Name: using adhesive patterning to construct 3d paper microfluidic devices
Uploaded: 2016-04-01T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 53 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Using Adhesive Patterning to Construct 3D Paper Microfluidic Devices at JoVE.com

Este trabalho é apoiado por um fundo de Bourns Faculdade de Engenharia da Universidade da Califórnia, Riverside. BK recebeu uma bolsa de estudos do Lung-Wen Prêmio Tsai Memorial em Desenho Mecânico.

1. Planar 4 camadas de dispositivos (camadas empilhadas) Construção <ol><li> Matrizes de impressão de cada camada do dispositivo 9 em cada pedaço de papel de filtro usando uma impressora de tinta sólida. 11,12 Coloque cada papel de filtro numa placa de aquecimento a 170 ° C por 2 min. Isto irá derreter a tinta à base de cera e permitir que ele penetre totalmente a espessura do papel, formando barreiras hidrofóbicos. NOTA: Os desenhos exatos usados ​​estão disponíveis como arquivos suplementares. </li><li> Remova o papel de filtro do fogão e deixe-o arrefecer à RT. </li><li> Depósito 4 ul de corante 5 mM (vermelho: Allura Vermelho; amarelo: tartrazina; azul: sal dissódico erioglaucine; verde: 10: 1 mistura de tartrazina: erioglaucine sal dissódico) em cada ramo (uma cor por ramo) de camada 3 (terceiro camada a partir da parte superior do dispositivo completo) utilizando uma micropipeta. </li><li> Comece com a mais-bottom camada. Prenda o papel de filtro entre o estêncil e um suporte rígido, como um pedaço de vidro placa, usando grampo da pastaS ou outro método semelhante temporária. Certifique-se de que o estêncil é plana contra o papel. Isso irá minimizar qualquer sombra de pulverização expressos pelo estêncil para o papel. </li><li> Aplique o adesivo (ver lista de materiais e equipamentos), com uma cerca de 1,33 seg (um quatro-contagem a 180 bpm) pulverize a cerca de 24 cm. 9,10 Durante este tempo, mova a lata de cola em todo o estêncil a um ritmo médio. Muito lento da viagem através do stencil fará adesiva para acumular no próprio estêncil, entupindo-lo. Demasiado rápida da viagem vai deixar de depositar adesiva suficiente no papel. Quatro passagens durante este tempo (de cima para baixo-cima-baixo) são suficientes para evitar sombras de pulverização. </li><li> Remover estêncil e colocar a camada seguinte do dispositivo (numeradas camadas estão disponíveis como arquivos complementares) no topo da camada pulverizada de fresco, alinhando as bordas do papel. Pressione firmemente as duas camadas em conjunto. </li><li> Substituir estêncil e repetir o processo de pulverização para cada camada do dispositivo. Remover o STAck de dispositivos e local de embalagem de fita através da camada inferior. Isto impede qualquer fuga de fluido a partir do dispositivo. Cortar dispositivos individuais a partir da folha com uma tesoura, a seguir a borda da região impressa. </li></ol> 2. Planar 4 camadas de dispositivos (Layers Origami dobrados) Construção <ol><li> folhas de impressão contendo todas as camadas do dispositivo no papel de filtro usando uma impressora de tinta sólida. Coloque papel de filtro numa placa de aquecimento a 170 ° C durante 2 min. Remova o papel de filtro do fogão e deixe-o arrefecer à RT. NOTA: Os desenhos exatos usados ​​estão disponíveis como arquivos suplementares. </li><li> Depósito 4 ul de corante 5 mM (vermelho: Allura Vermelho; amarelo: tartrazina; azul: sal dissódico erioglaucine; verde: 10: 1 mistura de tartrazina: erioglaucine sal dissódico) em cada ramo (uma cor por ramo) de camada 3 (terceiro camada a partir da parte superior do dispositivo completo) através de micropipeta. </li><li> Fixar a folha de dispositivos entre o estêncil e um suporte rígido, como um pedaço de vidro placa, Usando binderclips, ou outro método semelhante temporária. Certifique-se de que o estêncil é plana contra o papel. </li><li> Aplique o adesivo (ver lista de materiais e equipamentos), com uma cerca de 1,33 seg (um quatro-contagem a 180 bpm) pulverize a cerca de 24 cm. Quatro passagens durante este tempo (de cima para baixo-cima-baixo) são suficientes para evitar sombras de pulverização. </li><li> Remover stencil e virar a folha. Substitua stencil e spray de volta lado do papel. Remover a folha de dispositivos de dobragem e iniciar uma prega em acordeão, tal como representado na Figura 1. Cortar cada dispositivo para fora da folha usando uma tesoura, a seguir a borda da região impressa. Coloque fita adesiva em toda a camada inferior. </li></ol> 3. não planar (Origami) Construção de Dispositivos <ol><li> Dispositivo de impressão (Figura 2A) sobre papel de filtro, utilizando uma impressora de tinta sólida e colocar o papel de filtro sobre uma chapa quente a 170 ° C durante 2 min. Remover dispositivo do fogão e deixe-o arrefecer à RT. NOTA:Os desenhos exatos usados ​​estão disponíveis como arquivos suplementares. </li><li> Imprimir padrão (Figura 2C) para o papel de impressão utilizando uma impressora de tinta sólida e cortado para o tamanho do papel de filtro vinco. Coloque padrão de vincos numa placa de aquecimento a 170 ° C durante 2 minutos, para fundir a cera, fazendo com que o padrão a ser visível a partir de ambos os lados do papel. Remover padrão de dobras do fogão e deixe-o arrefecer à RT. </li><li> Alinhar as bordas do padrão de vincos para as bordas do papel contendo os padrões de canal e de fixar os dois pedaços de papel usando grampos da pasta, ou outro método semelhante temporária. </li><li> Trace o padrão de dobras com uma caneta sem corte, aplicação de força suficiente para que marcas aparecem na folha de dispositivo, mas não tão difícil que o papel padrão de dobras rasga. Se isso ocorrer, o dispositivo corre o risco de ser danificada. Precreasing faz com que o papel de dobrar muito mais facilmente e permite uma maior precisão e rigor na dobragem. </li><li> Comece dobrando o dispositivo com montanha e valedobras de acordo com o padrão de dobras. Uma vez que o adesivo foi aplicado, todo o dispositivo deve ser montado muito rapidamente, de modo que dobrando o dispositivo, tanto quanto possível, antes da aplicação do adesivo é muito útil. </li><li> Uma vez que o dispositivo é dobrado, se desenrolar o dispositivo para expor as porções do dispositivo que requerem adesiva. Recorte máscaras (Figura 2D) que limitam onde no dispositivo adesivo pode ser aplicado, utilizando uma lâmina de barbear. </li><li> Prender o dispositivo entre o stencil e máscara e um suporte rígido, como um pedaço de vidro placa. Certifique-se de que o estêncil é plana contra o dispositivo. Aplique o adesivo (ver materiais e equipamentos de lista) com uma cerca de 1,33 seg (um quatro-contagem a 180 bpm) pulverize a cerca de 24 cm. Quatro passagens durante este tempo (de cima para baixo-cima-baixo) são suficientes para evitar sombras de pulverização. Remover stencil e virar a folha. Substitua stencil e máscara e spray de volta lado do papel. </li><li> Remover imediatamente dispositivo a partir de stencil e começar a dobrar odispositivo. Uma vez que o dispositivo está completamente dobrada, aplicar pressão à porção de adesivo contendo até o adesivo ter secado. NOTA: O tempo de secagem do adesivo é muito sensível à humidade ambiente, de modo que em locais com baixa humidade, dobrando em uma câmara de humidade controlada permite mais tempo para dobrar o dispositivo. </li></ol> 4. Wicking ensaio para dispositivos de 4 camadas <ol><li> Aleatoriamente seleccionar 20 previamente montados dispositivos, de acordo com os protocolos acima. dispositivos de lugar em um local protegido de qualquer vento ou brisa para minimizar a evaporação. Depósito de 40 ul de água na entrada de cada dispositivo. Registar o tempo que leva para que cada dispositivo de ter todos os seus pontos de completamente cheia com o corante. </li></ol> 5. Origami Wicking Comparação <ol><li> Construir dois pavões origami - ona de acordo com o protocolo acima (secção 3), e o outro sem a utilização de uma emulsão durante a aplicação do adesivo. </li><li> Insira uma extremidade de um pequeno paper de chumbo (cerca de 5 mm de largura e 5 cm de comprimento) no corpo de cada pavão. </li><li> Coloque as duas pavões numa câmara mantida a uma humidade relativa elevada (&gt; 90%) para se minimizar a evaporação. Coloque cada perna e liderança de cada pavão em um recipiente cheio de corante 5 mM (vermelho: vermelho allura, amarelo: tartrazina, azul: sal dissódico erioglaucine). Gravar processo de capilaridade com uma câmera digital. </li></ol>

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	<li>Li, X., Ballerini, D. R., Shen, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+perspective+on+paper-based+microfluidics:+Current+status+and+future+trends.">A perspective on paper-based microfluidics: Current status and future trends.</a> Biomicrofluidics. 6, 11301-11313 (2012).</li><li>Yetisen, A. K., Akram, M. S., Lowe, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Paper-based+microfluidic+point-of-care+diagnostic+devices.">Paper-based microfluidic point-of-care diagnostic devices.</a> Lab Chip. 13, 2210-2251 (2013).</li><li>Cate, D. M., Adkins, J. A., Mettakoonpitak, J., Henry, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recent+developments+in+paper-based+microfluidic+devices.">Recent developments in paper-based microfluidic devices.</a> Anal Chem. 87, 19-41 (2015).</li><li>Martinez, A. W., Phillips, S. T., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+microfluidic+devices+fabricated+in+layered+paper+and+tape.">Three-dimensional microfluidic devices fabricated in layered paper and tape.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 105, 19606-19611 (2008).</li><li>Fu, E., Ramsey, S. A., Kauffman, P., Lutz, B., Yager, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transport+in+two-dimensional+paper+networks.">Transport in two-dimensional paper networks.</a> Microfluid Nanofluidics. 10, 29-35 (2011).</li><li>Govindarajan, A. V., Ramachandran, S., Vigil, G. D., Yager, P., Bohringer, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+low+cost+point-of-care+viscous+sample+preparation+device+for+molecular+diagnosis+in+the+developing+world;+an+example+of+microfluidic+origami.">A low cost point-of-care viscous sample preparation device for molecular diagnosis in the developing world; an example of microfluidic origami.</a> Lab Chip. 12, 174-181 (2012).</li><li>Schilling, K. M., Jauregui, D., Martinez, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Paper+and+toner+three-dimensional+fluidic+devices:+programming+fluid+flow+to+improve+point-of-care+diagnostics.">Paper and toner three-dimensional fluidic devices: programming fluid flow to improve point-of-care diagnostics.</a> Lab Chip. 13, 628-631 (2013).</li><li>Liu, H., Crooks, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+paper+microfluidic+devices+assembled+using+the+principles+of+origami.">Three-dimensional paper microfluidic devices assembled using the principles of origami.</a> J Am Chem Soc. 133, 17564-17566 (2011).</li><li>Lewis, G. G., DiTucci, M. J., Baker, M. S., Phillips, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+throughput+method+for+prototyping+three-dimensional,+paper-based+microfluidic+devices.">High throughput method for prototyping three-dimensional, paper-based microfluidic devices.</a> Lab Chip. 12, 2630-2633 (2012).</li><li>Kalish, B., Tsutsui, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patterned+adhesive+enables+construction+of+nonplanar+three-dimensional+paper+microfluidic+circuits.">Patterned adhesive enables construction of nonplanar three-dimensional paper microfluidic circuits.</a> Lab Chip. 14, 4354-4361 (2014).</li><li>Carrilho, E., Martinez, A. W., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Understanding+wax+printing:+a+simple+micropatterning+process+for+paper-based+microfluidics.">Understanding wax printing: a simple micropatterning process for paper-based microfluidics.</a> Anal Chem. 81, 7091-7095 (2009).</li><li>Lu, Y., Shi, W., Jiang, L., Qin, J., Lin, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+prototyping+of+paper-based+microfluidics+with+wax+for+low-cost,+portable+bioassay.">Rapid prototyping of paper-based microfluidics with wax for low-cost, portable bioassay.</a> Electrophoresis. 30, 1497-1500 (2009).</li><li>Maekawa, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Genuine Japanese origami. , (2012).</li><li>Schonhorn, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+device+architecture+for+three-dimensional,+patterned+paper+immunoassays.">A device architecture for three-dimensional, patterned paper immunoassays.</a> Lab Chip. 14, 4653-4658 (2014).</li><li>Guan, J. J., He, H. Y., Hansford, D. J., Lee, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Self-folding+of+three-dimensional+hydrogel+microstructures.">Self-folding of three-dimensional hydrogel microstructures.</a> J Phys Chem B. 109, 23134-23137 (2005).</li></ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Os protocolos acima usam folhas de metal perfuradas como stencils para a aplicação de adesivos em aerossol para a construção planar e dispositivos microfluídicos de papel 3D não planas. Em dispositivos planares, isto tem a vantagem de permitir que os dispositivos para ser completamente desdobrado depois de o adesivo ter secado sem destruir o dispositivo. Em outras técnicas de construção adesivos à base, este é quase impossível, embora, alguns modelos permitem a desmontagem destrutiva parcial por unpeeling duas metades unidas com um adesivo removível. 14 construção sem adesivo não permitir que os dispositivos serão revelados após o uso, mas requer grampos personalizados ou caixas para cada dispositivo. 8 Em dispositivos com wicking principalmente lateral, adesivos podem wicking significativamente lento. Por padronização do adesivo, a quantidade de adesivo aplicado às regiões de capilaridade pode ser significativamente reduzida, limitando qualquer interferência potencial de capilaridade. Dispositivos com wicking predominantemente verticaltambém exibem wicking semelhante lenta causada pelo adesivo, embora em muito menor grau. Projeto de um estêncil que bloqueia completamente fora toda torcida regiões, limitando a aplicação do adesivo para regiões hidrofóbicas somente, pode eliminar quaisquer interferências de capilaridade potenciais, mas também pode aumentar o tempo de alinhamento considerável para o processo de construção. Em dispositivos não planas, o adesivo modelado facilita dramaticamente dobragem, como a quantidade de adesivo que é aplicado ao papel é diminuída, fazendo dobrar significativamente mais fácil do que com uma camada de adesivo aplicado uniformemente. Papel completamente coberto de adesivo é muito mais difícil de dobrar quando qualquer contato acidental entre as diferentes áreas do papel provoca adesão que devem ser desfeita antes de continuar. Para os dispositivos multicamadas planar 3D que têm uma grande área de capilaridade relativa à área hidrofóbica, dob emparelhado com um adesivo de aerossol não é provável que a construção tecnologia óptimanique, devido à incapacidade do adesivo para segurar camadas de papel molhadas junto ao superar a tendência dos vincos a se desenrolar. Dispositivos com projetos que incluem fronteiras hidrofóbicas suficientes vai aumentar a taxa de sucesso de dispositivos dobrado origami. Usando um adesivo de bond-força mais forte também pode ajudar a resolver este problema, impedindo a água de enfraquecer o vínculo de papel adesivo. dispositivos da camada empilhadas geral teve um desempenho melhor, pois eles não têm vincos, que tendem a desdobrar o dispositivo. Além disso, a utilização de uma emulsão durante a aplicação do adesivo reduz a quantidade total de adesivo aplicado, reduzindo drasticamente o tempo necessário para o fluido de pavio entre camadas. Na concepção de dispositivos microfluídicos de papel 3D não planas, há uma série de questões a considerar. É importante comparar o padrão de dobras do dispositivo dobrado para o layout dos canais, como a colocação de canais ao longo de um vinco forçará o vinco abertos sobre imbibi águação, devido ao inchaço fibras de celulose. Dependendo da concepção do dispositivo específico, embora o comportamento, isto pode ou não ser desejada. Dispositivo de armazenamento em condições ambiente não é favorável para a viabilidade do dispositivo, 10, portanto, o armazenamento a longo prazo sob ar seco é recomendado para evitar a união adesiva entre as camadas de enfraquecimento. Como observado anteriormente por Lewis et al., 9 o uso de adesivos de aerossol proporcionar um meio eficaz para produzir rapidamente grandes quantidades de dispositivos microfluídicos de papel 3D. Por padronização tais adesivos, novos dispositivos podem ser mais rapidamente desenvolvido que tirar vantagem de poder ser desdobrado após o uso. Além disso, a padronização permite a construção e desenvolvimento de dispositivos microfluídicos de papel 3D não planar. Tais dispositivos devem ser capazes de oferecer uma funcionalidade não anteriormente encontrado em microfluidos de papel planas, tais como o accionamento e detecção integrada. Por exemplo, o accionamento pode seralcançada através da criação de uma bicamada de um filme de água do polímero reactivo 15 e um substrato de papel com padrão. Em um dispositivo construído a partir de uma tal camada dupla, de accionamento iria ser gerado quando mechas de água ao longo dos canais do dispositivo e interage com o filme. Uma vez que a película seca, o dispositivo voltar à sua configuração inicial, deixando-a pronta para ser usada outra vez.

Nos últimos anos, o papel microfluídica ganhou popularidade considerável para o seu potencial para fornecer o ponto baixo-custo dos cuidados (POC) dispositivos de diagnóstico. 1-3 dispositivos POC oferecem funcionalidades semelhantes às dos testes baseados em laboratório em um formato que permite que os resultados sejam obtida de forma relativamente rápida. dispositivos POC feitos de papel são de baixo custo, leve e alternativas fáceis de usar para chips microfluídicos caros e laboratórios miniaturizados, tornando-os ideais para uso em ambientes de recursos limitados. Os dispositivos microfluídicos de papel mais comuns são dispositivos de fluxo lateral unidimensionais, mas planar tridimensional (3D) de papel dispositivos microfluídicos mantenha a promessa de fornecer dispositivos de diagnóstico multiplexados 4 que ocupam um espaço muito menor do que seria necessário por um dispositivo 2D 5 e correspondentemente usar um volume de amostra menor. Inicialmente, dispositivos microfluídicos de papel 3D planar foram montados individualmente, camada por camada, with modelado camadas de papel alternando com fita dupla face de corte a laser. Furos cuidadosamente alinhados cortados na camada de fita foram preenchidos com o pó de celulose para garantir o transporte do fluido inter-camada. 4 Uma série de métodos alternativos foram desenvolvidos posteriormente, cada um 6-9 melhorar diferentes aspectos dos dispositivos. Em particular, ao evitar adesivos, dispositivos podem ser dobradas por meio de técnicas de origami com camadas unidas por um grampo exterior. 8 Isso elimina qualquer interferência adesiva potencial em um teste de diagnóstico e permite que o dispositivo ser desdobrado pós-utilização, potencialmente permitindo que a amostra ainda menor volumes, exibindo resultados internamente. Em alternativa, usando um adesivo de aerossol aplicada entre cada camada de papel, folhas de dispositivos podem ser montados simultaneamente, sem demorado padronização e alinhamento de fita. 9 No entanto, através da aplicação de um adesivo de aerossol através de um stencil, é possível obter o benefício deAmbas estas técnicas. Ao pulverizar o adesivo através de um stencil, apenas uma fracção do adesivo é aplicado ao dispositivo, minimizando qualquer possível interferência com a transferência de fluido intercalar. Além disso, com a selecção cuidadosa do estêncil, um padrão de adesivo pode ser aplicada que resulta em ligação adesiva semi-permanente, permitindo que os dispositivos para ser desdobrada após a utilização, enquanto continua a fornecer contacto intercamada suficiente para permitir que o fluido entre as camadas de pavio. Finalmente, a aplicação de adesivos em aerossol através de um stencil facilita a construção de dispositivos de microfluidos não planares de papel 3D, por minimização da quantidade de adesivo aplicado às faces adjacentes que podem exigir dobragem frequente e desenrolar durante a construção. 10 Além disso, a utilização de adesivo modelado permite dispositivo seja desdobrado após o uso para armazenamento mais conveniente. dispositivos microfluídicos papel não planar 3D são esperados para ser usado para tarefas que de outra forma seria impossível em um devic planar 3De. A Figura 1 ilustra o fluxo de processo geral utilizado para a construção de ambos os dispositivos planares e não planares 3D.

<table><tbody><tr><td>Camera</td><td>Nikon</td><td>D5100</td><td></td></tr><tr><td>Solid-ink printer</td><td>Xerox</td><td>ColorQube 8880</td><td></td></tr><tr><td>Hotplate</td><td>Torrey Pines</td><td>HS60</td><td></td></tr><tr><td>Humidity chamber</td><td>Electro-Tech Systems</td><td>5503-E</td><td></td></tr><tr><td>Spray adhesive</td><td>3M</td><td>62497749309</td><td>Super 77 (16.75 oz can)</td></tr><tr><td>Filter paper</td><td>Whatman</td><td>Grade 4</td><td></td></tr><tr><td>Perforated steel sheet</td><td>MetalsDepot</td><td>PS16116</td><td></td></tr><tr><td>Tartrazine</td><td>Sigma-Aldritch</td><td>T0388</td><td></td></tr><tr><td>Allura Red</td><td>Sigma-Aldritch</td><td>458848</td><td></td></tr><tr><td>Erioglaucine disodium salt</td><td>Sigma-Aldritch</td><td>861146</td><td></td></tr></tbody></table>

using adhesive patterning to construct 3d paper microfluidic devices

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct both planar and nonplanar 3D paper microfluidic devices. By spraying an aerosol adhesive through a metal stencil, the overall amount of adhesive used in assembling paper microfluidic devices can be significantly reduced. We show on a simple 4-layer planar paper microfluidic device that the optimal adhesive application technique and device construction style depends heavily on desired performance characteristics. By moderately increasing the overall area of a device, it is possible to dramatically decrease the wicking time and increase device success rates while also reducing the amount of adhesive required to keep the device together. Such adhesive application also causes the adhesive to form semi-permanent bonds instead of permanent bonds between paper layers, enabling single-use devices to be non-destructively disassembled after use. Nonplanar 3D origami devices also benefit from the semi-permanent bonds during folding, as it reduces the likelihood that unrelated faces may accidently stick together. Like planar devices, nonplanar structures see reduced wicking times with patterned adhesive application vs uniformly applied adhesive.

Os testes do dispositivo 4 de camada foram realizadas numa câmara selada, protegendo-os a partir de qualquer vento ou brisas que pode provocar a excessiva evaporação do volume de fluido depositado limitado. A maioria dos dispositivos de capilaridade nas quatro camadas é nas camadas do meio do dispositivo, de modo que as diferenças de velocidades de absorção, devido à evaporação foram deverá ser mínimo. Além disso, há o mínimo de capilaridade lateral, com apenas 13 mm entre a entrada e a saída de qualquer indivíduo, sugerindo que as variações nos tempos de capilaridade são provavelmente devido a, fluido de transferência vertical intercalar. Tempos médios de acção de mecha e de taxas de sucesso para dispositivos de 4 camadas construídas com diferentes quantidades de adesivo aplicadas são apresentadas na Tabela 1. Em dispositivos empilhados, a cobertura adesiva uniforme resultou em taxas relativamente elevadas de sucesso que diminuiu à medida que aumentou a quantidade de adesivo. Modelado Covera adesivaGE resultou em taxas de sucesso muito baixa quando o adesivo foi aplicado apenas para um dos lados, mas tiveram taxas de sucesso muito maior e mais rápido wicking vezes quando o adesivo modelado foi aplicado a ambos os lados. Sucessos típicas estão representados na Figura 3A. Existem várias explicações possíveis para este comportamento observado, qualquer combinação das quais pode ser aplicável. O adesivo aplicado pode ser fisicamente bloquear, parcialmente ou completamente, os poros na superfície do papel, resultando numa menor área de contacto eficaz entre as camadas de papel. Além disso, o próprio adesivo pode actuar como um outro substrato poroso, de modo revestimentos mais pesados ​​do resultado adesiva em uma camada adesiva mais grossa que o fluido tem de pavio por meio, levando a tempos mais wicking. Padronização do adesivo, por outro lado, cria pontos adesivas &#39;&#39; que ocluir apenas parcialmente as áreas de contacto, permitindo que mais fluido para pavio da camada de papel de camada de papel directamente, o que diminui a absorção vezes. No entanto, este muito Reducção na cobertura adesivo também diminui a força da união adesiva entre as camadas de papel, resultando em taxas de sucesso diminuiu quando o inchaço fibras e vincos que se desenrolam causar camadas para separar o suficiente para que eles não estão mais em contacto são. Ao dobrar o tamanho da borda em torno dos canais (aumentando a área do dispositivo geral por ~ 30%), as taxas de sucesso para ambas as aplicações de adesivos único e dual-sided aumentado. Uma comparação entre os dois tamanhos é mostrado na Figura 4. Falha do dispositivo empilhado típica foi caracterizado pelos meios que falharam para encher completamente com o corante, ou levou mais tempo do que 5 minutos para preencher. Isto é ilustrado na Figura 3B. Em dispositivos origami dobrado, cobertura adesiva uniforme resultou em baixas taxas de sucesso com completo fracasso resultante quando se aplica a quantidade equivalente de cola presente nos, uniforme, dispositivos adesivas de um só lado empilhados. cobertura adesiva modeladoidade resultou em taxas de sucesso muito mais baixos; no entanto, esta diminuição foi compensada pelo uso de dispositivos ligeiramente maiores que tinham 3 mm fronteiras. falha do dispositivo origami típica foi caracterizado por estabelecimentos que não conseguiram preencher com qualquer quantidade de corante. Estas tomadas foram exclusivamente localizado ao longo dos dois lados do dispositivo que continha os vincos. Isto é representado na Figura 3C. As massas de adesivo aplicado sob diferentes métodos de pulverização são apresentados no Quadro 2. A duração de pulverização acima descrita de 1,33 seg (uma contagem de quatro a 180 bpm) depósitos de 0,26 mg / cm 2 (massa em seco) de material adesivo quando pulverizado de modo uniforme em toda a folha de dispositivos, enquanto apenas depositar 0,02 mg / cm 2 (massa seca) quando pulverizado através de um estêncil que foi de 23% aberto. Em estruturas 3D não planares, a cobertura adesiva uniforme resultou em mais difícil de dobragem, como faces adjacentes<html> prematuramente grudadas. As camadas no interior da estrutura não pode ser desdobrado uma vez que o adesivo seco, e as tentativas para o fazer resultou em papel retalhado. cobertura adesiva modelado fez dobrar muito mais fácil, como qualquer adesão acidental foi facilmente desfeito. Uma vez que o adesivo seco, as camadas podem ser separadas sem rasgar-se ou rasgar do papel. Ambos os métodos de aplicação de adesivo que resultaram em dispositivos com sucesso encaminhado líquido o comprimento dos seus canais e sem misturar; No entanto, o dispositivo com o adesivo aplicado uniformemente era visivelmente mais lento. Um lapso de tempo deste wicking é mostrado na Figura 5. Wicking foi realizada numa câmara de humidade controlada mantida a&gt; 90% de humidade relativa para minimizar a evaporação, a evaporação aumenta com a diminuição de humidade relativa. Devido aos longos canais presentes no seu cartão, até 165 mm de comprimento, evaporação pode aumentar significativamente o tempo de absorção, mesmo com um reservatório de fluido infinito. conteúdo &quot;fo: manter-together.within-page =&quot; 1 &quot;&gt; <img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/53805/53805fig1.jpg" /> Figura 1. Dispositivo Fabrication Fluxo do processo. (A) empilhadas fabricação do dispositivo. (B) fabricação do dispositivo Origami. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53805/53805fig1large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/53805/53805fig2.jpg" /> Figura 2. Padrões do pavão. Padrão (A) Channel, onde o preto indica regiões hidrofóbicas. (B) As setas indicam o caminho percorrido por cada corante. Círculos indicam o ponto de contato entre as camadas e as linhas tracejadas indicam os caminhos de condução vertical. O comprimento de cada canal de entrada para a sua respectiva extremidade da cauda é indicada em milímetros. larguras de canal em média entre 2 e3 milímetros na região da cauda. (C) Crease Pattern (modificado a partir de 13). linhas vermelhas correspondem às dobras de montanha na estrutura final; linhas pretas correspondem às dobras vale; linhas azuis correspondem aos vincos que não são dobrados na estrutura final, mas ajuda nas etapas preliminares dobráveis. (D) Máscaras colocados entre o dispositivo de origami eo stencil metal durante a aplicação de adesivo, em que as partes brancas são removidos. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53805/53805fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/53805/53805fig3.jpg" /> Figura 3. Os sucessos típicos e Falhas (A) Sucesso típica -. Todas as tomadas completamente preenchido com corante. (B) falha empilhados típica - estabelecimentos que não tinha nenhuma Patt aparenteERN na sua distribuição. (C) falha origami típica - todos os estabelecimentos que não conseguiram preencher foram localizados ao longo da mais à esquerda ou mais à direita da coluna, mais próximo dos vincos. Todas as barras de escala são de 5 mm. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53805/53805fig3large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/53805/53805fig4.jpg" /> Figura 4. Dispositivo Comparação das dimensões. (A) dispositivo menor (fronteira 1,6 mm). (B) dispositivo maior (3 fronteira mm). Todas as barras de escala são de 5 mm. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53805/53805fig4large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/53805/53805fig5.jpg" /> Figura 5. Time Lapse de Origami Peacock esquerda:. Cobertura adesiva uniforme. Direita:. Cobertura adesiva modelado <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53805/53805fig5large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td> Estilo dispositivo </td><td> Tipo adesivo (Duração / Border / Sides) </td><td> Média ± DP (seg) </td><td> Taxa de sucesso </td></tr><tr><td> Origami </td><td> Uniforme (1,33 seg / 1,6 mm / Duplo) </td><td> 44 ± 14 </td><td> 45% </td></tr><tr><td></td><td> Uniforme (0,67 seg / 1,6 mm / Duplo) </td><td> 0 ± 0 </td><td> 0% </td></tr><tr><td></td><td> Modelado (1,33 seg / 1,6 mm / Duplo) </td><td> 41 ± 13 </td><td> 15% </td></tr><tr><td></td><td> Modelado (1,33 seg / 3 mm / Duplo) </td><td> 64 ± 50 </td><td> 40%</td></tr><tr><td> empilhados </td><td> Uniforme (1,33 seg / 1,6 mm / Individual) </td><td> 152 ± 66 </td><td> 80% </td></tr><tr><td></td><td> Uniforme (1,33 seg / 1,6 mm / Duplo) </td><td> 119 ± 68 </td><td> 60% </td></tr><tr><td></td><td> Modelado (1,33 seg / 1,6 mm / Individual) </td><td> 164 ± 75 </td><td> 25% </td></tr><tr><td></td><td> Modelado (1,33 seg / 1,6 mm / Duplo) </td><td> 81 ± 25 </td><td> 80% </td></tr><tr><td></td><td> Modelado (1,33 seg / 3 mm / Individual) </td><td> 116 ± 63 </td><td> 85% </td></tr><tr><td></td><td> Modelado (1,33 seg / 3 mm / Duplo) </td><td> 80 ± 55 </td><td> 100% </td></tr></tbody></table> Tabela 1. Desempenho do dispositivo de quatro camadas. Média absorção taxas de tempo e de sucesso para diferentes condições de aplicação do adesivo. N = 20. <table fo:keep-together.within-page = &quot;1&quot;&gt; <tbody><tr><td> Cobertura adesiva </td><td> Pulverizar Duração (segundos) </td><td> Massa média ± SD (mg / cm²) </td></tr><tr><td> Uniforme </td><td> 1.33 </td><td> 0,26 ± 0,05 </td></tr><tr><td> Uniforme </td><td> 0,67 </td><td> 0,14 ± 0,03 </td></tr><tr><td> Patterned </td><td> 1.33 </td><td> 0,02 ± 0,01 </td></tr><tr><td> Nenhum </td><td> 0 </td><td> -0,01 ± 0 </td></tr></tbody></table> Tabela 2. adesivo aplicado Valores. Espessura de adesivo Average (massa seca) aplicado sobre um 9x9 cm quadrado, sob diferentes condições de pulverização. N = 10.

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Using Adhesive Patterning to Construct 3D Paper Microfluidic Devices

Nós demonstramos o uso de adesivos de aerossol padronizadas para a construção de dispositivos microfluídicos de papel 3D. Este método de formas de aplicação de cola ligações semi-permanentes entre camadas, permitindo que dispositivos de uso único para ser desmontada após o uso e para aliviar as estruturas não planas dobrar complexos não-destrutiva.

Usando Adhesive Padronização Construir 3D de papel microfluídicos

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct both planar and nonplanar 3D paper microfluidic devices. By spraying an aerosol ...

using-adhesive-patterning-to-construct-3d-paper-microfluidic-devices

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Bioengineering

7.5K visualizações.  University of California, Riverside.  Nós demonstramos o uso de adesivos de aerossol padronizadas para a construção de dispositivos microfluídicos de papel 3D. Este método de formas de aplicação de cola ligações semi-permanentes entre camadas, permitindo que dispositivos de uso único para ser desmontada após o uso e para aliviar as estruturas não planas dobrar complexos não-destrutiva. 

Vídeo: Using Adhesive Patterning to Construct 3D Paper Microfluidic Devices

Origami Inspired Self-assembly of Patterned and Reconfigurable Particles

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two dimensional (2D) structures. These technologies are mature, offer high precision and many of them can be implemented in a high-throughput manner. We leverage the advantages of planar lithography and combine them with self-folding methods1-20 wherein physical forces derived from surface tension or residual stress, are used to curve or fold planar structures into three dimensional (3D) structures. In doing so, we make it possible to mass produce precisely patterned static and reconfigurable particles that are challenging to synthesize.
In this paper, we detail visualized experimental protocols to create patterned particles, notably, (a) permanently bonded, hollow, polyhedra that self-assemble and self-seal due to the minimization of surface energy of liquefied hinges21-23 and (b) grippers that self-fold due to residual stress powered hinges24,25. The specific protocol described can be used to create particles with overall sizes ranging from the micrometer to the centimeter length scales. Further, arbitrary patterns can be defined on the surfaces of the particles of importance in colloidal science, electronics, optics and medicine. More generally, the concept of self-assembling mechanically rigid particles with self-sealing hinges is applicable, with some process modifications, to the creation of particles at even smaller, 100 nm length scales22, 26 and with a range of materials including metals21, semiconductors9 and polymers27. With respect to residual stress powered actuation of reconfigurable grasping devices, our specific protocol utilizes chromium hinges of relevance to devices with sizes ranging from 100 &mu;m to 2.5 mm. However, more generally, the concept of such tether-free residual stress powered actuation can be used with alternate high-stress materials such as heteroepitaxially deposited semiconductor films5,7 to possibly create even smaller nanoscale grasping devices.

We describe experimental details of the synthesis of patterned and reconfigurable particles from two dimensional (2D) precursors. This methodology can be used to create particles in a variety of shapes including polyhedra and grasping devices at length scales ranging from the micro to centimeter scale.

Origami Inspirado Auto-montagem de Partículas estampados e Reconfigurável

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two ...

Química

Creating Adhesive and Soluble Gradients for Imaging Cell Migration with Fluorescence Microscopy

Cells can sense and migrate towards higher concentrations of adhesive cues such as the glycoproteins of the extracellular matrix and soluble cues such as growth factors. Here, we outline a method to create opposing gradients of adhesive and soluble cues in a microfluidic chamber, which is compatible with live cell imaging. A copolymer of poly-L-lysine and polyethylene glycol (PLL-PEG) is employed to passivate glass coverslips and prevent non-specific adsorption of biomolecules and cells. Next, microcontact printing or dip pen lithography are used to create tracks of streptavidin on the passivated surfaces to serve as anchoring points for the biotinylated peptide arginine-glycine-aspartic acid (RGD) as the adhesive cue. A microfluidic device is placed onto the modified surface and used to create the gradient of adhesive cues (100% RGD to 0% RGD) on the streptavidin tracks. Finally, the same microfluidic device is used to create a gradient of a chemoattractant such as fetal bovine serum (FBS), as the soluble cue in the opposite direction of the gradient of adhesive cues.

A method for the assembly of adhesive and soluble gradients in a microscopy chamber for live cell migration studies is described. The engineered environment combines antifouling surfaces and adhesive tracks with solution gradients and therefore allows one to determine the relative importance of guidance cues.

Criando Gradientes adesivas e solúvel para a migração celular Imaging com Microscopia de Fluorescência

Cells can sense and migrate towards higher concentrations of adhesive cues such as the glycoproteins of the extracellular matrix and soluble cues such as ...

Bioengenharia

Cell Patterning on Photolithographically Defined 
Parylene-C: SiO2 Substrates

Cell patterning platforms support broad research goals, such as construction of predefined in vitro neuronal networks and the exploration of certain central aspects of cellular physiology. To easily combine cell patterning with Multi-Electrode Arrays (MEAs) and silicon-based &#8216;lab on a chip&#8217; technologies, a microfabrication-compatible protocol is required. We describe a method that utilizes deposition of the polymer parylene-C on SiO2&#160;wafers. Photolithography enables accurate and reliable patterning of parylene-C at micron-level resolution. Subsequent activation by immersion in fetal bovine serum (or another specific activation solution) results in a substrate in which cultured cells adhere to, or are repulsed by, parylene or SiO2 regions respectively. This technique has allowed patterning of a broad range of cell types (including primary murine hippocampal cells, HEK 293 cell line, human neuron-like teratocarcinoma cell line, primary murine cerebellar granule cells, and primary human glioma-derived stem-like cells). Interestingly, however, the platform is not universal; reflecting the importance of cell-specific adhesion molecules. This cell patterning process is cost effective, reliable, and importantly can be incorporated into standard microfabrication (chip manufacturing) protocols, paving the way for integration of microelectronic technology.

Cell Patterning on Photolithographically Defined 
Parylene-C: SiO2 Substrates

This protocol describes a microfabrication-compatible method for cell patterning on SiO2. A predefined parylene-C design is photolithographically printed on SiO2 wafers. Following incubation with serum (or other activation solution) cells adhere specifically to (and grow according to the conformity of) underlying parylene-C, whilst being repulsed by SiO2 regions.

Padronização celular em photolithographically Definido Parylene-C: SiO<sub&gt; 2</sub&gt; Substratos

Cell patterning platforms support broad research goals, such as construction of predefined in vitro neuronal networks and the exploration of certain ...

Microfluidic Genipin Deposition Technique for Extended Culture of Micropatterned Vascular Muscular Thin Films

The chronic nature of vascular disease progression requires the development of experimental techniques that simulate physiologic and pathologic vascular behaviors on disease-relevant time scales. Previously, microcontact printing has been used to fabricate two-dimensional functional arterial mimics through patterning of extracellular matrix protein as guidance cues for tissue organization. Vascular muscular thin films utilized these mimics to assess functional contractility. However, the microcontact printing fabrication technique used typically incorporates hydrophobic PDMS substrates. As the tissue turns over the underlying extracellular matrix, new proteins must undergo a conformational change or denaturing in order to expose hydrophobic amino acid residues to the hydrophobic PDMS surfaces for attachment, resulting in altered matrix protein bioactivity, delamination, and death of the tissues.
Here, we present a microfluidic deposition technique for patterning of the crosslinker compound genipin. Genipin serves as an intermediary between patterned tissues and PDMS substrates, allowing cells to deposit newly-synthesized extracellular matrix protein onto a more hydrophilic surface and remain attached to the PDMS substrates. We also show that extracellular matrix proteins can be patterned directly onto deposited genipin, allowing dictation of engineered tissue structure. Tissues fabricated with this technique show high fidelity in both structural alignment and contractile function of vascular smooth muscle tissue in a vascular muscular thin film model. This technique can be extended using other cell types and provides the framework for future study of chronic tissue- and organ-level functionality.

We present a method for microfluidic deposition of patterned genipin and fibronectin on PDMS substrates, allowing extended viability of vascular smooth muscle cell-dense tissues. This tissue fabrication method is combined with previous vascular muscular thin film technology to measure vascular contractility over disease-relevant time courses.

Técnica microfluídico genipina Deposição de Cultura Extensão da micropatterned vasculares musculares Filmes Finos

The chronic nature of vascular disease progression requires the development of experimental techniques that simulate physiologic and pathologic vascular ...

Construction of Modular Hydrogel Sheets for Micropatterned Macro-scaled 3D Cellular Architecture

Hydrogels can be patterned at the micro-scale using microfluidic or micropatterning technologies to provide an in vivo-like three-dimensional (3D) tissue geometry. The resulting 3D hydrogel-based cellular constructs have been introduced as an alternative to animal experiments for advanced biological studies, pharmacological assays and organ transplant applications. Although hydrogel-based particles and fibers can be easily fabricated, it is difficult to manipulate them for tissue reconstruction. In this video, we describe a fabrication method for micropatterned alginate hydrogel sheets, together with their assembly to form a macro-scale 3D cell culture system with a controlled cellular microenvironment. Using a mist form of the calcium gelling agent, thin hydrogel sheets are easily generated with a thickness in the range of 100 - 200 &#181;m, and with precise micropatterns. Cells can then be cultured with the geometric guidance of the hydrogel sheets in freestanding conditions. Furthermore, the hydrogel sheets can be readily manipulated using a micropipette with an end-cut tip, and can be assembled into multi-layered structures by stacking them using a patterned polydimethylsiloxane (PDMS) frame. These modular hydrogel sheets, which can be fabricated using a facile process, have potential applications of in vitro drug assays and biological studies, including functional studies of micro- and macrostructure and tissue reconstruction.

We describe the fabrication of micropatterned hydrogel sheets using a simple process, which can be assembled and manipulated in a freestanding form. Using these modular hydrogel sheets, a simple macro-scaled 3D cell culture system can be generated with a controlled cellular microenvironment.

Construção de Fichas de hidrogel modular para micropadronadas Macro-escalado 3D Cellular Arquitetura

Hydrogels can be patterned at the micro-scale using microfluidic or micropatterning technologies to provide an in vivo-like three-dimensional (3D) tissue ...

Micropatterning and Assembly of 3D Microvessels

In vitro platforms to study endothelial cells and vascular biology are largely limited to 2D endothelial cell culture, flow chambers with polymer or glass based substrates, and hydrogel-based tube formation assays. These assays, while informative, do not recapitulate lumen geometry, proper extracellular matrix, and multi-cellular proximity, which play key roles in modulating vascular function. This manuscript describes an injection molding method to generate engineered vessels with diameters on the order of 100 &#181;m. Microvessels are fabricated by seeding endothelial cells in a microfluidic channel embedded within a native type I collagen hydrogel. By incorporating parenchymal cells within the collagen matrix prior to channel formation, specific tissue microenvironments can be modeled and studied. Additional modulations of hydrodynamic properties and media composition allow for control of complex vascular function within the desired microenvironment. This platform allows for the study of perivascular cell recruitment, blood-endothelium interactions, flow response, and tissue-microvascular interactions. Engineered microvessels offer the ability to isolate the influence from individual components of a vascular niche and precisely control its chemical, mechanical, and biological properties to study vascular biology in both health and disease.

This manuscript presents an injection molding method to engineer microvessels that recapitulate physiological properties of endothelium. The microfluidic-based process creates patent 3D vascular networks with tailorable conditions, such as flow, cellular composition, geometry, and biochemical gradients. The fabrication process and examples of potential applications are described.

Micropatterning e Montagem de microvasos 3D

In vitro platforms to study endothelial cells and vascular biology are largely limited to 2D endothelial cell culture, flow chambers with polymer or glass ...

Patterning of Microorganisms and Microparticles through Sequential Capillarity-assisted Assembly

Controlled patterning of microorganisms into defined spatial arrangements offers unique possibilities for a broad range of biological applications, including studies of microbial physiology and interactions. At the simplest level, accurate spatial patterning of microorganisms would enable reliable, long-term imaging of large numbers of individual cells and transform the ability to quantitatively study distance-dependent microbe-microbe interactions. More uniquely, coupling accurate spatial patterning and full control over environmental conditions, as offered by microfluidic technology, would provide a powerful and versatile platform for single-cell studies in microbial ecology. 
This paper presents a microfluidic platform to produce versatile and user-defined patterns of microorganisms within a microfluidic channel, allowing complete optical access for long-term, high-throughput monitoring. This new microfluidic technology is based on capillarity-assisted particle assembly and exploits the capillary forces arising from the controlled motion of an evaporating suspension inside a microfluidic channel to deposit individual microsized objects in an array of traps microfabricated onto a polydimethylsiloxane (PDMS) substrate. Sequential depositions generate the desired spatial layout of single or multiple types of micro-sized objects, dictated solely by the geometry of the traps and the filling sequence. 
The platform has been calibrated using colloidal particles of different dimensions and materials: it has proven to be a powerful tool to generate diverse colloidal patterns and perform surface functionalization of trapped particles. Furthermore, the platform was tested on microbial cells, using Escherichia coli cells as a model bacterium. Thousands of individual cells were patterned on the surface, and their growth was monitored over time. In this platform, the coupling of single-cell deposition and microfluidic technology allows both geometric patterning of microorganisms and precise control of environmental conditions. It thus opens a window into the physiology of single microbes and the ecology of microbe-microbe interactions, as shown by preliminary experiments.

We present a technology that uses capillarity-assisted assembly in a microfluidic platform to pattern micro-sized objects suspended in a liquid, such as bacteria and colloids, into prescribed arrays on a polydimethylsiloxane substrate.

Padronização de Microrganismos e Micropartículas através da Montagem Sequencial assistida pela Capilaridade

Controlled patterning of microorganisms into defined spatial arrangements offers unique possibilities for a broad range of biological applications, ...

Engenharia

Fabrication of Three-dimensional Paper-based Microfluidic Devices for Immunoassays

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and directed within a layer of paper. Moreover, stacking multiple layers of patterned paper creates sophisticated three-dimensional microfluidic networks that can support the development of analytical and bioanalytical assays. Paper-based microfluidic devices are inexpensive, portable, easy to use, and require no external equipment to operate. As a result, they hold great promise as a platform for point-of-care diagnostics. In order to properly evaluate the utility and analytical performance of paper-based devices, suitable methods must be developed to ensure their manufacture is reproducible and at a scale that is appropriate for laboratory settings. In this manuscript, a method to fabricate a general device architecture that can be used for paper-based immunoassays is described. We use a form of additive manufacturing (multi-layer lamination) to prepare devices that comprise multiple layers of patterned paper and patterned adhesive. In addition to demonstrating the proper use of these three-dimensional paper-based microfluidic devices with an immunoassay for human chorionic gonadotropin (hCG), errors in the manufacturing process that may result in device failures are discussed. We expect this approach to manufacturing paper-based devices will find broad utility in the development of analytical applications designed specifically for limited-resource settings.

We detail a method to fabricate three-dimensional paper-based microfluidic devices for use in the development of immunoassays. Our approach to device assembly is a type of multilayer, additive manufacturing. We demonstrate a sandwich immunoassay to provide representative results for these types of paper-based devices.

Fabricação de dispositivos microfluídicos tridimensional baseados em papel para imunoensaios

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and ...

A Versatile Method of Patterning Proteins and Cells

Substrate and cell patterning techniques are widely used in cell biology to study cell-to-cell and cell-to-substrate interactions. Conventional patterning techniques work well only with simple shapes, small areas and selected bio-materials. This article describes a method to distribute cell suspensions as well as substrate solutions into complex, long, closed (dead-end) polydimethylsiloxane (PDMS) microchannels using negative pressure. This method enables researchers to pattern multiple substrates including fibronectin, collagen, antibodies (Sal-1), poly-D-lysine (PDL), and laminin. Patterning of substrates allows one to indirectly pattern a variety of cells. We have tested C2C12 myoblasts, the PC12 neuronal cell line, embryonic rat cortical neurons, and amphibian retinal neurons. In addition, we demonstrate that this technique can directly pattern fibroblasts in microfluidic channels via brief application of a low vacuum on cell suspensions. The low vacuum does not significantly decrease cell viability as shown by cell viability assays. Modifications are discussed for application of the method to different cell and substrate types. This technique allows researchers to pattern cells and proteins in specific patterns without the need for exotic materials or equipment and can be done in any laboratory with a vacuum.

This report describes a simple, easy to perform technique, using low pressure vacuum, to fill microfluidic channels with cells and substrates for biological research.

Um método versátil de padronização proteínas e células

Substrate and cell patterning techniques are widely used in cell biology to study cell-to-cell and cell-to-substrate interactions. Conventional patterning ...

Fabricação em micro-relevo de dispositivos analíticos baseados em papel de nanocelulose  

Microembossing: A Convenient Process for Fabricating Microchannels on Nanocellulose Paper-Based Microfluidics

Nanopaper, derived from nanofibrillated cellulose, has generated considerable interest as a promising material for microfluidic applications. Its appeal lies in a range of excellent&#160;qualities, including an exceptionally smooth surface, outstanding optical transparency, a uniform nanofiber matrix with nanoscale porosity, and customizable chemical properties. Despite the rapid growth of nanopaper-based microfluidics, the current techniques used to create microchannels on nanopaper, such as 3D printing, spray coating, or manual cutting and assembly, which are crucial for practical applications, still possess certain limitations, notably susceptibility to contamination. Furthermore, these methods are restricted to the production of millimeter-sized channels. This study introduces a straightforward process that utilizes convenient plastic micro-molds for simple microembossing operations to fabricate microchannels on nanopaper, achieving a minimum width of 200 &#181;m. The developed microchannel outperforms existing approaches, achieving a fourfold improvement, and can be fabricated within 45 min. Furthermore, fabrication parameters have been optimized, and a convenient quick-reference table is provided for application developers. The proof-of-concept for a laminar mixer, droplet generator, and functional nanopaper-based analytical devices (NanoPADs) designed for Rhodamine B sensing using surface-enhanced Raman spectroscopy was demonstrated. Notably, the NanoPADs exhibited exceptional performance with improved limits of detection. These outstanding results can be attributed to the superior optical properties of nanopaper and the recently developed accurate microembossing method, enabling the integration and fine-tuning of the NanoPADs.

Autor em destaque: Revolucionando a microfluídica por meio da fabricação de microcanais em nanopaper 

This protocol describes a straightforward process that utilizes convenient plastic micro-molds for simple microembossing operations to fabricate microchannels on nanofibrillated cellulose paper, achieving a minimum width of 200 &#181;m.

Microgravação: Um Processo Conveniente para Fabricação de Microcanais em Microfluídica à Base de Papel de Nanocelulose

Nanopaper, derived from nanofibrillated cellulose, has generated considerable interest as a promising material for microfluidic applications. Its appeal ...