care setting are generally limited to oral, intravenous, or intraosseous routes, but in many patients, particularly in the emergency or critical care settings, these routes are often unavailable or time-consuming to access. A novel device is now available that offers an easy route for administration of medications or fluids via rectal mucosal absorption (also referred to as proctoclysis in the case of fluid administration and subsequent absorption). Although originally intended for the palliative care market, the utility of this device in the emergency setting has recently been described. Specifically, reports of patients being treated for dehydration, alcohol withdrawal, vomiting, fever, myocardial infarction, hyperthyroidism, and cardiac arrest have shown success with administration of a wide variety of medications or fluids (including water, aspirin, lorazepam, ondansetron, acetaminophen, methimazole, and buspirone). Device placement is straightforward, and based on the observation of expected effects from the medication administrations, absorption is rapid. The rapidity of absorption kinetics are further demonstrated in a recent report of the measurement of phenobarbital pharmacokinetics. We describe here the placement and use of this device, and demonstrate methods of pharmacokinetic measurements of medications administered by this method.

This study presents a novel device that offers an easy route to quickly provide medications and fluids in patients with limited or difficult IV access. This small-diameter device is placed in the distal third of the rectum, allowing for ongoing medication and fluids administration.

Uma nova abordagem para a administração de medicamentos e fluídos em cenários de emergência e Configurações

The available routes of administration commonly used for medications and fluids in the acute care setting are generally limited to oral, intravenous, or ...

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity (AIDN): A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children. Recent investigations in animals have raised concerns that anesthesia exposure may lead to neuronal apoptosis, known as anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN). Furthermore, some clinical studies in children have suggested that anesthesia exposure may lead to neurodevelopmental deficits later in life. Nonetheless, an ideal animal model for preclinical study has yet to be developed. The neonatal piglet represents a valuable model for preclinical study, as they share a striking number of developmental similarities with humans.
The anatomy and physiology of piglets allow for implementation of rigorous human perioperative conditions in both survival and non-survival procedures. Femoral artery catheterization allows for close monitoring, thus enabling prompt correction of any deviation of the piglet's vital signs and chemistries. In addition, there are multiple developmental similarities between piglets and human neonates. The techniques required to use piglets for experimentation will require experience to master. A pediatric anesthesiologist is a critical member of the investigative team. We describe, in a general sense, the appropriate use of a piglet model for neurodevelopmental study.

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity AIDN: A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN) research has focused on rodents, which are not broadly applicable to humans. Non-human primate models are more relevant, but are cost-prohibitive and difficult to use for experimentation. The piglet, in contrast, is a clinically relevant, practical animal model ideal for the study of anesthetic neurotoxicity.

Uso de um Modelo de Leitão para o Estudo da Neurotoxicidade de Desenvolvimento induzida por Anestesismo (AIDN): Uma Abordagem de Neurociências Translacionais

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children.  Recent investigations in animals have raised concerns that ...

Dissection of the Mouse Pancreas for Histological Analysis and Metabolic Profiling

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at the 12 codon (Ptf1acre/+;LSL-KrasG12D/+) mouse strain as a model of human pancreatic cancer. The goal of our current studies is to identify novel metabolic biomarkers of pancreatic cancer progression. We have performed metabolic profiling of urine, feces, blood, and pancreas tissue extracts, as well as histological analyses of the pancreas to stage the cancer progression. The mouse pancreas is not a well-defined solid organ like in humans, but rather is a diffusely distributed soft tissue that is not easily identified by individuals unfamiliar with mouse internal anatomy or by individuals that have little or no experience performing mouse organ dissections. The purpose of this article is to provide a detailed step-wise visual demonstration to guide novices in the removal of the mouse pancreas by dissection. This article should be especially valuable to students and investigators new to research that requires harvesting of the mouse pancreas by dissection for metabolic profiling or histological analyses.

This video article provides a detailed demonstration of the procedures required to successfully remove the pancreas from a mouse by dissection for histological analysis and metabolic profiling.

Dissecação do pâncreas Mouse para análise histológica e perfis metabólicos

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at ...

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

Oxigenação de membrana extracorpórea veno-venosa em um rato

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...