O financiamento foi fornecido pelo USDA CRIS 5347-22620-021-00D e, em parte, pela Agricultura e Alimentação Research Initiative Competitive Grant não. 2011-67009-30141 do Instituto Nacional de Alimentação e Agricultura USDA. Somos gratos pelo apoio técnico de Johanna Nassif. Agradecemos também a Paul Baker, David Horton, Diego Nieto, e Frances Sivakoff por fornecer algumas das imagens utilizadas na Figura 3.

1. Mark Interno, retenção e procedimento de detecção <ol><li> Procedimento de marcação interna <ol><li> Coletar insetos de interesse (n ≈ 100 indivíduos) de uma colônia de laboratório criados em dieta artificial ou a partir do campo e dividir em dois recipientes de criação limpas. </li><li> Colocar 20 ml de uma dieta regular de pacotes (tratamento de controlo negativo não marcado) para um dos recipientes. Completar um segundo pacote de 20 ml de dieta artificial com 1,0 ml de uma solução / 1,0 mg ml IgG frango / IgY, misture bem, e colocá-lo em outro recipiente. Nota: Se o inseto de interesse não tem uma dieta artificial, a marca pode ser colocado sobre ou em qualquer dieta que eles são normalmente sustentada em (por exemplo, feijão verde, ovos da traça, água, açúcar, mel). </li><li> Permitir que os insetos para retomar sua atividade alimentar durante 24 h. </li></ol></li><li> Procedimento de retenção de marca Interno <ol><li> Remova os pacotes de dieta de cada recipiente e fornecer os insetos wom outra fonte de alimento para mantê-las ao longo da duração da experiência (por exemplo, feijão verde). </li><li> Recolha uma coorte (n = 20) de insectos por dia (ou em qualquer intervalo de tempo desejado) a partir de cada tratamento e congelar imediatamente a -20 ° C. </li></ol></li><li> Sanduíche procedimento ELISA <ol><li> Adicionar 50 ul de anticorpo de coelho anti-galinha IgY anticorpo primário diluído 1: 500 em tampão salino Tris (TBS) a cada poço de uma microplaca de ELISA limpo e incubar durante um mínimo de 1 hora à TA (nota: as microplacas também podem ser incubadas ó / N a 4 ° C). </li><li> Descartar o anticorpo a partir da placa e bloquear cada cavidade com 300 uL de uma solução não gorda de leite seco a 1,0% durante 30 min. </li><li> Enquanto espera para as etapas de incubação anteriores, colocar insetos congelados individualmente em 1,6 mL tubos de microcentrífuga com 1,0 ml de TBS. </li><li> Moer cada insecto com um pilão limpa até completamente homogeneizada e adicionar 100 ul de cada amostra para um poço individual do ELISAprato. Deixar as amostras a incubar à TA durante 1 h. </li><li> Adicionar 100 ul de negativo (TBS apenas) e positivos (clara de ovo em TBS) a poços de controlo na primeira coluna de cada placa de ELISA. Além disso, adicionar 100 ul de controlos negativos (insectos insectos não marcado) para os 8 poços na última coluna de cada placa (Figura 1). Permitir que as amostras de controlo a incubar à TA durante 1 h. Note-se que o molde fornecido na Figura 1 é o modelo que usamos para os nossos ensaios padronizados. A colocação das amostras nos poços é a critério do investigador. </li><li> Lavar cada poço três vezes com solução salina tamponada com fosfato (PBS) e em seguida, adicionar Tween 50 ul de anticorpo de coelho anti-IgG de galinha / IgY conjugado com peroxidase diluído a 1: 10000 em solução de leite a 1% e incubar durante 1 h à TA. </li><li> Lavar cada poço três vezes com PBS-Tween e adicionar 50 ul de tetrametilbenzidina (TMB) a cada poço. </li><li> Após 10 min, ler os poçoscom um espectrofotómetro de microplacas fixado a um comprimento de onda de 650 nm. </li></ol></li></ol><img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/53693/53693fig1.jpg" /> Figura 1. Um diagrama esquemático que mostra as designações bem padronizados usados ​​para um típico de 96 cavidades de microplacas ELISA. Cada placa contém 7 poços dedicados a controlos negativos de solução salina tamponada com Tris (TBS), uma bem dedicados a um controlo positivo proteína (Pos Ctrl), 80 poços individuais dedicados a insetos recapturados (Amostra 1 ... 80), e 8 poços dedicados a não marcados (negativos) controles de insetos (Ctrl Neg 1 ... 8). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53693/53693fig1large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> 2. Mark Externo, Retenção, e procedimento de detecção <ol><li> Procedimento de marcação externo <ol><li> Coletar insetos de interesse (n ≈ 100indivíduos) de uma colônia de laboratório ou de campo e local em dois recipientes de plástico 1,0 L com um buraco de diâmetro 2,5 centímetros socou para fora do lado de cada recipiente. </li><li> Pulverizar os insectos no primeiro recipiente com 1,0 ml de dH 2 O (tratamento de controlo negativo), utilizando um nebulizador médico. Pulverizar os insectos no segundo recipiente com 1,0 ml de uma solução 5.0% de clara de ovo de galinha utilizando um nebulizador médico. </li><li> Prenda a mangueira do nebulizador a uma tomada de ar do laboratório padrão e, em seguida, inserir a boca do nebulizador para o 2,5 centímetros buraco do recipiente. Em seguida, ligue a saída de ar gradualmente até o nebulizador produz um vapor. </li><li> Continue a pulverização (marcação) até a solução clara de ovo foi dispensado (aprox. 2-5 min). </li><li> Remover o nebulizador e colocar uma rolha no orifício do recipiente de plástico. Permitir que os insetos para se situar em temperatura ambiente, até a solução secar completamente. </li></ol></li><li> Procedimento de retenção de marca externa<ol><li> Coloque cada tratamento dos insetos secos em um recipiente limpo criação separado para evitar mais exposição para a marca. </li><li> Adicionar água e comida para os recipientes limpos para sustentar os insectos ao longo da duração do estudo. </li><li> Recolha uma coorte (n = 20) de insectos a partir de cada tratamento diariamente e congelar imediatamente a -20 ° C. </li></ol></li><li> Procedimento ELISA indireto <ol><li> Coloque os insetos congelados individualmente em 1,6 mL tubos de microcentrífuga e adicionar 1,0 ml de TBS. </li><li> Mergulhe as amostras para 1 hora em um conjunto agitador orbital a 120 rpm. </li><li> Adicionar controlos negativos e positivos, tal como descrito no Passo 1.3.5. </li><li> Após a imersão, pipetar uma aliquota de 100 ul de cada amostra para um dos 80 poços de amostra designado numa nova placa de 96 poços de ELISA tal como mostrado na Figura 1 Permitir que as amostras a incubar durante 1 hr à temperatura ambiente. (Nota: as microplacas também pode ser incubadas O / N a 4 ° C). </li><li> Lavar os poços três vezes comPBS-Tween e depois adicionar 300 ul de solução salina tamponada com fosfato contendo 1% de albumina de soro bovino (PBS-BSA) a cada poço. </li><li> Após 30 min à TA, lavar duas vezes com PBS-Tween. </li><li> Adicionar 50 ul de anticorpo de coelho anti-albumina de ovo anticorpo primário diluído 1: 8000 em PBS-BSA-Silwet (0,05%) a cada poço e incubar durante 1 h à TA. </li><li> Lavar cada poço três vezes com PBS-Tween e em seguida adicionar 50 uL de IgG de cabra anti-coelho conjugado com peroxidase de rábano diluído a 1: 2000 em PBS-BSA-Silwet (0,05%) durante 1 h à TA. </li><li> Lavar cada poço três vezes com PBS-Tween e adicionar 50 ul de substrato TMB a cada poço. </li><li> Após 10 min, ler os poços com um espectrofotómetro de microplacas fixado a um comprimento de onda de 650 nm. </li></ol></li></ol> Análise 3. Dados <ol><li> Calcular o valor da absorvância média dos insectos 8 de controlo negativo em cada placa de ELISA e, em seguida, calcular o desvio padrão com base nos controlos negativos reunidas from todas as placas de ELISA de um dado estudo 12. </li><li> Adicionar seis vezes o desvio padrão combinado para a média obtida para cada placa de ELISA para se obter um valor limite positivo de ELISA. Qualquer amostra de insectos originando um valor de absorvância igual a ou maior do que este valor é considerado positivo para a presença da marca proteína. </li></ol>

A menção de nomes comerciais ou produtos comerciais nesta publicação é somente para a finalidade de fornecer informações específicas e não implica recomendação ou endosso pelo Departamento de Agricultura dos EUA. O USDA é um fornecedor de oportunidades iguais e empregador.

O procedimento de imunomarcação de proteínas artrópode foi descrita pela primeira vez quase um quarto de século atrás 9. Desde então, o procedimento foi adaptado para estudar os padrões de dispersão de uma ampla variedade de artrópodes, usando administrados internamente e externamente de IgG / IgYs. Estas proteínas têm provado marcadores firmes para a grande variedade de espécies de insectos testadas até à data. No entanto, como mencionado acima, a principal limitação para a utilização de IgG / IgYs é que eles são muito caros. Consequentemente, IgG / IgYs são úteis apenas para MRR e estudos do tipo auto-marcando onde grandes lotes de insetos podem ser marcados em um espaço pequeno ou as marcas podem ser incorporados em uma dieta ou isca. Aqui, nós fornecemos uma simples demonstração de como uma marca interna pode ser administrada por alimentação do insecto alvo uma dieta artificial enriquecido com IgG de galinha / IgY. Por sua vez, os anticorpos IgG / IgY foi detectada utilizando um ELISA de sanduíche. Este sistema pode ser especialmente vantajoso para os pesquisadores que já usam umdieta que contém ovos de galinha, desde o ensaio irá naturalmente detectar a IgG / IgY encontrados em ovos. Além disso, pequenas quantidades de proteína IgG / IgY podem ser administrados por via tópica para insectos usando o nebulizador médico descrito acima (Figura 3A). Um nebulizador foi usado pela primeira vez a marca de parasitóides massa muito delicadas e pequenas com IgG de coelho para o tipo MRR investigação 3. Desde então, outros métodos têm sido utilizados para administrar marcas de IgG / IgY para artrópodes para pesquisa dispersão. Por exemplo, um atomizador de perfume foi usado para aplicar marcas de IgG / IgY em outras espécies de parasitóides 13,14. Outros têm marcado internamente vários insetos, alimentando-lhes (ou seja, auto-marcação) IgG de coelho marcado com mel ou açúcar 14,15 água 16 (Figura 3B). Finalmente, Baker et al. 7 papelão alimentados às térmitas que foi impregnado com IgG de coelho (Figura 3C). Estes cupins prontamente auto-marcado como eles ingeriram o alimento iscascoisas. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/53693/53693fig3.jpg" /> Figura 3. Vários métodos utilizados para administrar uma marca de proteína: (A) parasitóides delicadas sendo marcado com IgY frango usando um nebulizador médico, (B) um parasitóide se alimentando de solução de mel enriquecido com IgG de coelho, (C) térmitas alimenta em um papelão enriquecido-IgG de coelho isca, (D) as abelhas auto-marcação com leite seco como eles passam por um dispositivo de varredura colocado na entrada de uma colméia, (E) insetos nativos sendo marcado com leite em um campo de algodão usando um equipamento de pulverização trator convencional, (F ) insetos nativos sendo marcado com claras de ovos de galinha, com um dispositivo de lança e bico pulverizador montado sobre um ATV, (G) insetos nativos em uma faixa de alfafa sendo marcado com claras de ovos de galinha, com uma voltadispositivo de pulverização pack, e (H, I) insetos nativos na alfafa sendo marcado com claras de ovo de galinha usando aplicadores aéreos. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53693/53693fig3large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> Proteínas IgG / IgY simplesmente não têm sido utilizados para estudar a dispersão do inseto. Eles também têm sido usados ​​para rastrear ligações tróficos na cadeia alimentar artrópode. Hagler e Durand 17 proposto pela primeira vez o conceito de marcação presas com IgG / IgY e, por sua vez, a realização de um conteúdo de IgG / IgY específicas do intestino sanduíche ELISA em predadores que consumiram a presa marcado. Esta técnica recentemente ganhou popularidade entre os pesquisadores de análise de intestino, porque é menos tedioso e dispendioso do que a realização de reação em cadeia da polimerase ELISA ou presas-específica (PCR) digite análises moleculares de conteúdo do intestino (ver Hagler 18 e Fournier et al. 19 para avaliações de the prós e contras das várias técnicas de ensaio intestino). Na última década, a técnica imunomarcação rapina tem sido usada para identificar a atividade de alimentação de predadores de algodão sobre pragas marcado-IgG de coelho 18,20,21, trofilaxia e relacionamentos alimentação em colônias de cupins usando um coelho IgG-tratados fonte de alimento de papel 22, granivory de um conjunto de artrópodes em dente de leão sementes de ervas daninhas invasoras marcadas com IgG de coelho 23, fedor taxas de erros de predação sobre hornworms tomate IgG marcadas coletados em parcelas submetidas a vários tratamentos de semioquímicos 24 e atividade sequestradora predador na carniça IgG / IgY-25 marcado. Uma segunda geração de detecção de proteína ELISAs indiretos foram desenvolvidos há quase uma década. Esses ELISAs foram projetados especificamente para detectar as proteínas contidas no &quot;off-the-shelf&quot; produtos alimentares, tais como a proteína albumina de ovo em claras de ovos de galinha, soja proteína inibidora de tripsina em leite de soja e proteína caseínano leite bovino. Os imunomarcadores proteína de segunda geração provaram úteis para,-captura marca MRR e auto-mark tipo de investigação. Por exemplo, Irvin et ai. 26 mostraram que era viável para marcar topicamente parasitóides delicadas com estas proteínas off-the-shelf. Além disso, Hagler et al. 8,27 mostraram que as abelhas podem se auto-marca com clara de ovo e leite bovino pós secos à medida que saem através de um distribuidor de proteína colocada na entrada de uma colméia (Figura 3D). Talvez o uso mais criativo da proteína marcação envolvido segmentação pancadinhas vaca com claras de ovo usando um pulverizador de jacto 28. Por sua vez, os adultos da mosca rosto adquiriu uma auto-marca como eles saíram do estágio de pupa e saiu do pat vaca. A característica mais importante dos imunomarcadores proteína de segunda geração é que elas estão facilmente disponíveis em grandes quantidades e a uma fracção do custo das proteínas de IgG / 11 IgY. Esse recurso tem revolutionized a forma como a pesquisa tipo captura-marcação de toda a área é conduzida. Especificamente, os investigadores têm agora um método confiável para rápida e uniformemente artrópodes tag mais de vastas áreas no campo, utilizando uma ampla variedade de equipamentos equipamento de pulverização convencional (Figura 3E). Por exemplo, insetos-praga foram marcadas diretamente em pomares e campos usando um tipo de arma de mão portátil pulverizadores 29,30, Airblast pulverizadores de accionamento por tractor 31,32, e pulverizadores de derrapagem 33. Horton et al. 34 utilizaram um dispositivo de pulverização elétrico montado em um veículo todo-o-terreno para identificar aplicações de claras de ovos para insetos que ocupam culturas de cobertura incorporados em um pomar de pêra (Figura 3F). Da mesma forma, Swezey et al. 5,35 utilizado um pulverizador costal para aplicar aplicações precisas de claras de ovos de galinha para linhas de uma cultura da alfafa armadilha (uma planta hospedeira preferida) incorporado em um campo da morango cultivado organicamente para marcar uma praga e seus inimigos naturais ( <strong&gt; Figura 3G). Os resultados da pesquisa que mostrou que as pragas e inimigos naturais foram retidos pela cultura da alfafa armadilha e raramente dispersos nas morangos altamente valorizadas. Talvez a aplicação mais extrema de um imunomarcador proteína foi através do uso de um helicóptero e de culturas avião aéreas flanelas. Nesse estudo, Sivakoff et al. 36 aplicaram uma aplicação de transmissão de leite bovino e clara de ovo para 29 e 16 ha de flores de alfafa, respectivamente (Figura 3H, I). O objetivo desse estudo foi marcar os artrópodes residentes na alfafa e, em seguida, após a alfafa foi colhida por roçada (provocando um evento de dispersão), para rastrear os padrões de dispersão dos artrópodes em campos de algodão adjacentes (uma cultura suscetível à espécies de pragas). Alguns usuários do processo de captura-marcação de segunda geração têm modificado o procedimento original um pouco para satisfazer as suas necessidades de investigação específicas. O tipo eo tamanho do corpo tele alvejado inseto, juntamente com suas características comportamentais, irá ditar o volume e concentração de marca necessário e como a marca é administrada 37. Além disso, o método utilizado para recapturar insetos no campo estará condicionada à esses fatores. Até o momento, quase todo método utilizado (por exemplo, armadilhas adesivas, redes de varredura, aspiradores) para coletar insetos tem sido usado com sucesso para coletar insetos marcados 3,5,8,11,29,31,32,35,38. No entanto, devido às sensibilidades extremas dos ELISAs de detecção de proteínas, enfatizamos que deve ser tomado muito cuidado para assegurar que as amostras não marcadas não forem contaminados durante os processos de recolha e triagem 38. O estudo original 11, que descreveu a segunda geração de sistemas de marcação de proteínas (ou seja, albumina de ovo, caseína de leite, e inibidor de tripsina de soja) relataram fatores que afetam a sensibilidade do ensaio pode variar entre os tipos de marcador. Especificamente, eles mostraram que DIFrentes fontes de água, aditivos (surfactantes), e até mesmo o tipo de placa de ELISA utilizado afetados (positiva ou negativamente) o ensaio. Além disso, esse estudo e os estudos subseqüentes 37,39,40 mostraram que os ensaios de detecção de marca de três proteínas variam em eficácia. O marcador de clara de ovo foi retida mais tempo do que o marcador de leite, que foi retida mais tempo do que o marcador de leite de soja. Estes resultados destacam a importância da proteína testes de retenção de marca em um determinado inseto antes de iniciar a pesquisa de campo. Além disso, essas segunda geração ELISAs indiretos às vezes mostram um baixo nível de ruído de fundo com certos tipos de insetos (por exemplo, herbívoros) (Pers.) Obs. Este ruído de fundo pode ser reduzida pela adição de 100 ul de peróxido de hidrogénio a cada poço da placa de ELISA durante 30 min entre Passo 2.3.4 e 2.3.5 no Passo o protocolo acima (não publ. De dados). Deve notar-se que os testes ELISA indirectos utilizados para detectar as marcas de proteínas de segunda geraçãosão muito eficazes na detecção da proteína de insetos embebidos no tampão de amostra. No entanto, os ELISAs indiretos não são tão eficazes como o sanduíche de ELISA na detecção de marcas de proteínas internas ou proteínas presas em insetos. Estudos têm mostrado que os testes ELISA indirecta não são tão eficientes quanto os testes ELISA de sanduíche para detectar proteína em amostras homogeneizadas de insectos 34,41. Um fator importante a considerar com qualquer ELISA é que o procedimento muitas vezes mostra placa-a-placa (atribuído, principalmente, aos efeitos no dia-a-dia de funcionamento de um ensaio) 42,43 variabilidade. Portanto, é essencial que cada placa de ELISA inclui: (1) um ou mais TBS controlos apenas negativos, (2) um ou mais TBS + puros controlos positivos de proteína, e (3) pelo menos oito controlos insectos negativa (isto é, indivíduos conhecidos não conter uma marca de proteína). A única TBS, TBS + proteína, e controlos negativos de insectos assegurar que a memória intermédia não é uma fonte de erro, os reagentes estão a funcionar correctamente, umaND que não existem quaisquer proteínas no insecto que reagiram de forma cruzada com os reagentes de ELISA, respectivamente. Além disso, os controlos negativos insectos são essenciais para calcular os valores de limiar de ELISA (ver abaixo). O design da placa mostrada nesta demonstração incluiu 7 vazios TBS, 1 + proteína de controlo positivo em TBS (na primeira coluna) e oito controlos negativos (na última coluna) em cada placa de ELISA (Figura 1). Outro factor importante a considerar quando se lidar com dados de ELISA é o de determinar um valor limiar para marcar um insecto para a presença ou ausência de uma marca de proteína. O método proposto originalmente por Stimmann 44 por conseguir insetos marcado-rubídio foi definido como o nível médio de marcador em uma piscina de insetos não marcados mais três vezes o desvio padrão dos indivíduos marcados. Este método também tem sido usado como o método convencional para conseguir os insectos para a presença de marcas de proteínas 9,17. No entanto, em alguns CASES, os investigadores têm intuitivamente seleccionado limiares mais conservadora para reduzir a probabilidade de obtenção de falsos positivos. O método mais fácil é adicionar apenas quatro a seis desvios padrão para a média dos controlos negativos, em vez de três 18,34. Um método mais sofisticado para reduzir ainda mais a possibilidade de obtenção de falsos positivos foi proposto por Sivakoff et ai. 12. Este método envolve calcular o valor da absorvância média dos oito insectos de controlo negativo em cada placa de ELISA e em seguida o cálculo do desvio padrão com base nos controlos negativos obtidos a partir de todas as placas de ELISA de um determinado estudo. Em resumo, um método fiável para marcar artrópodes é crítica para o sucesso da maior parte dos estudos de dispersão. Vários métodos têm sido utilizados para marcar os artrópodes com proteínas ao longo das últimas duas décadas. Imunomarcação de proteínas e a detecção das marcas são relativamente fácil e pouco dispendioso e muito adaptável a uma miríade de studies. Os futuros usuários da técnica imunomarcação deve assegurar que a sua metodologia é adequado às especificidades de suas pesquisas. A concentração e volume da marca necessária e como a marca é aplicada dependerá de fatores como comportamento, tipo de corpo e tamanho das espécies-alvo 40.

Acompanhando o movimento de pragas de artrópodes, inimigos naturais (parasitóides e predadores), e polinizadores na natureza é essencial para compreender melhor como para melhorar os serviços ecossistêmicos. O componente-chave para a maioria dos tipos de pesquisa dispersão é ter um método confiável para marcar o artrópode (s) de interesse. Uma variedade de materiais (por exemplo, tintas, corantes, pós coloridos, tags, elementos raros, proteínas) têm sido utilizados para marcar os artrópodes para avaliar sua dinâmica populacional, capacidades de dispersão, alimentando comportamentos, e outras interações ecológicas 1,2. A adequação de um marcador utilizado para qualquer dada pesquisa dispersão será dependente do tipo de estudo a ser conduzido. Há três grandes categorizações para a marcação artrópodes: (1) marca-release-recaptura (MRR), captura de marcação (2), e auto de captura-marcação-(3). Para a pesquisa marca de liberação e recaptura, o investigador normalmente marca os artrópodes coletivamente no laboratóry e libera-los em um ponto central no campo. Os artrópodes são então recapturado em vários intervalos espaciais e temporais, utilizando diferentes dispositivos de captação (por exemplo, rede de varredura, de vácuo, armadilha pegajosa) 3,4,5. Os espécimes recapturados são examinados para a marca específica para distinguir liberado de indivíduos nativos. Para a pesquisa de captura-marcação, o investigador geralmente se aplica a marca diretamente no campo usando equipamento de pulverização (por exemplo, pulverizador costal, lança e bico pulverizador). Os melhores marcadores para pesquisa captura-marcação são baratos e de fácil aplicação para o habitat do artrópode. Para a pesquisa de auto-captura marcação, o investigador geralmente se aplica a marcas de um artrópode bait 6,7 ou 8 ninho entrada. Por sua vez, o artrópode própria marca internamente por devorar a isca marcada ou externamente por &quot;escovar&quot; contra a marca à medida que sai do ninho. Como mencionado acima, muitos tipos de marcadores têm sido nósed para marcar uma variedade de espécies de artrópodes. No entanto, muito poucos são úteis para todos os três destas categorias de investigação de dispersão. O desenvolvimento do processo de imunomarcação de proteínas foi um grande avanço para a marcação de insetos. Imunomarcação de proteínas coloca um rótulo em artrópodes interna ou externamente, que, por sua vez, é detectado através de um ensaio anti-proteína específica imunossorvente ligado a enzima (ELISA). Os primeiros marcadores de proteínas utilizadas foram tais imunoglobulina de coelho (IgG) e IgG de galinha / IgY 9,10. Eles provaram ser muito eficazes para marcas MRR e pesquisa de auto-captura marcação (ver discussão). Infelizmente, as proteínas IgG / IgY são caros e não são, portanto, prático para a investigação captura-marcação ea maioria dos tipos de pesquisa de auto-captura marcação. Subsequentemente, os testes ELISA de detecção de proteína de segunda geração foram desenvolvidos para proteínas contidas na clara do ovo de galinha (albumina), leite de vaca (caseína) e leite de soja (inibidor de tripsina de proteína). Cada ensaio é altamente sensível, específico, e, maisimportante, utiliza proteínas que são muito menos caros do que as proteínas de IgG / 11 IgY. Estas proteínas têm se mostrado eficazes para MRR, captura-marcação e pesquisa de auto-captura marcação (ver discussão). Neste artigo, nós descrevemos e demonstrar como conduzir marca proteína estudos de retenção de laboratório. Tais estudos são a primeira fase da pesquisa necessária para qualquer tipo de estudo de campo de dispersão. Especificamente, é fundamental que os investigadores sabem quanto tempo a marca será mantida nas espécies de artrópodes segmentados antes de embarcar em estudos de dispersão de campo. Aqui, descrevemos e demonstrar como interna e externamente marcar insetos para MRR, captura-marcação e estudos tipo de campo auto-captura marca. Nós, então, demonstrar como detectar a presença das marcas com ELISAs indiretos e de sanduíche.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>Food storage container (for insect rearing)</td>
			<td>Rubbermaid/Tupperware</td>
			<td>Various sizes</td>
			<td>Various manufacturers &#38; vendors. Mesh fabric is glued in a window `</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small volume nebulizer (Micro Mist)</td>
			<td>Teleflex-Hudson RCI</td>
			<td>1881</td>
			<td>Available online and in medical supply shops. Other brands will work as well.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcentrifuge tubes, 1.6 ml w/cap</td>
			<td>Continental Lab Products</td>
			<td>4445.X</td>
			<td>Any similar type will work. We prefer brands that have easy to open lids.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Styrofoam storage box for microcentrifuge tubes (5x20 grid)</td>
			<td>RPI Corp.</td>
			<td>145746</td>
			<td>This design is nice because it doesn&#39;t crowd the tubes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispenser, repeater</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>4982000322</td>
			<td>Anything similar will help speed up the dispensing.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pestles, plastic disposable tissue grinders, 1.5 mL</td>
			<td>Kimble Chase</td>
			<td>749521-1500</td>
			<td>Available with various vendors. Pestles can be cleaned and autoclaved for reuse.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Falcon ELISA plates, 96-well (flat bottom)</td>
			<td>BD</td>
			<td>351172</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ovation pipette, manual (20-200 &#181;l)</td>
			<td>VistaLab</td>
			<td>1057-0200 or 1070-0200</td>
			<td>Any similar type will work. This model is ergonomic.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reservoirs, sterile reagent</td>
			<td>VistaLab</td>
			<td>4054-1000</td>
			<td>Anything similar will work.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electronic pipette, 8-channel (50-1200 &#181;l) (Biohit eLine)</td>
			<td>Sartorius</td>
			<td>730391</td>
			<td>If you had to pick one electronic model, this size is most useful.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electronic pipette, 8-channel (10-300 &#181;l) (Biohit eLine)</td>
			<td>Sartorius</td>
			<td>730361</td>
			<td>Anything similar will work.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Manifold, multiwell plate washer (8-position, straight)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>Z369802&#160;</td>
			<td>Anything similar will work for manual plate washing.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microplate reader with absorbance detection</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>SpectraMax 250</td>
			<td>Anything similar will work.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chicken IgG/IgY</td>
			<td>United States Biological</td>
			<td>I1903-15R</td>
			<td>Also available from other sources</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Egg whites</td>
			<td>Grocery store</td>
			<td>&#8220;All Whites&#8221;, &#8220;Egg Beaters&#8221;, etc.</td>
			<td>Mix 5 mL with 95 mL dH2O for 5% solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris (Trizma Base)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T1503</td>
			<td>2.42 g/L to make TBS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium chloride (NaCl)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S9888</td>
			<td>29.22 g/L to make TBS and 8.0 g/L for PBS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium phosphate dibasic (Na2HPO4)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S0876&#160;</td>
			<td>1.14 g/L for PBS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium phosphate monobasic (KH2PO4)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P5655</td>
			<td>0.2 g/L for PBS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium chloride (KCl)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P9541</td>
			<td>0.2 g/L for PBS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween 20, EIA grade</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P1379</td>
			<td>Add 0.5 mL per L to PBS after salts are dissolved.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS with 1% BSA</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P3688</td>
			<td>Mix 1 packet in 1 L dH20</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Chicken IgY (IgG) (whole molecule) antibody produced in rabbit (1:500)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C6409</td>
			<td>Mix 100 &#181;l in 50 ml TBS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry Milk, Powdered or Fresh Milk (1%)</td>
			<td>Grocery store</td>
			<td></td>
			<td>Mix 10 g with 1 L dH2O for 1% solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Chicken IgY (IgG) (whole molecule)-Peroxidase antibody produced in rabbit (1:10000)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A9046</td>
			<td>Mix 100 ul in 1 L of 1% milk</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Chicken Egg Albumin antibody produced in rabbit (1:8000)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C6534</td>
			<td>Dilute 125 &#181;l in 1 L PBS-BSA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat Anti-Rabbit IgG Peroxidase Conjugate (1:2000)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A6154</td>
			<td>Dilute 0.5 ml in 1 L PBS-BSA, then add 1.3 ml Silwet</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vac-In-Stuff (Silwet L-77)silicon-polyether copolymer</td>
			<td>Lehle Seeds</td>
			<td>VIS-01</td>
			<td>Add as last ingredient</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TMB Microwell One Component Peroxidase Substrate</td>
			<td>SurModics</td>
			<td>TMBW-1000-01</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

administering and detecting protein marks on arthropods for dispersal research

Monitoramento movimento artrópode é muitas vezes necessária para entender melhor a dinâmica da população, associados padrões de dispersão, preferências de planta hospedeira, e outras interações ecológicas. Artrópodes são geralmente acompanhados na natureza por marcá-los com uma marca única e, em seguida, re-coleta-los ao longo do tempo e espaço para determinar as suas capacidades de dispersão. Além de marcas físicas reais, tais como pó de cor ou tinta, vários tipos de proteínas têm se mostrado muito eficaz para a marcação de artrópodes para a investigação ecológica. As proteínas podem ser administrados internamente e / ou externamente. As proteínas podem então ser detectados em artrópodes recapturados com um enzyme-linked immunosorbent assay específico para a proteína (ELISA). Aqui nós descrevemos protocolos para marcação externa e internamente artrópodes com a proteína. Dois exemplos experimentais simples são demonstradas: (1) uma proteína de marca interna introduzida para um insecto, proporcionando uma dieta enriquecida em proteína e (2) uma marca de proteína externa um topicamentepplied para um insecto usando um nebulizador médico. Nós, então, relacionar um guia passo-a-passo do sanduíche e métodos indiretos de ELISA utilizados para detectar marcas de proteína sobre os insetos. Nesta demonstração, são discutidos vários aspectos da aquisição e detecção de marcadores de proteína em artrópodes para marca-release-recaptura, captura-marcação, e os tipos de auto de captura de marca-de investigação, juntamente com as várias maneiras que o procedimento imunomarcação tem sido adaptado para atender a uma ampla variedade de objectivos de investigação.

Marcação interna: Os resultados do teste de retenção marca interna são mostrados na Figura 2A. O ELISA valor limiar crítico calculada foi 0,054. No geral (todos os quatro tempos do estudo combinado), os insectos tratados sem proteína originou consistentemente valores baixos de ELISA (x = 0,038 ± 0,002, n = 80). Por outro lado, todos os insectos alimentados com a dieta enriquecida proteína rendeu de forma consistente valores de ELISA fortes (x = 0,475 ± 0,221, n = 80). Marcação externa: Os resultados do teste de retenção marca externa são apresentados na Figura 2B. O ELISA valor limiar crítico calculada foi 0,082. No geral, os insetos topicamente marcados com apenas água produziu consistentemente baixa ELISA (valores x = 0,048 ± 0,007, n = 80). Por outro lado, todos os insectos topicamente marcados com a solução clara de ovo produziu consistentemente valores de ELISA fortes (x = 0,746 ± 0,232, n = 80). <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/53693/53693fig2.jpg" /> Figura 2. Média (± SD) ELISA valores de densidade óptica de (a) insetos marcados internamente com IgY frango e (B) insetos marcadas externamente com claras de ovo de galinha (albumina). As barras pretas são os valores médios ± SD ELISA densidade óptica gerados pelo insetos não marcados. Tamanho da amostra inseto para cada tratamento proteína diária foi de 20 indivíduos. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53693/53693fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Administering and Detecting Protein Marks on Arthropods for Dispersal Research

Proteins are often used to mark arthropods for dispersal research. Methods for administering internal and external protein marks on arthropods are demonstrated. Protein mark detection techniques, either through indirect or sandwich enzyme-linked immunosorbent assays (ELISAs), are also illustrated.

Administrando e Detecção de Marcas de proteína em artrópodes para a dispersão de Pesquisa

Monitoring arthropod movement is often required to better understand associated population dynamics, dispersal patterns, host plant preferences, and other ...

administering-detecting-protein-marks-on-arthropods-for-dispersal

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Environment

7.3K visualizações.  Arid-Land Agricultural Research Center. Proteins are often used to mark arthropods for dispersal research. Methods for administering internal and external protein marks on arthropods are demonstrated. Protein mark detection techniques, either through indirect or sandwich enzyme-linked immunosorbent assays (ELISAs), are also illustrated. 

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Modification and Application of a Leaf Blower-vac for Field Sampling of Arthropods

Rice fields host a large diversity of arthropods, but investigating their population dynamics and interactions is challenging. Here we describe the modification and application of a leaf blower-vac for suction sampling of arthropod populations in rice. When used in combination with an enclosure, application of this sampling device provides absolute estimates of the populations of arthropods as numbers per standardized sampling area. The sampling efficiency depends critically on the sampling duration. In a mature rice crop, a two-minute sampling in an enclosure of 0.13 m2 yields more than 90% of the arthropod population. The device also allows sampling of arthropods dwelling on the water surface or the soil in rice paddies, but it is not suitable for sampling fast flying insects, such as predatory Odonata or larger hymenopterous parasitoids. The modified blower-vac is simple to construct, and cheaper and easier to handle than traditional suction sampling devices, such as D-vac. The low cost makes the modified blower-vac also accessible to researchers in developing countries.

Assessment of arthropod abundance in crops is critical for investigating population dynamics and species interactions. Here we describe the modification and application of a leaf blower-vac for suction sampling of arthropods in rice.

Modificação e Aplicação de uma Folha Blower-vac para Campo Amostragem de Artrópodes

Rice fields host a large diversity of arthropods, but investigating their population dynamics and interactions is challenging. Here we describe the ...

Ambiente

A Flow-through Exposure System for Evaluating Suspended Sediments Effects on Aquatic Life

This paper describes the Fish Larvae and Egg Exposure System (FLEES). The flow-through exposure system is used to investigate the effects of suspended sediment on various aquatic species and life stages in the laboratory by using pumps and automating delivery of sediment and water to simulate suspension of sediment. FLEES data are used to develop exposure-response curves between the effects on aquatic organisms and suspended sediment concentrations at the desired exposure duration. The effects data are used to evaluate management practices used to reduce the interactions between aquatic organisms and anthropogenic causes of suspended sediments. The FLEES is capable of generating total suspended solids (TSS) concentrations as low as 30 to as high as 800 mg/L, making this system an ideal choice for evaluating the effects of TSS resulting from many activities including simulating low ambient levels of TSS to evaluating sources of suspended sediments from dredging operations, vessel traffic, freshets, and storms.

A robust and flexible flow-through exposure system designed to maintain sediment in suspension is presented. The system is used to investigate the effects of suspended sediment on various aquatic species and life stages in the laboratory.

Um Sistema de Exposição Fluxo através de sedimentação de Efeitos Avaliando suspensos sobre a vida aquática

This paper describes the Fish Larvae and Egg Exposure System (FLEES). The flow-through exposure system is used to investigate the effects of suspended ...

Experimental Protocol for Detecting Cyanobacteria in Liquid and Solid Samples with an Antibody Microarray Chip

Global warming and eutrophication make some aquatic ecosystems behave as true bioreactors that trigger rapid and massive cyanobacterial growth; this has relevant health and economic consequences. Many cyanobacterial strains are toxin producers, and only a few cells are necessary to induce irreparable damage to the environment. Therefore, water-body authorities and administrations require rapid and efficient early-warning systems providing reliable data to support their preventive or curative decisions. This manuscript reports an experimental protocol for the in-field detection of toxin-producing cyanobacterial strains by using an antibody microarray chip with 17 antibodies (Abs) with taxonomic resolution (CYANOCHIP). Here, a multiplex fluorescent sandwich microarray immunoassay (FSMI) for the simultaneous monitoring of 17 cyanobacterial strains frequently found blooming in freshwater ecosystems, some of them toxin producers, is described. A microarray with multiple identical replicates (up to 24) of the CYANOCHIP was printed onto a single microscope slide to simultaneously test a similar number of samples. Liquid samples can be tested either by direct incubation with the antibodies (Abs) or after cell concentration by filtration through a 1- to 3-&#956;m filter. Solid samples, such as sediments and ground rocks, are first homogenized and dispersed by a hand-held ultrasonicator in an incubation buffer. They are then filtered (5 - 20 &#956;m) to remove the coarse material, and the filtrate is incubated with Abs. Immunoreactions are revealed by a final incubation with a mixture of the 17 fluorescence-labeled Abs and are read by a portable fluorescence detector. The whole process takes around 3 h, most of it corresponding to two 1-h periods of incubation. The output is an image, where bright spots correspond to the positive detection of cyanobacterial markers.

Experimental Protocol for Detecting Cyanobacteria in Liquid and Solid Samples with an Antibody Microarray Chip

The presence of cyanobacterial toxins in fresh water reservoirs for human consumption is a major concern for water management authorities. To evaluate the risk of water contamination, this article describes an protocol for the in-field detection of cyanobacterial strains in liquid and solid samples by using an antibody microarray chip.

Protocolo experimental para Detectar<em&gt; Cianobactérias</em&gt; Em amostras líquidas e sólidas com um Microarray Chip Antibody

Global warming and eutrophication make some aquatic ecosystems behave as true bioreactors that trigger rapid and massive cyanobacterial growth; this has ...

Protocol for Microplastics Sampling on the Sea Surface and Sample Analysis

Microplastic pollution in the marine environment is a scientific topic that has received increasing attention over the last decade. The majority of scientific publications address microplastic pollution of the sea surface. The protocol below describes the methodology for sampling, sample preparation, separation and chemical identification of microplastic particles. A manta net fixed on an &#187;A frame&#171; attached to the side of the vessel was used for sampling. Microplastic particles caught in the cod end of the net were separated from samples by visual identification and use of stereomicroscopes. Particles were analyzed for their size using an image analysis program and for their chemical structure using ATR-FTIR and micro FTIR spectroscopy. The described protocol is in line with recommendations for microplastics monitoring published by the Marine Strategy Framework Directive (MSFD) Technical Subgroup on Marine Litter. This written protocol with video guide will support the work of researchers that deal with microplastics monitoring all over the world.

The protocol below describes the methodology for: microplastics sampling on the sea surface, separation of microplastic and chemical identification of particles. This protocol is in line with the recommendations for microplastics monitoring published by the MSFD Technical Subgroup on Marine Litter.

Protocolo para Microplásticos Amostragem na superfície do mar e análise de amostras

Microplastic pollution in the marine environment is a scientific topic that has received increasing attention over the last decade. The majority of ...

RGB and Spectral Root Imaging for Plant Phenotyping and Physiological Research: Experimental Setup and Imaging Protocols

Better understanding of plant root dynamics is essential to improve resource use efficiency of agricultural systems and increase the resistance of crop cultivars against environmental stresses. An experimental protocol is presented for RGB and hyperspectral imaging of root systems. The approach uses rhizoboxes where plants grow in natural soil over a longer time to observe fully developed root systems. Experimental settings are exemplified for assessing rhizobox plants under water stress and studying the role of roots. An RGB imaging setup is described for cheap and quick quantification of root development over time. Hyperspectral imaging improves root segmentation from the soil background compared to RGB color based thresholding. The particular strength of hyperspectral imaging is the acquisition of chemometric information on the root-soil system for functional understanding. This is demonstrated with high resolution water content mapping. Spectral imaging however is more complex in image acquisition, processing and analysis compared to the RGB approach. A combination of both methods can optimize a comprehensive assessment of the root system. Application examples integrating root and aboveground traits are given for the context of plant phenotyping and plant physiological research. Further improvement of root imaging can be obtained by optimizing RGB image quality with better illumination using different light sources and by extension of image analysis methods to infer on root zone properties from spectral data.

An experimental protocol is presented for assessment of soil grown plant root systems with RGB and hyperspectral imaging. Combination of RGB image time series with chemometric information from hyperspectral scans optimizes insights into plant root dynamics.

RGB e raiz Spectral Imaging para fenotipagem de planta e pesquisa fisiológica: instalação Experimental imagem e protocolos

Better understanding of plant root dynamics is essential to improve resource use efficiency of agricultural systems and increase the resistance of crop ...

Basic Research in Plasma Medicine - A Throughput Approach from Liquids to Cells

In plasma medicine, ionized gases with temperatures close to that of vertebrate systems are applied to cells and tissues. Cold plasmas generate reactive species known to redox regulate biological processes in health and disease. Pre-clinical and clinical evidence points to beneficial effects of plasma treatment in the healing of chronic ulcer of the skin. Other emerging topics, such as plasma cancer treatment, are receiving increasing attention. Plasma medical research requires interdisciplinary expertise in physics, chemistry, and biomedicine. One goal of plasma research is to characterize plasma-treated cells in a variety of specific applications. This includes, for example, cell count and viability, cellular oxidation, mitochondrial activity, cytotoxicity and mode of cell death, cell cycle analysis, cell surface marker expression, and cytokine release. This study describes the essential equipment and workflows required for such research in plasma biomedicine. It describes the proper operation of an atmospheric pressure argon plasma jet, specifically monitoring its basic emission spectra and feed gas settings to modulate reactive species output. Using a high-precision xyz-table and computer software, the jet is hovered in millisecond-precision over the cavities of 96-well plates in micrometer-precision for maximal reproducibility. Downstream assays for liquid analysis of redox-active molecules are shown, and target cells are plasma-treated. Specifically, melanoma cells are analyzed in an efficient sequence of different consecutive assays but using the same cells: measurement of metabolic activity, total cell area, and surface marker expression of calreticulin, a molecule important for the immunogenic cell death of cancer cells. These assays retrieve content-rich biological information about plasma effects from a single plate. Altogether, this study describes the essential steps and protocols for plasma medical research.

A high-throughput cold physical plasma treatment protocol of liquids and cells is shown. It involves setting up different feed gas compositions for plasma ignition, measuring the plasma&#39;s emission spectra, and the subsequent analysis of liquids and cellular activity after plasma treatment.

Pesquisa básica em Plasma medicina - uma abordagem de taxa de transferência de líquidos para células

In plasma medicine, ionized gases with temperatures close to that of vertebrate systems are applied to cells and tissues. Cold plasmas generate reactive ...

Preparation of DMMTAV and DMDTAV Using DMAV for Environmental Applications: Synthesis, Purification, and Confirmation

Dimethylated thioarsenicals such as dimethylmonothioarsinic acid (DMMTAV) and dimethyldithioarsinic acid (DMDTAV), which are produced by the metabolic pathway of dimethylarsinic acid (DMAV) thiolation, have been recently found in the environment as well as human organs. DMMTAV and DMDTAV can be quantified to determine the ecological effects of dimethylated thioarsenicals and their stability in environmental media. The synthesis method for these compounds is unstandardized, making replicating previous studies challenging. Furthermore, there is a lack of information about storage techniques, including storage of compounds without species transformation. Moreover, because only limited information about synthesis methods is available, there may be experimental difficulties in synthesizing standard chemicals and performing quantitative analysis. The protocol presented herein provides a practically modified synthesis method for the dimethylated thioarsenicals, DMMTAV and DMDTAV, and will help in the quantification of species separation analysis using high performance liquid chromatography in conjunction with inductively coupled plasma mass spectrometry (HPLC-ICP-MS). The experimental steps of this procedure were modified by focusing on the preparation of chemical reagents, filtration methods, and storage.

Preparation of DMMTAV and DMDTAV Using DMAV for Environmental Applications: Synthesis, Purification, and Confirmation

This article presents modified experimental protocols for dimethylmonothioarsinic acid (DMMTAV) and dimethyldithioarsinic acid (DMDTAV) synthesis, inducing dimethylarsinic acid (DMAV) thiolation through mixing of DMAV, Na2S, and H2SO4. The modified protocol provides an experimental guideline, thereby overcoming limitations of the synthesis steps that could have caused experimental failures in quantitative analysis.

Preparação de DMMTAV DMDTAV usando DMAV para aplicações ambientais: síntese, purificação e confirmação

Dimethylated thioarsenicals such as dimethylmonothioarsinic acid (DMMTAV) and dimethyldithioarsinic acid (DMDTAV), which are produced by the metabolic ...

Experimental Protocol for Detecting Mitochondrial Function in Hepatocytes Exposed to Organochlorine Pesticides

This paper presents detailed methods on detecting hepatic mitochondrial function for a better understanding the cause of metabolic disorders caused by environmental organochlorine pesticides (OCPs) in hepatocytes. HepG2 cells were exposed to &#946;-hexachlorocyclohexane (&#946;-HCH) for 24 h at an equivalent dose of internal exposure in general population. Ultrastructure in hepatocytes was examined by transmission electron microscopy (TEM) to show the damage of mitochondria. Mitochondrial function was further evaluated by mitochondrial fluorescence intensity, adenosine 5'-triphosphate (ATP) levels, oxygen consumption rate (OCR) and mitochondrial membrane potential (MMP) in HepG2 cells incubated with &#946;-HCH. The mitochondria fluorescence intensity after stained by mitochondrial green fluorescent probe was observed with a fluorescence microscopy. The luciferin-luciferase reaction was used to determine ATP levels. The MMP was detected by the cationic dye JC-1 and analyzed under flow cytometry. OCR was measured with an extracellular flux analyzer. In summary, these protocols were used in detecting mitochondrial function in hepatocytes with to investigate mitochondria damages.

Understanding the influence of environmental organochlorine pesticides (OCPs) on mitochondrial function in hepatocytes is important in exploring the mechanism of OCPs causing metabolic disorders. This paper presents detailed methods on detecting hepatic mitochondrial function.

Protocolo Experimental para Detecção de Função Mitocondrial em Hepatócitos Expostos a Pesticidas Organoclorine

This paper presents detailed methods on detecting hepatic mitochondrial function for a better understanding the cause of metabolic disorders caused by ...

The Hawaii Protocol for Scientific Monitoring of Coffee Berry Borer: a Model for Coffee Agroecosystems Worldwide

Coffee berry borer (CBB) is the most devastating insect pest for coffee crops worldwide. We developed a scientific monitoring protocol that is aimed at capturing and quantifying the dynamics and impact of this invasive insect pest as well as the development of its host plant across a heterogeneous landscape. The cornerstone of this comprehensive monitoring system is timely georeferenced data collection on CBB movement, coffee berry infestation, mortality by the fungus Beauveria bassiana, and coffee plant phenology via a mobile electronic data recording application. This electronic data collection system allows field records to be georeferenced through built-in global positioning systems, and is backed by a network of weather stations and records of farm management practices. Comprehensive monitoring of CBB and host plant dynamics is an essential part of an area-wide project in Hawaii to aggregate landscape-level data for research to improve management practices. Coffee agroecosystems in other parts of the world that experience highly variable environmental and socioeconomic factors will also benefit from implementing this protocol, in that it will drive the development of customized integrated pest management (IPM) to manage CBB populations.

Comprehensive monitoring of coffee berry borer and host plant dynamics is essential for aggregating landscape-level data to improve management of this invasive pest. Here, we present a protocol for scientific monitoring of coffee berry borer movement, infestation, mortality, coffee plant phenology, weather, and farm management via a mobile electronic data recording application.

O protocolo de Havaí para acompanhamento científico da broca do café: um modelo para agroecossistemas de café no mundo

Coffee berry borer (CBB) is the most devastating insect pest for coffee crops worldwide. We developed a scientific monitoring protocol that is aimed at ...

Rearing and Long-Term Maintenance of Eristalis tenax Hoverflies for Research Studies

With an estimated 6000 species worldwide, hoverflies are ecologically important as alternative pollinators to domesticated honeybees. However, they are also a useful scientific model to study motion vision and flight dynamics in a controlled laboratory setting. As the larvae develop in organically polluted water, they are useful models for investigating investment in microbial immunity. While large scale commercial breeding for agriculture already occurs, there are no standardized protocols for maintaining captive populations for scientific studies. This is important as commercial captive breeding programs focusing on mass output during peak pollination periods may fail to provide a population that is consistent, stable and robust throughout the year, as is often needed for other research purposes. Therefore, a method to establish, maintain and refresh a captive research population is required. Here, we describe the utilization of an artificial hibernation cycle, in addition to the nutritional and housing requirements, for long term maintenance of Eristalis tenax. Using these methods, we have significantly increased the health and longevity of captive populations of E. tenax compared to previous reports. We furthermore discuss small scale rearing methods and options for optimizing yields and manipulating population demographics.

Rearing and Long-Term Maintenance of Eristalis tenax Hoverflies for Research Studies

The overall goal of these procedures is to establish, maintain and refresh a captive population of Eristalis tenax in a research setting.

Criação e manutenção de longo prazo de Eristalis tenax Hoverflies para estudos de investigação

With an estimated 6000 species worldwide, hoverflies are ecologically important as alternative pollinators to domesticated honeybees. However, they are ...