Este trabalho foi financiado pela NSERC &amp; AHFMR. Os autores agradecem Mariam Alaverdashvili e Amanda Mauthe-Kaddoura para comentários sobre o manuscrito e Yamazaki Hiroe para ajudar na preparação da cirurgia.

1. Preparação cirurgia <ol><li> Anestesiar o rato com o tipo apropriado ea dose de anestésicos. Aqui usamos uretana (1,5 g / kg, Sigma-Aldrich Co., St. Luis, MO) - preparado como solução a 20%, diluindo 20 g de uretano em 100 ml de tampão fosfato (PBS) ou seja, o animal receberá 7,5 ml / kg de uretano solução por via intraperitoneal (IP). Por causa de sua curva dose-resposta, a dose total de uretano é dividida em quatro aplicações, cada uma separada por aproximadamente 30 minutos. Antes de as duas primeiras aplicações de uretano, animal é anestesiado com isoflurano administrado em uma concentração de 3-4% (oxigênio a 2 litros por minuto) e mantida em 2% (oxigênio em até 2 litros por minuto) para evitar que um animal de ficar estressado por injeção. Durante a cirurgia, uma administração adicional de isofluorano (concentração de 2% por 2 minutos) podem ser usados ​​se necessário. </li><li> Raspar a pele ao longo do local da incisão (lado dorsal da cabeça) para garantir quea pele não vai contaminar a ferida, e que uma área suficiente pode ser desinfectado todo o local da incisão. </li><li> Prepare sítio cirúrgico anti-septicamente usando iodo orgânico ou sabonetes anti-sépticos clorexidina e (etanol). </li><li> Prepare sondas de silício (NeuroNexus Technologies, Ann Arbor, MI). Sondas podem ser desinfectados com álcool 70%, seguido por lavagem com água destilada. Se necessário, as sondas podem ser pintadas com um marcador fluorescente anti-septicamente preparado (por exemplo, Dye I, Invitrogen Co.), para depois revelar a posição da sonda na análise histológica. Para fazer isso, use um pincel pequeno e muito macia e delicadamente toque na parte de trás da sonda de silício com o corante. Este procedimento deve ser feito sempre ao longo de um microscópio para verificar se a sonda não está sendo danificada ou dobrada. Sempre certifique-se que o corante não está bloqueando qualquer um dos canais. Qualquer corante residual deixado na sonda pode ser removido mais tarde com o álcool, seguido de lavagem com água. </li><li> Silicon electrodcuidados es: Por causa de seu pequeno tamanho, as sondas de silício são delicados e extremamente suscetíveis a quebrar, mesmo quando usá-lo com cuidado. Assim, recomendamos monitoramento perigos potenciais em todos os momentos, tais como: (i) Mantenha as sondas em uma caixa devidamente designado; (ii) Evitar cair ou deixar cair as sondas ao manipulá-las, (iii) Certifique-se que os manipuladores estereotáxica são bem fixa para evitar acidentes; (iv) Quando a gravação do tecido, ao redor e / ou sangue pode anexar para as sondagens. Portanto, é importante ser também cuidado ao remover as sondas após a gravação. Usando um fluxo constante de solução PBS ou salina é fortemente recomendado, (v) Sempre limpe as sondas após a gravação. Para limpar as sondas, é altamente recomendável colocá-los em um produto líquido enzimático (Boston, Bausch &amp; Lomb) por alguns minutos. Sempre lave as sondas com água destilada e devolvê-los à sua caixa dedicada. Em nossa experiência, os cuidados adequados das sondas de silício garanteboas gravações de qualidade para mais de 10 experimentos. Se um canal &#39;fica barulhento&#39; durante o uso, que devem ser excluídas das análises subseqüentes. Descobrimos que cross-talk entre os canais é mínima, portanto um canal ruidoso geralmente tem muito pouco efeito sobre um sinal de outros canais. </li></ol> 2. Cirurgia <ol><li> Aplicar um olho pomada sobre a superfície do olho antes de qualquer cirurgia manipulações. </li><li> Administrar dexametasona 5 mg / ml por via subcutânea para reduzir a inflamação cerebral. </li><li> Corrigir o animal no quadro estereotáxico toda a cirurgia. </li><li> Administrar lidocaína HCl 2% com epinefrina (2-4 mg / kg diluído em solução a 0,5%) por via subcutânea no local da incisão antes da incisão é feita para reduzir o risco potencial de o sangramento da ferida e para anestesia local. </li><li> Faça uma incisão através de dois centímetros da linha média do couro cabeludo e deslocar lateralmente a pele para expor a superfície do crânio. </li><li> Limpar o couro cabeludo dorsal do fascia por dissecção romba e controleo sangramento por microcautery ou usando cera de osso. </li><li> Faça dois furos para prender pequenos parafusos no osso occipital do crânio para o aterramento de animais e de referência. O parafuso de referência deve estar em contato com dura. A fim de reduzir o ruído elétrico durante as gravações, ele é recomendado para manter os parafusos molhada o tempo todo. Para fazer isso, uma pequena barreira de acrílico em torno dos parafusos pode ser construída ou os parafusos podem ser cobertas com agar. </li><li> Fazer uma craniotomia diâmetro 1-2 mm nas coordenadas correspondente à área cortical e / ou subcortical (s) de interesse 5. Use ar comprimido para remover o pó de osso, conforme necessário durante a craniotomia (orifício de perfuração). Evitar crânio warm up de perfuração através da aplicação de gotas de PBS. Fazer uma craniotomia segundo, se necessário para inserir a segunda sonda. Neste vídeo, estamos apresentando uma gravação de duas áreas corticais simultaneamente, portanto, duas craniotomias são feitas. </li><li> Construir uma pequena barreira de resina acrílica (por exemplo: Lang DentalManufacturing, Co., Inc., Wheeting, IL) em torno das duas craniotomias para manter PBS em cima do exposto dura, impedindo-o de secagem. Aplicar PBS constantemente durante todo o experimento. </li><li> Abra a matéria dura de ambas as craniotomias. Duas agulhas (30 ½ gauge) dobrado na ponta (formando um gancho), pode ser utilizado para esta manipulação. </li><li> Ligue o conector das sondas de silício para a manipulatiors estereotáxica. Conectores estão ligados a um poste a fim de ter as patas das sondas perfeitamente paralelo ao manipulador estereotáxica. Isto é crucial para manter registros estáveis ​​e evitar danos sonda. </li><li> Conecte o parafuso de referência para o pino de referência sonda de silício. Para reduzir o ruído elétrico os parafusos chão tem que ser conectado a: i) o terreno da ficha sonda; ii) solo do chassi do aparelho de gravação, e iii) o quadro estereotáxico. </li><li> Coloque a ponta das sondas de silício apenas em contato com a pia. </li><li> Lentamente introduzir ªsondas de silício e e certifique-se que as hastes das sondas de silício (Fig. 1 e 2) podem ser inseridos no cérebro sem resistência ou flexão. </li><li> Cuidadosamente abaixe as pontas até atingir área de gravação desejado. Se necessário, adicione gotas de PBS no topo de craniotomias para evitar a secagem do tecido. </li><li> Porque a anestesia uretano só deve ser utilizado para procedimentos de terminal, o animal é sacrificado por uma injeção ip de pelo menos 200mg/kg de pentobarbital sódico diluída a uma concentração não superior a 60 mg / ml. Isto é seguido pela decapitação do animal. </li></ol> 3. Resultados representativos: Gravações representante de potenciais de campo locais e atividade spiking são ilustrados na Figura 3A. Depois de realizar triagem pico (picos de discriminar provenientes de diferentes neurônios; Fig. 3B, C, 6, 7, 8) gravações de silício sonda fornecem a capacidade de investigar a atividade neuronal população envolvida, among outros, os seguintes processos: memória e tomada de decisão 9, 10 plasticidade, o estímulo de codificação 11, 12 e atividade espontânea efeitos de várias drogas 13. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig1.jpg" /> Figura 1. A. Exemplo de uma sonda de silício com uma haste única é sobreposto a uma montagem de neurônios reconstruída (cortesia de S. Sakata 14). B. Exemplo de uma sonda com uma configuração tetrode em cada um dos oito hastes. Esquemático de um C. crânio de ratos. As caixas verdes representam a extensão da craniotomia sobre o córtex somatosensorial direito e esquerdo. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig2.jpg" /> Figura 2. Exemplo de experimento com sondas de silício inserido no córtex pré-frontal e hipocampo. Gotas de PBS cobrir a craniotomia para proteger o br expostosain da secagem. Dois parafusos localizados ao longo do cerebelo será ligado à terra e referência, respectivamente. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig3.jpg" /> Figura 3. Imagem mostra A. 500ms de uma gravação representante eletrofisiológico de Potencial de Campo Local (LFP) de um tetrode (nota: tensão negativa é traçado em cima da ordenada). Mostra Inserir - uma forma de onda de um ponto B. bidimensional visualizações de clusters unidade em espaço de características a partir de 1 tetrode.. Cada cluster representa picos de uma única unidade (neurônio). C. Média pico de onda das unidades representativas (codificados por cores) em cada um dos quatro locais de gravação de um tetrode único. D. Waveform energia (relacionada à amplitude) dos picos registrados ao longo do tempo . Observe os valores de energia relativamente constante para cada unidade, o que indica uma gravação estável ao longo da duração do período exibido.

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	<li>Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles.">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat. Neurosci. 7, 446-451 (2004).</li><li>Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advanced+neurotechnologies+for+chronic+neural+interfaces:+new+horizons+and+clinical+opportunities.">Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: new horizons and clinical opportunities.</a> J. 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Não há conflitos de interesse declarados.

Este artigo demonstra como usar as matrizes de eletrodos de silicone para gravar a partir de grande população de neurônios (&gt; 100) em múltiplas áreas corticais simultaneamente. Para ser bem sucedido na cirurgia e gravação, as seguintes questões devem ser consideradas: <ol><li> Introdução das sondas a uma área desejada: Ao inserir as sondas no tecido cerebral, é possível causar danos consideráveis. Isso pode resultar em uma baixa qualidade das unidades registradas. Para evitar este problema, recomendamos o seguinte: (i) Introduzir a sonda em um ângulo certo grau (recomendado o uso de um ângulo de 10 graus). Ao fazer isso, danos dendríticas dos neurônios registrados podem ser reduzidos, (ii) Após as sondas são inseridos no tecido cerebral, que são inicialmente reduziu em um ritmo mais rápido (aproximadamente 50 a 100 microns por 10-30 seg) até se obter mais perto da área desejada de gravação. Quando as sondas são cerca de 200 mícrons da zona-alvo, a posição é ajustada de forma mais lenta (cerca demadamente 10 microns cada 2 ou 3 minutos). </li><li> Estabilização das gravações: Quando as sondas estão na área designada e considerável atividade é detectada (picos distintos na maioria dos canais), recomenda-se esperar cerca de 30 minutos antes de iniciar uma gravação. Isso permitirá que o tecido cerebral para estabilizar mecanicamente após a inserção de sondas e garantir uma gravação mais estável. </li><li> Pulsação cerebral: Ocasionalmente, é possível ver a pulsação do cérebro que pode reduzir significativamente a qualidade de uma gravação. A craniotomia pequena (espaço suficiente para caber a sonda) pode reduzir a pulsação do cérebro em uma área de gravação. Se necessário, a cisterna magna pode ser perfurado. Isto reduz a pressão do líquido cefalorraquidiano e diminui o inchaço e pulsação. </li><li> Silicon configuração da sonda: sondas de silicone podem ter uma variedade de formas e configurações de local de gravação. Por exemplo, eles podem variar em número de hastes, o comprimento ea espessura das hastes, e emo arranjo dos locais de gravação (por exemplo tetrode configuração vs linear; ver: www.neuronexustech.com). A escolha da sonda utilizada com uma configuração específica depende da questão científica que precisam ser respondidas. Por exemplo, se o objetivo é registrar as populações de neurônios em vários locais em uma camada específica (como apresentado nestas gravações), a melhor opção é usar uma sonda com oito hastes e uma configuração tetrode. Isto permite gravações de várias unidades em cada tetrode e amostragem de oito localidades através de uma extensão 1,4 milímetros. Em outro exemplo, se alguém gostaria de estudar a atividade de material de propagação através das camadas corticais, a melhor opção seria a utilização de uma sonda com uma haste com os locais de gravação distribuídos regularmente ao longo desse haste que permite a gravação em múltiplas camadas corticais simultaneamente 14. </li></ol>

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome </td><td> Companhia </td><td> Número Catálogo </td></tr><tr><td> Uretano </td><td> Sigma-Aldrich </td><td></td></tr><tr><td> Tampão fosfato salino (PBS) </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Isoflurano </td><td> Benson </td><td> 02241315 </td></tr><tr><td> Sondas de silício </td><td> NeuroNexus Technologies </td><td> A X 4 2 - Tet - 5mm - 150 - 200-312 </td></tr><tr><td> Dye I (CIID 18 (3)) </td><td> Invitrogen Co. </td><td> 617830 </td></tr><tr><td> Dexametasona 5 </td><td> Vetoquinol </td><td> 0A0640B </td></tr><tr><td> Pomada </td><td> Vetoquinol </td><td> 005165414 </td></tr><tr><td> Cloridrato de lidocaína 2% com epinefrina </td><td> Bimeda-MTC </td><td> 00141984 </td></tr><tr><td> Estereotáxica Quadro </td><td> KOPF Instruments </td><td> 1430-B </td></tr><tr><td> Manipulador eletrodo e titular </td><td> KOPF Instruments </td><td> 960 </td></tr><tr><td> Rato-orelha bares </td><td> KOPF Instruments </td><td> 1955 </td></tr><tr><td> Adaptador de rato </td><td> KOPF Instruments </td><td> 920 </td></tr><tr><td> Anestesia máscara </td><td> KOPF Instruments </td><td> 906 </td></tr><tr><td> Bisturi </td><td> Instrumentos cirúrgicos Roboz </td><td> RS-9843 </td></tr><tr><td> Lâminas de bisturi </td><td> Protótipo </td><td> 0086 </td></tr><tr><td> Micro tesouras de dissecação </td><td> Instrumentos cirúrgicos Roboz </td><td> RS-5910 </td></tr><tr><td> Parafusos </td><td> Pasteners Gould Limitada </td><td> 14084701 </td></tr><tr><td> Pinça hemostática </td><td> RoubarInstrumentos cirúrgicos oz </td><td> RS-7130 RS-7211 </td></tr><tr><td> 30 ½ agulhas </td><td> Becton-Dickinson </td><td> 305115 </td></tr><tr><td> Controle Micromotor </td><td> Foredom </td><td> HP4-917 </td></tr><tr><td> Pinças de dissecação </td><td> Instrumentos cirúrgicos Roboz </td><td> RS-5237 </td></tr><tr><td> Cera de osso </td><td> Lukens </td><td> M263500 </td></tr><tr><td> Garrafa de ar comprimido </td><td> Falcon produtos de segurança, Inc. </td><td> 50-10521C </td></tr><tr><td> Limpador enzimático </td><td> Boston, Bausch &amp; Lomb </td><td> BAUSCH497628 </td></tr><tr><td> Água destilada </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Pó acrílico dental </td><td> Lang Dental </td><td> 1220 </td></tr><tr><td> Líquido acrílico dental </td><td> Lang Dental </td><td> 1404 </td> &lt;/ Tr&gt; <tr><td> Digital Lynx SX Sistema </td><td> Neuralynx Inc. </td><td> 4SX-Z400 </td></tr><tr><td> Cheeta softwere </td><td> Neuralynx Inc. </td><td></td></tr><tr><td> Cabos de jacaré </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

recording large-scale neuronal ensembles with silicon probes in the anesthetized rat

Em larga escala a partir de gravações eletrofisiológicas ensembles neuronal oferecem a oportunidade de investigar como o cérebro coordena a grande variedade de comportamentos da atividade spiking de seus neurônios. Um dos métodos mais eficazes para monitorar spiking atividade de um grande número de neurônios em vários locais simultaneamente circuitos neuronais é usando estruturas de silicone com eletrodo 1-3. Potenciais de ação transmembrana produzir mudanças grandes de tensão nas proximidades da somata celular. Estes sinais de saída pode ser medido pela colocação de um condutor muito próximo de um neurônio. Se há muitos ativos (spiking) neurônios na vizinhança da ponta, o eletrodo registros sinal combinado de todas elas, onde a contribuição de um único neurônio é ponderado pela sua &quot;distância elétrica&quot;. Sondas de silício são eletrodos de registro ideal para monitorar neurônios múltiplos por causa de um grande número de sites de gravação (64) e um pequeno volume. Furthermore, vários sites podem ser organizados por uma distância de milímetros, permitindo assim a gravações simultâneas de atividade neuronal nas várias camadas corticais ou em várias colunas cortical (Fig. 1). Importante, a distribuição geométrica precisa dos locais de gravação também permite a determinação da relação espacial entre os quatro neurônios isolados único. Aqui, descrevemos uma aguda, a gravação em larga escala neuronal da esquerda e da direita córtex somatosensorial forelimb simultaneamente em um rato anestesiado com sondas de silício (Fig. 2).

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Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Gravações extracelular da atividade neuronal utilizando sondas de silício no rato anestesiado serão descritas. Esta técnica permite obter informação através de múltiplas áreas do cérebro de mais de 100 neurônios simultaneamente. Ele fornece informações com resolução única célula neuronal sobre a dinâmica conjuntos em vários circuitos locais.

Gravação em grande escala Ensembles Neuronal com Sondas Silício na rato anestesiado

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

24.8K visualizações.  University of Lethbridge. Gravações extracelular da atividade neuronal utilizando sondas de silício no rato anestesiado serão descritas. Esta técnica permite obter informação através de múltiplas áreas do cérebro de mais de 100 neurônios simultaneamente. Ele fornece informações com resolução única célula neuronal sobre a dinâmica conjuntos em vários circuitos locais.

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Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

Em larga escala de gravação de Neurônios por sondas de silicone móveis em Comportando Roedores

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Neurociência

A Fully Automated and Highly Versatile System for Testing Multi-cognitive Functions and Recording Neuronal Activities in Rodents

We have developed a fully automated system for operant behavior testing and neuronal activity recording by which multiple cognitive brain functions can be investigated in a single task sequence. The unique feature of this system is a custom-made, acoustically transparent chamber that eliminates many of the issues associated with auditory cue control in most commercially available chambers. The ease with which operant devices can be added or replaced makes this system quite versatile, allowing for the implementation of a variety of auditory, visual, and olfactory behavioral tasks. Automation of the system allows fine temporal (10 ms) control and precise time-stamping of each event in a predesigned behavioral sequence. When combined with a multi-channel electrophysiology recording system, multiple cognitive brain functions, such as motivation, attention, decision-making, patience, and rewards, can be examined sequentially or independently.

In this report, we present a fully automated and highly versatile system capable of simultaneously testing multi-cognitive behaviors and recording neuronal activities for rodents.

Um sistema totalmente automatizado e altamente versátil para testes de várias funções cognitivas e registro das atividades neuronais em roedores

We have developed a fully automated system for operant behavior testing and neuronal activity recording by which multiple cognitive brain functions can be ...

Fast Micro-iontophoresis of Glutamate and GABA: A Useful Tool to Investigate Synaptic Integration

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of the dendritic tree, which eventually leads to neuronal output of action potentials at the axon. The influence of diverse spatial and temporal parameters of specific synaptic input on neuronal output is currently under investigation, e.g. the distance-dependent attenuation of dendritic inputs, the location-dependent interaction of spatially segregated inputs, the influence of GABAergig inhibition on excitatory integration, linear and non-linear integration modes, and many more.
With fast micro-iontophoresis of glutamate and GABA it is possible to precisely investigate the spatial and temporal integration of glutamatergic excitation and GABAergic inhibition. Critical technical requirements are either a triggered fluorescent lamp, light-emitting diode (LED), or a two-photon scanning microscope to visualize dendritic branches without introducing significant photo-damage of the tissue. Furthermore, it is very important to have a micro-iontophoresis amplifier that allows for fast capacitance compensation of high resistance pipettes. Another crucial point is that no transmitter is involuntarily released by the pipette during the experiment.
Once established, this technique will give reliable and reproducible signals with a high neurotransmitter and location specificity. Compared to glutamate and GABA uncaging, fast iontophoresis allows using both transmitters at the same time but at very distant locations without limitation to the field of view. There are also advantages compared to focal electrical stimulation of axons: with micro-iontophoresis the location of the input site is definitely known and it is sure that only the neurotransmitter of interest is released. However it has to be considered that with micro-iontophoresis only the postsynapse is activated and presynaptic aspects of neurotransmitter release are not resolved. In this article we demonstrate how to set up micro-iontophoresis in brain slice experiments.

In this article we introduce fast micro-iontophoresis of neurotransmitters as a technique to investigate integration of postsynaptic signals with high spatial and temporal precision.

Rápido Micro-iontoforese de glutamato e GABA: uma ferramenta útil para investigar Integração Synaptic

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of ...

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to monitor the disease course in the follow-up period. Changes in the VEP parameters closely correlate with pathological damage in the optic nerve. This protocol provides a detailed description about the rodent model of optic nerve microinjection, in which a partial demyelination lesion is produced in the optic nerve. VEP recording techniques are also discussed. Using skull implanted electrodes, we are able to acquire reproducible intra-session and between-session VEP traces. VEPs can be recorded on individual animals over a period of time to assess the functional changes in the optic nerve longitudinally. The optic nerve demyelination model, in conjunction with the VEP recording protocol, provides a tool to investigate the disease processes associated with demyelination and remyelination, and can potentially be employed to evaluate the effects of new remyelinating drugs or neuroprotective therapies.

Focal demyelination is induced in the optic nerve using lysolecithin microinjection. Visual evoked potentials are recorded via skull electrodes implanted over the visual cortex to examine the signal conduction along the visual pathway in vivo. This protocol details the surgical procedures underlying electrode implantation and optic nerve microinjection.

Visual Gravação Potencial Evocado em um modelo de rato de Experimental Nervo Óptico desmielinização

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Extracelular Gravação de Neuronal Atividade Combinado com Microiontophoretic aplicação de substâncias neuroativos em Ratos Awake

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. However, there is piling evidence that olfaction is not solely limited to chemical sensitivity, but also includes temperature sensitivity. Premetamorphic Xenopus laevis are translucent animals, with protruding nasal cavities deprived of the cribriform plate separating the nose and the olfactory bulb. These characteristics make them well suited for studying olfaction, and particularly thermosensitivity. The present article describes the complete procedure for measuring temperature responses in the olfactory bulb of X. laevis larvae. Firstly, the electroporation of olfactory receptor neurons (ORNs) is performed with spectrally distinct dyes loaded into the nasal cavities in order to stain their axon terminals in the bulbar neuropil. The differential staining between left and right receptor neurons serves to identify the &#947;-glomerulus as the only structure innervated by contralateral presynaptic afferents. Secondly, the electroporation is combined with focal bolus loading in the olfactory bulb in order to stain mitral cells and their dendrites. The 3D brain volume is then scanned under line-illumination microscopy for the acquisition of fast calcium imaging data while small temperature drops are induced at the olfactory epithelium. Lastly, the post-acquisition analysis allows the morphological reconstruction of the thermosensitive network comprising the &#947;-glomerulus and its innervating mitral cells, based on specific temperature-induced Ca2+ traces. Using chemical odorants as stimuli in addition to temperature jumps enables the comparison between thermosensitive and chemosensitive networks in the olfactory bulb.

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

Here we describe a protocol for measuring and analyzing temperature responses in the olfactory bulb of Xenopus laevis. Olfactory receptor neurons and mitral cells are differentially stained, after which calcium changes are recorded, reflecting a sensitivity of some neural networks in the bulb to temperature drops induced at the nose.

Gravação induzida pela temperatura actividade neuronal através de monitoramento das alterações de cálcio no bulbo olfativo de<em&gt; Xenopus laevis</em

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. ...

Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

Gravação simultânea de Eletrorretinografia e potenciais evocados visuais em ratos anestesiados

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the ...

Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced electrodes for large-scale electrophysiological recording of neuronal activity, but the procedures for their chronic implantation are still underdeveloped. The activity of hippocampal place cells is known to correlate with an animal&#39;s position in the environment, but the underlying mechanisms are still unclear. To investigate place cells, here we describe a set of techniques which range from the fabrication of devices for chronic silicon probe implants to the monitoring of place field activity in a cue-enriched treadmill apparatus. A micro-drive and a hat are built by fitting and fastening together 3D-printed plastic parts. A silicon probe is mounted on the micro-drive, cleaned, and coated with dye. A first surgery is performed to fix the hat on the skull of a mouse. Small landmarks are fabricated and attached to the belt of a treadmill. The mouse is trained to run head-fixed on the treadmill. A second surgery is performed to implant the silicon probe in the hippocampus, following which broadband electrophysiological signals are recorded. Finally, the silicon probe is recovered and cleaned for reuse. The analysis of place cell activity in the treadmill reveals a diversity of place field mechanisms, outlining the benefit of the approach.

We describe the diverse steps to implant chronic silicon probes and to record place cells in mice that are running head-fixed on a cue-enriched treadmill apparatus.

Implantação de sondas de silicone crônica e gravação de lugar Hippocampal células em um aparelho de esteira enriquecido

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced ...

Chronic Transcranial Electrical Stimulation and Intracortical Recording in Rats

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a closed-loop event-triggered manner. Although many studies are focusing on the possible benefits and side-effects of TES in healthy and pathologic brains, there are still many fundamental open questions regarding the mechanism of action of the stimulation. Therefore, there is a clear need for a robust and reproducible method to test the acute and the chronic effects of TES in rodents. TES can be combined with regular behavioral, electrophysiological, and imaging techniques to investigate neuronal networks in vivo. The implantation of transcranial stimulation electrodes does not impose extra constraints on the experimental design while it offers a versatile, flexible tool to manipulate brain activity. Here we provide a detailed, step-by-step protocol to fabricate and implant transcranial stimulation electrodes to influence brain activity in a temporally constrained manner for months.

This detailed protocol describes transcranial stimulation electrode placement on the temporal bone in order to investigate the short- and long-term effects of transcranial electrical stimulation in freely moving rats.

Estimulação elétrica transcraniana crônica e gravação Intracortical em ratos

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a ...

Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems neuroscience. One key component of this technique consists of the precise placement of multiple electrodes into desired brain regions and the maintenance of their stability. Here, we describe a protocol for the construction of a 3D-printable hyperdrive, which includes eighteen independently adjustable tetrodes, and is specifically designed for in vivo extracellular neural recording in freely behaving rats. The tetrodes attached to the microdrives can either be individually advanced into multiple brain regions along the track, or can be used to place an array of electrodes into a smaller area. The multiple tetrodes allow for simultaneous examination of action potentials from dozens of individual neurons, as well as local field potentials from populations of neurons in the brain during active behavior. In addition, the design provides for simpler 3D drafting software that can easily be modified for differing experimental needs.

We present the construction of a 3D-printable hyperdrive with eighteen independently adjustable tetrodes. The hyperdrive is designed to record brain activity in freely behaving rats over a period of several weeks.