Electron microscope imaging was conducted at the Electron Microscopy Unit of the Weizmann Institute of Science, supported in part by the Irving and Cherna Moskowitz Center for Nano and Bio-Nano Imaging. This research was also supported by the ISF I-CORE grant 152/1, Mr. and Mrs. Dan Kane, Ms. Lois Rosen, by a Yeda-Sela research grant, by the Larson Charitable Foundation, by Ruth and Herman Albert Scholars Program for New Scientists, by the Ilse Katz Institute for Materials Sciences and Magnetic Resonance Research grant, by the Ministry of Health grant for alternative research methods, and by the France-Israel Cooperation - Maimonide-Israel Research Program. IKG is a recipient of the Rowland and Sylvia Career Development Chair.

1. Avaliar o efeito de pequenas moléculas inibidores de Película e formação de biofilme Colony <ol><li> Prepara-se uma solução de meio de indução de biofilme MSgg definido 2x 25 sem o cloreto de cálcio e ferro (III), cloreto de hexa-hidrato. Após a esterilização do filtro, adicionar o cloreto de cálcio. O meio é pronto para usar directamente ou pode ser armazenado a 4 ° C no escuro. </li><li> Preparar uma diluição 1x MSgg no dia da experiência. <ol><li> Dilui-se o meio 2x MSgg para 1x com água destilada estéril (películas) ou ágar estéril de 3% quente (80 ° C) (biofilmes) e adicionar ferro (III) hexa-hidratado cloreto a uma concentração final de 50 uM (películas) ou 250 uM ( biofilmes). Adicionar antibióticos ou inibidores de moléculas pequenas para a concentração desejada e misturar bem. Por exemplo, para se obter uma concentração final de mM de D-leucina em 30 ml de 0,5 para estabelecer películas ou biofilmes, adicionar 196,6 ul de uma 76,3 mM (10 mg / ml) solução de D-leucina. NÃOTE:. A composição final 1x MSgg é descrito na Tabela 1, em comparação com a receita original 25, o meio continha 50 ug / ml de treonina e a concentração de ferro para crescer colónias de biofilme em meio MSgg sólido foi aumentada de 2,5 vezes para optimizar a morfologia de colónia rugosa . </li></ol></li><li> Após a solidificação do agar, secar as placas MSgg sólidos em uma capa biológica durante 30-45 minutos antes da inoculação. </li><li> Para seleccionar inibidores específicos que interferem com os mecanismos de formação de película (Figura 1), exclui que as concentrações utilizadas e afectar planctônicas crescimento estática. <ol><li> Determinar crescimento planctônicas (aumento na densidade óptica com o tempo em cultura líquida) de uma curva de crescimento simples através da medição da densidade óptica a 600 nm a cada hora até que a fase estacionária de crescimento. </li><li> Para confirmar que a turbidez da cultura medida representa as contagens de células vivas, determinar o número de unidades formadoras de colónias (CFU)de células em fase de crescimento planctônicas de uma cultura sob agitação após vários pontos no tempo. </li><li> Para avaliar o efeito de inibidores de molécula pequena sobre o crescimento da película estática, células de colheita, no final de uma incubação de 3 dias a 23 ° C a partir de uma cultura de células de 24 poços bem, inoculadas nas mesmas condições tal como descrito nas secções 1,7-1,9 e determinar a CFU. Por este controle, usar uma estirpe deficiente em película que não possua os operões que codificam para os componentes da matriz extracelular (por exemplo, B. subtilis Δ EPSH, Δ tasa). NOTA: Esta estirpe é capaz de crescer sob condições estáticas, mas em contraste com um tipo selvagem de formação de película, que é deficiente na capacidade de flutuar para a interface ar-líquido, em que o crescimento é favorecido devido ao aumento dos níveis de oxigénio 26. Assim, esta matriz-extracelular e tensão película com deficiência é uma estirpe de referência recomendado para avaliar o crescimento em condições estáticas. NOTA: Para o ex específicaampla do D-amino ácido D-leucina não-canônico descrito abaixo, um efeito sobre planctônicas e crescimento estática em concentrações que interferiram com a formação de película foi descartada 12,17. Os métodos para determinar o crescimento planctônicas e estática são descritos em pormenor 17. </li></ol></li></ol><img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/54612/54612fig1.jpg" /> Figura 1. Visão Conceitual para a identificação de uma configuração experimental robusto para avaliar a inibição específica da formação de biofilme. Os critérios de seleção para os inibidores de pequenas moléculas que indicam a interferência específica à formação de biofilme sem efeito pronunciado sobre o crescimento planctônicas. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54612/54612fig1large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <ol start="5"><li> Streak fora B. subtilis de um estoque de -80 ° C (cultu LBre de 10 9 células / mL congelados em glicerol a 20%) para isolar colónias únicas em uma placa% agar-LB 1.5 com uma ponta estéril ou aplicador. </li><li> Crescer durante a noite a 30 ° C. </li><li> Passo crítico: Para uma inibição de película sólida por os ácidos não-canónica D-aminoácidos tais como D-leucina, crescer uma única colónia colhidos a partir da% placa de ágar-1,5 LB em 3 ml de caldo LB a 37 ° C durante 4 horas numa agitando incubadora (balançando velocidade de 200 rpm). Substituir o caldo de LB médio com MSgg indutor de biofilme antes da inoculação por centrifugação de 1,5 ml de cultura de arranque durante 4 min a 6000 xg, removendo cuidadosamente o sobrenadante e re-suspensão do sedimento em 1,5 ml de meio MSgg. O resto da cultura pode ser descartado. Importante: Para assegurar a robustez do sistema, a densidade óptica a 600 nm (DO600) da cultura de arranque deve ser lavada entre 0,6 e 1. </li><li> Durante o crescimento da cultura de arranque, preparar uma placa de cultura de células multidish contend de 12 poçosg 3 ml de meio MSgg sem ou com uma gama de concentrações do inibidor de molécula pequena (por exemplo, 0,3, 0,5, 1 mM de D-leucina 17). Para excluir os efeitos de borda, distribuir a localização das diferentes concentrações do outro lado da placa multidish. Em alternativa, usar de 24 poços de cultura celular multidish placas contendo 1,5 ml de meio MSgg. </li><li> Inocular os poços da cultura de células-placa de 12 poços multidish com 3 ul da cultura de arranque lavada (diluição 1: 1000). NOTA: A razão de diluição inferior, isto é, 1: 500 pode ser utilizado. Isto diminui o tempo de desenvolvimento das películas. </li><li> Crescer as películas a 23 ° C, em condições estáticas, durante três dias. Não se mova as películas durante este tempo, uma vez que pode afectar a morfologia da superfície final da película. </li><li> Adquirir imagens com uma exposição binocular e homogénea de um raio. Alternativamente, tirar uma foto das películas com uma câmera de alta resolução. Para evitar artefactos causados ​​por inconsisângulos de luz tenda e sombras, dê top-down fotos com a câmera fixa num tripé e utilizar uma fonte de luz suave e grande em 45 ° de ambos os lados. NOTA: Um método alternativo para estudar B. subtilis multicelularidade é o ensaio colônia biofilme em meio sólido, induzindo-biofilme MSgg. Tal como películas, este ensaio permite o estudo de processos de espaço-temporais. Uma vez que o intervalo activo de inibidores de moléculas pequenas é determinada, o seu efeito sobre a formação de colónias de biofilme pode ser estudada. </li><li> Para crescer colónias de biofilme, simetricamente detectar 1.5 ul de pré-cultura não lavado (Passo 1.7) sobre a 1,5% MSgg placa de agar seca com a ajuda de um modelo - 4 gotas por placa de Petri de diâmetro de 8,5 centímetros. Deixe as gotas adsorver à placa antes de movê-los. NOTA: O modelo ajuda a obter uma distribuição igual das colônias biofilme dentro da área onde as células são cultivadas. Para preparar o modelo, desenhar a área total de crescimento em escalas originais, dividi-lo à igualdade de seitaRUP e marcar o centro. Para um prato redondo Petri de 8,5 cm de diâmetro, este atribui 14 cm2 a uma colónia de biofilme. </li><li> Incubar as placas a 30 ° C durante três dias. Durante este tempo, as colónias de biofilme se desenvolvem para formar uma estrutura tridimensional, enrugado. </li><li> Tire fotos como no passo 1.11. </li></ol> 2. Etanol Resistência Assay <ol><li> Crescer biofilmes conforme descrito nas etapas 1,1-1,7 e 1.12-1.14. </li><li> Após 68 horas de crescimento a 30 ° C, as colónias de biofilme cortar em duas partes iguais com a ajuda de uma lâmina de barbear e o molde. </li></ol><img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/54612/54612fig2.jpg" /> Figura 2. Exemplo desenho experimental para avaliar a resistência das células do biofilme de colónias de agentes esterilizantes. (A) Molde utilizado para a distribuição igual de colónias de biofilme através de uma placa de Petri e para o corte. (B)imagens de cima para baixo não tratada do tipo selvagem biofilme cresceu por 68 horas em meio sólido, definido indutoras de biofilme MSgg a 30 ° C. O alargamento mostra como uma colônia de biofilme pode ser cortado em duas metades iguais. (C) As duas metades iguais de biofilme são tratados da mesma forma (o controlo, PBS) ou com PBS ou agente de esterilização e processados como descrito. Barra de escala:. 1 cm <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54612/54612fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <ol start="3"><li> Cuidadosamente levantar cada metade da colónia biofilme da placa de agar com uma pequena espátula e movê-lo para um tubo de microcentrífuga de 1,5 ml contendo 500 ul de solução salina tamponada com fosfato (PBS). Se necessário, raspar as restantes células a partir da placa e transferi-los para o tubo de microcentrífuga bem. NOTA: A segunda metade da colónia biofilme é tratada diferencialmente, dependendo se é o controlo ou para testar a resistência à Steriagentes Lizing. </li><li> Para o controlo, incubar a segunda metade da colónia de biofilme em 500 ul de PBS como no passo 2.3. Para avaliar a resistência aos agentes esterilizantes, transferir a segunda metade da colónia biofilme a 500 ul 50% (v / v) de etanol. NOTA: esterilização Alternativa agentes, tais como o hipoclorito de sódio pode ser utilizado. Para todos os agentes de esterilização utilizados, determinar o tempo de concentração e de incubação ativa de uma experiência preliminar. </li><li> Incubam-se as colónias de biofilme durante 10 min sobre a bancada à temperatura ambiente. </li><li> Centrifugar as colônias biofilme durante 5 minutos a 18.000 xg e remova cuidadosamente o sobrenadante com uma pipeta. Adicionar 300 ul de PBS. </li><li> Sonicar as células suavemente (amplitude de 10%, de pulso 5 s) com a microponta de um sonicador. NOTA: A energia de ultra-sons deve ser suficiente para agregados biofilme separadas. No entanto, ultra-sons muito dura pode lisar as células. Confirme antecipadamente por microscopia de luz que a energia sonicaçãoutilizadas não lisar as células e que todos os agregados sejam dissolvidos. </li><li> Adicionar 700 ul de PBS a um volume final de 1 ml. Efectuar uma diluição em série (a 10 -7) em PBS e espalhar 100 ul de 3 diluições numa placa de agar LB a 1,5%, utilizando esferas de vidro estéreis. NOTA: As diluições óptimas a ser revestida deve ser determinado numa experiência preliminar, uma vez que depende da quantidade de células do biofilme colónia de interesse e a taxa de sobrevivência das células em resposta ao agente de esterilização. </li><li> Incubar as placas durante a noite a 30 ° C, a contagem de CFU e determinar CFU / ml. A partir do final de UFC / ml de cada colônias meio de biofilme, calcular a percentagem de sobreviventes. NOTA: Quando realizada e analisada tal como descrito, as duas metades da colónia de controlo do biofilme e o tratamento contra metade tratada com etanol da colónia de biofilme não tratada deve dar origem a diferenças inferiores a 10% na contagem de células viáveis, verificando a simetria ou a resistência da colónia , respectively. Alternativamente, os resultados podem ser representados no total de CFU. As contagens de células de controlo e da colónia não tratada biofilme deve permanecer na mesma ordem de grandeza. Em contraste, espera-se que as contagens de células da metade tratada com etanol de uma pequena colónia tratada biofilme molécula-a cair por um mínimo de duas ordens de grandeza a reivindicação para um aumento da sensibilidade para o agente de esterilização. </li></ol> 3. biofilme Colony Preparação de Amostras para Microscopia Eletrônica de Varredura <ol><li> Crescer colônias biofilme conforme descrito nas etapas 1,1-1,7 e 1.12-1.14. </li><li> Prepara-se uma nova porção de 2% (v / v) de glutaraldeído, 3% (v / v) em solução de paraformaldeído a cacodilato de sódio 100 mM, tampão de cloreto de cálcio 5 mM, pH 7,3. Prepare 5 ml de fixador para cada placa de Petri de diâmetro de 8,5 centímetros. CUIDADO: glutaraldeído e paraformaldeído são perigosos. Lidar com eles com equipamento de segurança dentro de um capuz químico. Descartar as soluções e os materiais contaminados para o hazresíduos ardous. </li><li> Adicionar cuidadosamente o fixador para as colônias biofilme, sem dispensar diretamente em cima dos biofilmes. NOTA: Devido ao carácter hidrofóbico da colónia de biofilmes, as colónias lentamente destacar do agar e começar a flutuar. </li><li> Cuidadosamente selar as placas com uma tira de Parafilm. Incubar num agitador rotativo durante 2 horas à temperatura ambiente e subsequentemente transferir as placas a 4 ° C durante a noite. </li><li> No dia seguinte, remover o líquido cuidadosamente com uma pipeta de Pasteur de vidro ligada a uma bomba de vácuo. </li><li> Adiciona-se cuidadosamente 10 ml de 100 mM de cacodilato de sódio, tampão de cloreto de cálcio 5 mM, para lavar o biofilme e incubar durante 5 min. Remova cuidadosamente o líquido com a pipeta de vidro Pasteur a partir do canto da placa para evitar danificar o biofilme e adicionar solução de lavagem fresco por pipetagem suave. Repita este passo uma vez. </li><li> Para a desidratação das colônias biofilme, prossiga com as seguintes etapas: 2x 5 min em DDH 2 O; 2 x 20 min em três0% de etanol; 2 x 20 min em etanol a 50%; 2 x 20 min em etanol a 70%; 2 x 20 min em etanol a 96%; 2x 30 min em 100% de etanol. <ol><li> Adicionar 15 ml de líquido por cada placa de Petri de diâmetro de 8,5 cm de cada passo e remover o líquido cuidadosamente após cada incubação. </li></ol></li><li> Utilizar um dos dois métodos diferentes para a secagem das amostras a partir de etanol. <ol><li> Por secagem ao ar a partir de etanol: <ol><li> Corte um papel de filtro de celulose (diâmetro de 9 cm) em trimestres. Resumidamente submergir quarto em 100% de etanol, e, em seguida, transferir cuidadosamente uma colónia flutuante biofilme sobre ele. Colocar o papel de filtro molhado numa placa de Petri forradas com papel de filtro. Cubra o prato Petri e deixar as colônias biofilme secar durante a noite em uma capa química. </li></ol></li><li> Para o ponto crítico (CP) -drying usando dióxido de carbono (CO2) como o fluido de transição: <ol><li> Encher 75% da câmara de máquina de ponto crítico de secagem com 100% de etanol. Transferir as amostras em um suporte, cada amostra em seu próprio cHamber. Se necessário, cortar o biofilme com uma tesoura em pedaços menores. Deixar as amostras submersas em etanol durante todas as manipulações. Em seguida, transferir o suporte para dentro da câmara e fecha hermeticamente a câmara. </li><li> Arrefece-se a câmara até 7 ° C e começar a agitar. Encha a câmara completamente com o CO 2 líquido. Durante um período de incubação de 7 min, deixar a mistura de etanol com o CO 2. Em seguida, de descarga 25% da solução. NOTA: Não esvazie a câmara abaixo do nível da amostra. </li><li> Repita o passo 3.8.2.2 quatro vezes. </li><li> Repita o passo 3.8.2.2 cinco vezes com um tempo de incubação de apenas 5 min. Finalmente, o etanol deve ser completamente substituída por CO 2. </li><li> Durante a última rodada, vazio apenas 5% da câmara. Desligue a agitação e o arrefecimento. Iniciar o aquecimento da câmara até 42 ° C. A uma temperatura de 31,1 ° C e uma pressão de 73,9 bar, o CO2 líquido atinge o seu ponto crítico, o estado em que o pH gasosoase tem a mesma densidade que a fase líquida do solvente 27. Uma vez que a temperatura atinge 42 ° C, incubar durante 10 min. A 42 ° C, o CO 2 na câmara existe como gás supercrítico. NOTA: Verifique constantemente a pressão da câmara. A pressão não deve ser superior a 120 bar, a 42 ° C. </li><li> Começar a liberar lentamente o gás com aquecimento contínuo. Isto mantém as amostras na fase CO2 -gas e impede a deformação da morfologia da amostra através da tensão superficial do líquido. Defina o medidor de vazão para 5 L / hr por ajuste fino da válvula de medição de controle do medidor de vazão. Aguardar até que a toda a pressão na câmara é libertado. Agora abra a câmara e retire as amostras cuidadosamente do suporte. </li></ol></li></ol></li><li> Brasão de microscopia eletrônica de stub com fita de carbono. Com a ajuda de uma pinça, transferir cuidadosamente as colônias biofilme para o topo. Ligue cada colônia para o stub adicionando uma ponte fina de carrofita bon, que é crucial para a eliminação de carga sob o feixe de elétrons. Nesta fase, lidar com as colônias biofilme com cuidado, pois eles são muito frágeis. Armazenar as amostras num exsicador durante pelo menos 24 h ou até à sua análise. </li><li> No dia do exame com o microscópio eletrônico de varredura, por pulverização catódica-coat as colônias biofilme para 2 min em um ângulo de 60 ° em um ouro-paládio sputter-coater. Repita esta etapa duas vezes e girar as amostras em 120 ° no meio. No final, sputter-revestir as amostras uma vez durante 3 minutos a partir do topo. A fina camada de 20 nm de ouro-paládio melhora a condutividade e melhora o contraste da amostra para a imagem no SEM. </li><li> Armazenar as amostras em um dessecador para evitar a re-hidratação da amostra de 28 até imagiologia com um microscópio eletrônico de varredura 29,30. </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Bacillus subtilis formas robustas e altamente estruturados biofilmes ambos no estado líquido (películas) e em meio sólido (colônias). Por isso, serve como um organismo modelo ideal para a caracterização do modo de acção dos inibidores específicos de biofilme. Em meio sólido, as células formam estruturas multicelulares com características distintas que não são evidentes em películas, como rugas que irradiam do centro para a borda. Assim, películas e colônias são sistemas complementares para est...

comunidades bacterianas multi-celulares desempenham papéis importantes em ambientes naturais e antropogênicas, e pode ser benéfica ou altamente prejudicial. Estas colónias multi-celulares são conhecidos como biofilmes, em que as células individuais são embutidos em um (EPS) de matriz extracelular substâncias poliméricas auto-produzido. Os EPS aderir fortemente as células à superfície, eles colonizam. Eles servem como um escudo contra as forças mecânicas e químicas e criar contacto próximo entre as células vizinhas, facilitando a comunicação celular 1. Um biofilme pode ser visto como uma comunidade diferenciada, em que as células usam altamente regulado, orquestrada processos para coordenar as suas actividades no seio da comunidade, bem como entre espécies 2-5. A transição de uma planctônicas, o modo de vida livre do crescimento a um estado de biofilme é frequentemente associada com os processos de desenvolvimento. Um bom exemplo é o Bacillus subtilis bactéria do solo Gram-positivas, e, portanto, uma undomeestirpe sticated serve como um organismo modelo robusto para estudar os estágios de desenvolvimento que conduzem a formação de biofilme. Nesta bactéria, células móveis se organizam em estruturas multicelulares conspícuos que realizam tarefas especializadas 4. Um grupo de células, a matriz-produtores secretam exopolissacáridos 6, a proteína amilóide tasa 7,8, e a proteína de hidrofobicidade da superfície BslA 9,10; todos os que participam da montagem dos EPS 11-13. Dada a abundância de biofilmes em nichos naturais e antrópicos e os danos fatais putativo eles podem causar, há uma necessidade premente de encontrar formas de prevenir a sua formação. inibidores de moléculas pequenas podem auxiliar na descoberta de novas vias reguladoras, enzimas e proteínas estruturais envolvidas na formação de biofilme, e, assim, promover insights os complexos processos de montagem comunidade multicelular. Como B. subtilis é um modelo bem estudado para bioformação de película 14,15, ele pode ser usado para avaliar os efeitos de vários inibidores de biofilme. Este estudo aborda quatro métodos fundamentais que são a chave para avaliar a resposta de biofilmes a inibidores de pequenas moléculas. Em primeiro lugar, para assegurar que estes inibidores têm um alvo específico do biofilme, a separação do efeito sobre o crescimento planctônicas de o efeito sobre a formação de biofilme é crítica. A maioria dos agentes antibacterianos como alvo as células em sua fase de crescimento planctônicas, mas as moléculas que têm como alvo o estilo de vida biofilme são raros. Além disso, como as moléculas que não afectam o crescimento planctônicas não são tóxicos, podem reduzir a pressão selectiva favorecendo mutantes resistentes a antibióticos 16. Por exemplo, quando biofilmes são tratados com D-aminoácidos ou determinadas outras moléculas interferentes da parede celular, eles são ou perturbada ou desmontado, mas estes inibidores apenas afectam moderadamente 12,17 crescimento planctônicas. Em contraste, muitos antibióticos prejudicar drasticamente o crescimento planctônicas, com little ou nenhum efeito sobre a formação de biofilme 17. Em segundo lugar, que estabelece um quadro experimental consistente e robusta para estudar o efeito de as moléculas pequenas é crucial. Observou-se que o intervalo de concentração activa de inibidores de moléculas pequenas era sensível às condições de pré-cultura e para a instalação experimental utilizada para estudar o efeito destes inibidores de moléculas pequenas. Vários relatórios, particularmente aqueles que estudam B. subtilis, revelou variações no intervalo de concentrações em que D-aminoácidos inibem a formação de películas - as flutuantes biofilmes bacterianas 12,17-19. Os resultados aqui apresentados sugerem que os seguintes fatores em conta as diferenças na faixa de concentração ativa: as condições pré-cultura (logarítmica 12,17 ante fase de 20 crescimento tardio-estacionária), o meio de crescimento utilizada na condição de pré-cultura (rico, indefinido [Caldo de Luria, LB] versus definido [glutamato monossódico-glicerol, MSgg]), a proporção da inoculação e, especialmente, a remoção do meio de pré-cultura antes da inoculação. A temperatura de crescimento da película estática mostrou um papel menos importante na gama do inibidor de molécula pequena de D-leucina, uma D-aminoácido representativa utilizada neste estudo a actividade. Finalmente, uma vez que os biofilmes são tratados com inibidores específicos de biofilme, métodos robustos e informativas são necessários para caracterizar os efeitos destes inibidores sobre a aptidão do biofilme. Aqui, dois métodos para caracterizar de forma independente do efeito de inibidores de moléculas pequenas são descritos em detalhe: (1) O efeito sobre as células individuais dentro de uma colónia de biofilme e a sua resistência a agentes antimicrobianos. As células em biofilmes são tipicamente mais resistentes a antibióticos quando comparado com as bactérias de vida livre 21-23. Embora este fenómeno é multifactorial, a capacidade do EPS para reduzir a penetração de antibiótico foi muitas vezes considerado como uma explicação atraente 24 </sup&gt;. Este método avalia a sobrevivência de células do biofilme pré-estabelecido após a exposição a substâncias antibacterianas. (2) O efeito sobre a arquitectura do biofilme colónia, a partir da grande para a pequena escala. colónias de biofilme são caracterizados pela sua estrutura tridimensional e a presença do EPS. Utilizando microscopia eletrônica de varredura, as alterações na morfologia celular, estrutura da colônia de biofilme e a arquitetura e abundância das EPS pode ser visualizado a partir do grande (mm) para a pequena escala (mm).

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="897">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:301px;">Luria Broth, Lennox</td>
			<td style="width:305px;">Difco</td>
			<td style="width:127px;">240230</td>
			<td style="width:165px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Bacto Agar</td>
			<td>Difco</td>
			<td>214010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">potassium phosphate monobasic&#160;</td>
			<td>Sigma, 136.09 g/mol</td>
			<td>P0662-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">potassium phosphate dibasic&#160;</td>
			<td>Fisher Scientific, 174.18 g/mol</td>
			<td>BP363-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">3-(N-morpholino)propanesulfonic acid</td>
			<td>Fisher Scientific, 209.27 g/mol</td>
			<td>BP308-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">magnesium chloride hexahydrate&#160;</td>
			<td>Merck, 203.30 g/mol&#160;</td>
			<td>1.05833.0250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">calcium chloride anhydrous</td>
			<td>J.T. Baker, 110.98 g/mol</td>
			<td>1311-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">manganese(II) chloride tetrahydrate</td>
			<td>Sigma, 197.91 g/mol</td>
			<td>31422-250G-R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">iron(III) chloride hexahydrate&#160;</td>
			<td>Sigma, 270.30 g/mo)</td>
			<td>F2877-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">zinc chloride anhydrous&#160;</td>
			<td>Acros Organics, 136.29 g/mol</td>
			<td>424592500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">thiamine hydrochloride</td>
			<td>Sigma, 337.27 g/mol</td>
			<td>T1270-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">L-tryptophan</td>
			<td>Fisher Scientific, 204.1 g/mol</td>
			<td>BP395-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">L-phenylalanine</td>
			<td>Sigma, 165.19 g/mol</td>
			<td>P5482-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">L-threonine</td>
			<td>Sigma, 119.12 g/mol</td>
			<td>T8625-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">glycerol anhydrous</td>
			<td>Bio-Lab Itd</td>
			<td>712022300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">L-glutamic acid monosodium salts hydrate&#160;</td>
			<td>Sigma, 169.11 g/mol</td>
			<td>G1626-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">D-leucine</td>
			<td>Sigma, 169.11 g/mol</td>
			<td>855448-10G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">ethanol anhydrous</td>
			<td>Gadot</td>
			<td>830000054</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">razor blade</td>
			<td>Eddison</td>
			<td>NA</td>
			<td style="width:165px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">circular cellulose filter papers</td>
			<td>Whatman, 90 mm</td>
			<td>1001-090</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">glutaraldehyde</td>
			<td>EMS (Electron Micoscopy Science), 25% in water</td>
			<td>16220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">paraformaldehyde&#160;</td>
			<td>EMS, 16% in water</td>
			<td>15710</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sodium cacodylate</td>
			<td>Merck, 214.05 g/mol&#160;</td>
			<td>8.2067</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">calcium chloride 2-hydrate</td>
			<td>Merck, 147.02 g/mol&#160;</td>
			<td>1172113</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">stub-aluminium mount</td>
			<td>EMS, sloted head</td>
			<td>75230</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">carbon adhesive tape</td>
			<td>EMS</td>
			<td>77825-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Shaker 37&#176;C</td>
			<td>New Brunswick Scientific Innowa42</td>
			<td>NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Centrifuge</td>
			<td>Eppendorf table top centrifuge 5424</td>
			<td>NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:301px;">Digital Sonifier, Model 250, used with Double Step Microtip</td>
			<td>Branson</td>
			<td>NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Incubator 30 &#176;C</td>
			<td>Binder</td>
			<td>NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Incubator 23 &#176;C</td>
			<td>Binder</td>
			<td>NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Filter System, 500 ml, polystyrene</td>
			<td>Cornig Incorporated</td>
			<td>NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Rotary Shaker - Orbitron Rotatory II</td>
			<td>Boekel</td>
			<td>NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">S150 Sputter Coater&#160;</td>
			<td>Edwards</td>
			<td>NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">CPD 030 Critical Point Dryer</td>
			<td>BAL-TEC</td>
			<td>NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Environmental Scanning Electron Microscope</td>
			<td>XL30 ESEM FEG Philips (FEI)</td>
			<td>NA</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

methodologies for studying b. subtilis biofilms as a model for characterizing small molecule biofilm inhibitors

This work assesses different methodologies to study the impact of small molecule biofilm inhibitors, such as D-amino acids, on the development and resilience of Bacillus subtilis biofilms. First, methods are presented that select for small molecule inhibitors with biofilm-specific targets in order to separate the effect of the small molecule inhibitors on planktonic growth from their effect on biofilm formation. Next, we focus on how inoculation conditions affect the sensitivity of multicellular, floating B. subtilis cultures to small molecule inhibitors. The results suggest that discrepancies in the reported effects of such inhibitors such as D-amino acids are due to inconsistent pre-culture conditions. Furthermore, a recently developed protocol is described for evaluating the contribution of small molecule treatments towards biofilm resistance to antibacterial substances. Lastly, scanning electron microscopy (SEM) techniques are presented to analyze the three-dimensional spatial arrangement of cells and their surrounding extracellular matrix in a B. subtilis biofilm. SEM facilitates insight into the three-dimensional biofilm architecture and the matrix texture. A combination of the methods described here can greatly assist the study of biofilm development in the presence and absence of biofilm inhibitors, and shed light on the mechanism of action of these inhibitors.

O ensaio de película é um método para estudar os processos altamente regulados e dinâmicas de B. multicelularidade subtilis. Além disso, o ensaio de película é adequado para testar uma gama de condições, quer pré-inicial ou concentrações de moléculas pequenas em uma placa de cultura de células multidish único numa experiência. No entanto, B. subtilis formação de película é sensível às condições de pré-cultura (por exemplo, o meio de crescimento de pré-cultura...

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Methodologies for Studying B. subtilis Biofilms as a Model for Characterizing Small Molecule Biofilm Inhibitors

This study presents the development of reproducible methodologies to study biofilm inhibitors and their effects on Bacillus subtilis multicellularity.

Metodologias para o estudo<em&gt; B. subtilis</em&gt; Os biofilmes como um modelo para a caracterização de pequena molécula biofilme Inibidores

This work assesses different methodologies to study the impact of small molecule biofilm inhibitors, such as D-amino acids, on the development and ...

methodologies-for-studying-b-subtilis-biofilms-as-model-for

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Methodologies for Studying B. subtilis Biofilms as a Model for Characterizing Small Molecule Biofilm Inhibitors

15.0K visualizações.  Weizmann Institute of Science. This study presents the development of reproducible methodologies to study biofilm inhibitors and their effects on Bacillus subtilis multicellularity.

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Murine Model of CD40-activation of B cells

Research on B cells has shown that CD40 activation improves their antigen presentation capacity. When stimulated with interleukin-4 and CD40 ligand (CD40L), human B cells can be expanded without difficulties from small amounts of peripheral blood within 14 days to very large amounts of highly-pure CD40-B cells (&gt;109 cells per patient) from healthy donors as well as cancer patients1-4. CD40-B cells express important lymph node homing molecules and can attract T cells in vitro5. Furthermore they efficiently take up, process and present antigens to T cells6,7. CD40-B cells were shown to not only prime na&iacute;ve, but also expand memory T cells8,9. Therefore CD40-activated B cells (CD40-B cells) have been studied as an alternative source of immuno-stimulatory antigen-presenting cells (APC) for cell-based immunotherapy1,5,10. In order to further study whether CD40-B cells induce effective T cell responses in vivo and to study the underlying mechanism we established a cell culture system for the generation of murine CD40-activated B cells. Using splenocytes or purified B cells from C57BL/6 mice for CD40-activation, optimal conditions were identified as follows: Starting from splenocytes of C57BL/6 mice (haplotype H-2b) lymphocytes are purified by density gradient centrifugation and co-cultured with HeLa cells expressing recombinant murine CD40 ligand (tmuCD40L HeLa)11. Cells are recultured every 3-4 days and key components such as CD40L, interleukin-4, -Mercaptoethanol and cyclosporin A are replenished. In this protocol we demonstrate how to obtain fully activated murine CD40-B cells (mCD40B) with similar APC-phenotype to human CD40-B cells (Fig 1a,b). CD40-stimulation leads to a rapid outgrowth and expansion of highly pure (&gt;90%) CD19+ B cells within 14 days of cell culture (Fig 1c,d). To avoid contamination with non-transfected cells, expression of the murine CD40 ligand on the transfectants has to be controlled regularly (Fig 2). Murine CD40-activated B cells can be used to study B-cell activation and differentiation as well as to investigate their potential to function as APC in vitro and in vivo. Moreover, they represent a promising tool for establishing therapeutic or preventive vaccination against tumors and will help to answer questions regarding safety and immunogenicity of this approach12.

In this video, we demonstrate the procedure of CD40-activation and expansion of murine B cells from splenocytes of C57BL/6 mice, which can be used as a model antigen-presenting cell (APC) to study induction of immunity.

Modelo murino de CD40-ativação de células B

Research on B cells has shown that CD40 activation improves their antigen presentation capacity. When stimulated with interleukin-4 and CD40 ligand ...

Imunologia e Infecção

In vitro Biofilm Formation in an 8-well Chamber Slide

The chronic nature of many diseases is attributed to the formation of bacterial biofilms which are recalcitrant to traditional antibiotic therapy. Biofilms are community-associated bacteria attached to a surface and encased in a matrix. The role of the extracellular matrix is multifaceted, including facilitating nutrient acquisition, and offers significant protection against environmental stresses (e.g. host immune responses). In an effort to acquire a better understanding as to how the bacteria within a biofilm respond to environmental stresses we have used a protocol wherein we visualize bacterial biofilms which have formed in an 8-well chamber slide. The biofilms were stained with the BacLight Live/Dead stain and examined using a confocal microscope to characterize the relative biofilm size, and structure under varying incubation conditions. Z-stack images were collected via confocal microscopy and analyzed by COMSTAT. This protocol can be used to help elucidate the mechanism and kinetics by which biofilms form, as well as identify components that are important to biofilm structure and stability.

In vitro Biofilm Formation in an 8-well Chamber Slide

This article describes the procedure for the formation and visualization of a bacterial biofilm grown within an 8-well chamber slide

In vitro a formação de biofilme em um slide Câmara de 8 poços

The chronic nature of many diseases is attributed to the formation of bacterial biofilms which are recalcitrant to traditional antibiotic therapy. ...

Introducing Shear Stress in the Study of Bacterial Adhesion

During bacterial infections a sequence of interactions occur between the pathogen and its host. Bacterial adhesion to the host cell surface is often the initial and determining step of the pathogenesis. Although experimentally adhesion is mostly studied in static conditions adhesion actually takes place in the presence of flowing liquid. First encounters between bacteria and their host often occur at the mucosal level, mouth, lung, gut, eye, etc. where mucus flows along the surface of epithelial cells. Later in infection, pathogens occasionally access the blood circulation causing life-threatening illnesses such as septicemia, sepsis and meningitis. A defining feature of these infections is the ability of these pathogens to interact with endothelial cells in presence of circulating blood. The presence of flowing liquid, mucus or blood for instance, determines adhesion because it generates a mechanical force on the pathogen. To characterize the effect of flowing liquid one usually refers to the notion of shear stress, which is the tangential force exerted per unit area by a fluid moving near a stationary wall, expressed in dynes/cm2. Intensities of shear stress vary widely according to the different vessels type, size, organ, location etc. (0-100 dynes/cm2). Circulation in capillaries can reach very low shear stress values and even temporarily stop during periods ranging between a few seconds to several minutes 1. On the other end of the spectrum shear stress in arterioles can reach 100 dynes/cm2 2. The impact of shear stress on different biological processes has been clearly demonstrated as for instance during the interaction of leukocytes with the endothelium 3. To take into account this mechanical parameter in the process of bacterial adhesion we took advantage of an experimental procedure based on the use of a disposable flow chamber 4. Host cells are grown in the flow chamber and fluorescent bacteria are introduced in the flow controlled by a syringe pump. We initially focused our investigations on the bacterial pathogen Neisseria meningitidis, a Gram-negative bacterium responsible for septicemia and meningitis. The procedure described here allowed us to study the impact of shear stress on the ability of the bacteria to: adhere to cells 1, to proliferate on the cell surface 5and to detach to colonize new sites 6 (Figure 1). Complementary technical information can be found in reference 7. Shear stress values presented here were chosen based on our previous experience1 and to represent values found in the literature. The protocol should be applicable to a wide range of pathogens with specific adjustments depending on the objectives of the study.

During the infection process, a key step is the adhesion of pathogens with host cells. In most instances this adhesion step occurs in the presence of mechanical stress generated by flowing liquid. We describe a technique that introduces shear stress as an important parameter in the study of bacterial adhesion.

Apresentando tensão de cisalhamento em o Estudo da adesão bacteriana

During bacterial infections a sequence of interactions occur between the pathogen and its host. Bacterial adhesion to the host cell surface is often the ...

Use of the EpiAirway Model for Characterizing Long-term Host-pathogen Interactions

Nontypeable Haemophilus influenzae (NTHi) are human-adapted Gram-negative bacteria that can cause recurrent and chronic infections of the respiratory mucosa 1; 2. To study the mechanisms by which these organisms survive on and inside respiratory tissues, a model in which successful long-term co-culture of bacteria and human cells can be performed is required. We use primary human respiratory epithelial tissues raised to the air-liquid interface, the EpiAirway model (MatTek, Ashland, MA). These are non-immortalized, well-differentiated, 3-dimensional tissues that contain tight junctions, ciliated and nonciliated cells, goblet cells that produce mucin, and retain the ability to produce cytokines in response to infection. 
This biologically relevant in vitro model of the human upper airway can be used in a number of ways; the overall goal of this method is to perform long-term co-culture of EpiAirway tissues with NTHi and quantitate cell-associated and internalized bacteria over time. As well, mucin production and the cytokine profile of the infected co-cultures can be determined. This approach improves upon existing methods in that many current protocols use submerged monolayer or Transwell cultures of human cells, which are not capable of supporting bacterial infections over extended periods3. For example, if an organism can replicate in the overlying media, this can result in unacceptable levels of cytotoxicity and loss of host cells, arresting the experiment. The EpiAirway model allows characterization of long-term host-pathogen interactions. Further, since the source for the EpiAirway is normal human tracheo-bronchial cells rather than an immortalized line, each is an excellent representation of actual human upper respiratory tract tissue, both in structure and in function4.
For this method, the EpiAirway tissues are weaned off of anti-microbial and anti-fungal compounds for 2 days prior to delivery, and all procedures are performed under antibiotic-free conditions. This necessitates special considerations, since both bacteria and primary human tissues are used in the same biosafety cabinet, and are co-cultured for extended periods.

This method allows characterization of extended bacterial co-culture with EpiAirways, primary human respiratory epithelial tissue grown at the air-liquid interface, a biologically relevant in vitro model. The approach can be used with any microbe that is amenable to long-term co-culture.

Utilização do Modelo EpiAirway para caracterizar a longo prazo Interações Hospedeiro-Patógeno

Nontypeable Haemophilus influenzae  (NTHi) are human-adapted Gram-negative bacteria that can cause recurrent and chronic infections of the respiratory ...

Single-cell Analysis of Bacillus subtilis Biofilms Using Fluorescence Microscopy and Flow Cytometry

Biofilm formation is a general attribute to almost all bacteria 1-6. When bacteria form biofilms, cells are encased in extracellular matrix that is mostly constituted by proteins and exopolysaccharides, among other factors 7-10. The microbial community encased within the biofilm often shows the differentiation of distinct subpopulation of specialized cells 11-17. These subpopulations coexist and often show spatial and temporal organization within the biofilm 18-21.
Biofilm formation in the model organism Bacillus subtilis requires the differentiation of distinct subpopulations of specialized cells. Among them, the subpopulation of matrix producers, responsible to produce and secrete the extracellular matrix of the biofilm is essential for biofilm formation 11,19. Hence, differentiation of matrix producers is a hallmark of biofilm formation in B. subtilis.
We have used fluorescent reporters to visualize and quantify the subpopulation of matrix producers in biofilms of B. subtilis 15,19,22-24. Concretely, we have observed that the subpopulation of matrix producers differentiates in response to the presence of self-produced extracellular signal surfactin 25. Interestingly, surfactin is produced by a subpopulation of specialized cells different from the subpopulation of matrix producers 15.
We have detailed in this report the technical approach necessary to visualize and quantify the subpopulation of matrix producers and surfactin producers within the biofilms of B. subtilis. To do this, fluorescent reporters of genes required for matrix production and surfactin production are inserted into the chromosome of B. subtilis. Reporters are expressed only in a subpopulation of specialized cells. Then, the subpopulations can be monitored using fluorescence microscopy and flow cytometry (See Fig 1).
The fact that different subpopulations of specialized cells coexist within multicellular communities of bacteria gives us a different perspective about the regulation of gene expression in prokaryotes. This protocol addresses this phenomenon experimentally and it can be easily adapted to any other working model, to elucidate the molecular mechanisms underlying phenotypic heterogeneity within a microbial community.

Single-cell Analysis of Bacillus subtilis Biofilms Using Fluorescence Microscopy and Flow Cytometry

Microbial biofilms are generally constituted by distinct subpopulations of specialized cells. Single-cell analysis of these subpopulations requires the use of fluorescent reporters. Here we describe a protocol to visualize and monitor several subpopulationswithin B. subtilis biofilms using fluorescence microscopy and flow cytometry.

Análise de uma única célula de Bacillus subtilis Os biofilmes utilizando microscopia de fluorescência e citometria de fluxo

Biofilm formation is a general attribute to almost all bacteria 1-6. When bacteria form biofilms, cells are encased in extracellular matrix that is mostly ...

Recurrent Herpetic Stromal Keratitis in Mice, a Model for Studying Human HSK

Herpetic eye disease, termed herpetic stromal keratitis (HSK), is a potentially blinding infection of the cornea that results in over 300,000 clinical visits each year for treatment. Between 1 and 2 percent of those patients with clinical disease will experience loss of vision of the infected cornea. The vast majority of these cases are the result of reactivation of a latent infection by herpes simplex type I virus and not due to acute disease. Interestingly, the acute infection is the model most often used to study this disease. However, it was felt that a recurrent model of HSK would be more reflective of what occurs during clinical disease. The recurrent animal models for HSK have employed both rabbits and mice. The advantage of rabbits is that they experience reactivation from latency absent any known stimulus. That said, it is difficult to explore the role that many immunological factors play in recurrent HSK because the rabbit model does not have the immunological and genetic resources that the mouse has. We chose to use the mouse model for recurrent HSK because it has the advantage of there being many resources available and also we know when reactivation will occur because reactivation is induced by exposure to UV-B light. Thus far, this model has allowed those laboratories using it to define several immunological factors that are important to this disease. It has also allowed us to test both therapeutic and vaccine efficacy.

Most studies of herpetic corneal disease use a primary infection model. However, primary infection with HSV-1 does not typically lead to human disease. Here we describe a recurrent model of herpetic corneal disease, which more closely mimics human disease.

Ceratite herpética recorrente Estroma em camundongos, um modelo para estudar HSK Humanos

Herpetic eye disease, termed herpetic stromal keratitis (HSK), is a potentially blinding infection of the cornea that results in over 300,000 clinical ...

Experimental Infection with Listeria monocytogenes as a Model for Studying Host Interferon-&#947; Responses

L. monocytogenes is a gram-positive bacterium that is a cause of food borne disease in humans. Experimental infection of mice with this pathogen has been highly informative on the role of innate and adaptive immune cells and specific cytokines in host immunity against intracellular pathogens. Production of IFN-&#947; by innate cells during sublethal infection with L. monocytogenes is important for activating macrophages and early control of the pathogen1-3. In addition, IFN-&#947; production by adaptive memory lymphocytes is important for priming the activation of innate cells upon reinfection4. The L. monocytogenes infection model thus serves as a great tool for investigating whether new therapies that are designed to increase IFN-&#947; production have an impact on IFN-&#947; responses in vivo and have productive biological effects such as increasing bacterial clearance or improving mouse survival from infection. Described here is a basic protocol for how to conduct intraperitoneal infections of C57BL/6J mice with the EGD strain of L. monocytogenes and to measure IFN-&#947; production by NK cells, NKT cells, and adaptive lymphocytes by flow cytometry. In addition, procedures are described to: (1) grow and prepare the bacteria for inoculation, (2) measure bacterial load in the spleen and liver, and (3) measure animal survival to endpoints. Representative data are also provided to illustrate how this infection model can be used to test the effect of specific agents on IFN-&#947; responses to L. monocytogenes and survival of mice from this infection.

This protocol describes how to inoculate C57BL/6J mice with the EGD strain of Listeria monocytogenes (L. monocytogenes) and to measure interferon-&#947; (IFN-&#947;) responses by natural killer (NK) cells, natural killer T (NKT) cells, and adaptive T lymphocytes post-infection. This protocol also describes how to conduct survival studies in mice after infection with a modified LD50 dose of the pathogen.

Infecção experimental com<em&gt; Listeria monocytogenes</em&gt; Como um modelo para estudar o anfitrião Respostas interferão-y

L. monocytogenes is a gram-positive bacterium that is a cause of food borne disease in humans. Experimental infection of mice with this pathogen has been ...

A Murine Model of Group B Streptococcus Vaginal Colonization

Streptococcus agalactiae (group B Streptococcus, GBS), is a Gram-positive, asymptomatic colonizer of the human gastrointestinal tract and vaginal tract of 10 - 30% of adults. In immune-compromised individuals, including neonates, pregnant women, and the elderly, GBS may switch to an invasive pathogen causing sepsis, arthritis, pneumonia, and meningitis. Because GBS is a leading bacterial pathogen of neonates, current prophylaxis is comprised of late gestation screening for GBS vaginal colonization and subsequent peripartum antibiotic treatment of GBS-positive mothers. Heavy GBS vaginal burden is a risk factor for both neonatal disease and colonization. Unfortunately, little is known about the host and bacterial factors that promote or permit GBS vaginal colonization. This protocol describes a technique for establishing persistent GBS vaginal colonization using a single &#946;-estradiol pre-treatment and daily sampling to determine bacterial load. It further details methods to administer additional therapies or reagents of interest and to collect vaginal lavage fluid and reproductive tract tissues. This mouse model will further the understanding of the GBS-host interaction within the vaginal environment, which will lead to potential therapeutic targets to control maternal vaginal colonization during pregnancy and to prevent transmission to the vulnerable newborn. It will also be of interest to increase our understanding of general bacterial-host interactions in the female vaginal tract.

A Murine Model of Group B Streptococcus Vaginal Colonization

The purpose of this protocol is to imitate human group B Streptococcus (GBS) vaginal colonization in a murine model. This method may be used to investigate host immune responses and bacterial factors contributing to GBS vaginal persistence, as well as to test therapeutic strategies.

Um modelo murino de Grupo B<em&gt; Streptococcus</em&gt; Colonização Vaginal

Streptococcus agalactiae (group B Streptococcus, GBS), is a Gram-positive, asymptomatic colonizer of the human gastrointestinal tract and vaginal tract of ...

Visualizing the Effects of Sputum on Biofilm Development Using a Chambered Coverglass Model

Biofilms consist of groups of bacteria encased in a self-secreted matrix. They play an important role in industrial contamination as well as in the development and persistence of many health related infections. One of the most well described and studied biofilms in human disease occurs in chronic pulmonary infection of cystic fibrosis patients. When studying biofilms in the context of the host, many factors can impact biofilm formation and development. In order to identify how host factors may affect biofilm formation and development, we used a static chambered coverglass method to grow biofilms in the presence of host-derived factors in the form of sputum supernatants. Bacteria are seeded into chambers and exposed to sputum filtrates. Following 48 hr of growth, biofilms are stained with a commercial biofilm viability kit prior to confocal microscopy and analysis. Following image acquisition, biofilm properties can be assessed using different software platforms. This method allows us to visualize key properties of biofilm growth in presence of different substances including antibiotics.

This protocol describes the visualization of biofilm development following exposure to host-factors using a slide chamber model. This model allows for direct visualization of biofilm development as well as analysis of biofilm parameters using computer software programs.

Visualizando os Efeitos de escarro no desenvolvimento de biofilmes usando um modelo Chambered lamela

Biofilms consist of groups of bacteria encased in a self-secreted matrix. They play an important role in industrial contamination as well as in the ...

Arbovirus Infections As Screening Tools for the Identification of Viral Immunomodulators and Host Antiviral Factors

RNA interference- and genome editing-based screening platforms have been widely used to identify host cell factors that restrict virus replication. However, these screens are typically conducted in cells that are naturally permissive to the viral pathogen under study. Therefore, the robust replication of viruses in control conditions may limit the dynamic range of these screens. Furthermore, these screens may be unable to easily identify cellular defense pathways that restrict virus replication if the virus is well-adapted to the host and capable of countering antiviral defenses. In this article, we describe a new paradigm for exploring virus-host interactions through the use of screens that center on naturally abortive infections by arboviruses such as vesicular stomatitis virus (VSV). Despite the ability of VSV to replicate in a wide range of dipteran insect and mammalian hosts, VSV undergoes a post-entry, abortive infection in a variety of cell lines derived from lepidopteran insects, such as the gypsy moth (Lymantria dispar). However, these abortive VSV infections can be &#34;rescued&#34; when host cell antiviral defenses are compromised. We describe how VSV strains encoding convenient reporter genes and restrictive L. dispar cell lines can be paired to set-up screens to identify host factors involved in arbovirus restriction. Furthermore, we also show the utility of these screening tools in the identification of virally encoded factors that rescue VSV replication during coinfection or through ectopic expression, including those encoded by mammalian viruses. The natural restriction of VSV replication in L. dispar cells provides a high signal-to-noise ratio when screening for the conditions that promote VSV rescue, thus enabling the use of simplistic luminescence- and fluorescence-based assays to monitor the changes in VSV replication. These methodologies are valuable for understanding the interplay between host antiviral responses and viral immune evasion factors.

Here, we present the protocols to identify 1) virus-encoded immunomodulators that promote arbovirus replication and 2) eukaryotic host factors that restrict arbovirus replication. These fluorescence- and luminescence-based methods allow researchers to rapidly obtain quantitative readouts of arbovirus replication in simplistic assays with low signal-to-noise ratios.

Arbovírus infecções como ferramentas de triagem para a identificação de fatores Antiviral Viral de imunomoduladores e Host

RNA interference- and genome editing-based screening platforms have been widely used to identify host cell factors that restrict virus replication. ...

Metodologias para o estudo

Resumo

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