Agradecemos Susan Farmer e os funcionários do centro de pesquisa do peixe-zebra UAB para cuidado zebrafish. O financiamento é fornecido pelos fundos de start-up do Departamento de Farmacologia e Toxicologia.

NOTA: Este protocolo foi aprovado pela Universidade de Alabama em Comitê Animal Care e Use Institucional Birmingham. 1. Breeding Zebrafish e ovo Coleções <ol><li> Três dias antes do início da exposição a produtos químicos, montar tanques de criação com divisórias para machos e fêmeas separados. Encha cada metade do caminho tanque com água do sistema de aquicultura. Usando uma rede, transferir Tg (5xERE: GFP) peixe c262/c262 para tanques de criação, colocando 2 machos e 3 fêmeas em cada tanque separado por uma divisória. Coloque uma tampa em cada tanque e etiqueta com data e as tensões a serem cruzados. </li><li> Na manhã seguinte, retire todas as barreiras e inclinação defletores para criar uma área rasa em uma extremidade do tanque de criação. Permitir peixe-zebra para acasalar, a coleta de embriões em intervalos de 10 min para garantir a encenação de desenvolvimento precisa. Ovos limpos lavando através de um coador de chá usando E3B médio e lave delicadamente embriões em placas de Petri. Retornar peixes adultos para permanentetanques. </li><li> Usando um microscópio de dissecação, classificar, contar, e remover todos os embriões não fertilizados, anormais ou danificados. Coloque embriões em placas de Petri em E3B médio e casa de 28,5 ° C, com 14:10 de luz: ciclo de escuro. Densidade de embriões pode afetar o desenvolvimento. Coloque no máximo 100 embriões em um prato de 100 mm x 35 e não mais de 50 embriões em um prato mm 60 x 15. </li><li> Por 24 hpf, substituir a mídia com E3B contendo 200 mM 1-fenil-2-tiouréia (PTU). PTU evita a formação de pigmento e mantém embriões de peixes-zebra e larvas transparente para melhorar a nitidez da imagem. CUIDADO: estoque PTU concentrado é perigoso; usar luvas ao fazer solução E3B + PTU. </li><li> Em 1 º dia pós fertilização (dpf), remover manualmente o córion de cada embrião usando uma pinça fina. O córion não parece afetar a penetração de estrogênios, porém remoção aumenta a nitidez da imagem. Não há necessidade de remover córions da mídia. NOTA: Como alternativa ao dechorionation manual, lotes de embriões pode ser checamente dechorionated utilizando 1 mg / mL de pronase de tratamento, como anteriormente descrito 11. </li></ol> 2. Química Tratamento de embriões <ol><li> No dia antes do tratamento, preparam-se soluções de estoque de cada produto químico, na concentração de 1000 vezes em DMSO (ou num solvente adequado). Por exemplo, para expor os embriões a 10 uM de bisfenol A (BPA), preparar uma solução de estoque 10 mM de BPA em 100% de DMSO. Isto assegura a concentração de DMSO uniforme em cada tratamento e permite uma diluição 1:1.000 não-tóxico de DMSO para servir como um controlo do veículo. As soluções de armazenar a -20 ° C. Para este protocolo, os embriões serão expostos a 1 uM e 10 uM de BPA, 18,5 nM e 1,85 uM de genisteína, 367 nM de estradiol (controlo positivo) e veículo (DMSO a 0,1%, de controlo negativo). ATENÇÃO: Produtos químicos, como BPA e estradiol são perigosos e podem ter efeitos deletérios sobre o feto humano. Lidar com disruptores endócrinos com cuidado e use sempre equipamento de protecção individual adequado.</li><li> No dia do tratamento, descongele preparadas soluções químicas de ações. Dilui-se 1:1000 pipetando 1 ml + E3B PTU para um tubo de microcentrífuga de 1,5 ml e a adição de 1 ml de solução de estoque de produtos químicos. Vortex vigorosamente. Dilui-se 1:1000 em DMSO + E3B PTU como um controlo do veículo. Use 1 mL + E3B PTU num tubo de microcentrífuga de 1,5 ml, como um controlo não tratado. </li><li> Usando uma pipeta de transferência de plástico grande furo, embriões de transferência a partir de placas de Petri para cada poço de uma placa de 96 poços, 3 embriões por poço, 3 poços por condição. Para evitar a evaporação durante o tratamento prolongado, omitir embriões de linhas exteriores e as colunas da placa (linhas A e E, as colunas 1 e 12). Poços exteriores podem ser preenchidos com 300 ul de E3B + PTU. Rotular a tampa da placa de forma adequada. </li><li> Remova a mídia de cada poço com uma fina ponta da pipeta de transferência de plástico. Trabalhe rapidamente para evitar a secagem dos embriões. </li><li> Adicionar 200 ul de solução de tratamento em cavidade correspondente. Coloque a tampa underneath a placa como um guia para assegurar a adição de tratamentos para os poços apropriados. Vortex cada tubo antes da pipetagem para distribuir o produto químico em solução. Confirmar visualmente cada embrião é na solução de tratamento. Se os embriões estão do lado do poço, utilizar uma pipeta de transferência limpa para lavá-los para dentro do poço, com a solução de tratamento. </li><li> Colocar a placa na incubadora a 28,5 ° C. Embriões serão analisados ​​quanto à fluorescência no 72 hpf. </li></ol> 3. Automated imagem de embriões em placas de 96 poços <ol><li> Anestesiar os embriões por adição de 10 uL de 4 mg / ml tricaina a cada poço. NOTA: Anestesie embriões antes da imagem. Na 24-96 hpf, peixe-zebra exibem movimento espontâneo e uma resposta de sobressalto para a fonte de luz mudando durante a captura da imagem. Anestesiar embriões reduz o movimento durante o exame. </li><li> Colocar a placa de 96 poços na plataforma motorizada e calibrar o palco. Usando 2011 software para microscopia automatica Zeiss Zen Azulon e controle, selecione a opção transportadora amostra e selecione multiwell 96. Selecione Calibrar. Siga as instruções passo a passo para calibrar o palco. NOTA: Não desmarque o botão azulejos após esta etapa. Se o botão de telhas é desmarcada, as configurações de calibragem podem ser perdidos ea placa de 96 poços terão de ser recalibrado. </li><li> Usando uma objetiva de 10x eo campo claro (BF) definir, identificar um embrião controle positivo e definir as configurações de exposição adequadamente para BF e canais de GFP, certificando-se que o sinal de fluorescência não está saturando a câmera. Concentre-se em um único embrião e programar o microscópio para adquirir 3 total de Z-seções, uma imagem 50 mm acima e outra 50 mm abaixo do plano focal atual. NOTA: Uma vez que os tecidos diferentes ocupam diferentes planos focais, o que irá garantir que para cada peixe-zebra imagens são capturadas com o coração eo fígado em foco. </li><li> Defina os parâmetros de software para adquirir uma imagem em mosaico usando GFP e BF channels. Sob a guia de aquisição, selecionar a configuração avançada. Selecionar as regiões de azulejos, então telhas. Escolha a opção de círculo bem. NOTA: ladrilhos é usada para criar uma imagem composta de cada poço. Um campo de visão-single captura apenas uma pequena parte de cada poço. A função de azulejos pode capturar automaticamente várias adjacente campos de visão de cada poço, criando uma imagem composta de todo o bem. Por conseguinte, é possível captar automaticamente 96 imagens compostas por placa, em que cada imagem composta contém várias dezenas de imagens individuais a partir de um único poço. </li><li> Escolha operadora e preencher fator de 90%. A seleção de um fator de preenchimento de 90% irá capturar várias imagens dos poços selecionados de tal forma que 90% da área de cada poço será visível na imagem composta. NOTA: Ao selecionar o fator de preenchimento, um diagrama será exibido representando a área a ser trabalhada. Selecione uma porcentagem que vai incluir a área do poçoque é apropriado para a experiência. </li><li> Em Opções, selecione a quantidade de sobreposição desejado. NOTA: Quando costurando telhas para uma única imagem representativa, uma sobreposição de 5-10% permite uma costura suave entre imagens. No entanto, se a imagem de costura é necessário, utilizando uma sobreposição 0% irá reduzir o tempo de imagiologia. Utilização de factor de enchimento de 90% e 5% de sobreposição, uma imagem composta de um único poço consiste de 59 imagens individuais. </li><li> Comece imagem. O microscópio irá adquirir automaticamente as imagens. </li><li> Inspeccionar manualmente imagens compostas de cada poço para fluorescência específica de tecido (Figura 1). </li><li> NOTA: É melhor começar com o controle positivo para confirmar que a exposição a substâncias químicas trabalhou antes de observar poços de tratamento experimental. </li></ol> 4. Manual de captura de imagem de Embriões em placa de 96 poços NOTA: Para confirmar os resultados, use uma objetiva de 20x distância de trabalho longa para acquire imagens mais detalhadas manualmente (Figura 2). <ol><li> Usando uma objetiva de 20x eo campo claro (BF) definir, identificar um embrião controle positivo e definir as configurações de exposição para os canais de BF e GFP adequadamente, certificando-se que o sinal de fluorescência não está saturando a câmera. </li><li> Identificar embriões individuais e capturar imagens manualmente. NOTA: Uma vez que as configurações de exposição foram selecionados para o embrião controle positivo, não alteram as configurações. Esta permite uma comparação da intensidade de fluorescência para cada imagem é capturada em condições uniformes. </li></ol>

<ol>
	<li>Molina, G., Watkins, S., Tsang, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+FGF+reporter+transgenic+zebrafish+and+their+utility+in+chemical+screens.">Generation of FGF reporter transgenic zebrafish and their utility in chemical screens.</a> BMC Developmental Biology. 7, 62 (2007).</li><li>Perz-Edwards, A., Hardison, N. L., Linney, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retinoic+acid-mediated+gene+expression+in+transgenic+reporter+zebrafish.">Retinoic acid-mediated gene expression in transgenic reporter zebrafish.</a> Developmental Biology. , 89-101 (2001).</li><li>Gorelick, D. A., Halpern, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+Estrogen+Receptor+Transcriptional+Activation+in+Zebrafish.">Visualization of Estrogen Receptor Transcriptional Activation in Zebrafish.</a> Endocrinology. 152, 2690-2703 (2011).</li><li>Tsang, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish:+A+tool+for+chemical+screens.">Zebrafish: A tool for chemical screens.</a> Birth Defects Research Part C: Embryo Today: Reviews. 90, 185-192 (2010).</li><li>Peravali, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+feature+detection+and+imaging+for+high-resolution+screening+of+zebrafish+embryos.">Automated feature detection and imaging for high-resolution screening of zebrafish embryos.</a> Biotechniques. 50, 319-324 (2011).</li><li>Walker, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+reporter+quantification+in+vivo:+high-throughput+screening+method+for+reporter-based+assays+in+zebrafish.">Automated reporter quantification in vivo: high-throughput screening method for reporter-based assays in zebrafish.</a> PLoS One. 7, (2012).</li><li>Vogt, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+image-based+phenotypic+analysis+in+zebrafish+embryos.">Automated image-based phenotypic analysis in zebrafish embryos.</a> Developmental Dynamics. 238, 656-663 (2009).</li><li>Vogt, A., Codore, H., Day, B. W., Hukriede, N. A., Tsang, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+automated+imaging+and+analysis+for+zebrafish+chemical+screens.">Development of automated imaging and analysis for zebrafish chemical screens.</a> J. Vis. Exp. , (2010).</li><li>Gruber, C. J., Gruber, D. M., Gruber, I. M., Wieser, F., Huber, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomy+of+the+estrogen+response+element.">Anatomy of the estrogen response element.</a> Trends in Endocrinology and Metabolism. 15, 73-78 (2004).</li><li>Rovira, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemical+screen+identifies+FDA-approved+drugs+and+target+pathways+that+induce+precocious+pancreatic+endocrine+differentiation.">Chemical screen identifies FDA-approved drugs and target pathways that induce precocious pancreatic endocrine differentiation.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 108, 19264-19269 (2011).</li><li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Zebrafish+Book:+A+guide+for+the+laboratory+use+of+zebrafish+(Danio+rerio).">The Zebrafish Book: A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio).</a> , (2000).</li></ol>

Os autores não têm interesses financeiros concorrentes.

Este protocolo descreve um método simples para automaticamente a imagem de fluorescência de tecido específico em embriões de peixe-zebra. O protocolo foi desenvolvido utilizando uma Zeiss Axio Observer. Z1 com software Zen azul 2011, no entanto, a técnica pode ser adaptada usando qualquer microscópio invertido com uma platina motorizada e software de controlo do microscópio que possa realizar a telha para criar imagens compostas. Equipar um microscópio invertido com um palco motorizado pode fornecer uma alternativa prática, menos dispendioso para a compra de equipamentos especializados para triagem de alto conteúdo. Estágios motorizados variam de alguns milhares a dezenas de milhares de dólares, dependendo da marca e modelo do microscópio e qualidade do palco. Há vários passos críticos no âmbito do protocolo. Alguns produtos químicos são sensíveis à luz, por isso, pode ser benéfico para incubar os embriões no escuro, durante o tratamento. Embriões de peixe-zebra são sensíveis à dessecação. Portanto, para químicomais de um dia cal exposições duração é crítica para encher os poços ao longo das bordas da placa de 96 poços com meio para limitar a evaporação (protocolo passo 2.3). É também importante assegurar que a fase é cuidadosamente calibrado (passo protocolo 3.2). Um erro comum é colocar a placa para o palco sem assegurar a placa completamente. Neste caso, a posição da placa na fase pode mudar quando o palco se move, o que poderia causar alguns poços a ser trabalhada parcialmente ou não em todos. Quando imagiologia várias placas em sucessão, isto não é absolutamente necessário recalibrar a fase para cada placa, enquanto as placas são do mesmo fabricante e estão todos colocados na fase em orientações idênticas. Ao definir os parâmetros de azulejos de imagem automáticos (protocolo passo 3.5), certifique-se de que a maioria de cada poço será trabalhada. Às 3 dpf e mais velhos, larvas de peixe-zebra tendem a se posicionar perto das bordas da well, por conseguinte, recomenda-se um factor de enchimento de 90%, para garantir que as margens de cada poço vai ser visualizado. No entanto, quanto maior for o factor de enchimento maior o tempo de aquisição de imagem. É possível executar um algoritmo de costura em imagens compostas para melhorar a resolução. Se um algoritmo de costura deve ser realizada, em seguida, definir os parâmetros de azulejos para incluir uma imagem de sobreposição de 5-10% (protocolo passo 3.6). Quanto maior a sobreposição, melhor o desempenho do algoritmo de costura. Em alguns casos, uma sobreposição de 10% pode permitir costura para produzir uma imagem informativa para análise que não exija a visualização utilizando uma objectiva de ampliação maior. No entanto, quanto maior a sobreposição da aquisição de imagem já terá, como mais imagens serão capturadas por poço. Uma sobreposição de 0% podem ser usados ​​para reduzir o tempo de aquisição de imagem e para minimizar a exposição à luz fluorescente e fotobranqueamento. Neste caso, a captura de imagens mais detalhadas de poços selecionados usando um objecti 20xve (Figura 2). Tempo de captura de imagem para este protocolo vai depender dos parâmetros experimentais. A aquisição de imagens utilizando os parâmetros neste protocolo (fator de preenchimento de 90%, 5% de sobreposição, três z-seções por imagem capturada e um tempo de exposição de 50 ms para o canal de GFP e um ms para o canal de campo claro) leva três minutos e 50 segundo por poço. Portanto, é possível para a tela 60 poços, em três horas e 50 minutos. É possível para a tela 180 poços por dia, ou de 60 compostos únicos, em triplicado. Este protocolo permite imagens automatizado para fluorescência específica do tecido, mas tem várias limitações. Widefield imagens de fluorescência não tem a resolução de imagem confocal usado em muitas técnicas de triagem de alto conteúdo. Além disso, a fluorescência de quantificação é difícil devido à alta variabilidade na orientação de cada peixe-zebra dentro de um poço. Isso poderia ser evitado pela imagem do peixe-zebra em uniformecondições de orientação, por exemplo, usando moldes ou microplacas com poços que forçam embriões de peixe-zebra em orientações uniformes 5,10. O tempo de aquisição de imagem limita o número de poços que podem ser rastreados por dia a 180. Screening 180 poços por dia é uma melhoria significativa sobre a imagem manual. No entanto, os métodos típicos de elevada capacidade pode rastrear uma média de 10.000 poços por dia, mas requerem estações de trabalho complexos e caros. Este protocolo representa uma alternativa prática, menos dispendioso para a triagem de alto teor que pode ser facilmente adaptado por laboratórios com um microscópio de fluorescência invertida de campo amplo. O método de imagiologia aqui descrito permite a análise de fluorescência específica para um tecido de embriões que não foram cuidadosamente montadas ou orientada, que melhora drasticamente a velocidade e a facilidade de preparação da amostra. Imagens compostas podem ser arquivados para referência. Este protocolo foi desenvolvido para permitir high-throughput screening of ligantes do receptor de estrogênio de tecidos específicos de bibliotecas químicos e amostras de água ambiental. Alternativamente, este protocolo de imagem podia ser utilizado para rastrear qualquer repórter fluorescente para a actividade específica de tecido.

Paulistinha transgênico foram desenvolvidos que permitem a visualização direta de atividade em vias de sinalização, como fatores de crescimento de fibroblastos 1, o ácido retinóico 2 e 3 estrógenos, em embriões vivos. Estas ferramentas permitem o rastreio de produtos químicos que perturbam as vias de sinalização (ensaiado como uma mudança na intensidade de fluorescência) ou por produtos químicos que modulam a sinalização de um modo específico do tecido (alteração na fluorescência de localização) 4. Captura de imagem automatizado aumenta a taxa de transferência de telas químicas dramaticamente 5,6. Telas que fluorescência automaticamente ensaio no peixe-zebra ao vivo muitas vezes dependem de caros, equipamentos especializados. O chamado de triagem de alto teor fornece o benefício de alta resolução, imagens quantitativas, mas ao custo de usar leitores de placas especializadas equipadas para microscopia confocal 7,8. O objectivo deste método é a fluorescência específica de tecido automaticamente ensaio em embriões de peixe-zebraem uma placa de 96 poços, utilizando um microscópio de epifluorescência padrão. Fluorescência de tecidos específicos podem ser distinguidos utilizando esta técnica e pode ser uma abordagem razoável para laboratórios que não têm acesso a leitores de placas especializadas ou equipamentos de alta teor de triagem. Neste protocolo, usamos de imagens automatizado para detectar receptor de estrogênio tecido específico (ER) agonistas em peixe-zebra ao vivo em três dias após a fertilização (dpf). A linhagem transgênica Tg (5xERE: GFP) c262/c262 contém 5 seqüências em tandem de resposta de estrogênio elementos de DNA (ERE) a montante da proteína verde fluorescente (GFP) 3. Na ausência de ligando, ERs são normalmente inactivos. Ligação do ligante desencadeia uma mudança conformacional, permitindo que os receptores para ligar DNA ERE e regulam a transcrição 9. 5xERE: peixe GFP pode ser utilizado para pesquisar bibliotecas químicas para moduladores de ER e pode ser utilizado para rastrear as amostras de água do meio ambiente para os contaminantes estrogênicos.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:885px;" width="886">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:100px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:451px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Plastic transfer pipettes; wide bore</td>
			<td style="width:100px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">13-711-23</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Plastic transfer pipettes; fine tip</td>
			<td style="width:100px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">13-711-26</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">96-well, round, flat bottom plates</td>
			<td style="width:100px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">21-377-203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">100 x 35mm paltes</td>
			<td style="width:100px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">08-757-100D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">35 x 60mm plates</td>
			<td style="width:100px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">08-757-100B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Dumont #5 fine forceps</td>
			<td style="width:100px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:119px;">11254-20</td>
			<td>tip dimensions 0.05 x 0.01 mm, for manually removing chorions from embryos</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Tricane methanesulfonate</td>
			<td style="width:100px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">A5040-25G</td>
			<td>see Zebrafish Book for recipe (http://zfin.org/zf_info/zfbook/chapt10.html#wptohtml63)&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1-phenyl 2-thiourea (PTU)</td>
			<td style="width:100px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">P7629-10G</td>
			<td>Prepare 20 mM stock (100x) and use at 200 &#956;M in E3B&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Zeiss Axio Observer Z1</td>
			<td style="width:100px;">Carl Zeiss</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:451px;">Protocol requires an inverted fluorescence microscope with a motorized stage</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">20x long working distance objective</td>
			<td style="width:100px;">Carl Zeiss</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>We use an objective with 0.4 NA and 8.4 mm working distance</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Axiocam HRm digital camera</td>
			<td style="width:100px;">Carl Zeiss</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">ZenBlue 2011 microscope control software</td>
			<td style="width:100px;">Carl Zeiss</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:451px;">Protocol requires microscopy automation and control software to enable capturing of tiled images using a motorized stage</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Methylene Blue</td>
			<td style="width:100px;">Sigma Aldrich</td>
			<td>&#160;MB-1; 25 grams</td>
			<td>make 2% solution in RO water for use in E3B (below)</td>
		</tr>
		<tr height="273">
			<td height="273" style="height:273px;">E3B</td>
			<td style="width:100px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:451px;">60X E3 SOLUTION: 
			NaCl&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; - 17.2 grams 
			KCl&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; - 0.76 grams 
			CaCl2-2H2O&#160;&#160;&#160;&#160; - 2.9 grams 
			MgSO4-7H2O&#160; - 4.9 grams or MgSO4 &#8211; 2.39 grams 
			Dissolve in 1 liter Milli-Q water; store in sterile 1 liter bottle. 
			 
			1X E3B SOLUTION FOR ZEBRAFISH: 
			60X E3&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 150mls 
			2% methylene blue&#160;&#160;&#160;&#160; 100&#956;l&#160; 
			Bring to 9 liters with Milli-Q water 
			&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

semi-automated imaging of tissue-specific fluorescence in zebrafish embryos

Embriões de peixe-zebra são uma poderosa ferramenta para a triagem em larga escala de pequenas moléculas. Zebrafish transgênicos que expressam proteínas repórter fluorescentes são freqüentemente usados ​​para identificar os produtos químicos que modulam a expressão do gene. Telas químicas que ensaio de fluorescência no peixe-zebra ao vivo muitas vezes dependem de caros, equipamentos especializados para rastreio de alto conteúdo. Nós descrevemos um procedimento usando um microscópio de epifluorescência padrão com um palco motorizado a imagem automaticamente embriões de peixes-zebra e detectar a fluorescência de tecido específico. Usando zebrafish transgênicos que relatam a atividade do receptor de estrogênio via expressão de GFP, foi desenvolvido um processo semi-automatizado para triagem de ligantes do receptor de estrogênio que ativam o repórter de uma forma específica de tecido. Neste vídeo, descrevemos os procedimentos para arraying embriões de peixe-zebra em 24-48 horas pós fertilização (hpf) em uma placa de 96 poços e adicionando pequenas moléculas que se ligam receptores de estrogênio. Em 72-96 hpf, imagens de cada poço a partir detoda a placa são coletados automaticamente e inspecionados manualmente para fluorescência de tecido específico. Este protocolo demonstra a capacidade para detectar os estrogénios que activam os receptores de válvulas cardíacas, mas não no fígado.

A Figura 1 mostra imagens compósitas a partir de poços individuais de uma placa de 96 poços. Cada imagem composta é composta de 59 imagens individuais com 5% de imagem de sobreposição. Note-se que o peixe-zebra vivos são orientadas aleatoriamente dentro de cada poço, ainda que são capazes de distinguir da fluorescência no coração a partir do fígado. Imagens de campo claro, são úteis como referências para avaliar a orientação peixe-zebra e visualizar anormalidades morfológicas (Figuras 1A e 1C). Imagem automatizada usando uma objetiva de 10x é utilizado para rastrear produtos químicos e determinar que merecem avaliação manual, com uma ampliação superior. Figura 2 mostra imagens capturadas com uma objetiva de 20x longa distância de trabalho para análise mais detalhada. Estas imagens foram tiradas logo após a varredura automática descrito na Figura 1 sem remover a placa do estágio do microscópio. Utilizando uma objectiva de 20x, a fluorescência no coração pode ser localizado com exactidão val coraçãoves (Figuras 2C-2F). Ocasionalmente, a orientação dos embriões pode ser sub-óptimas para a captação de imagens e pode conduzir a resultados ambíguos. Colocar 3 zebrafish por poço e realizar cada tratamento em triplicata (protocolo passo 2.3) oferece múltiplas oportunidades para visualizar fluorescência com precisão. <img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51533/51533fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51533/51533fig1.jpg" /> . Figura 1 automatizada de imagem composta revela fluorescência específica de tecido das válvulas do coração e fígado de campo claro (A, C) e fluorescentes (B, DH) as imagens de Tg (5xERE: GFP). C262/c262 embriões tratados com produtos químicos indicados aos 2 dias pós fertilização (DPF) e fotografada em 3 dpf. Cada painel mostra uma imagem composta de um único poço (composta de 59 imagens individuais com 5%sobreposição) a partir de uma placa de 96 poços. A e B, os embriões foram incubadas em DMSO 0,1% (controlo de veículo) são GFP-negativo. CH, Embriões incubadas com 100 ng / ml 17β-estradiol (E2), 1,85 uM de genisteína (gen) , ou 10 pM de fluorescência BPA exposição nas válvulas cardíacas (setas) e no fígado (pontas de seta), os embriões tratados com 18,5 nM gen ou 1 uM BPA exibem fluorescência em válvulas cardíacas, mas não hepática. B &#39;, imagem digital ampliada de uma única larva da região em caixa no painel B. D&#39;, digitalmente imagem ampliada da região em caixa do painel D, e assim por diante. Barra de escala = 500 mm. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51533/51533fig1highres.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51533/51533fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51533/51533fig2.jpg" /> <stron.. g&gt; Figura 2 visualização detalhada das válvulas cardíacas GFP positivas Tg (5xERE: GFP) c262/c262 embriões expostos aos produtos químicos indicados na placa de 96 poços (ver Figura 1) foram fotografadas manualmente em uma ampliação maior, permitindo a visualização da GFP em as válvulas atrioventriculares (setas) e as válvulas aórticas (setas) do coração. B, D e fluorescência de campo claro imagens mescladas. Todas as imagens são vista lateral, anterior à esquerda e dorsal ao topo. Barra de escala = 50 mm. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51533/51533fig2highres.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Semi-automated Imaging of Tissue-specific Fluorescence in Zebrafish Embryos at JoVE.com

Semi-automated Imaging of Tissue-specific Fluorescence in Zebrafish Embryos

Descrito aqui é um protocolo para a imagem semi-automatizada de fluorescência de tecido específico em embriões de peixe-zebra.

Imagem semi-automatizada de Fluorescência de tecidos específicos em embriões Zebrafish

Zebrafish embryos are a powerful tool for large-scale screening of small molecules. Transgenic zebrafish that express fluorescent reporter proteins are ...

semi-automated-imaging-tissue-specific-fluorescence-zebrafish

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

9.5K visualizações.  University of Alabama at Birmingham.  Descrito aqui é um protocolo para a imagem semi-automatizada de fluorescência de tecido específico em embriões de peixe-zebra. 

Vídeo: Semi-automated Imaging of Tissue-specific Fluorescence in Zebrafish Embryos

Two-photon axotomy and time-lapse confocal imaging in live zebrafish embryos

Zebrafish have long been utilized to study the cellular and molecular mechanisms of development by time-lapse imaging of the living transparent embryo. Here we describe a method to mount zebrafish embryos for long-term imaging and demonstrate how to automate the capture of time-lapse images using a confocal microscope. We also describe a method to create controlled, precise damage to individual branches of peripheral sensory axons in zebrafish using the focused power of a femtosecond laser mounted on a two-photon microscope. The parameters for successful two-photon axotomy must be optimized for each microscope. We will demonstrate two-photon axotomy on both a custom built two-photon microscope and a Zeiss 510 confocal/two-photon to provide two examples.

Zebrafish trigeminal sensory neurons can be visualized in a transgenic line expressing GFP driven by a sensory neuron specific promoter 1. We have adapted this zebrafish trigeminal model to directly observe sensory axon regeneration in living zebrafish embryos. Embryos are anesthetized with tricaine and positioned within a drop of agarose as it solidifies. Immobilized embryos are sealed within an imaging chamber filled with phenylthiourea (PTU) Ringers. We have found that embryos can be continuously imaged in these chambers for 12-48 hours. A single confocal image is then captured to determine the desired site of axotomy. The region of interest is located on the two-photon microscope by imaging the sensory axons under low, non-damaging power. After zooming in on the desired site of axotomy, the power is increased and a single scan of that defined region is sufficient to sever the axon. Multiple location time-lapse imaging is then set up on a confocal microscope to directly observe axonal recovery from injury.

Here we describe a method for mounting zebrafish embryos for long-term imaging, two-photon imaging and tissue-damage techniques, and time-lapse confocal imaging.

Dois fótons axotomia e lapso de tempo de imagem confocal em embriões de peixe-zebra ao vivo

Zebrafish have long been utilized to study the cellular and molecular mechanisms of development by time-lapse imaging of the living transparent embryo.  ...

Biologia

Generating Chimeric Zebrafish Embryos by Transplantation

One of the most powerful tools used to gain insight into complex developmental processes is the analysis of chimeric embryos. A chimera is defined as an organism that contains cells from more than one animal; mosaics are one type of chimera in which cells from more than one genotype are mixed, usually wild-type and mutant. In the zebrafish, chimeras can be readily made by transplantation of cells from a donor embryo into a host embryo at the appropriate embryonic stage. Labeled donor cells are generated by injection of a lineage marker, such as a fluorescent dye, into the one-cell stage embryo. Labeled donor cells are removed from donor embryos and introduced into unlabeled host embryos using an oil-controlled glass pipette mounted on either a compound or dissecting microscope. Donor cells can in some cases be targeted to a specific region or tissue of the developing blastula or gastrula stage host embryo by choosing a transplantation site in the host embryo based on well-established fate maps.

A step-by-step guide to generating targeted chimeric zebrafish embryos by transplantation at the blastula or gastrula stage.

A criação de embriões quiméricos Zebrafish por Transplante

One of the most powerful tools used to gain insight into complex developmental processes is the analysis of chimeric embryos. A chimera is defined as an ...

Semi-automated Optical Heartbeat Analysis of Small Hearts

We have developed a method for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts (Fink, et. al., 2009). Our Semi-automatic Optical Heartbeat Analysis (SOHA) uses a novel movement detection algorithm that is able to detect cardiac movements associated with individual contractile and relaxation events. The program provides a host of physiologically relevant readouts including systolic and diastolic intervals, heart rate, as well as qualitative and quantitative measures of heartbeat arrhythmicity. The program also calculates heart diameter measurements during both diastole and systole from which fractional shortening and fractional area changes are calculated. Output is provided as a digital file compatible with most spreadsheet programs. Measurements are made for every heartbeat in a record increasing the statistical power of the output. We demonstrate each of the steps where user input is required and show the application of our methodology to the analysis of heart function in all three genetically tractable heart models.

We have developed a Semi-automated Optical Heartbeat Analysis method (SOHA) for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts. We demonstrate the application of our methodology to the analysis of heart function in fruit fly and embryonic mouse hearts.

Semi-automático de análise de pulsação óptica de pequenos corações

We have developed a method for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts (Fink, et. al., 2009). Our ...

Time-lapse Imaging of Mitosis After siRNA Transfection

Changes in cellular organization and chromosome dynamics that occur during mitosis are tightly coordinated to ensure accurate inheritance of genomic and cellular content. Hallmark events of mitosis, such as chromosome movement, can be readily tracked on an individual cell basis using time-lapse fluorescence microscopy of mammalian cell lines expressing specific GFP-tagged proteins. In combination with RNAi-based depletion, this can be a powerful method for pinpointing the stage(s) of mitosis where defects occur after levels of a particular protein have been lowered. In this protocol, we present a basic method for assessing the effect of depleting a potential mitotic regulatory protein on the timing of mitosis. Cells are transfected with siRNA, placed in a stage-top incubation chamber, and imaged using an automated fluorescence microscope. We describe how to use software to set up a time-lapse experiment, how to process the image sequences to make either still-image montages or movies, and how to quantify and analyze the timing of mitotic stages using a cell-line expressing mCherry-tagged histone H2B. Finally, we discuss important considerations for designing a time-lapse experiment. This strategy is complementary to other approaches and offers the advantages of 1) sensitivity to changes in kinetics that might not be observed when looking at cells as a population and 2) analysis of mitosis without the need to synchronize the cell cycle using drug treatments. The visual information from such imaging experiments not only allows the sub-stages of mitosis to be assessed, but can also provide unexpected insight that would not be apparent from cell cycle analysis by FACS.

Here we describe a basic protocol to image and quantify the mitotic timing of live mammalian tissue culture cells after siRNA transfection.

Lapso de tempo de imagens de Mitose Depois de Transfection siRNA

Changes in cellular organization and chromosome dynamics that occur during mitosis are tightly coordinated to ensure accurate inheritance of genomic and ...

Two-Photon-Based Photoactivation in Live Zebrafish Embryos

Photoactivation of target compounds in a living organism has proven a valuable approach to investigate various biological processes such as embryonic development, cellular signaling and adult physiology. In this respect, the use of multi-photon microscopy enables quantitative photoactivation of a given light responsive agent in deep tissues at a single cell resolution. As zebrafish embryos are optically transparent, their development can be monitored in vivo. These traits make the zebrafish a perfect model organism for controlling the activity of a variety of chemical agents and proteins by focused light. Here we describe the use of two-photon microscopy to induce the activation of chemically caged fluorescein, which in turn allows us to follow cell's destiny in live zebrafish embryos. We use embryos expressing a live genetic landmark (GFP) to locate and precisely target any cells of interest. This procedure can be similarly used for precise light induced activation of proteins, hormones, small molecules and other caged compounds.

Multiphoton microscopy allows control of low energy photons with deep optical penetration and reduced phototoxicity. We describe the use of this technology for live cell labeling in zebrafish embryos. This protocol can be readily adapted for photo-induction of various light-responsive molecules.

Two-Photon-Based fotoativação no Live Embriões Zebrafish

Photoactivation of target compounds in a living organism has proven a valuable approach to investigate various biological processes such as embryonic ...

Transplantation of GFP-expressing Blastomeres for Live Imaging of Retinal and Brain Development in Chimeric Zebrafish Embryos

Cells change extensively in their locations and property during embryogenesis. These changes are regulated by the interactions between the cells and their environment. Chimeric embryos, which are composed of cells of different genetic background, are great tools to study the cell-cell interactions mediated by genes of interest. The embryonic transparency of zebrafish at early developmental stages permits direct visualization of the morphogenesis of tissues and organs at the cellular level. Here, we demonstrate a protocol to generate chimeric retinas and brains in zebrafish embryos and to perform live imaging of the donor cells. The protocol covers the preparation of transplantation needles, the transplantation of GFP-expressing donor blastomeres to GFP-negative hosts, and the examination of donor cell behavior under live confocal microscopy. With slight modifications, this protocol can also be used to study the embryonic development of other tissues and organs in zebrafish. The advantages of using GFP to label donor cells are also discussed. 

We demonstrate a protocol to generate chimeric zebrafish embryos for live imaging cellular behavior during embryogenesis.

Transplante de GFP-expressando Blastômeros for Imaging ao vivo de Desenvolvimento da retina e do cérebro em embriões Zebrafish Quimérico

Cells change extensively in their locations and property during embryogenesis. These changes are regulated by the interactions between the cells and their ...

Upright Imaging of Drosophila Embryos

Several well-known morphogenetic gradients and cellular movements occur along the dorsal/ventral axis of the Drosophila embryo. However, the current techniques used to view such processes are somewhat limited. The following protocol describes a new technique for mounting fixed and labeled Drosophila embryos for coronal viewing with confocal imaging. This method consists of embedding embryos between two layers of glycerin jelly mounting media, and imaging jelly strips positioned upright. The first step for sandwiching the embryos is to make a thin bedding of glycerin jelly on a slide. Next, embryos are carefully aligned on this surface and covered with a second layer of jelly. After the second layer is solidified, strips of jelly are cut and flipped upright for imaging. Alternatives are described for visualizing the embryos depending upon the type of microscope stand to be used. Since all cells along the dorsal-ventral axis are imaged within a single confocal Z-plane, our method allows precise measurement and comparison of fluorescent signals without photobleaching or light scattering common to 3D reconstructions of longitudinally mounted embryos.

Upright Imaging of Drosophila Embryos

Here we present a mounting protocol for stained Drosophila embryos in an upright position that allows imaging of cross-sections using Confocal microscopy.

Imagem vertical de Drosophila Os embriões

Several well-known morphogenetic gradients and cellular movements occur along the dorsal/ventral axis of the Drosophila embryo. However, the current ...

Imaging Cell Shape Change in Living Drosophila Embryos

The developing Drosophila melanogaster embryo undergoes a number of cell shape changes that are highly amenable to live confocal imaging. Cell shape changes in the fly are analogous to those in higher organisms, and they drive tissue morphogenesis. So, in many cases, their study has direct implications for understanding human disease (Table 1)1-5. On the sub-cellular scale, these cell shape changes are the product of activities ranging from gene expression to signal transduction, cell polarity, cytoskeletal remodeling and membrane trafficking. Thus, the Drosophila embryo provides not only the context to evaluate cell shape changes as they relate to tissue morphogenesis, but also offers a completely physiological environment to study the sub-cellular activities that shape cells.
The protocol described here is designed to image a specific cell shape change called cellularization. Cellularization is a process of dramatic plasma membrane growth, and it ultimately converts the syncytial embryo into the cellular blastoderm. That is, at interphase of mitotic cycle 14, the plasma membrane simultaneously invaginates around each of ~6000 cortically anchored nuclei to generate a sheet of primary epithelial cells. Counter to previous suggestions, cellularization is not driven by Myosin-2 contractility6, but is instead fueled largely by exocytosis of membrane from internal stores7. Thus, cellularization is an excellent system for studying membrane trafficking during cell shape changes that require plasma membrane invagination or expansion, such as cytokinesis or transverse-tubule (T-tubule) morphogenesis in muscle.
Note that this protocol is easily applied to the imaging of other cell shape changes in the fly embryo, and only requires slight adaptations such as changing the stage of embryo collection, or using "embryo glue" to mount the embryo in a specific orientation (Table 1)8-19. In all cases, the workflow is basically the same (Figure 1). Standard methods for cloning and Drosophila transgenesis are used to prepare stable fly stocks that express a protein of interest, fused to Green Fluorescent Protein (GFP) or its variants, and these flies provide a renewable source of embryos. Alternatively, fluorescent proteins/probes are directly introduced into fly embryos via straightforward micro-injection techniques9-10. Then, depending on the developmental event and cell shape change to be imaged, embryos are collected and staged by morphology on a dissecting microscope, and finally positioned and mounted for time-lapse imaging on a confocal microscope.

Imaging Cell Shape Change in Living Drosophila Embryos

Early development of the fruit fly, Drosophila melanogaster, is characterized by a number of cell shape changes that are well suited for imaging approaches. This article will describe basic tools and methods required for live confocal imaging of Drosophila embryos, and will focus on a cell shape change called cellularization.

Imagem Alterar Forma Celular em Viver Drosophila Os embriões

The developing Drosophila melanogaster embryo undergoes a number of cell shape changes that are highly amenable to live confocal imaging.  Cell shape ...

Chromatin Immunoprecipitation Assay for Tissue-specific Genes using Early-stage Mouse Embryos

Chromatin immunoprecipitation (ChIP) is a powerful tool to identify protein:chromatin interactions that occur in the context of living cells 1-3. This technique has been widely exploited in tissue culture cells, and to a lesser extent, in primary tissue. The application of ChIP to rodent embryonic tissue, especially at early times of development, is complicated by the limited amount of tissue and the heterogeneity of cell and tissue types in the embryo. Here we present a method to perform ChIP using a dissociated embryonic day 8.5 (E8.5) embryo. Sheared chromatin from a single E8.5 embryo can be divided into up to five aliquots, which allows the investigator sufficient material for controls and for investigation of specific protein:chromatin interactions.
We have utilized this technique to begin to document protein:chromatin interactions during the specification of tissue-specific gene expression programs. The heterogeneity of cell types in an embryo necessarily restricts the application of this technique because the result is the detection of protein:chromatin interactions without distinguishing whether the interactions occur in all, a subset of, or a single cell type(s). However, examination of tissue-specific genes during or following the onset of tissue-specific gene expression is feasible for two reasons. First, immunoprecipitation of tissue specific factors necessarily isolates chromatin from the cell type where the factor is expressed. Second, immunoprecipitation of coactivators and histones containing post-translational modifications that are associated with gene activation should only be found at genes and gene regulatory sequences in the cell type where the gene is being or has been activated. The technique should be applicable to the study of most tissue-specific gene activation events.
In the example described below, we utilized E8.5 and E9.5 mouse embryos to examine factor binding at a skeletal muscle specific gene promoter. Somites, which are the precursor tissues from which the skeletal muscles of the trunk and limbs will form, are present at E8.5-9.54,5. Myogenin is a regulatory factor required for skeletal muscle differentiation 6-9. The data demonstrate that myogenin is associated with its own promoter in E8.5 and E9.5 embryos. Because myogenin is only expressed in somites at this stage of development 6,10, the data indicate that myogenin interactions with its own promoter have already occurred in skeletal muscle precursor cells in E8.5 embryos.

We demonstrate a chromatin immunoprecipitation (ChIP) method to identify factor interactions at tissue-specific genes during or after the onset of tissue-specific gene expression in mouse embryonic tissue. This protocol should be widely applicable for the study of tissue-specific gene activation as it occurs during normal embryonic development.

Ensaio para imunoprecipitação da cromatina Genes Tissue-específicos usando embriões em início de carreira do rato

Chromatin immunoprecipitation (ChIP) is a powerful tool to identify protein:chromatin interactions that occur in the context of living cells 1-3. This ...

Imaging Glycans in Zebrafish Embryos by Metabolic Labeling and Bioorthogonal Click Chemistry

Imaging glycans in vivo has recently been enabled using a bioorthogonal chemical reporter strategy by treating cells or organisms with azide- or alkyne-tagged monosaccharides1, 2. The modified monosaccharides, processed by the glycan biosynthetic machinery, are incorporated into cell surface glycoconjugates. The bioorthogonal azide or alkyne tags then allow covalent conjugation with fluorescent probes for visualization, or with affinity probes for enrichment and glycoproteomic analysis. This protocol describes the procedures typically used for noninvasive imaging of fucosylated glycans in zebrafish embryos, including: 1) microinjection of one-cell stage embryos with GDP-5-alkynylfucose (GDP-FucAl), 2) labeling fucosylated glycans in the enveloping layer of zebrafish embryos with azide-conjugated fluorophores via biocompatible Cu(I)-catalyzed azide-alkyne cycloaddition (CuAAC), and 3) imaging by confocal microscopy3. The method described here can be readily extended to visualize other classes of glycans, e.g. glycans containing sialic acid4 and N-acetylgalactosamine5, 6, in developing zebrafish and in other living organisms.

A click-chemistry based method that allows for the rapid, noninvasive, and robust labeling of alkyne-tagged glycans in zebrafish embryos is described. Fucosylated glycans in the enveloping layer of zebrafish embryos in the late gastrulation stage were imaged in this study.