The project was supported by Award AAES 461Hatch/Multistate Grants ALA08-045 and ALA015-1-10026 to N.L.

1. Preparação de Instrumentos, Soluções de estímulos, e Percevejos <ol><li> Prepara-se uma solução de KNO 2 50% (w / v) em um frasco de 20 ml. </li><li> Afie dois microeléctrodos de tungsténio em solução KNO 2 a 5 V mergulhando repetidamente os eletrodos de tungstênio dentro e fora da solução. <ol><li> Cerca de afiar o fio de tungsténio por imersão a cerca de 10 mm de fio de tungsténio a dentro e para fora da solução de KNO 2 a uma velocidade de 2 imersões / seg durante cerca de 5 min, o que pode consumir muito, a extremidade dianteira do fio de tungsténio. </li><li> Delicadamente afiar o eléctrodo por meio de imersão de cerca de 1 mm da ponta do fio dentro e para fora da solução a uma velocidade de 2 imersões / seg durante pelo menos 1 minuto, de modo a fazer um ponto de o eléctrodo fino e afiado. Verifique o diâmetro ponta do eletrodo sob o microscópio com freqüência até que ele atinja 0,2-0,5 mm, que deve estar bem o suficiente para perfurar a cutícula percevejos sensillum olfativo. Nota: Enquanto manualmente afiadaening o eléctrodo, a velocidade de imersão de o fio de tungsténio na solução de KNO 2 não é constante durante todo o tempo. Com mais prática, é muito mais fácil de manter uma velocidade relativamente constante no afiar do eléctrodo. O tempo de nitidez também é incerto, dependendo de como o eléctrodo fino deve ser. Aqui, uma ponta de eléctrodo com o diâmetro de 0,2 m ~ é suficiente para perfurar através do sensillum olfactiva. </li></ol></li><li> Dilui-se cada um dos estímulos químicos em sulfóxido de dimetilo (DMSO) a partir do composto puro a uma concentração inicial de 1:10 v / v como uma solução estoque. Criar uma série de diluições Decádico dependendo do número de doses necessárias na experiência, novamente com o DMSO, a partir de cada uma das soluções de reserva para cada químico. Aqui, usa 10% (+) - β-pineno e eucaliptol. </li><li> Coloque os dias em jejum ou sete de pós-alimentação percevejos adultos (macho ou fêmea) do Ft. Dix colónia (uma oferta do Dr. Haynes na Universidade de Kentucky) para ser usado em tele experimentar numa placa de Petri. Nota: Não há um número exato para percevejos colocados na placa de Petri. Ele pode ser um pouco ou muito. </li></ol> 2. Bed Bug Antena Preparação <ol><li> Anestesiar os percevejos no gelo (2-3 min). </li><li> Corrigir tanto as antenas eo corpo inseto em uma lamela de microscópio com fita dupla face e remover as pernas com uma tesoura fina. </li><li> Use um pequeno pino para tocar suavemente as antenas de modo a colocá-los na fita de forma constante. </li><li> Descansar a lamela contra uma esfera pequena (~ 1 cm de diâmetro) de cera dental para facilitar a manipulação e ajustá-lo a um ângulo apropriado (~ 90 °) para o eléctrodo de registo (Figura 1). </li><li> Uma vez garantido, coloque o bug cama sob um microscópio estéreo, ligue a fonte de luz fria e ajustar a intensidade da iluminação até a antena está claramente apresentada, e concentrar-se o microscópio sobre a segunda flagelo da antena de percevejos em alta ampliação (720x) . Nota: A intensidade de iluminação utilizado na experiência não é quantificada, que realmente depende de como os olhos do experimentador sentir a intensidade de iluminação. </li></ol> 3. Único Sensillum Recording <ol><li> Ligue o pré-amplificador (10X) com o controlador de aquisição de sinal, o qual está ligado com o computador para o registo e visualização de sinais. Ligue o computador e iniciar o software, por exemplo, AutoSpike32 e clique no modo &quot;Record&quot; na barra de menu. Em seguida, escolha a &quot;onda&quot; de modo a começar a gravar os sinais de onda. Nota: Uma linha reta em execução a partir da esquerda para a direita do monitor repetidamente deverão ser agora visíveis. Aqui, a janela de gravação dura 40 seg. Gravação de onda máximo é de 10 segundos. Taxa de amostragem selecionada é 96.000 e taxa de amostragem digital é 240. Há 0 deslocamento% e sem filtragem, nenhuma retificação para os sinais de gravação. Todas estas definições de parâmetros do software pode ser modificado conforme necessário. </li> &lt;li&gt; Ligue o alto-falante ligado ao pré-amplif icador, que é usado para apresentar o modo de tonificação para as respostas neuronais a partir de sensillum antenal. </li><li> Insira o eletrodo de referência para o abdome do percevejo estabilizado. Nota: O eletrodo de referência foi realizada por um metal estande fixada magneticamente à mesa do ar. </li><li> Depois de o eléctrodo de referência tenha sido ligado ao abdómen da percevejo, mover o eléctrodo de registo, que está conectado ao pré-amplificador e manipulado por um micromanipulador, no sentido da extremidade posterior da antena do percevejo. </li><li> Quando o eléctrodo de gravação está em contacto com a ponta direita da antena, ligar o microscópio e localizar o eléctrodo a baixa ampliação. </li><li> Ajustar o eléctrodo de registo enquanto aumenta gradualmente até que a ampliação tanto o eléctrodo e o sensillum antenal estão no mesmo plano e claramente visíveis ao microscópio. Nota: Por esta altura, o microscópio é habitually com a maior ampliação. </li><li> Insira o eletrodo de registro no eixo da sensillum usando o micromanipulador e ir um pouco mais fundo, se o ruído de fundo é elevado em comparação com o potencial de ação. </li><li> Uma vez que os potenciais de acção claros são observados a partir do sensillum gravado, preencher uma micropipeta com 10% de (+) - β-pineno. Utilizar a micropipeta para depositar 10 ul aliquota de 10% (+) - β-pineno em uma tira de papel de filtro (~ 3 x 15 mm) colocado dentro de uma pipeta de Pasteur de vidro. <ol><li> Ligar a pipeta carregado para o tubo de saída do fluxo de impulsos de estímulo e o controlador de colocar a ponta da pipeta no pequeno orifício no tubo orientado para a antena. </li></ol></li><li> Quando todas essas ligações tenham estabilizado, pressionar o pedal do controlador de estímulo para fornecer um sopro de 0,5 seg estímulo (0,5 L / min) para o fluxo de ar humidificado contínua. A gravação do potencial de ação será iniciada simultaneamente quando o footswitch é deprimido. O processo de gravação será passado para 10 segundos a partir de 1 segundo antes da estimulação. </li><li> Conte os potenciais de ação off-line para dois períodos 500 ms, uma antes e outra após a estimulação. Subtrair qualquer alteração na taxa de pico durante a 500 mseg após a estimulação da actividade espontânea registados durante os últimos 500 mseg e converter as contagens na escala convencional de espigas / s por sua multiplicação por 2. </li></ol> 4. Estímulo substituição na SSR <ol><li> Uma vez que o interruptor de pé foi desencadeada, entregar a 10% (+) - β-pineno na pipeta para o percevejo antenas e gravar a resposta a este odorante específico durante 10 seg, após o que a pipeta é removido. </li><li> Rotular outra nova pipeta com o eucaliptol 0,001% a ser testado. Coloque um pequeno pedaço de papel de filtro sobre a qual 10 ul do estímulo foi aplicado, na nova pipeta. </li><li> Espere por 2-5 min até que o estímulo é completamente vaporized na pipeta de vidro. Fixar a pipeta para o tubo de saída do fluxo de impulsos. </li><li> Insira a ponta da pipeta no pequeno orifício do tubo orientado para a antena. Pressionar o pedal e iniciar a gravação de 10 segundos. </li><li> Desligue a pipeta e preparar outra pipeta com 0,01% de eucaliptol. </li><li> Teste todo o resto das doses de eucaliptol (de 0,001% a 10%) sobre o sensilla antennal para observar as respostas dependentes da dose. Teste a partir do mais diluída para as doses menos diluir. </li></ol>

<ol>
	<li>Bartonicka, T., Gaisler, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Seasonal+dynamics+in+the+numbers+of+parasitic+bugs+(Heteroptera,+Cimicidae):+a+possible+cause+of+roost+switching+in+bats+(Chiroptera,+Vespertilionidae).">Seasonal dynamics in the numbers of parasitic bugs (Heteroptera, Cimicidae): a possible cause of roost switching in bats (Chiroptera, Vespertilionidae).</a> Parasitol Res. 100 (6), 1323-1330 (2007).</li><li>Thomas, I., Kihiczak, G. G., Schwartz, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bed+bug+bites:+a+review.">Bed bug bites: a review.</a> Int J Dermatol. 43 (6), 430-433 (2004).</li><li>Anderson, A. L., Leffler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bed+bug+infestations+in+the+news:+a+picture+of+an+emerging+public+health+problem+in+the+United+States.">Bed bug infestations in the news: a picture of an emerging public health problem in the United States.</a> J Environ Health. 70 (9), 24-27 (2008).</li><li>Boase, C., Robinnson, W., Bajomi, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bed+bugs+(Hemiptera:+Cimicidae):+an+evidence-based+analysis+of+the+current+situation.">Bed bugs (Hemiptera: Cimicidae): an evidence-based analysis of the current situation.</a> Sixth international conference on urban pests. OOK-Press Kft. , (2008).</li><li>Doggett, S. L., Geary, M. J., Russell, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Resurgence+of+bed+bugs+in+Australia:+with+notes+on+their+ecology+and+control.">The Resurgence of bed bugs in Australia: with notes on their ecology and control.</a> Environ Health. 4 (2), 30-38 (2004).</li><li>Ter Poorten, M. C., Prose, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+return+of+the+common+bedbug.">The return of the common bedbug.</a> Pediatr Dermatol. 22 (3), 183-187 (2005).</li><li>Yoon, K. S., Kwon, D. H., Strycharz, J. P., Craig, S., Lee, S. H., Clark, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biochemical+and+molecular+analysis+of+deltamethrin+resistance+in+the+common+bed+bug+(Hemiptera:+Cimicidae).">Biochemical and molecular analysis of deltamethrin resistance in the common bed bug (Hemiptera: Cimicidae).</a> J Med Entomol. 45 (6), 1092-1101 (2008).</li><li>Wang, L., Xu, Y., Zeng, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resurgence+of+bed+bugs+(Hemiptera:+Cimicidae)+in+mainland+China.">Resurgence of bed bugs (Hemiptera: Cimicidae) in mainland China.</a> Fla Entomol. 96 (1), 131-136 (2013).</li><li>Haynes, K. F., Potter, M. F., Ishaaya, I., Palli, S. R., Horowitz, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recent+progress+in+bed+bug+management.">Recent progress in bed bug management.</a> Advanced technologies for managing insect pests. , 269-278 (2013).</li><li>Carey, A. F., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfaction+from+model+systems+to+disease+control.">Insect olfaction from model systems to disease control.</a> Proc Natl Acad Sci. 108 (32), 12987-12995 (2011).</li><li>Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant+reception+in+insects:+roles+of+receptors,+binding+proteins,+and+degrading+enzymes.">Odorant reception in insects: roles of receptors, binding proteins, and degrading enzymes.</a> Annu Rev Entomol. 58, 373-391 (2013).</li><li>Den Otter, C. J., Behan, M., Maes, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+cell+response+in+female+Pieris+brassicae.+(Lepidoptera:+Pieridae)+to+plant+volatiles+and+conspecific+egg+odours.">Single cell response in female Pieris brassicae. (Lepidoptera: Pieridae) to plant volatiles and conspecific egg odours.</a> J Insect Physiol. 26 (7), 465-472 (1980).</li><li>Levinson, H. Z., Levinson, A. R., Muller, B., Steinbrecht, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+of+sensilla,+olfactory+perception,+and+behavior+of+the+bed+bug,+Cimex+lectularius.,+in+response+to+its+alarm+pheromone.">Structural of sensilla, olfactory perception, and behavior of the bed bug, Cimex lectularius., in response to its alarm pheromone.</a> J Insect Physiol. 20 (7), 1231-1248 (1974).</li><li>Harraca, V., Ignell, R., L&#246;fstedt, C., Ryne, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+the+antennal+olfactory+system+of+the+bed+bug+(Cimex+lectularius).">Characterization of the antennal olfactory system of the bed bug (Cimex lectularius).</a> Chem Senses. 35 (3), 195-204 (2010).</li><li>Liu, F., Haynes, K. F., Appel, A. G., Liu, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antennal+olfactory+sensilla+responses+to+insect+chemical+repellents+in+the+common+bed+bug,+Cimex+lectularius.">Antennal olfactory sensilla responses to insect chemical repellents in the common bed bug, Cimex lectularius.</a> J Chem Ecol. 40 (6), 522-533 (2014).</li><li>Olson, J. F., Moon, R. D., Kells, S. A., Mesce, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphology,+ultrastructure+and+functional+role+of+antennal+sensilla+in+off-host+aggregation+by+the+bed+bug,+Cimex+lectularius.">Morphology, ultrastructure and functional role of antennal sensilla in off-host aggregation by the bed bug, Cimex lectularius.</a> Arthropod Struct Dev. 43 (2), 117-122 (2014).</li><li>Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">Odor coding in the Drosophila antenna.</a> Neuron. 30 (2), 537-552 (2001).</li><li>Qiu, Y. T., Loon, J. J. A., Takken, W., Meijerink, J., Smid, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+coding+in+antennal+neurons+of+the+malaria+mosquito,+Anopheles+gambiae.">Olfactory coding in antennal neurons of the malaria mosquito, Anopheles gambiae.</a> Chem Senses. 31 (9), 845-863 (2006).</li><li>Ghaninia, M., Ignell, R., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+classification+and+central+nervous+projections+of+olfactory+receptor+neurons+housed+in+antennal+trichoid+sensilla+of+female+yellow+fever+mosquito,+Aedes+aegypti.">Functional classification and central nervous projections of olfactory receptor neurons housed in antennal trichoid sensilla of female yellow fever mosquito, Aedes aegypti.</a> Eur J Neurosci. 26 (6), 1611-1623 (2007).</li><li>Hill, S. R., Hanson, B. S., Ignell, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+antennal+trichoid+sensilla+from+female+southern+house+mosquito,+Culex+quinquefasciatus+Say.">Characterization of antennal trichoid sensilla from female southern house mosquito, Culex quinquefasciatus Say.</a> Chem Senses. 34 (3), 231-252 (2009).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

A técnica standard sensillum gravação tem sido extensivamente utilizado para testar as respostas neurais de insectos, tais como moscas de fruta, mosquitos e percevejos a diferentes estímulos químicos no ambiente. Estes estímulos químicos são frequentemente dissolvidos e diluídos num solvente comum, a fim de preparar a diferentes doses de tratamentos. No entanto, diferentes solventes pode produzir diferentes taxas de libertação bastante para os estímulos. Estudos anteriores sobre alguns insetos amplamente estudados, tais como Drosophila melanogaster, Anopheles gambiae, Culex quinquefasciatus e Aedes aegypti ter geralmente utilizado o óleo de parafina como o solvente para dissolver os estímulos, como estes insectos são relativamente insensíveis ao óleo de parafina 17-20. O óleo de parafina foi igualmente utilizado em estudos anteriores de gravação sensillum individuais de percevejos, pela mesma razão 14. No entanto, o solvente mais comumente utilizada pode não ser a melhor para cada espécie de insecto. No caSE de percevejos, tanto o óleo de parafina e DMSO, a que também exibem percevejos insensibilidade, foram utilizadas para dissolver os estímulos em diferentes estudos 14,15, mas as mesmas doses de estímulos diluídos em DMSO parecem desencadear respostas muito mais fortes em neurais o sensilla de percevejos. Por exemplo, dissolveu-DMSO R - (+) - limoneno e S - (-) - limoneno respostas neurais gerados de ≥70 espigas / seg de Dγ sensilas em percevejo antenas, enquanto a limoneno-dissolvida de óleo de parafina induziu respostas neurais da única ≤ 25 pontos / seg de Dγ sensilla. Esta redução nas respostas neuronais é bastante comum nos estímulos que foram diluídos com óleo de parafina, provavelmente devido à taxa de libertação mais lenta de óleo de parafina em comparação com DMSO. Esta taxa de libertação mais lenta reduz a quantidade de estímulo distribuída sobre a superfície do sensillum e pode resultar em uma conclusão sobre a sensibilidade enganosa de insectos para certas semioquímicos. Dois ste críticaps para a realização da única gravação sensillum são uma preparação 1) da amostra e 2) a gravação do sinal. Para a preparação da amostra, uma vez que os percevejos têm pernas muito fortes e antenas movendo ativamente, é muito importante remover todas as pernas e ficar a antena firmemente na fita dupla face. No processo de gravação do sinal, por vezes, é posicionalmente impossível para o eléctrodo para apontar para o eixo sensillum. Se este for o caso, o eléctrodo pode perfurar a extremidade posterior do sensillum, sempre que dá um sinal muito limpa e clara com muito pouco ruído de fundo. Como existem vários neurônios alojados na D e C tipo sensilla, muitas vezes é difícil distinguir entre neurônios individuais com base nas amplitudes e formas dos potenciais de ação produzidos durante SSR. No entanto, ainda é possível ver as diferenças nas respostas do percevejo a diferentes estímulos com base na frequência de disparo combinado de todos os neurónios na mesma sensillum. Teoricamente, percevejos são sensíveis a certos estímulos com forte estimulação enquanto insensível a outros estímulos com estimulação fraca com a mesma dose. Outros estudos integrando testes de comportamento e informações de sua resposta neural a esses estímulos, portanto, fornecer informações significativas sobre os semioquímicos ecologicamente relacionados para percevejos. Neste estudo, nós também utilizamos a técnica de SSR para testar as respostas neurais de sensilla olfativo para diferentes doses de estímulos. Observamos um padrão dose-dependente em respostas neurais do percevejo para diferentes produtos químicos. No entanto, considerando o ambiente complexo percevejos viver, a dose real de voláteis encontrados por percevejos em seus arredores normais será muito baixo. Como resultado, os semioquímicos que provocam forte resposta neural em doses baixas até 5 v / v 1:10 e 4 v / v são mais susceptíveis de ser biologicamente significativa para percevejos do que outros produtos químicos t 1:10chapéu única função em doses elevadas. Portanto, esses semioquímicos que actuam em doses baixas, provavelmente, desempenham um papel importante na quimiorecepção de percevejos, ajudando-os a localizar um hospedeiro ou evitar factores adversos, e irá, assim, proporcionar uma orientação útil para rastreio de prometendo atractores de percevejos ou repelentes para uso em Os ensaios de laboratório e de campo.

O percevejo comum Cimex lectularius L (Hemiptera: Cimicidae), como um ectoparasita temporária, é um inseto sugador de sangue obrigado, o que significa a sua sobrevivência, desenvolvimento e reprodução necessitam de fontes de sangue de hospedeiros, incluindo seres humanos e animais 1,2. Embora a transmissão do vírus raramente tem sido relatada devido a C. lectularius, o incômodo gerado por morder uma infestação afeta seriamente anfitriões tanto física como psicologicamente 3. A introdução e uso generalizado de inseticidas químicos, especialmente o DDT, reduziu o risco de infestações e até o final de 1950 as infestações estavam em um nível tão baixo que eles já não eram uma preocupação pública grave. No entanto, uma série de possíveis fatores levaram a ressurgimento em populações de percevejos em todo o mundo, tais como a redução do uso de inseticidas, um declínio de sensibilização da opinião pública, o aumento da atividade viajar, eo desenvolvimento de resistência a inseticidas 4-9. &lt;/ p&gt; Sinais químicos no ambiente são detectados e reconhecidos por insetos através de órgãos olfativos, como antenas e palpos maxilares. O sensilla olfativo sobre o inseto antenas desempenham um papel crucial na detecção desses sinais químicos. As moléculas químicas entrar na cutícula antenal através de poros na superfície da cutícula. Proteínas de ligação odorante no ligamento linfa antennal a estas moléculas químicas e transportá-los para os receptores olfativos 10. Os receptores olfactivos e os seus co-receptores do canal de iões catiónica não-selectivos na membrana neuronal, que será despolarizada uma vez que estas moléculas químicas são reconhecidas pelos receptores olfactivos 11. Sensillum gravação único (SSR) foi desenvolvido para detectar a alteração extracelular no potencial de acção causada pela aplicação de um destes estímulos químicos ou não químicos. Através da inserção de um eletrodo de registro na linfa sensillum e um eléctrodo de referênciaem alguma outra parte do corpo do insecto (geralmente se os olhos compostos ou do abdómen), a taxa de disparo dos neurónios em resposta a estímulos podem ser gravados 12. As alterações no número de picos representam a sensibilidade do insecto a estímulos específicos. Estímulos químicos de diferentes identidades e concentração irá eliciar respostas neurais diferentes, com diferentes taxas de combustão e estruturas temporais, e pode assim ser utilizado para investigar o processo de codificação de o insecto a substâncias químicas específicas. Para o percevejo comum, ambas as formas sexuais compartilhar o mesmo padrão de sensilla olfativa nas antenas: nove sulcado sensilla peg C, 29 cabelo-como E (E1 e E2) sensilla, e um par de cada um dos Dα, Dβ, Dγ peg suave sensilla 13,14. Como vários neurónios foram identificadas em cada tipo de sensillum, não é fácil de distinguir os potenciais de acção de diferentes neurónios alojados no mesmo sensillum, assim, para esta experiência a total números de potenciais de ação foram contadas off-line por um período de 500 ms antes e após a estimulação. O número de potenciais de ação após a estimulação foi então subtraído do número de potenciais de ação antes do estímulo e multiplicado por dois, a fim de quantificar as mudanças na taxa de disparo em cada sensillum indivíduo em picos por segundo 15.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1064">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:299px;">Tungsten wire</td>
			<td style="width:139px;">A-M SYSTEMS</td>
			<td style="width:117px;">#716500</td>
			<td style="width:511px;">Used for preparing the electrode</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">KNO2</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>#310484</td>
			<td>Used for sharpening the tungsten wire</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">AC Power Supply</td>
			<td>BK Precision</td>
			<td>1653A</td>
			<td>Providing the voltage in sharpening the tungsten wire</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Leica Z6 APO Microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>10447424</td>
			<td>Used for observing the sensilla on antennae</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Simulus controller</td>
			<td>Syntech</td>
			<td>CS-55</td>
			<td>Used for controlling the stimulus application</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">4-Channel USB Acquisition Controller</td>
			<td>Syntech</td>
			<td>IDAC-4</td>
			<td>Real-time on screen display of all signals before and during recording</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Light Source</td>
			<td>SCHOTT</td>
			<td>A20500</td>
			<td>Providing light sources for observation</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Micromanupulator</td>
			<td>Leica</td>
			<td>115378</td>
			<td>Used for minor movement of electrode</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Speaker</td>
			<td>Juster</td>
			<td>95a</td>
			<td>Connected with Acquisition Controller IDAC-4 and providing sound for the signal</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Magnetic stand</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>GJ-1</td>
			<td>Used to hold the reference electrode, stablized bed bug and stimulus delivery tube</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">TMC Vibration Isolation Table</td>
			<td>TMC</td>
			<td>63-500</td>
			<td>Used for isolating the vibration from the equipments</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Coverslip</td>
			<td>Tedpella</td>
			<td>2225-1</td>
			<td>Used for holding the bed bug</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Double-sided Tape</td>
			<td>3M</td>
			<td>XT6110</td>
			<td>Used for stablizing the bed bug on the coverclip</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Dental Wax</td>
			<td>Dentakit</td>
			<td>DK-R012</td>
			<td>Used for supporting the coverclip where bed bug is stablized&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

using single sensillum recording to detect olfactory neuron responses of bed bugs to semiochemicals

O sistema olfactivo inseto desempenha um papel importante na detecção de semioquímicos no ambiente. Em particular, o sensilas antenal que abrigam neurónios simples ou múltiplas, para dentro, são considerados para tornar a maior contribuição para responder aos estímulos químicos. Ao gravar diretamente potencial de ação no sensillum olfativa após a exposição a estímulos, a gravação sensillum único (SSR) técnica fornece uma abordagem poderosa para investigar as respostas neurais dos insetos a estímulos químicos. Para o bug cama, que é um parasita humano notório, vários tipos de sensillum olfatório foram caracterizados. Neste estudo, demonstramos respostas neurais de cama bug sensilla olfativo a dois estímulos químicos e as respostas dependentes da dose para um deles usando o método SSR. Esta abordagem permite que pesquisadores para realizar rastreio precoce de estímulos químicos individuais na olfativo sensilla cama bug, que iria fornecer informações valiosas para o desenvolvimento de novos atrativos ou repelentes de insetos de cama e benefícios dos esforços de controle de cama bug.

Sensillum gravação única é uma técnica de investigação poderoso utilizado em estudos de insetos ecologia química e fisiologia neural. Investigando as respostas neurais dos insetos aos compostos voláteis diferentes, especialmente aqueles pensado para ser ecologicamente relacionado com a sobrevivência eo desenvolvimento dos insetos, não só nos dá insights valiosos no processo de olfato do inseto, mas também abre novos caminhos promissores que poderiam, potencialmente, levar para o desenvolvimento de novos reagentes úteis para o controlo de pragas. O percevejo comum, como uma praga urbana notório, certamente tem atraído a atenção de muitos pesquisadores. Entre as várias áreas de estudo relacionadas com erros de cama, seu mecanismo de olfato é de extrema importância para a ecologia química de percevejos. Estudos anteriores descritos explicitamente a quantidade e a distribuição de diferentes tipos de sensillum olfativa na camabug antenas. Como mostrado na Figura 2A, percevejos antenas possuem quatro segmentos (SC, PE, F1 e F2). A maioria das sensilas olfactivo são apresentados na extremidade posterior da segunda flagelo (F2), mas a sua distribuição é distintamente diferente para cada tipo: sensilas D, nomeadamente Dα, Dβ e Dγ, só são localizados ao longo do lado interior da antenas (Figura 2C), enquanto o C e E (E1 e E2) sensilas são encontrados em ambos os lados das antenas (Figura 2B). Por conseguinte, a fim de assegurar que gravar a resposta neural de sensilas D, posicionamento cuidadoso da antena é essencial. Uma vez que ambas as formas sexuadas de partes de percevejos o mesmo padrão de tipos de sensilas e o lado interior da sua antenas contém todos os tipos de sensilas, voltadas para esta área faz com que seja muito mais fácil para gravar as respostas químicas de todos os diferentes tipos de sensilas separadamente na antenaE (Figura 3A). Na gravação sensillum único, olfativas diferentes sensilla exibem sinais neurais com distintamente diferentes potenciais tipos e amplitudes (Figura 3B) de ação. Por exemplo, E sensilla são conhecidos por ter um ou dois neurônios no interior, enquanto casas sensilla tipo D mais neurônios do que E ou C sensilla, produzindo potenciais de ação mais complicados do que os outros, como resultado. As amplitudes das respostas neurais a partir de C sensilas são muito menores do que aqueles dos outros tipos Sensillum. Uma vez que as conexões de eletrodos foram criadas, as respostas neurais a partir de cada tipo de sensillum para cada estímulo podem ser registrados com base em sua identidade e intensidade. Para alguns estímulos para que os percevejos são extremamente sensíveis, a resposta neural pode ser muito fortes e últimos segundos após o término da estimulação. Por exemplo, em resposta a 10% (+) - β-pineno, percevejos mostrouuma forte reacção com uma enorme taxa de queima (≥200 espigas / seg) e dinâmicas temporais super-sustentada, em comparação com o controlo com solvente sozinho como o estímulo (Figura 4A e B). Diferentes estímulos podem desencadear totalmente diferentes respostas neurais a partir do mesmo sensillum e diferentes concentrações de um mesmo estímulo são susceptíveis de gerar bastante diferentes frequências de queima. Como mostrado na Figura 5, aumentando a concentração de eucaliptol levantou as frequências de disparo a partir de 30 pontos / seg a 0,001% para 240 pontos / seg a 10% de uma maneira dependente da dose. <img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/53337/53337fig1.jpg" /> Figura 1. Um diagrama esquemático que mostra o processo de fixação para percevejos. O erro de cama é estabilizado na lamela com as antenas fixas na fita. A amostra montado é então colocado sobre uma fase magnética. A orientação e a altura da amostra cum ser ajustado para um ângulo adequado entre as antenas de percevejos eo eletrodo de gravação. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53337/53337fig1large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/53337/53337fig2.jpg" /> Figura 2. Distribuição de sensilla olfativa nas antenas de percevejos. (A) A Scanning Microscope Eletrodo (SEM) imagem de uma antena de percevejos. A antena tem quatro segmentos, o Sculpus (SC), Pedecel (PE), a primeira flagelo (F1) e o segundo flagelo (F2). A maioria das sensilas olfactivo estão localizados em F2, embora algumas sensilas olfactivas também foram encontrados em F1, que se pensa estar relacionada com a sua função de detecção da agregação de feromona para o percevejo 16. (B) Uma imagem SEM do lado exterior de F2, que abriga o olfac C e Esensilla tory. A imagem SEM do lado interno da F2, que foi encontrado para abrigar todos os diferentes tipos de sensilla olfatório (C): D (Dα, Dβ, Dγ), C e E. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53337/53337fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura .</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/53337/53337fig3.jpg" /> Figura 3. sinais neurais típicos de diferentes tipos de sensilla olfativo na cama bug antenas. (A) de alta resolução de MEV imagens de cada tipo de sensillum olfativa nas antenas de percevejos. (B) sinais neurais típicas dos diferentes sensilas olfactiva antes da exposição a um estímulo. Dα, Dβ, Dγ e C sensilla, que abrigar vários neurônios olfatórios (ORS), exibem potenciais de ação mais complicados do que E1 e E2 sensilla, que contain apenas um ou dois ORS. As amplitudes dos potenciais de ação de C sensilla são muito menores do que os de outros tipos Sensillum. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53337/53337fig3large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/53337/53337fig4.jpg" /> Figura 4. resposta neural representativas de estímulos que percevejos são sensíveis a. Traço (A) de sinais, mostrando a resposta neural típico de um sensillum olfactiva (Dγ) para o solvente, o qual é utilizado como o controlo na única gravação sensillum. Os traços de sinal são definidos para iniciar um segundo antes do 0.5 seg sopro de estímulo. Os traços de sinal para continuar a gravar 10 segundos após o início do sopro de estímulo. (B) Signal traçar mostrando a resposta neural extremamente forte de uma olfativosensillum (Dγ) a um estímulo botânico, 10% (+) - β-pineno. Após o sopro de (+) - β-pineno é entregue ao sensillum Dγ, ORS alojados dentro deste sensillum são disparados com alta freqüência e uma dinâmica temporal, de longa duração. A barra branca acima do sinal de rastreamento indica o intervalo de 1 segundo antes da exposição ao estímulo, a barra vermelha acima do traço corresponde à entrega do sopro de estímulo para o sensillum olfativo, ea barra preta acima do traço indica o sinal gravado após o término do sopro de estímulo. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53337/53337fig4large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/53337/53337fig5.jpg" /> Figura 5. respostas dependentes da dose representativos de ORS aos estímulos. Utilizando um outro estímulo botânico, eucaliptol como um example, sensilas Dγ exibido uma resposta dependente da dose de diferentes concentrações de eucaliptol. Como as concentrações aumentou de 0,001% a 10%, as frequências de disparo passou de 30 pontos / seg a 240 pontos / seg. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53337/53337fig5large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

Usando Individual Sensillum Gravação para detectar respostas Olfativo Neurônio de percevejos para Semioquímicos

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.8K visualizações.  Auburn University. Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

Vídeo: Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Único Recordings Sensillum na Insetos Drosophila melanogaster E Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Neurociência

Analyzing Responses of Mouse Olfactory Sensory Neurons Using the Air-phase Electroolfactogram Recording

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and other social interactions. The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy to conduct, and reliable method to assay olfactory function at the level of the olfactory epithelium. Since the 1956 description of the EOG by Ottoson in frogs1, the EOG recording has been applied in many vertebrates including salamanders, rabbits, rats, mice, and humans (reviewed by Scott and Scott-Johnson, 2002, ref. 2). The recent advances in genetic modification in mice have rekindled interest in recording the EOG for physiological characterization of olfactory function in knock-out and knock-in mice. EOG recordings have been successfully applied to demonstrate the central role of olfactory signal transduction components3-8, and more recently to characterize the contribution of certain regulatory mechanisms to OSN responses9-12.
Odorant detection occurs at the surface of the olfactory epithelium on the cilia of OSNs, where a signal transduction cascade leads to opening of ion channels, generating a current that flows into the cilia and depolarizes the membrane13. The EOG is the negative potential recorded extracellularly at the surface of the olfactory epithelium upon odorant stimulation, resulting from a summation of the potential changes caused by individual responsive OSNs in the recording field2. Comparison of the amplitude and kinetics of the EOG thus provide valuable information about how genetic modification and other experimental manipulations influence the molecular signaling underlying the OSN response to odor. 
Here we describe an air-phase EOG recording on a preparation of mouse olfactory turbinates. Briefly, after sacrificing the mouse, the olfactory turbinates are exposed by bisecting the head along the midline and removing the septum. The turbinate preparation is then placed in the recording setup, and a recording electrode is placed at the surface of the olfactory epithelium on one of the medial turbinates. A reference electrode is electrically connected to the tissue through a buffer solution. A continuous stream of humidified air is blown over the surface of the epithelium to keep it moist. The vapor of odorant solutions is puffed into the stream of humidified air to stimulate the epithelium. Responses are recorded and digitized for further analysis.

The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy-to-conduct, and reliable way of assessing olfactory function at the level of the olfactory epithelium. This protocol describes a recording setup, mouse tissue preparation, data collection, and basic data analysis.

Respostas análise de rato Olfactory neurônios sensoriais Usando a gravação Electroolfactogram Air fase

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and ...

Recording Behavioral Responses to Reflection in Crayfish

Social behavior depends on sensory input from the visual, mechanical and olfactory systems. One important issue concerns the relative roles of each sensory modality in guiding behavior. The role of visual inputs has been examined by isolating visual stimuli from mechanical and chemosensory stimuli. In some studies (Bruski &amp; Dunham, 1987: Delgado-Morales et al., 2004) visual inputs have been removed with blindfolds or low light intensity, and effects of remaining sensory modalities have been elucidated. An alternative approach is to study the effects of visual inputs in the absence of any appropriate mechanical and chemosensory cues. This approach aims to identify the exclusive role of visual inputs. 
We have used two methods to provide visual stimuli to crayfish without providing chemical and mechanical cues. In one method, crayfish are videotaped in an aquarium where half of the walls are covered in mirrors to provide a reflective environment, and the other half are covered in a non-reflective (matte finish) plastic. This gives the crayfish a choice between reflective and non-reflective environments. The reflective environment provides visual cues in the form of reflected images of the crayfish as it moves throughout half of the tank; these visual cues are missing from the non-reflective half of the tank. An alternative method is to videotape the behavior of crayfish in an aquarium separated by a smaller chamber at each end, with a crayfish in one small chamber providing visual cues and an inert object in the opposite small chamber providing visual input from a non-moving, non-crayfish source. 
Our published results indicate that responses of crayfish to the reflective environment depend on socialization and dominance rank. Socialized crayfish spent more time in the reflective environment and exhibited certain behaviors more frequently there than in the non-reflective environment; isolated crayfish showed no such differences. Crayfish that were housed in same-sex pairs developed a social rank of either dominant or subordinate. Responses to reflection differed between dominant and subordinate crayfish (May &amp; Mercier, 2006; May &amp; Mercier, 2007). Dominant crayfish spent more time on the reflective side, entered reflective corners more frequently and spent more time in reflective corners compared to the non-reflective side. Subordinate crayfish walked in reverse more often on the reflective side than on the non-reflective side. Preliminary data suggest similar effects from visual cues provided by a crayfish in a small adjoining chamber (May et al., 2008).

We have developed two methods for studying effects of visual cues on behavior in the absence of tactile and chemical cues. One method involves videotaping responses of crayfish to reflective walls in an aquarium; the other examines effects of visual inputs provided by a live crayfish behind a transparent partition.

Gravação de respostas comportamentais à Reflexão em Crayfish

Social behavior depends on sensory input from the visual, mechanical and olfactory systems.  One important issue concerns the relative roles of each ...

Using a Comparative Species Approach to Investigate the Neurobiology of Paternal Responses

A goal of behavioral neuroscience is to identify underlying neurobiological factors that regulate specific behaviors. Using animal models to accomplish this goal, many methodological strategies require invasive techniques to manipulate the intensity of the behavior of interest (e.g., lesion methods, pharmacological manipulations, microdialysis techniques, genetically-engineered animal models). The utilization of a comparative species approach allows researchers to take advantage of naturally occurring differences in response strategies existing in closely related species. In our lab, we use two species of the Peromyscus genus that differ in paternal responses. The male California deer mouse (Peromyscus californicus) exhibits the same parental responses as the female whereas its cousin, the common deer mouse (Peromyscus maniculatus) exhibits virtually no nurturing/parental responses in the presence of pups. Of specific interest in this article is an exploration of the neurobiological factors associated with the affiliative social responses exhibited by the paternal California deer mouse. Because the behavioral neuroscience approach is multifaceted, the following key components of the study will be briefly addressed: the identification of appropriate species for this type of research; data collection for behavioral analysis; preparation and sectioning of the brains; basic steps involved in immunocytochemistry for the quantification of vasopressin-immunoreactivity; the use of neuroimaging software to quantify the brain tissue; the use of a microsequencing video analysis to score behavior and, finally, the appropriate statistical analyses to provide the most informed interpretations of the research findings.

The comparative species approach allows behavioral neuroscientists to explore various neurobiological factors associated with specific behaviors viewed as characteristic of a specific animal model. Taking advantage of naturally occurring differences in behavior between closely related species, this technique doesn&#x2019;t require invasive techniques to manipulate the expression of the behavior.

Usando uma abordagem comparativa de espécies para investigar o Neurobiology of Responses Paternal

A goal of behavioral neuroscience is to identify underlying neurobiological factors that regulate specific behaviors.  Using animal models to accomplish ...

Odorant-induced Responses Recorded from Olfactory Receptor Neurons using the Suction Pipette Technique

Animals sample the odorous environment around them through the chemosensory systems located in the nasal cavity. Chemosensory signals affect complex behaviors such as food choice, predator, conspecific and mate recognition and other socially relevant cues. Olfactory receptor neurons (ORNs) are located in the dorsal part of the nasal cavity embedded in the olfactory epithelium. These bipolar neurons send an axon to the olfactory bulb (see Fig. 1, Reisert &amp; Zhao1, originally published in the Journal of General Physiology) and extend a single dendrite to the epithelial border from where cilia radiate into the mucus that covers the olfactory epithelium. The cilia contain the signal transduction machinery that ultimately leads to excitatory current influx through the ciliary transduction channels, a cyclic nucleotide-gated (CNG) channel and a Ca2+-activated Cl- channel (Fig. 1). The ensuing depolarization triggers action potential generation at the cell body2-4.
In this video we describe the use of the "suction pipette technique" to record odorant-induced responses from ORNs. This method was originally developed to record from rod photoreceptors5 and a variant of this method can be found at jove.com modified to record from mouse cone photoreceptors6. The suction pipette technique was later adapted to also record from ORNs7,8. Briefly, following dissociation of the olfactory epithelium and cell isolation, the entire cell body of an ORN is sucked into the tip of a recording pipette. The dendrite and the cilia remain exposed to the bath solution and thus accessible to solution changes to enable e.g. odorant or pharmacological blocker application. In this configuration, no access to the intracellular environment is gained (no whole-cell voltage clamp) and the intracellular voltage remains free to vary. This allows the simultaneous recording of the slow receptor current that originates at the cilia and fast action potentials fired by the cell body9. The difference in kinetics between these two signals allows them to be separated using different filter settings. This technique can be used on any wild type or knockout mouse or to record selectively from ORNs that also express GFP to label specific subsets of ORNs, e.g. expressing a given odorant receptor or ion channel.

Olfactory receptor neurons (ORNs) convert odor signals first into a receptor current that in turn triggers action potentials that are conveyed to second order neurons in the olfactory bulb. Here we describe the suction pipette technique to record simultaneously the odorant-induced receptor current and action potentials from mouse ORNs.

Odorante induzidas respostas registradas a partir de neurônios receptores olfativos utilizando a técnica de sucção da pipeta

Animals sample the odorous environment around them through the chemosensory systems located in the nasal cavity. Chemosensory signals affect complex ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

Multi-unidade Métodos de gravação para caracterizar a atividade neural no Locust (<em&gt; Schistocerca Americana</em&gt;) Circuitos olfatórias

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral cortex. We here share our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex using a method developed by Lima and colleagues1. Recordings are performed in mice expressing Channelrhodopsin-2 (ChR2) in specific neuronal subpopulations. Members of the population are identified by their response to a brief flash of blue light. This technique &#8211; termed &#8220;PINP&#8221;, or Photostimulation-assisted Identification of Neuronal Populations &#8211; can be implemented with standard extracellular recording equipment. It can serve as an inexpensive and accessible alternative to calcium imaging or visually-guided patching, for the purpose of targeting extracellular recordings to genetically-identified cells. Here we provide a set of guidelines for optimizing the method in everyday practice. We refined our strategy specifically for targeting parvalbumin-positive (PV+) cells, but have found that it works for other interneuron types as well, such as somatostatin-expressing (SOM+) and calretinin-expressing (CR+) interneurons.

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

Here we describe our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex. Neurons expressing ChR2 are identified by their response to blue light. The method uses standard extracellular recording equipment, and serves as an inexpensive alternative to calcium imaging or visually-guided patching.

Um Guia para<em&gt; In vivo</em&gt; Gravação única unidade de Optogenetically Identificado Cortical Inibitória Interneurônios

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Método eletrofisiológico para respostas gravação intracelular de tensão<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotorreceptores e Interneurônios à luz Estímulos<em&gt; In Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

A Free-breathing fMRI Method to Study Human Olfactory Function

The study of human olfaction is a highly complex and valuable field with applications ranging from biomedical research to clinical evaluation. Currently, evaluation of the functions of the human central olfactory system with functional magnetic resonance imaging (fMRI) is still a challenge because of several technical difficulties. There are some significant variables to take into account when considering an effective method for mapping the function of the central olfactory system using fMRI, including proper odorant selection, the interaction between odor presentation and respiration, and potential anticipation of or habituation to odorants. An event-related, respiration-triggered olfactory fMRI technique can accurately administer odorants to stimulate the olfactory system while minimizing potential interference. It can effectively capture the precise onsets of fMRI signals in the primary olfactory cortex using our data post-processing method. The technique presented here provides an efficient and practical means for generating reliable olfactory fMRI results. Such a technique can ultimately be applied in the clinical realm as a diagnostic tool for diseases associated with olfactory degeneration, including Alzheimer&#39;s and Parkinson&#39;s disease, as we begin to further understand the complexities of the human olfactory system.

We present the technical challenges and solutions for obtaining reliable functional magnetic resonance imaging (fMRI) data from the human central olfactory system. This includes special considerations in olfactory fMRI paradigm design, descriptions of fMRI data acquisition with an MRI-compatible olfactometer, odorant selection, and a special software tool for data post-processing.

Um método de fmRI de respiração livre para estudar a função olfativa humana

The study of human olfaction is a highly complex and valuable field with applications ranging from biomedical research to clinical evaluation. Currently, ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.