Este trabalho foi apoiado por bolsas de investigação para JWW do Instituto Nacional de Saúde (R01DK092640) e National Science Foundation (0.920.668).

1. Fly Recolha e fome <ol><li> Rear as moscas experimentais sob condições de temperatura e umidade controladas (por exemplo, 21 ° C, 50-60% de umidade relativa) em um ciclo claro / escuro de 12 horas. </li><li> Colete feminino voa no dia da eclosão e colocá-los, juntamente com 4-5 machos, em novos frascos de alimentos (máximo de 30 por frasco). Idade voa de 2-5 dias. </li><li> Prepare as câmaras, fly fome. <ol><li> Empurrar um único tecido (4,8 x 8,4 polegadas) para a parte inferior de um frasco de plástico vazio. Molhar o tecido com água destilada. Use um objeto para empurrar para baixo sobre o tecido e esprema delicadamente o excesso de água. </li><li> Inverta o frasco para descartar a água extra. Deve haver água suficiente para manter as moscas hidratado e da câmara de fome úmido, mas não o suficiente para afogar as moscas. </li></ol></li><li> Transfira as moscas do frasco de comida em uma câmara de fome e ligar o frasco cerca de 18-24 horas antes do experimento começa. Armazenar ofrascos sob condições de temperatura e humidade controladas durante a noite até que o experimento começa no dia seguinte. </li></ol> 2. Preparação do Odor Alimentação <ol><li> Prepara-se uma solução de agarose a 1% através da adição de 0,1 g de agarose de baixa temperatura de fusão de 10 ml de água destilada em um balão de vidro. Aquecer a solução de agarose em um forno de microondas apenas até que comece a ferver, mas bem antes que ferve. <ol><li> Pare o microondas e agite o frasco uma vez. Repita este passo mais duas vezes até que a agarose foi completamente dissolvido. Manter a solução de agarose, num estado líquido, mantendo o frasco quente numa placa de aquecimento fixada em 50 ° C. </li></ol></li><li> Adicionar 990 mL da solução de agarose a 1% e 10 ml de vinagre de maçã para um tubo de 1,5 ml Eppendorf para fazer uma solução de 1% de vinagre de maçã. Vortex a solução até mista e coloque em uma incubadora de banho seco definido como 50 ° C. </li></ol> 3. Quarto Testing and Behavior Setup Câmara <ol><li&gt; Definir a sala de ensaios para as condições desejadas (por exemplo, temperatura e umidade). </li><li> Ligue o painel de LED (660 nm). </li><li> Lavar as peneiras e placas de teste com água quente e aquecê-los em um forno de secagem até que toda a umidade evapore. Arrefecer as peneiras e placas para baixo para a temperatura ambiente de testes antes dos experimentos iniciais. </li><li> Posicionar um prato raso na parte superior da placa difusora e enchê-lo com água para aumentar a humidade local e para mascarar a água na gota de agarose. </li><li> Posicione as peneiras sobre o prato de água. </li></ol> 4. Voar Carregando nas placas de teste Diagramas com especificações para placas de teste pode ser encontrada na seção de arquivos complementares. A placa de teste é feita de acrílico transparente e é composto por 6 arenas de teste. Um controle deslizante simples contém câmaras de exploração que permitem o carregamento mosca, a contenção temporária e lançamento simultâneo de 6 moscas em suas respectivas câmaras emo início da experiência. -Mira gravadas no centro de cada área na placa indicar onde odorantes deve ser pipetada. <ol><li> Insira os controles deslizantes para a placa de testes de acrílico. </li><li> Deslize suavemente o aspirador para o frasco após o tampão de algodão e permitir que cerca de 6 moscas para entrar no aspirator.it é fundamental para ser o mais suave possível em manuseá-los. Pode-se tirar proveito do comportamento da mosca fototáxico para induzir moscas a rastejar em direção ao aspirador, apontando a abertura do frasco para uma fonte de luz fraca. Se necessário, pode-se também aplicar sucção suave para aspirar aproximadamente 6 moscas do sexo feminino. </li><li> Inserir a extremidade do aspirador no primeiro orifício da placa de teste. Permitir uma única mosca passar para a cela e gentilmente avançar o controle deslizante para a frente para carregar uma mosca para o próximo buraco. Continue até que todos os 6 moscas ocupam celas da placa. </li><li> Pipetar 5 ul de solução de agarose de vinagre de cidra de maçã 1% directamente sobre o centro da crOSS-pêlos na face interior da placa de teste. </li></ol> 5. Posicionando a placa de teste <ol><li> Para centralizar a placa de teste, abra o arquivo chamado &quot;Posicionamento Tool.vi.&quot; &quot;LabVIEW VI para o posicionamento da ferramenta. vi podem ser encontrados na seção Arquivos Suplementar. Execute o arquivo, clicando na seta branca no canto superior esquerdo da tela. </li><li> Colocar a placa de teste no topo do crivo de modo a que a área de abertura voltada para o chão peneira e o alvo é o odor no tecto da placa. Alinhe a mira gravado em volta da placa de teste com a mira na tela do monitor. </li><li> Quando o alinhamento tenha sido concluída, abortar a execução clicando no ponto vermelho localizado perto do canto superior esquerdo do monitor. </li></ol> 6. Registre o Fly Posição durante o experimento <ol><li> Para acompanhar e registrar as coordenadas da mosca durante cada tentativa de busca de alimentos, abra o arquivo de software de aquisição de &quot;Fly Tracking - Seis Zones.vi &quot;LabVIEW VIs para&quot; Fly Tracking -. Seis Zones.vi &quot;pode ​​ser encontrado na seção Arquivos Suplementar Execute o arquivo, clicando na seta branca no canto superior esquerdo do monitor. . </li><li> Atribua um nome ao arquivo e clique em &quot;OK&quot;. </li><li> Avance os controles deslizantes nas câmaras de teste para liberar as moscas nas arenas de teste. Tenha cuidado para não mover as câmaras de teste, pois isso levará a alinhamento impróprio com coordenadas de software de análise. </li><li> Clique em &quot;Start&quot; (gravação começa) e garantir que a única fonte de luz na câmara de teste é o painel de LED a 660 nm. </li><li> Quando o julgamento for concluído, retire a peneira e câmara de comportamento. Levante a placa de testes da peneira e remover as moscas, submergindo a placa de gelo. Limpe suavemente a placa com água quente e remover todos os detritos de agarose. Colocar as placas de ensaio em uma estufa de secagem para remover a humidade. </li><li> Ventile a área de teste, rodando em um small fã durante cerca de 2 min. Gire o ventilador desligado e carregar o próximo grupo de moscas na próxima placa de teste. </li></ol> 7. Análise de Dados Utilizando Software &quot;Análise de Dados para Fly rastreamento em seis zonas&quot; podem ser encontrados na seção Arquivos Suplementar. Durante a aquisição de dados, coordena o programa de aquisição de registros de posição mosca individual para cada ponto de tempo em um arquivo de texto. A única câmera digital posicionada acima das placas de teste adquire imagens com uma taxa de quadros de 0,5 Hz. O programa de software de análise de &quot;Análise de Dados para a mosca-Tracking seis zonas&quot; extrai informações a partir desse arquivo de texto para a) calcular a velocidade média, b) determinar o ponto de tempo em que uma mosca localizado com sucesso a fonte odor, e c) construir janelas gráficas que permitem que o usuário vista: localização, distância da mosca voar a partir da fonte odor ao longo do tempo e velocidade média mosca ao longo do tempo. Ele também formata os dados para facilitar a exportação em um spreprograma adsheet. Nesta macro, a latência de pesquisa alimento é definida como o ponto temporal em que voa passar, pelo menos, 5 segundos dentro de um raio de 5 mm acima do centro da arena. <ol><li> Abra o arquivo de software de análise de &quot;Análise de Dados para Fly Tracking - seis zonas&quot;. Na aba &quot;Windows&quot;, clique em &quot;Create New Table&quot;. Repita este passo até seis mesas foram criadas. </li><li> Na guia &quot;macros&quot;, clique em &quot;Foodfinding&quot;. Um painel principal deve aparecer com as seguintes opções: Open Data Arquivo primas para layout; Open Data Arquivo primas para arquivo de dados; Fly Localização; Distância; velocidade; layout; FormatDataFile. </li><li> Para visualizar os dados brutos, sem acréscimo de valores em um arquivo de texto, clique em &quot;Abrir arquivo de dados brutos para o Layout.&quot; Localize e selecione o arquivo de dados experimental na janela do navegador que aparece. Clique em &quot;Abrir&quot;. </li><li> Clique em &quot;Fly Location&quot; para ver a localização de cada mosca em cada uma das seis arenas (seis parcelas XY retratando cada mosca &#39;s posição ao longo do tempo deve aparecer na tela). </li><li> Clique em &quot;Distância&quot; para ver a distância de cada mosca da fonte de odor (seis parcelas retratando distância da mosca da fonte de odor ao longo do tempo deve aparecer na tela). A linha horizontal em y 5 mm indica o limiar para o qual a mosca é considerado para ser localizado na fonte de alimento. </li><li> Clique em &quot;Speed&quot; para ver a velocidade média de cada mosca durante o julgamento (seis parcelas retratando a velocidade da mosca ao longo do tempo deve aparecer na tela). </li><li> Clique em &quot;Layout&quot; para exibir um layout com todos os localização mosca, distância, velocidade e gráficos, além de a velocidade média (durante os primeiros 50 seg) e latência de encontrar a fonte de odor para cada mosca (Figura 1). Para visualizar adequadamente a disposição, pode ser necessário ajustar as margens. Para fazer isso, primeiro clique na janela de layout. Sob a guia &quot;Arquivo&quot;, clique em &quot;Configurar Página para Layout.&quot; Repor as margens para0,2 polegadas e clique em &quot;OK&quot;. Imediatamente deixou de cada parcela localização é uma pequena mesa com os títulos de &quot;Speed&quot; e &quot;Latência&quot;. Os valores inseridos em cada ponto indicam a velocidade média em mm / seg e pesquisa de alimentos latência em segundos. Entradas em branco sob Latência indicam a mosca não conseguiu localizar a fonte de odor. Alimentação latência de pesquisa é definido como o ponto no tempo em que as moscas passou pelo menos 5 segundos dentro de um raio de 5 mm a partir do centro da câmara. </li><li> Para imprimir um layout, clique na área de layout (atualizações de layout para o arquivo atual). Clique em &quot;Arquivo&quot; e depois clique em &quot;Layout de impressão.&quot; </li><li> Para visualizar o próximo arquivo, basta clicar em &quot;Abrir Arquivo de Dados-prima para Layout.&quot; Clique no seguinte arquivo de dados brutos que você deseja ver e clique em &quot;OK&quot;. Clique na janela de Layout para atualizar a janela com o novo arquivo de dados. </li><li> As configurações podem ser salvos em um arquivo de experimento para uso posterior. </li></ol> 8. Exportar dados deo software de análise de dados para um programa de planilha <ol><li> Para exportar dados de velocidade e latência para cada arquivo, clique em &quot;Open Data Arquivo primas para arquivo de dados.&quot; Selecione um arquivo de dados experimentais e clique em &quot;Abrir&quot;. Uma nova janela do navegador aparecerá. </li><li> Na nova janela do navegador, clique com o botão direito em &quot;Novo&quot; e depois clique em &quot;Documento de texto.&quot; Nome do novo documento de texto. Selecione o arquivo de texto recém-nomeado e clique em &quot;Abrir&quot;. Ele armazena os dados do arquivo de dados brutos para o arquivo de texto. </li><li> Para exportar dados de outro arquivo, clique em &quot;Abrir Arquivo de Dados-prima para arquivo de dados.&quot; Clique em outro arquivo e clique em &quot;Abrir&quot;. Selecione o arquivo de texto a partir do passo 8.2). Continue esse processo para os arquivos de dados restantes que deseja exportar. </li><li> Uma vez que todos os arquivos de dados desejadas tenham sido adicionadas ao arquivo de texto, clique em &quot;Formato de Arquivo de Dados.&quot; Selecione o documento de texto usado para armazenar os dados dos passos anteriores e clique em &quot;Abrir&quot; (um novo window irá abrir automaticamente). </li><li> Crie um novo documento de texto na janela, atribuir um nome ao arquivo e clique em &quot;Salvar&quot;. Isso cria um arquivo de texto que contém o nome do arquivo, velocidade média, e latência para cada voar e pode ser importado para um programa de planilha. </li><li> Parcelas cumulativas são construídos a partir de dados sobre o número total de moscas que atingem o alvo odor de alimentos como uma função do tempo (Figura 3). </li><li> Conjuntos de dados experimentais são analisados ​​para significância estatística usando um teste z para proporções. </li></ol>

<ol>
	<li>Dethier, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The hungry fly : a physiological study of the behavior associated with feeding. , (1976).</li><li>Root, C. M., Ko, K. I., Jafari, A., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+facilitation+by+neuropeptide+signaling+mediates+odor-driven+food+search.">Presynaptic facilitation by neuropeptide signaling mediates odor-driven food search.</a> Cell. 145, 133-144 (2011).</li><li>Root, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+presynaptic+gain+control+mechanism+fine-tunes+olfactory+behavior.">A presynaptic gain control mechanism fine-tunes olfactory behavior.</a> Neuron. 59, 311-321 (2008).</li><li>Semmelhack, J. L., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Select+Drosophila+glomeruli+mediate+innate+olfactory+attraction+and+aversion.">Select Drosophila glomeruli mediate innate olfactory attraction and aversion.</a> Nature. 459, 218-223 (2009).</li><li>Faucher, C., Forstreuter, M., Hilker, M., de Bruyne, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+responses+of+Drosophila+to+biogenic+levels+of+carbon+dioxide+depend+on+life-stage,+sex+and+olfactory+context.">Behavioral responses of Drosophila to biogenic levels of carbon dioxide depend on life-stage, sex and olfactory context.</a> J. Exp. Biol. 209, 2739-2748 (2006).</li><li>Quinn, W. G., Harris, W. A., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditioned+behavior+in+Drosophila+melanogaster.">Conditioned behavior in Drosophila melanogaster.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 71, 708-712 (1974).</li><li>Fishilevich, E., Domingos, A. I., Asahina, K., Naef, F., Vosshall, L. B., Louis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemotaxis+behavior+mediated+by+single+larval+olfactory+neurons+in+Drosophila.">Chemotaxis behavior mediated by single larval olfactory neurons in Drosophila.</a> Curr. Biol. 15, 2086-2096 (2005).</li><li>Venken, K. J., Simpson, J. H., Bellen, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+manipulation+of+genes+and+cells+in+the+nervous+system+of+the+fruit+fly.">Genetic manipulation of genes and cells in the nervous system of the fruit fly.</a> Neuron. 72, 202-230 (2011).</li><li>Hamada, F. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+internal+thermal+sensor+controlling+temperature+preference+in+Drosophila.">An internal thermal sensor controlling temperature preference in Drosophila.</a> Nature. 454, 217-220 (2008).</li><li>Kitamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditional+modification+of+behavior+in+Drosophila+by+targeted+expression+of+a+temperature-sensitive+shibire+allele+in+defined+neurons.">Conditional modification of behavior in Drosophila by targeted expression of a temperature-sensitive shibire allele in defined neurons.</a> J. Neurobiol. 47, 81-92 (2001).</li><li>Sweeney, S. T., Broadie, K., Keane, J., Niemann, H., O'Kane, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+expression+of+tetanus+toxin+light+chain+in+Drosophila+specifically+eliminates+synaptic+transmission+and+causes+behavioral+defects.">Targeted expression of tetanus toxin light chain in Drosophila specifically eliminates synaptic transmission and causes behavioral defects.</a> Neuron. 14, 341-351 (1995).</li><li>Brand, A. H., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+gene+expression+as+a+means+of+altering+cell+fates+and+generating+dominant+phenotypes.">Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes.</a> Development. 118, 401-415 (1993).</li></ol>

Os autores declaram que não há interesse financeiro concorrente.

Neste protocolo, descrevemos um procedimento passo-a-passo para o ensaio de comportamento de busca de alimentos. Além de odores alimentares relacionados com, mas também pode ser adaptada para o estudo da capacidade de voar para localizar outros objectos de odor. Por exemplo, ele pode ser aplicado para o estudo do comportamento de localização mate em moscas macho 3 Há várias considerações adicionais para este protocolo que vamos mencionar aqui em relação a este procedimento.: <p class="jove_conte...

Unidos da fome promover dois tipos de comportamentos apetitivas: busca de alimentos e consumo de alimentos 1. Este ensaio comportamental simples é útil para o estudo de comportamentos quimiotáticos associados forrageamento 2,3. Especificamente, ele rastreia a posição da mosca, velocidade de caminhada e latência para localizar um alvo odor de alimentos. Latência de encontrar comida serve como métrica para medir as mudanças na sensibilidade do sistema de detecção de odor da mosca a jusante das alterações no seu estado appetitive interno. Uma versão manual deste ensaio foi utilizado anteriormente para mostrar a sinalização do receptor de GABA-B é importante para o comportamento odor localização em moscas adultas 3. A versão automatizada atual do ensaio foi fundamental para o estudo de como curto-neuropeptídeo F (SNPF) sinalização remodela o mapa olfativo em Drosophila e influências apetitivo comportamentos 2. O teste é realizado a uma temperatura e humidade ambiente escuro, controlado. Digitalcâmeras de vídeo definidas acima das placas de teste de acrílico transparente controlar moscas backlit pelo 660-nm iluminação LED. Informações da câmara é processada em tempo real por um computador estacionado próximo à área de testes. Nós usamos o software de aquisição de dados para gravar e salvar as coordenadas de posições voar durante o período de testes. Neste paradigma, o sujeito é liberado em uma arena que contém um odor de alimentos no centro, o objeto odor cria um gradiente de odor de alimentos dentro da arena, que induz o comportamento de busca de alimentos em tempo real. Um protocolo semelhante busca odor tem sido aplicado para o estudo de chemosensation em larvas Drosophila único 7. Enquanto outros ensaios comportamentais, tais como o de quatro campos olfatômetro 4,5 ou o t-labirinto 6 avaliar odor aversão ou atração comportamentos, este paradigma é o mais adequado para avaliar a sensibilidade e de quimiotaxia comportamentos olfativos. Vários principais vantagens acompanhar esta assay. Primeiro, ele permite a aquisição rápida de grandes conjuntos de dados, porque a coleta de dados e análise são principalmente automatizado. Em segundo lugar, este ensaio isola e mede o comportamento das moscas individuais, eliminando, assim, os sinais sociais olfativos que podem influenciar seus comportamentos. Em terceiro lugar, a simplicidade do protocolo e design experimental simples fazer o teste eficiente e fácil de ensinar aos outros. Além disso, este ensaio pode ser usado para investigar mais circuitos neurais subjacentes ao comportamento de busca de alimentos combinando-a com o grande conjunto de ferramentas genéticas disponíveis para Drosophila melanogaster 8. Expressão Targeted de transgenes que o silêncio ou excitar neurônios pode ser conseguido com ferramentas como o sistema GAL4-UAS, bem como o TS1 UAS-Shibire, UAS-tétano-toxina, e UAS-TRPA1 (B) transgenes 9-12.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company </td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Apple Cider Vinegar</td>
			<td>Spectrum</td>
			<td></td>
			<td>commercially available</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose, Type VII</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A0701</td>
			<td>low gelling temperature agarose</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acrylic Testing Plate</td>
			<td></td>
			<td>custom</td>
			<td>Plate contains 6 arenas. Each arena is 60 mm in diameter 6 mm in height. See testing plate diagrams for specific measurements.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW V.8.5</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>776670-09</td>
			<td>platform for programs: PositioningTool.vi, FlyTracking--Six Zones.vi NOTE: &#34;elapsed time.vi&#34;, &#34;time into file.vi&#34;, and &#34;two object detect.vi&#34; are included subroutines that must be available in order for the main data acquisition program &#34;FlyTracking--Six zones.vi&#34; to run.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision 8.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision Acquisition Software 8.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision Builder AI 3.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Igor Pro V.6</td>
			<td>Wavemetric, Inc.</td>
			<td></td>
			<td>platform for macro: Data Analysis for Fly Tracking--Six Zones</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Basler scA1390-17fm</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>779980-01</td>
			<td>Digital Camera NOTE: driver for camera available at Baslerweb.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8 mm lens</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>780024-01</td>
			<td>Lens for Basler Digital Camera</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ground Glass Diffuser Plate</td>
			<td>Edmund Optics</td>
			<td>custom</td>
			<td>Diffuses light, 25 cm x 30 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>US Std. No. 100</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>04-881X</td>
			<td>Sieve with nominal opening of 150 &#956;m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Lighting Option 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LED backlight 660 nm (20 cm x 20 cm)</td>
			<td>Spectra West</td>
			<td>BL47192</td>
			<td>a simpler but more expensive lighting option.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Power Supply for LED Backlight</td>
			<td>Spectra West</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Lighting Option 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>660 nm LEDs</td>
			<td>Superbrightleds</td>
			<td>RL5R1330</td>
			<td>Wavelength 660 nm (approximately 7 x 7 LED array for a 14.7 inch x 9.75 inch panel)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linear DC Power Supply</td>
			<td>GW Instek</td>
			<td>GPS-1830D</td>
			<td>Power supply for LED Panel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solderless Breadboard</td>
			<td>Digikey</td>
			<td>922354-ND</td>
			<td>Breadboard for LEDs</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a single-fly assay for foraging behavior in drosophila

Para muitos animais, a fome promove mudanças no sistema olfativo de uma forma que facilita a busca de fontes de alimentos apropriados. Neste artigo de vídeo, descrevemos um método automatizado para medir o efeito de fome ou saciedade em olfativo comportamento de busca de alimentos dependente na fruta Drosophila melanogaster mosca adulta. Em uma caixa à prova de luz iluminado por uma luz vermelha que é invisível para as moscas de fruta, uma câmera ligada ao software de aquisição de dados personalizado monitora a posição de seis moscas simultaneamente. Cada mosca se limita a caminhar em arenas individuais contendo um odor de alimentos no centro. As arenas de ensaio repousar sobre um piso poroso que funciona para prevenir a acumulação de odor. A latência para localizar a fonte de odor, uma métrica que reflecte a sensibilidade olfactiva em diferentes estados fisiológicos, é determinada por análise de software. Aqui, discutimos os mecanismos críticos de executar este paradigma comportamental e abranger questões específicas sobre mosca loading, a contaminação odor, temperatura do ensaio, a qualidade dos dados e análise estatística.

O software de análise de dados e a disposição, um exemplo dos quais pode ser visto na Figura 1, são utilizados para avaliar o desempenho de cada mosca durante a sua 10 min ensaio de acordo com um conjunto de critérios de análise. Os seguintes critérios são utilizados para determinar se os dados de cada mosca serão utilizados para análise de dados e são projetados para eliminar as moscas que não são capazes de realizar a tarefa de busca de alimentos, devido a lesão, doença, estresse ou fal...

Watch this Scientific Journal Video about A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila at JoVE.com

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

Neste artigo de vídeo, descrevemos um método automatizado para medir o efeito de fome ou saciedade em olfativo comportamento de busca de alimentos dependente na fruta Drosophila melanogaster mosca adulta.

A Single-fly Ensaio para comportamento de forrageamento em<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

a-single-fly-assay-for-foraging-behavior-in-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

13.1K visualizações.  University of California-San Diego.  Neste artigo de vídeo, descrevemos um método automatizado para medir o efeito de fome ou saciedade em olfativo comportamento de busca de alimentos dependente na fruta Drosophila melanogaster mosca adulta. 

Vídeo: A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Único Recordings Sensillum na Insetos Drosophila melanogaster E Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Neurociência

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

Métodos de Ensaio para Drosophila Comportamento

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenética estimulação do comportamento de fuga em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

Um Processo de Implantação de uma Câmara Spinal para Longitudinal<em&gt; In Vivo</em&gt; Criação de Imagens do Cordão do rato Spinal

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Tingimento Insetos para Comportamentais Ensaios: o comportamento de acasalamento dos anestesiado<em&gt; Drosophila</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Clones em um ensaio comportamental para Mechanosensation de MarcM baseada em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

Forrageamento Protocolo Caminho de comprimento para<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Larvas

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival. The most obvious application of these chemosenses is to be able to distinguish good food sources from potentially dangerous food sources. Gustation requires physical contact with a chemical compound which is able to signal through taste receptors that are expressed on the surface of neurons. In insects, these gustatory neurons can be located across the animal's body allowing taste to play an important role in many different behaviors. Insects typically prefer compounds containing sugars, while compounds that are considered bitter tasting are avoided. Given the basic biological importance of taste, there is intense interest in understanding the molecular mechanisms underlying this sensory modality. We describe an adult Drosophila taste assay which reflects the preference of the animals for a given tastant compound. This assay may be applied to animals of any genetic background to examine the taste preference for a desired soluble compound.

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Taste is an important sensory process which facilitates attraction to beneficial substances and avoidance of toxic substances. This protocol describes a simple ingestion assay for determining Drosophila gustatory preference for a given chemical compound.

Ensaio de Preferência gosto para Adulto<em&gt; Drosophila</em

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival.  The most obvious application of these chemosenses is to be able to ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Uma maneira simples para medir alterações na Recompensa comportamento de busca Usando<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...

Quantification of Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a grooming assay protocol and novel chamber design that is cost-efficient and scalable for either small or large-scale studies of Drosophila grooming. Flies are dusted all over their body with Brilliant Yellow dye and given time to remove the dye from their bodies within the chamber. Flies are then deposited in a set volume of ethanol to solubilize the dye. The relative spectral absorbance of dye-ethanol samples for groomed versus ungroomed animals are measured and recorded. The protocol yields quantitative data of dye accumulation for individual flies, which can be easily averaged and compared across samples. This allows experimental designs to easily evaluate grooming ability for mutant animal studies or circuit manipulations. This efficient procedure is both versatile and scalable. We show work-flow of the protocol and comparative data between WT animals and mutant animals for the Drosophila type I Dopamine Receptor (DopR).

This protocol describes a scalable individual grooming assay technique in Drosophila that yields robust, quantitative data to measure grooming behavior. The method is based on comparing the difference in dye accumulation on the bodies of un-groomed versus groomed animals over a set period of time.

Quantificação do comportamento de higienização da Drosophila

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a ...

A Single-fly Ensaio para comportamento de forrageamento em

Resumo

Explore mais vídeos

Capítulos neste vídeo

Único Recordings Sensillum na Insetos Drosophila melanogaster E Anopheles gambiae

Métodos de Ensaio para Drosophila Comportamento

Optogenética estimulação do comportamento de fuga em

Um Processo de Implantação de uma Câmara Spinal para Longitudinal

Tingimento Insetos para Comportamentais Ensaios: o comportamento de acasalamento dos anestesiado

Clones em um ensaio comportamental para Mechanosensation de MarcM baseada em

Forrageamento Protocolo Caminho de comprimento para

Ensaio de Preferência gosto para Adulto

Uma maneira simples para medir alterações na Recompensa comportamento de busca Usando

Quantificação do comportamento de higienização da Drosophila