1 Configuração de Estéril Campo <ol><li> Don traje adequado incluindo boné e máscara. Use óculos de proteção quando na sala de processamento. </li><li> Prepare a área de processamento. Quando se utiliza um local de tratamento, manter o funcionamento contínuo do ventilador para criar uma pressão positiva no quarto. </li><li> Reúna todos os suprimentos. Verifique as datas de validade, integridade da embalagem, e indicador de esterilização. </li><li> Lavar as mãos e vestir luvas não esterilizadas. </li><li> Abra os kits estéreis para estabelecer um campo estéril. Ao utilizar uma sala de processamento, colocar os kits em cima da mesa e assepticamente abrir os wraps. Não utilizar os exteriores 1 ½ polegadas do envoltório como parte do campo estéril como este segmento é considerado não esterilizado. </li><li> Utilizando uma técnica asséptica, aberto e soltar itens estéreis sobre campo estéril, a menos que já fazem parte do pacote premade. </li><li> Mover microscópio de modo que seja acima do campo estéril, ligar fonte de luz de microscópio, e ajustar oculares como necessário. </li><li> OBTtecido da córnea ain a ser desmontado (em meio de preservação) e coloque ao lado da área de processamento estéril preparado. Solte a tampa da câmara de visionamento e deixe descansar em cima de ver a base da câmara sem fios envolvidos. Descarte as luvas não esterilizadas. </li><li> Abra um par de luvas estéreis e bata esterilizada com uma toalha. </li><li> Realize paramentação. Revesti-vos de avental estéril, em seguida, luvas estéreis. </li><li> Caixas de instrumento aberto para que todos os suprimentos são acessíveis. Abrir humidade cortina impermeável para criar a área de trabalho. </li><li> Anexar agulha para uma seringa de 5 cc. Utilizando uma tesoura cirúrgica, preparar a agulha G 30, por colocação de uma curva a 1 mm do bisel, e outra curva a 1 mm da base (de modo a formar uma forma de &quot;S&quot;). </li><li> Montar a seringa de vidro para o corante azul de tripano, colocando o êmbolo para dentro da seringa e o dedo de aperto do êmbolo. Anexar cânula. </li><li> Fixe a cânula ao frasco de solução salina balanceada (BSS). </li><li> Separe o soco trephine do bloco de vácuoe reserve. O centro do bloco de vácuo no interior do campo de visão do microscópio. </li><li> Traga o bloco de vácuo em foco, ajustando as configurações de microscópio. </li></ol> 2 Processo de Preparação tecido do doador <ol><li> Levante a tampa da câmara de visualização utilizando quadrado folha como uma barreira. Com a mão oposta e usando uma pinça, segure suavemente córnea, esclera rim para remover córnea. Recoloque a tampa da câmara de visualização. </li><li> Completamente deprimir a seringa de sucção, em seguida, coloque o lado epitelial da córnea para baixo no bloco de vácuo e garantir que ele está centrado. (Figura 1) </li><li> Gentilmente menor Lugares para o bloco de vácuo com as mensagens de orientação. Envolver-se vácuo, liberando lentamente pistão da seringa de sucção. Remova o anel de estar e reserve. (Figura 2). </li><li> Realize uma trepanação parcial para marcar através da membrana de Descemet. </li><li> Ajuste o zoom e focagem do microscópio de modo que o tecido é bem visualizado. </li><li&gt; Inclinação do bloco de vácuo e usar uma lança colocada zaragatoa estéril no limbo para remover o excesso de meio. (Figura 3) </li><li> Coloque mancha suficiente no limbo para corar a borda da membrana de Descemet marcados. Permitir que a mancha de permanecer no endotélio de 60-90 seg. (Figura 4) </li><li> Remover manchas: <ol><li> Inclinação do bloco de vácuo para verter a mancha da córnea e na almofada de gaze. </li><li> Use as lanças cirúrgicas para remover o excesso de corante da área do limbo da córnea, tomando cuidado para não tocar no endotélio. (Figura 5) </li></ol></li><li> Use algumas gotas de BSS para enxaguar a córnea de solução de coloração, e lanças swab estéril para remover o excesso de BSS. (Figura 6) </li><li> Colocar 1-2 gotas de BSS no aro esclerótica para impedir o tecido de secagem. Repita conforme necessário durante todo o procedimento. </li><li> Realize dissecação parcial da membrana de Descemet: <ol><li> Começando onde a tubulação se conectars para o bloco de vácuo, com a pinça aberta, colocar uma ponta na extremidade da marca de pontuação e membrana e endotélio suavemente separado de Descemet longe do estroma. (Figura 7). </li><li> Membrana separado de Descemet e endotélio não superior a 1 mm da margem marcou e continuar a dissecção de 360 ​​° ao redor. (Figura 8). </li><li> Nota localização de quaisquer rasgos micro colocando um ponto no bloco de vácuo, com o marcador de pele. NOTA: Se a trefina não penetrar completamente através da membrana de Descemet, utilizar a borda chanfrada da agulha G 30 preparado para completar o marcador através da membrana de Descemet, quando necessário, seguida de uma segunda aplicação de coloração conforme a necessidade. Se adesividade da membrana de Descemet está impedindo o esvaziamento parcial, remova o endotélio fora da área trepanação, conforme necessário. </li></ol></li><li> Use uma pinça para remover quaisquer etiquetas endoteliais que se sobrepõem a marca de pontuação. </li> &lt;li&gt; Considere o local de micro lágrimas marcadas anteriormente e girar o bloco de vácuo para que o maior é às 6 horas. Isso vai se tornar a dobradiça da tampa. </li><li> Usando a pinça, segure membrana de Descemet em 12 horas. Suavemente separar a membrana de Descemet do estroma por raspagem para a dobradiça. Criar a dobradiça parando a separação 2 mm da marca de pontuação. NOTA: bordas periféricas de retalho vai começar a rolar durante a separação. (Figura 9). </li><li> Cuidadosamente, coloque a tampa de volta no lugar no estroma. Use BSS e swab lanças para unscroll o endotélio e devolvê-lo à sua posição original. (Figura 10A-C) </li><li> Remover líquido residual entre a membrana de Descemet eo estroma com lanças swab estéril de modo a aba fica na posição. (Figura 11) </li><li> Use lanças swab estéril para absorver o excesso de umidade da esclera perto da dobradiça. Use o marcador pele para desenhar uman arrowhead na esclera aro que aponta para o centro da articulação, remover o excesso de tinta usando uma lança zaragatoa estéril. (Figura 12) </li><li> Soltar vácuo pressionando o êmbolo da seringa ligado ao bloco de vácuo. Enquanto o vácuo é desengatada, fórceps para remover a córnea a partir do bloco de vácuo. </li><li> Levante a tampa da câmara de visualização utilizando quadrado folha como uma barreira. Coloque a córnea na câmara de visualização, lado endotelial, e substituir a tampa da câmara de visualização. </li><li> Repita os passos acima de procedimento com o companheiro de córnea, se for o caso. Use gaze para limpar o bloco de vácuo, antes de processar o segundo tecido. </li><li> Apertar a tampa (s) da câmara de visualização e remover o tecido da área de processamento. </li><li> Quebrar o campo estéril pela eliminação de itens de acordo com o Plano de Gerenciamento de Resíduos de Risco Biológico. Retire as luvas contaminadas e vestido. Lavar as mãos e vestir luvas não esterilizadas. </li><li> Realizar pós-corte de avaliação com lâmpada de fenda e microscopia especular da córnea (s)e registrar os resultados. </li></ol>

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Hassan Tausif e Dr. Navasuja Chandrasekaran tem nada a revelar. Drs. Mian, Shtein e Woodward são diretores médicos para o Michigan Banco de Olhos. Mr. Mavin, Sr. Tito, e Ms. Johnson são funcionários da Midwest Banco de Olhos.

A camada de células endoteliais desempenham um papel crítico na manutenção da transparência córnea através de desidratação. Doenças das células endoteliais pode resultar em deficiência visual significativo. DMEK visa substituir as células endoteliais doentes com um enxerto de doador constituído por membrana e camada de células endoteliais de Descemet. Preparação de tecido do dador com um DM intacta e contagem de células endoteliais adequada são críticos para a sobrevivência do tecido do enxerto. Rasgando de DM durante a preparação do tecido do doador pode resultar em perda de tecido e desperdício de tecido do doador. Aplicação generalizada de DMEK tem sido limitado pelos desafios na preparação do tecido do enxerto e dominar a técnica cirúrgica complexa. Com melhorias na instrumentação e disponibilidade de olho banco preparado tecidos pré-cortados, esse procedimento tem o potencial para se tornar o padrão de tratamento para doenças endoteliais corneanas. As técnicas atuais para a preparação do tecido doador incluem o usode uma bolha de ar para separar o DM do estroma para facilitar a remoção do tecido do enxerto de doador de córnea 10. SCUBA (córnea submersa utilizando fundos de distância) técnica de preparo do enxerto DMEK envolve a coleta do tecido do doador sob Optisol ou solução salina balanceada (BSS), minimizando a tensão superficial e as chances de rasgar 11. Ainda outra técnica na preparação do enxerto DMEK está deixando uma borda periférica do estroma produzindo um enxerto que é mais fácil para a alça e insira 12. O tecido do doador pode também ser preparado com um trépano personalizado para deixar dobradiças de MS intacta enquanto o levantamento do enxerto com BSS 13. A taxa global de sucesso com a nossa técnica para a preparação do enxerto DMEK foi limitado em comparação com técnicas publicadas anteriormente a 76%, o que pode refletir que estes foram os primeiros 50 tecidos sendo preparados por dois técnicos bancários olho 14,15. No entanto, os resultados não melhorou na segunda metade do pre tecidopared. Além disso, a nossa técnica não exige instrumentos especializados, tornando DMEK facilmente acessíveis, assim como mais rentável. A recuperação visual pode ser mais rápido e melhor com DMEK devido à falta da interface estroma 5. Estudos também têm demonstrado menos aberrações de alta ordem na superfície posterior da córnea que DSEK ou PKP 16. A incidência de rejeição do enxerto é significativamente menor com DMEK do que com outras técnicas de ceratoplastia 17. A densidade de células endoteliais após DMEK é comparável a Stripping Automated endotelial Keratoplasty de Descemet (DSAEK) 18. DMEK oferece uma cirurgia minimamente invasiva manter a integridade estrutural do olho e reduzir o risco de astigmatismo pós-operatório, as fugas de ferida pós-operatória e glaucoma ligada à utilização de esteróides tópico prolongado. Em resumo, DMEK permite a substituição do endotélio doente sem remover destinatário estroma corneano ou adicionaltecido. A técnica cirúrgica é um desafio, em parte devido à reprodutibilidade de preparação do tecido doador. Preparação banco de olhos para DMEK pode permitir uma melhor adaptação dos DMEK semelhante às técnicas de ceratoplastia endotelial anteriores.

Endotelial Keratoplasty (EK) substituiu rapidamente ceratoplastia penetrante (PKP), como o procedimento de escolha para o tratamento de doenças endoteliais representam mais de 50% de todos os transplantes realizados nos Estados Unidos em 2012 6. PKP é limitada pela reabilitação visual prolongado com alto astigmatismo e instabilidade de refração, perda da integridade globo e complicações relacionadas à sutura. Procedimentos EK primeira geração, incluindo profunda lamelar endotelial Keratoplasty (dlek) envolvidos dissecção Manual do estroma corneal com transplante de tecido doador espessura parcial. Estes procedimentos foram bem sucedidos em transplante de tecido endotelial doador, mantendo uma superfície da córnea intacta, mas eram tecnicamente desafiador e resultou na limitado melhor acuidade visual corrigida, devido a uma córnea irregular de interface lamelar 1. O procedimento EK atual de escolha é de Descemet Stripping endotelial Keratoplasty (DSEK), que oferece clar córneadade com recuperação mais rápida da visão, minimiza erros de refração pós-operatória e astigmatismo, e diminui o risco de deiscência da ferida traumática, mantendo a superfície da córnea 7. Este procedimento envolve a remoção da membrana de Descemet e endotélio doente e substituição por tecido doador de espessura parcial que compreende uma nova camada de células endoteliais. A córnea do doador é dissecado com um microcerátomo para preparar o tecido posterior serem transplantadas 8. Preparação do tecido do doador pelo olho bancos tem sido fundamental para o crescimento rápido e, sem dúvida, o sucesso deste procedimento. O aumento de 16 vezes perto em procedimentos DSEK nos Estados Unidos entre 2005 e 2012 corresponde a quase metade do tecido a ser preparada pelo olho bancos 6. Embora DSEK pode melhorar a acuidade visual de 20/40, ou melhor, a maioria dos pacientes não alcançam 20/20 visão devido a neblina interface de estroma e aumento de luzespalham a partir da adição de doador de tecido estromal 7. A técnica cirúrgica EK progrediu a membrana de Descemet ceratoplastia endotelial (DMEK) que envolve o transplante de membrana só doador de Descemet (DM) e endotélio. Este procedimento tem uma maior proporção de pacientes que alcançam 20/20 de visão, a recuperação visual mais rápida, e um menor risco de rejeição endotelial 9. No entanto, a preparação do tecido doador é mais difícil devido às dimensões do enxerto mais finas.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="770">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:268px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">VisionBlue&#160;</td>
			<td style="width:268px;">D.O.R.C., Zuiland, The Netherlands</td>
			<td style="width:119px;">NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Barron vacuum punch</td>
			<td style="width:268px;">Katena, Denville, New Jersey</td>
			<td style="width:119px;">K20-2112</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

corneal donor tissue preparation for descemet's membrane endothelial keratoplasty

Membrana de Descemet ceratoplastia endotelial (DMEK) é uma forma de transplante de córnea, em que apenas uma camada única de células, o endotélio da córnea, juntamente com a sua membrana basal (membrana de Descemet) é introduzido no estroma posterior do recipiente 3. Ao contrário de Descemet Stripping Automated endotelial Keratoplasty (DSAEK), onde estroma adicional dos doadores é introduzida, sem interface antinatural estroma-to-estroma é criado. Como resultado, a anatomia natural da córnea é preservada, tanto quanto possível, permitindo o tempo de recuperação para melhorar a acuidade visual e 4. Endotelial Keratoplasty (EK) é o procedimento de escolha para o tratamento de disfunção endotelial. As vantagens de EK incluem a rápida recuperação da visão, a preservação da integridade do bulbo ocular e alteração refrativa mínimo devido ao uso de uma incisão pequena, periférica 1. DSAEK utiliza tecido do dador preparada com estroma de espessura parcial e endotélio. A rápida success e utilização deste procedimento pode ser atribuído à disponibilidade de olho banco preparado tecidos pré-cortados. Os benefícios da preparação olho banco de tecido do doador incluem a eliminação de necessidade de equipamento especializado na sala de operação e disponibilidade de back up tecido do doador em caso de perfuração do tecido durante a preparação. Além disso, a preparação de alto volume de tecido do doador por técnicos olho bancárias pode proporcionar a melhoria da qualidade do tecido do doador. DSAEK pode ter limitado melhor acuidade visual corrigida, devido à criação de uma interface do estroma entre o doador eo receptor da córnea. Eliminação desta interface com o transplante de membrana e endotélio único doador de Descemet em DMEK pode melhorar os resultados visuais e reduzir as complicações após EK 5. Semelhante ao DSAEK, o sucesso a longo prazo e aceitação de DMEK depende facilidade de disponibilidade de pré-cortados, olho-bank preparado tecido do doador. Aqui nós apresentamos uma abordagem passo a passo para a preparação do tecido doador, que pode reduzir alguns barriers oculares bancos enfrentam no fornecimento de enxertos DMEK.

Separação adequada do DM e endotélio de estroma é essencial na preparação de tecidos pré-cortados para DMEK. Cinquenta córneas de doadores com idade média de 65 ± 6 anos (variação 55-75), a morte para o tempo de processamento de 5,9 ± 2,3 dias (variação 1-10) e densidade de células endoteliais (ECD) de 2616 ± 321 células / mm 2 ( intervalo 2,049-3,247) foram usadas para avaliar a viabilidade e reprodutibilidade da técnica de preparação cirúrgica por dois técnicos banco de olhos. A taxa de sucesso foi de 72% nos primeiros 25 casos e aumentou para 80% no segundo semestre, com uma taxa de sucesso global de 76%. Ponto correlação bisserial (Rpb) foi utilizado para determinar correlação com fatores de tecidos pré-operatórios. A idade do doador (Rpb = 0,18), a morte para o tempo de processamento (Rpb = 0,07) e ECD (Rpb = -0,11) não se correlacionou com preparação bem sucedida de tecido. A preparação de pós-ECD (n = 37) de 2676 ± 284 (intervalo 2,041-3,205) não era significativamente diferente do de pré-preparação de DPI (p = 0,72). Insucessoresultados ful resultou de lágrimas DM (10%) e perda de células grave (14%). Estes casos também foram associados com dificuldade remontar tecido e da coloração incompleta da borda DM. Avaliação Eye-banco de resultados para o paciente fornece dados essenciais para o sucesso clínico e eventos adversos associados com DMEK que podem ajudar a melhorar a adaptação da técnica cirúrgica na prática e utilização de olho banco preparado tecido. Nove pré-cortar o tecido DMEK foram fornecidos para cinco cirurgiões para 9 pacientes. Um caso teve uma luxação em um dia e uma semana sem necessidade de rebubbling. A acuidade visual em um dia variou de 20/400 a percepção de luz e por uma semana melhorou para 20/103 (faixa 20 / 30-20 / 200). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/51919/51919fig1highres.jpg" /> Figura 1 tecido de montagem. Tecido da córnea é montada e centrada no bloco de trepanar. ss = &quot;jove_content&quot; fo: manter-together.within-page = &quot;always&quot;&gt; <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/51919/51919fig2highres.jpg" /> Figura 2 Tissue trepanar. Vácuo O anel está encaixado eo tecido da córnea é parcialmente trephined incluindo a membrana de Descemet. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/51919/51919fig3highres.jpg" /> Figura 3. remoção dos meios de armazenamento. Meios de armazenamento em excesso é removido antes da aplicação manchar. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/51919/51919fig4highres.jpg" /> Figura 4. aplicação azul tripano. Aplicar tripano mancha azul na superfície da membrana de Descemet com enchimento do poço, durante 60-90 segundos. <html> _upload / 51919 / 51919fig5highres.jpg &quot;/&gt; Figura 5 a remoção da mancha. Lavar azul tripan com BSS. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/51919/51919fig6highres.jpg" /> Figura 6 a remoção da mancha. Remoção completa da mancha. <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/51919/51919fig7highres.jpg" /> Figura 7 dissecção da membrana de Descemet. Amarrando fórceps são usados ​​para executar 360 ° dissecação parcial. <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/51919/51919fig8highres.jpg" /> Figura 8 remoção da membrana de Descemet. Comece a retirar a membrana de Descemet. <img alt="&lt;/ Html"><html> &quot;Figura 9&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 51919 / 51919fig9highres.jpg&quot; /&gt; Figura 9 remoção da membrana de Descemet. Continue a tira de membrana de Descemet. <img alt="Figura 10" src="/files/ftp_upload/51919/51919fig10highres.jpg" /> Figura 10 membrana de Descemet Reposição. (A), a membrana de Descemet retorno para o leito estromal, (B) a aplicação de BSS para auxiliar no desenrolar da membrana de Descemet, e (C) se desenrola completa da membrana de Descemet à posição original. <img alt="Figura 11" src="/files/ftp_upload/51919/51919fig11highres.jpg" /> Figura 11 Solução Salina Equilibrada de remoção. Remoção de BSS adicional por baixo da aba. 2 &quot;src =&quot; / files / ftp_upload / 51919 / 51919fig12highres.jpg &quot;/&gt; Figura 12 marca dobradiça. Identificação de dobradiça com marcador pele.

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Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty

Ceratoplastia endotelial é uma técnica cirúrgica em constante evolução como avanços resultam em transplante de enxertos mais finas com cada sucessão 1. Aqui apresentamos uma técnica de dissecção dos tecidos controlada manual para permitir uma separação segura e repetível do endotélio e membrana de Descemet do doador botões córneo para transplante 2.

Preparação tecido doador de córnea para Membrana de Descemet endotelial Keratoplasty

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

15.2K visualizações.  University of Michigan.  Ceratoplastia endotelial é uma técnica cirúrgica em constante evolução como avanços resultam em transplante de enxertos mais finas com cada sucessão 1. Aqui apresentamos uma técnica de dissecção dos tecidos controlada manual para permitir uma separação segura e repetível do endotélio e membrana de Descemet do doador botões córneo para transplante 2. 

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Single Port Donor Nephrectomy

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology. Since that time, the use of single port surgery for nephrectomy has expanded to include donor nephrectomy. Over the next two years the technique was adopted for many others types of nephrectomies to include donor nephrectomy. We present our technique for single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in over 100 patients and add this experience to our experience of over 1000 laparoscopic nephrectomies. With the proper equipment and technique, single port donor nephrectomy can be performed safely and effectively in the majority of live donors. We have found that our operative times and most importantly our transplant outcomes have not changed significantly with the adoption of the single port donor nephrectomy. We believe that single port donor nephrectomy represents a step forward in the care of living donors.

Single port laparoscopic surgery is changing the standard of care in surgical care like nothing since the laparoscopic technique was introduced 20 years ago. We present out technique of single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in 100 patients.

Nefrectomia Single Port

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology.  Since that time, the ...

Medicina

Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty

Over the past ten years, corneal transplantation surgical techniques have undergone revolutionary changes1,2. Since its inception, traditional full thickness corneal transplantation has been the treatment to restore sight in those limited by corneal disease. Some disadvantages to this approach include a high degree of post-operative astigmatism, lack of predictable refractive outcome, and disturbance to the ocular surface. The development of Descemet's stripping endothelial keratoplasty (DSEK), transplanting only the posterior corneal stroma, Descemet's membrane, and endothelium, has dramatically changed treatment of corneal endothelial disease. DSEK is performed through a smaller incision; this technique avoids 'open sky' surgery with its risk of hemorrhage or expulsion, decreases the incidence of postoperative wound dehiscence, reduces unpredictable refractive outcomes, and may decrease the rate of transplant rejection3-6.
Initially, cornea donor posterior lamellar dissection for DSEK was performed manually1 resulting in variable graft thickness and damage to the delicate corneal endothelial tissue during tissue processing. Automated lamellar dissection (Descemet's stripping automated endothelial keratoplasty, DSAEK) was developed to address these issues. Automated dissection utilizes the same technology as LASIK corneal flap creation with a mechanical microkeratome blade that helps to create uniform and thin tissue grafts for DSAEK surgery with minimal corneal endothelial cell loss in tissue processing.
Eye banks have been providing full thickness corneas for surgical transplantation for many years. In 2006, eye banks began to develop methodologies for supplying precut corneal tissue for endothelial keratoplasty. With the input of corneal surgeons, eye banks have developed thorough protocols to safely and effectively prepare posterior lamellar tissue for DSAEK surgery. This can be performed preoperatively at the eye bank. Research shows no significant difference in terms of the quality of the tissue7 or patient outcomes8,9 using eye bank precut tissue versus surgeon-prepared tissue for DSAEK surgery. For most corneal surgeons, the availability of precut DSAEK corneal tissue saves time and money10, and reduces the stress of performing the donor corneal dissection in the operating room. In part because of the ability of the eye banks to provide high quality posterior lamellar corneal in a timely manner, DSAEK has become the standard of care for surgical management of corneal endothelial disease.
The procedure that we are describing is the preparation of the posterior lamellar cornea at the eye bank for transplantation in DSAEK surgery (Figure 1).

Endothelial corneal transplantation is a surgical technique for treatment of posterior corneal diseases. Mechanical microkeratome dissection to prepare tissue results in thinner, more symmetric grafts with less endothelial cell loss and improved outcomes. Dissections can be performed at the eye bank prior to corneal transplantation surgery.

Preparação do tecido da córnea Doadores de ceratoplastia endotelial

Over the past ten years, corneal transplantation surgical techniques have undergone revolutionary changes1,2. Since its inception, traditional full ...

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous perfusion of organs provides the opportunity to improve organ quality and allows ex situ viability assessment of donor livers prior to transplantation. This video article provides a step by step protocol for ex situ normothermic machine perfusion (37 &#176;C) of human donor livers using a device that provides a pressure and temperature controlled pulsatile perfusion of the hepatic artery and continuous perfusion of the portal vein. The perfusion fluid is oxygenated by two hollow fiber membrane oxygenators and the temperature can be regulated between 10 &#176;C and 37 &#176;C. During perfusion, the metabolic activity of the liver as well as the degree of injury can be assessed by biochemical analysis of samples taken from the perfusion fluid. Machine perfusion is a very promising tool to increase the number of livers that are suitable for transplantation.

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Here we present a protocol describing oxygenated ex situ machine perfusion of donor liver grafts. This article contains a step by step protocol to procure and prepare the liver graft for machine perfusion, prepare the perfusion fluid, prime the perfusion machine and perform oxygenated normothermic machine perfusion of the liver graft.

Ex Situ Normotérmica máquina de perfusão de fígados doados

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous ...

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene and cell therapies are highly promising alternative approaches for CVD treatment. However, the broad clinical application of gene therapy is greatly limited by the lack of suitable gene delivery systems. The development of appropriate gene delivery vectors can provide a solution to current challenges in cell therapy. In particular, existing drawbacks, such as limited efficiency and low cell retention in the injured organ, could be overcome by appropriate cell engineering (i.e., genetic) prior to transplantation. The presented protocol describes the efficient and safe transient modification of endothelial cells using a polyethyleneimine superparamagnetic magnetic nanoparticle (PEI/MNP)-based delivery vector. Also, the algorithm and methods for cell characterization are defined. The successful intracellular delivery of microRNA (miR) into human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) has been achieved without affecting cell viability, functionality, or intercellular communication. Moreover, this approach was proven to cause a strong functional effect in introduced exogenous miR. Importantly, the application of this MNP-based vector ensures cell magnetization, with accompanying possibilities of magnetic targeting and non-invasive MRI tracing. This may provide a basis for magnetically guided, genetically engineered cell therapeutics that can be monitored non-invasively with MRI.

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

This manuscript describes the efficient, non-viral delivery of miR to endothelial cells by a PEI/MNP vector and their magnetization. Thus, in addition to genetic modification, this approach allows for magnetic cell guidance and MRI detectability. The technique can be used to improve the characteristics of therapeutic cell products.

preparação e<em&gt; In Vitro</em&gt; Caracterização de magnetizado miR-modificado Células Endoteliais

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene ...

Ex Vivo Corneal Organ Culture Model for Wound Healing Studies

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two dimensional (2D) and three dimensional (3D) culture has generated a wealth of information not only about corneal biology but also about wound healing, myofibroblast biology, and scarring in general. The goal of the protocol is an assay system for quantifying myofibroblast development, which characterizes scarring. We demonstrate a corneal organ culture ex vivo model using pig eyes. In this anterior keratectomy wound, corneas still in the globe are wounded with a circular blade called a trephine. A plug of approximately 1/3 of the anterior cornea is removed including the epithelium, the basement membrane, and the anterior part of the stroma. After wounding, corneas are cut from the globe, mounted on a collagen/agar base, and cultured for two weeks in supplemented-serum free medium with stabilized vitamin C to augment cell proliferation and extracellular matrix secretion by resident fibroblasts. Activation of myofibroblasts in the anterior stroma is evident in the healed cornea. This model can be used to assay wound closure, the development of myofibroblasts and fibrotic markers, and for toxicology studies. In addition, the effects of small molecule inhibitors as well as lipid-mediated siRNA transfection for gene knockdown can be tested in this system.

A protocol for an ex vivo corneal organ culture model useful for wound healing studies is described. This model system can be used to assess the effects of agents to promote regenerative healing or drug toxicity in an organized 3D multicellular environment.

Ex Vivo modelo de cultura órgão da córnea para cicatrização de feridas estudos

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two ...

A Porcine Corneal Endothelial Organ Culture Model Using Split Corneal Buttons

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for experimental investigations as they are normally needed for transplantation. Endothelial cell cultures often do not translate well to in vivo situations. Due to the biostructural characteristics of non-human corneas, stromal swelling during cultivation induces substantial corneal endothelial cell loss, which makes it difficult to perform cultivation for an extended period of time. Deswelling agents such as dextran are used to counteract this response. However, they also cause significant endothelial cell loss. Therefore, an ex vivo organ culture model not requiring deswelling agents was established. Pig eyes from a local slaughterhouse were used to prepare split corneal buttons. After partial corneal trephination, the outer layers of the cornea (epithelium, bowman layer, parts of the stroma) were removed. This significantly reduces corneal endothelial cell loss induced by massive stromal swelling and Descemet&#39;s membrane folding throughout longer cultivation periods and improves general preservation of the endothelial cell layer. Subsequent complete corneal trephination was followed by the removal of the split corneal button from the remaining eye bulb and cultivation. Endothelial cell density was assessed at follow-up times of up to 15 days after preparation (i.e., days 1, 8, 15) using light microscopy. The preparation technique used allows a better preservation of the endothelial cell layer enabled by less stromal tissue swelling, which results in slow and linear decline rates in split corneal buttons comparable to human donor corneas. As this standardized organo-typically cultivated research model for the first time allows a stable cultivation for at least two weeks, it is a valuable alternative to human donor corneas for future investigations of various external factors with regards to their effects on the corneal endothelium.

Here, a step-by-step protocol for the preparation and cultivation of porcine split corneal buttons is presented. As this organo-typically cultivated organ culture model shows cell death rates within 15 days, comparable to human donor corneas, it represents the first model allowing long-term cultivation of non-human corneas without adding toxic dextran.

Um modelo de cultura de órgão endotelial corneano porcina usando Split córnea botões

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for ...

Development of a Noninvasive, Laser-Assisted Experimental Model of Corneal Endothelial Cell Loss

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the optical breakdown at the laser focus. Acoustic shock waves and cavitation bubbles are generated, causing tissue rupture. Bubble sizes and pressure amplitudes vary with pulse energy and position of the focal point. In this study, enucleated porcine eyes were positioned in front of a commercially available Nd:YAG laser. Variable pulse energies as well as different positions of the focal spots posterior to the cornea were tested. Resulting lesions were evaluated by two-photon microscopy and histology to determine the best parameters for an exclusive detachment of corneal endothelial cells (CEC) with minimum collateral damage. The advantages of this method are the precise ablation of CEC, reduced collateral damage, and above all, the non-contact treatment.

Here, we present a protocol to detach corneal endothelial cells (CEC) from Descemet&#8217;s membrane (DM) using a neodymium:YAG (Nd:YAG) laser as an ex vivo disease model for bullous keratopathy (BK).

Desenvolvimento de um modelo experimental não invasivo, assistido a laser de perda de células endoteliais córneas

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the ...

Rodent Heart and Brain Tissue Preparation for Digital Macro Photography after Ischemia-reperfusion

Macro photography is applicable for imaging various tissue samples at high magnification to perform qualitative and quantitative analyses. Tissue preparation and subsequent image capture are steps performed immediately after the ischemia-reperfusion (IR) experiment and must be performed in a timely manner and with appropriate care. For the evaluation of IR-induced damage in the heart and brain, this paper describes 2,3,5-triphenyl-2H-tetrazolium chloride (TTC)-based staining followed by macro photography. Scientific macro photography requires controlled lighting and an appropriate imaging setup. The standardized methodology ensures high-quality, detailed digital images even if a combination of an inexpensive up-to-date digital camera and macro lens is used. Proper techniques and potential mistakes in sample preparation and image acquisition are discussed, and examples of the influence of correct and incorrect setups on image quality are provided. Specific tips are provided on how to avoid common mistakes, such as overstaining, improper sample storage, and suboptimal lighting conditions. This paper shows the appropriate methodology for rat heart and brain tissue slicing and staining and provides guidelines for establishing lighting and camera setups and photography techniques for high-resolution image acquisition.

Presented here is a protocol for the standardized methodology of rodent tissue preparation after the ischemia-reperfusion experiment and guidelines for establishing lighting and camera setups for high-resolution image acquisition. This method is applicable to all experimental small-animal organ photography.

Preparação de coração e tecido cerebral para fotografia digital de macro após isquemia-reperfusão

Macro photography is applicable for imaging various tissue samples at high magnification to perform qualitative and quantitative analyses. Tissue ...

An Epithelial Abrasion Model for Studying Corneal Wound Healing

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its transparency. However, due to its external position, the cornea is highly susceptible to a wide variety of injuries that can lead to the loss of corneal transparency and eventual blindness. Efficient corneal wound healing in response to these injuries is pivotal for maintaining corneal homeostasis and preservation of corneal transparency and refractive capabilities. In events of compromised corneal wound healing, the cornea becomes vulnerable to infections, ulcerations, and scarring. Given the fundamental importance of corneal wound healing to the preservation of corneal transparency and vision, a better understanding of the normal corneal wound healing process is a prerequisite to understanding impaired corneal wound healing associated with infection and disease. Toward this goal, murine models of corneal wounding have proven useful in furthering our understanding of the corneal wound healing mechanisms operating under normal physiological conditions. Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion in mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. In this model, a 2 mm diameter circular trephine, centered over the cornea, is used to demarcate the wound area. The golf club spud is used with care to debride the epithelium and create a circular wound without damaging the corneal epithelial basement membrane. The resulting inflammatory response proceeds as a well-characterized cascade of cellular and molecular events that are critical for efficient wound healing. This simple corneal wound healing model is highly reproducible and well-published and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of disease.

Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion wound in the mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. This corneal wound healing model is highly reproducible and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of diseases.

Um modelo de abrasão epitelial para estudar a cicatrização da ferida córnea

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

Um Protocolo de Transplante de Coração Heterotópico Porcino para Entrega de Terapêutica a um Aoenxerto Cardíaco

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...