1. Preparação para a necropsia <ol><li> Partes importantes de qualquer exame post-mortem bruto (valor bruto necropsia) são a história do animal ea descrição dos achados. </li><li> Um patologista veterinário ler seus slides histopatologia pode não ter visto o animal e está contando com você para obter as informações de fundo. </li><li> Descrever exatamente o que você vê antes de eutanásia do animal. Por exemplo, &quot;mouse feminino; um dos cinco na gaiola; C57BL/6N; cabeça inclinada para a direita&quot; ou &quot;rato marrom do sexo masculino; estirpe desconhecida; animal está coçando, não há perda de cabelo desigual sobre o dorso, próximo à cauda e cabeça &quot;. </li><li> Use clara, a linguagem descritiva, objetiva. Modificadores como &quot;suave&quot;, &quot;moderado&quot; e &quot;grave&quot; pode ser útil se os valores de corte entre os níveis são claramente demarcadas. Descrevendo as coisas em termos de objetos alimentos ou para uso doméstico, geralmente não é recomendado. </li><li> Pesagem e medição animais, descobertas, ou órgãos é muitas vezes útil. A &quot;baço grande&quot; para você pode ser um baço normal para outro observador. Dizendo que o baço medidas 3cm x 1,5 centímetros fornece informações mais objetivas. </li><li> Fotodocumentação pode ser inestimável. </li><li> Observar todas as relevantes de saúde ocupacional e equipamentos de proteção individual necessários para trabalhar com animais vivos, carcaças potencialmente infecciosos, ou substâncias químicas, tais como formalina. </li></ol> 2. Localização postmortem bruta e exame de coração, pulmões, fígado, rins e baço <ol><li> Reunir os suprimentos necessários antes da eutanásia do animal. No mínimo, isso deve incluir uma placa de dissecção ou superfície de trabalho similar, pinças, tesouras, etiquetas para contentores, fixador, e qualquer mídia ou tubos de coleta / cups que potencialmente podem ser necessários. </li><li> Brevemente avaliar a condição, comportamento e movimento do animal. Observar e registrar os padrões de respiração (por exemplo, rápida e superficial), bem como a capacidade ambulatorial e marcha (por exemplo, mancando, circulando, tremores). </li><li> Eutanásia do animal de acordo com os procedimentos padrão de sua instituição, sempre aderindo às regras AVMA. </li><li> Avaliar a condição corporal do animal para a pele e pelagem anormalidades, emagrecimento, ou desidratação. Tome nota de quaisquer manipulações artificiais, implantes, ou cirúrgico cicatrizes. </li><li> Examine todos os orifícios externos (orelhas, olhos, nariz, ânus, aberturas genital, e cavidade oral). Uso de um escopo de dissecação é recomendado para uma observação mais atenta. </li><li> Lay o mouse sacrificados ou carcaça de rato em decúbito dorsal em uma placa de dissecação limpa ou superfície de trabalho similar. </li><li> Com uma tesoura, inciso a pele do comprimento total do ventrum do ânus até o queixo, refletindo a pele e incisão na parede abdominal, expondo as vísceras abdominais, glândulas salivares e prepucial / clitóris, e os linfonodos cervical e axilar. Cortar a caixa torácica para expor e examinar as vísceras torácicas, fazendo dois cortes lateralmente até cada lado da caixa torácica, em seguida, um outro lado, no topo do esterno, para abrir um espaço amplo o suficiente para examinar cuidadosamente todos os lobos do pulmão. </li><li> Examine a aparência da estrutura músculo-esqueléticas. </li><li> Avaliar todos os órgãos de anormalidades. Especificamente encontrar e identificar o coração e os pulmões na cavidade torácica. Especificamente encontrar e identificar o fígado, rins e baço na cavidade abdominal. Anotar todas as mudanças de cor, as diferenças de tamanho, e os órgãos faltando ou mal posicionada. Observe a consistência das superfícies, qualquer tecido adicionais (por exemplo, massas), bolsões de líquidos, ou a presença de líquido na cavidade abdominal / torácica. </li><li> Observe o trato gastrointestinal ao seu conteúdo, ou a falta de conteúdos, com especial atenção para as paredes espessadas, massas, e / ou hemorragia. Inciso rins (da esquerda longitudinal direita, seção-transversal, na linha média, mas fora do centro), com uma lâmina de bisturi ou navalha para verificar parênquima para qualquer anormalidade. Verifique o mesentério para linfonodos aumentados e / ou massas. </li><li> Examine o sistema urogenital, procurando bloqueios, bolsos fluido, hemorragia ou outras anormalidades. </li></ol> 3. Postmortem coleção de coração, fígado, rins e baço para exame histopatológico <ol><li> Reúna de tamanho adequado, recipiente rotulado (s) preenchido com uma quantidade adequada de 10% neutro tamponado (NBF). Ajustar a quantidade de NBF 10% a fim de obter uma proporção de 20:1 de fixador para tecidos. </li><li> Posicione o mouse ou carcaça de rato em decúbito dorsal em uma placa de dissecação limpa ou superfície de trabalho similares e exponha o tecido de interesse. </li><li> Remover o tecido da carcaça usando uma pinça e tesouras. </li><li> Tecidos devem ser cuidadosamente aparado para remover gordura e desnecessária do tecido conjuntivo. Tecido deve ser limpo de sangue, uso normal (ou fisiológica) salina) para lavar, se necessário. Nunca use água destilada ou da torneira para enxaguar tecidos. </li><li> Coloque o tecido para dentro do recipiente de NBF 10%. </li></ol><ol><li> Reúna de tamanho adequado, recipiente rotulado (s) preenchido com uma quantidade adequada de NBF 10%. Ajuste quantidade de NBF 10% a fim de obter uma proporção de 20:1 de fixador para tecidos. </li><li> Posicione o mouse ou carcaça de rato em decúbito dorsal em uma placa de dissecação limpa ou superfície de trabalho similar. </li><li> Expor a traquéia, coração e pulmões. </li><li> Usando uma tesoura e uma pinça retire a pele e músculo que recobre a região ventral torácica e cervical. </li><li> Usando uma tesoura e uma pinça, retire a caixa torácica expondo o coração e os pulmões, fazendo dois cortes lateralmente até cada lado da caixa torácica, em seguida, um outro lado, perto da clavícula para abrir um espaço amplo o suficiente para examinar cuidadosamente todos os lobos do pulmão. </li><li> Cortar os músculos do pescoço que se estende do esterno e costelas na mandíbula, incluindo aqueles que recobre a traquéia. </li><li> Inserir uma tesoura por baixo da borda anterior da caixa torácica e fazer dois cortes, um de cada lado, para remover a seção de osso que recobre a traquéia. </li><li> Segure a traquéia perto do queixo com uma pinça e cortar completamente através da traquéia com uma tesoura colocada acima da pinça </li><li> Gentilmente puxe para cima traquéia usando a pinça, cortando ligações tecido ventral com uma tesoura, até todo o conjunto de tecidos torácica (traqueia, pulmões e coração, que é às vezes chamado de &quot;arrancar&quot;) foi removida do corpo. </li><li> Lay os pulmões plana na superfície de trabalho. </li><li> Vagamente amarrar um pedaço de material de sutura ou fio de cozinha em torno da traquéia tomando cuidado para não puxar apertado. </li><li> Encha uma seringa com fixador e uma agulha que é pequeno o suficiente para entrar na traquéia. Para ratos, uma seringa de 1 ml ou 3 ml com uma agulha de calibre 26 funciona bem. Para ratos, uma seringa de 5 ml com uma seringa de calibre 18 funciona bem. </li><li> Inserir a agulha na abertura da traquéia e utilize uma pinça para segurar a traquéia ao redor da agulha. Comece devagar enchendo os pulmões com o fixador. </li><li> Encher os pulmões até estar totalmente inflado. Não over-ou underinflate. A quantidade de fixador necessária para inflar completamente os pulmões varia de acordo com a idade, tensão, ea saúde do animal. <ol><li> Sobre a inflação é detectada por um fluido que escoa e formação de espuma do tecido pulmonar. </li><li> Subenchimento é detectado pelos pulmões aparecendo plana e não completa em todas as áreas. </li></ol></li><li> Retire a agulha da traquéia. </li><li> Aperte o material de sutura ou barbante em torno da traquéia para evitar o refluxo de fora fixador dos pulmões. </li><li> Coloque os pulmões inflados em fixador usando um fixador 20:01 aproximada à relação de tecido. </li></ol> 5. Postmortem coleção de cérebro <ol><li> Reúna de tamanho adequado, recipiente rotulado (s) preenchido com uma quantidade adequada de NBF 10%. Ajuste quantidade de NBF 10% a fim de obter uma proporção de 20:1 de fixador para tecidos. </li><li> Posicione o mouse sacrificados ou carcaça de rato em decúbito ventral em uma placa de dissecação limpa ou superfície de trabalho similar. </li><li> Usando uma tesoura e uma pinça, retire a pele e músculo que recobre a calvária. </li><li> Com uma tesoura retire a cabeça completamente da carcaça. </li><li> Com uma tesoura pequena inserir a lâmina de fundo para o forame magno, a abertura do crânio, onde se abre para dentro do canal espinhal, e mantendo dicas tesoura apontada para cima, começar a cortar-se diretamente e através da linha média da calvária. </li><li> Utilizando uma pinça, refletir ambas as metades do calvária expondo o cérebro. 1. Quando possível, coloque o cérebro exposto em fixador, ainda no crânio. Isso permitirá que o tecido para se tornar empresa antes da remoção do crânio, se isso for requerido. Patologistas muitos preferem que as seções são cortadas a partir do cérebro, ainda no crânio. </li><li> Inverta cuidadosamente o crânio de modo que a gravidade vai ajudar o tecido a cair do crânio. </li><li> Utilizando uma pinça curva, deslize com cuidado a pinça ao longo da borda externa do cérebro e sob o cérebro a partir de lobos olfativos, movendo-se sob o cérebro e para o cerebelo. Aperte suavemente com a pinça qualquer tecido conectivo ou nervos que inibem o cérebro de cair do crânio. </li><li> Coloque o cérebro em fixador usando uma proporção de 20:1 aproximada de tecido para fixador. </li></ol> 6. Postmortem coleta dos linfonodos mesentéricos (MLN) <ol><li> Coleta de tecido para análise PCR deve ser feito usando uma técnica asséptica. Chama esterilizados, autoclavado ou equivalentemente instrumentos esterilizados devem ser usados. </li><li> Montar tubos estéreis Eppendorf e tesouras e pinças esterilizadas. </li><li> Posicione o mouse sacrificados ou carcaça de rato em decúbito dorsal em uma placa de dissecação limpa ou superfície de trabalho similar. </li><li> Com uma tesoura esterilizada e uma pinça inciso parede abdominal ventral da área genital para a base da caixa torácica, Removendo a pele e músculo e expondo os intestinos. </li><li> O MLN estão localizados na cavidade abdominal no tecido mesentérica ao longo do cólon, imediatamente adjacente ao ceco. </li><li> Para localizar o MLN, primeiro localize o ceco, que é a grande, em forma de vírgula seção do intestino. Os dois pontos se estende desde o ceco e que muitas vezes pode ser identificado pela presença de pelotas fecais. O MLN estão localizados no mesentério ao longo do cólon adjacente ao ceco. Ele pode ser identificado como um amarelo, fixo ovóide ou esférica pequena de tecido no tecido mesentérica branco e muitas vezes é um pouco mais grosso e mais firme em textura do que o mesentério circundante e gordura. Use livros de texto de anatomia como necessário para a orientação. </li><li> Utilizando uma técnica asséptica e instrumentos esterilizados remover o MLN e coloque em um tubo Eppendorf rotulado com informações de identificação. </li></ol> 7. Postmortem coleta de aspirado respiratório <ol><li> Montar suprimentos necessários - pipeta estéril, tesouras e pinças esterilizadas, soluções estéreis para ser liberado através do trato respiratório, e uma placa limpa de dissecação ou superfície de trabalho similar. </li><li> Lay o mouse sacrificados ou carcaça de rato em decúbito dorsal na mesa de dissecação. </li><li> Para aspirado brônquico em ratos, o acesso do trato respiratório por meio da traquéia. Para aspirar nasal em ratos de acesso, seja através da traquéia ou através do meato nasofaringe. Para aspirados brônquica ou nasal em ratos, o acesso do trato respiratório através do meato nasofaringe. </li><li> Se aspirados tanto nasal e brônquica são necessários, executar a primeira aspirado brônquico. Executar nasal aspirado com uma pipeta nova estéril. </li><li> Acesso traqueal (método recomendado para ratos): <ol><li> Refletem a pele longe da área cervical para expor os tecidos subcutâneos. </li><li> Remoção das glândulas salivares e musculatura cervical para expor a traquéia. </li><li> Utilizando instrumentos esterilizados, inciso traquéia para permitir o acesso ao lúmen. Manter a assepsia em toda coleção (Vá para o passo 7.7). </li></ol></li><li> Acesso meato nasofaríngea (nasal aspire e aspirado brônquico, método recomendado para ratos devido ao menor tamanho da traquéia): <ol><li> Este procedimento pode ser realizado tanto para a aspiração nasal e aspirado brônquico. </li><li> Usando chama-esterilizados ou autoclavados instrumentos, sever do temporomandibular (mandíbula) articular e refletir a mandíbula longe da maxila, expondo o meato nasofaringe. Manter a assepsia em toda coleção (Vá para o passo 7.7). </li></ol></li><li> Desenhe aproximadamente 1ml de líquido de amostragem em uma pipeta estéril. Isto pode ser solução salina, tampão fosfato salino, ou caldo de tripticase de soja. (Vá para a etapa 7,8 ou 7,9, dependendo de qual você está coletando aspirar.) </li><li> Aspirado brônquico: 1. Assepticamente inserir pipeta luz traqueal, dirigido caudalmente, e injecte lentamente o líquido de amostragem nos brônquios e do pulmão. Retirar o líquido de amostragem de brônquios e pulmões para a pipeta e remover a pipeta da traquéia. Nem todos os fluidos Voltarei para a pipeta. Repita se mais fluido é necessário para o ensaio. </li><li> Nasal aspirar: <ol><li> Assepticamente inserir pipeta no meato nasofaríngea (ratos) ou luz traqueal (ratos), dirigido cranialmente, e injecte lentamente o líquido de amostragem para a cavidade nasal. </li><li> Certifique-se que a cavidade nasal é alcançada pelo contato do palato nasal com a ponta da pipeta, ou pela observação do líquido forçado para dentro da cavidade, visto como meniscos formando no orifício nasal (narinas) ou como fluido visível através do palato translúcida oral. Fluido não deve ser visto saindo pela boca. Se assim for, re-orientar a pipeta. </li><li> Retirar o líquido de amostragem a partir da cavidade nasal para a pipeta e remover a pipeta do meato ou traquéia. </li></ol></li><li> Assepticamente para transferir a mídia apropriada ou recipiente para o teste. </li></ol> 8. Resultados representativos <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Abdominal e órgãos torácicos no mouse. Estes órgãos são normalmente visível quando um animal é aberto pela primeira vez (nenhum dos órgãos foram movidos para expor outros órgãos também presente na cavidade abdominal). A) do coração timo, b), c) pulmões, d), diafragma e) do fígado , f) intestino delgado, g) ceco, h) bexiga urinária. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. Abdominais e órgãos retroperitoneal no mouse. Se os intestinos e fígado são levantadas e mudou-se (ou removido), estes ca órgãosn ser visto. fígado) (para referência), b) intestinos (para referência), c) estômago, d), baço e) os rins, f) cólon descendente, g) útero. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3. Órgãos reprodutivos masculinos. Estes podem ser maiores em grandes, os machos sexualmente maduros. Um vesículas) seminais e glândulas de coagulação, b) testículo bexiga urinária (empurrado para dentro da cavidade abdominal do escroto através dos anéis inguinais, que permanecerá aberto em camundongos e ratos), c), d) glândulas prepucial, e epidídimo). <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig4.jpg" alt="Figura 4" /> Figura 4. Órgãos reprodutivos femininos. A) útero não-gravídico (camundongos e ratos têm um útero bicorno) b) da bexiga, ovário enterrado em um bloco de ovário gordura, c) urinário, d) as glândulas do clitóris (análogo para as glândulas do sexo masculino prepucial) .

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	<li>AVMA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> AVMA Guidelines on Euthanasia. , (2007).</li><li>Feldman, D. B., Seely, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Necropsy Guide: Rodents and the rabbit. , (1988).</li><li>King, J. M., Dodd, D. C., Roth, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Necropsy Book. , (2006).</li><li>Kittel, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+2.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 2. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 413-431 (2004).</li><li>Komarek, V., Fox, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+1.">Chapter 1.</a> The Mouse in Biomedical Research. , 1-22 (2007).</li><li>Morawietz, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+3.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 3. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 433-449 (2004).</li><li>Popesko, P., Raijtov&#225;, V., Hor&#225;k, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Colour Atlas of Anatomy of Small Laboratory Animals. 2, 91-106 (2002).</li><li>Ruehl-Fehlert, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--part+1.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--part 1.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 91-106 (2003).</li></ol>

Os autores são todos os funcionários do laboratório de Charles River com o roedor de diagnóstico de laboratório, onde estes serviços são oferecidos comercialmente.

Coleta de dados no final de um estudo pode exigir um exame post-mortem dos animais. Descrevem bem o que é visto e lembre-se de examinar todos os tecidos. Estes procedimentos são projetados principalmente para otimizar a necropsia e coleta de amostras para vigilância de doenças infecciosas, mas a maioria é facilmente adaptado para as investigações de incidentes focada suspeita de doença ou surtos em que talvez apenas um subconjunto dos procedimentos seriam empregadas. Muitos dos procedimentos também são relevantes para necropsias mais comumente realizados na conclusão de estudos de pesquisa como parte de uma avaliação global morfológicos juntamente com a coleta de amostras específicos de estudo para posterior análise.

<table border="1"><tbody><tr><th> Nome do reagente </th><th> Companhia </th><th> Número de catálogo </th><th> Comentários </th></tr><tr><td> Tábua </td><td> Thermo Electron Cat # 36114 Corp </td><td> Cat # 36114 </td><td></td></tr><tr><td> Tesoura pequena </td><td> ROBOZ </td><td> RS-5910, G204 </td><td> Lâminas de 23 milímetros, 3,5 comprimento &quot;, em linha reta </td></tr><tr><td> Tesoura médio </td><td> ROBOZ </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Tesouras grandes </td><td> ROBOZ </td><td> RS-6826, G65 &quot; </td><td> 6,25 &quot; </td></tr><tr><td> Pinça-Curved </td><td> ROBOZ </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4.5 &quot;, serrilhada, curva ligeira </td></tr><tr><td> Pinça-Microdissecting </td><td> ROBOZ </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson (EWALD) </td></tr><tr><td> Pinça-Pinça </td><td> ROBOZ </td><td> RS - 8160 </td><td> Dente de rato </td></tr><tr><td> Chama esterilizador </td><td> Oxford Produtos para laboratórios </td><td> Bacti Cinerator-# 5889-001007 </td><td></td></tr><tr><td> Bisturi </td><td> Diagnóstico de câncer, Inc. </td><td> Bisturis dedo # 60, # Cat FS0060 </td><td></td></tr><tr><td> Pipetas </td><td> VWR </td><td> Pasteur Pipetar 5 3 / 4 &quot;, Cat # 14672-400 </td><td></td></tr><tr><td> Sacos de autoclave </td><td> Manufacturing Company adequada </td><td> Bag esterilizador Paper Cat Bolsas # 021002 (3100923) E09110 </td><td> Para pipetas Pasteur </td></tr><tr><td> Bulbo da pipeta </td><td> VWR </td><td> # Cat 56310-240 </td><td></td></tr><tr><td> Tubos Eppendorf </td><td> Sarstedt </td><td> SafeSeal 2mL microtubo, Ref # 72,695 </td><td></td></tr><tr><td> Tubos Eppendorf </td><td> Argos </td><td> Cat microtubo 5mL # T20765-C </td><td></td></tr><tr><td> Seringa </td><td> BD (Beckton Dickenson) </td><td> 1ml-309602-300910 3 ml 10 ml 5 ml-309603 # 309604 Cat Cat 20mL # 309661 </td><td></td></tr><tr><td> Agulhas </td><td> BD </td><td> 26G-18G-309.625 305.195 </td><td></td></tr><tr><td> Formalina tamponada neutra </td><td> VWR </td><td> 20L NBF 10%, Cat # 16004-128 </td><td></td></tr><tr><td> Salina </td><td> ThermoScientific </td><td> Buffered Saline Banco de Sangue do gato, # 23-309-178 </td><td></td></tr><tr><td> Tripticase soja caldo </td><td> Becton Dickinson </td><td> TSB: Cat, desidratados # 211825 </td><td></td></tr><tr><td> Tampão fosfato salino </td><td> Sigma Aldrich </td><td> HA Buffer, Cat # P3813-10PAK </td><td></td></tr><tr><td> Copos de formalina </td><td> VWR </td><td> Cat 4 oz # 8 onças 36318-852 36318-860 Cat # 16 onças Cat # 36318-858 </td><td></td></tr><tr><td> Copos grandes de formol </td><td> Oakridge Produtos </td><td> 32 onças Cat # container 0432-1100 </td><td></td></tr><tr><td> Copo extra grande formol </td><td> VWR </td><td> Multipurpose HDPE Cat container # 160 onças 89038-282 </td><td></td></tr><tr><td> Material de sutura </td><td> Henry Schein </td><td> Fio de seda trançada cirúrgico, Ref # 100-5000, M766750 </td><td> De insuflação pulmonar do rato </td></tr><tr><td> Barbante </td><td> Staples </td><td> Cat # QUA-46173 </td><td> Para a inflação de pulmão de ratos </td></tr></tbody></table>

diagnostic necropsy and selected tissue and sample collection in rats and mice

Existem vários tipos de amostras que podem ser coletadas de um animal sacrificado, a fim de ajudar a diagnosticar ou descobrir agentes infecciosos em uma colônia animal. Cobrança adequada dos tecidos para processamento histológico mais podem impactar a qualidade dos resultados de testes. Este artigo descreve a conduta de um exame básico bruta incluindo a identificação de coração, fígado, pulmões, rins e baço, bem como a forma de recolher esses órgãos. Além disso quatro dos mais difíceis técnicas de tecido / da coleta da amostra são demonstradas. Coleta de perfusão pulmonar e pode ser particularmente difícil como o tecido tem de ser devidamente inflado com um fixador, para que dentro do tecido para fixar corretamente e para permitir a avaliação histológica completa. Este artigo demonstra o passo a passo a técnica para remover o pulmão e inflá-lo com o fixador, a fim de obter uma fixação ideal do tecido no prazo de 24 horas. Coleta de cérebro pode ser igualmente desafiador como o tecido é macio e facilmente danificada. Este artigo demonstra o passo a passo técnica para expor e remover o cérebro do crânio com danos mínimos ao tecido. Linfonodo mesentérico é uma boa amostra do tipo em que muitos comuns para detectar agentes infecciosos como vírus entéricos persistir por mais tempo no linfonodo do que são eliminados nas fezes. Este artigo demonstra o procedimento passo a passo para localizar e remover o assepticamente linfonodos mesentéricos. Finalmente, a identificação de agentes infecciosos do trato respiratório podem ser realizadas por cultura bacteriana ou testes PCR de nasal e / ou brônquica fluidos aspirados tomadas no momento da necropsia. Este procedimento descreve a obtenção e preparação da amostra de aspirado respiratório para a cultura bacteriana e testes de PCR.

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Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice

Este artigo descreve os procedimentos para a realização de um exame post-mortem básicas de um mouse ou rato, ea coleta de órgãos básica, bem como mais tipos de amostra desafiador para avaliação histológica, microbiológica e PCR.

Necropsia de diagnóstico e coleta de tecido e amostra selecionada em ratos e camundongos

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Nanyang Technological University

Research

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Management of Type 1 diabetes is burdensome, both to the individual and society, costing over 100 billion dollars annually. Despite the widespread use of glucose monitoring and new insulin formulations, many individuals still develop devastating secondary complications. Pancreatic islet transplantation can restore near normal glucose control in diabetic patients 1, without the risk of serious hypoglycemic episodes that are associated with intensive insulin therapy. Providing sufficient islet mass is important for successful islet transplantation. However, donor characteristic, organ procurement and preservation affect the isolation outcome 2. At University of Illinois at Chicago (UIC) we have developed a successful isolation protocol with an improved purification gradient 3. The program started in January 2004, and more than 300 isolations were performed up to November 2008. The pancreata were sent in cold preservation solutions (UW, University of Wisconsin or HTK, Histidine-Tryptophan Ketoglutarate) 4-7 to the Cell Isolation Laboratory at UIC for islet isolation. Pancreatic islets were isolated using the UIC method, which is a modified version of the method originally described by Ricordi et al 8. Briefly, after cleaning the pancreas from the surrounding tissue, it was perfused with enzyme solution (Serva Collagenase + Neutral Protease or Sigma V enzyme). The distended pancreas was then transferred to the Ricordi digestion chamber, connected to a modified, closed circulation tubing system, and warmed up to 37&deg;C. During the digestion, the chamber was shaken gently. Samples were taken continuously to monitor the digestion progress. Once free islets were detected under the microscope, the digestion was stopped by flushing cold (4&deg;C) RPMI dilution solution (Mediatech, Herndon, VA) into the circulation system to dilute the enzyme. After being collected and washed in M199 media supplemented with human albumin, the tissue was sampled for pre-purification count and incubated with UW solution before purification. Purification process will be described in Part II: Purification and Culture of Human Islets.

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This video documents methods for collecting coastal marine water samples and processing them for various downstream applications including biomass ...

Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats

Being able to safely and effectively restrain mice and rats is an important part of conducting research. Working confidently and humanely with mice and rats requires a basic competency in handling and restraint methods. This article will present the basic principles required to safely handle animals. One-handed, two-handed, and restraint with specially designed restraint objects will be illustrated. Often, another part of the research or testing use of animals is the effective administration of compounds to mice and rats. Although there are a large number of possible administration routes (limited only by the size and organs of the animal), most are not used regularly in research. This video will illustrate several of the more common routes, including intravenous, intramuscular, subcutaneous, and oral gavage. The goal of this article is to expose a viewer unfamiliar with these techniques to basic restraint and substance administration routes. This video does not replace required hands-on training at your facility, but is meant to augment and supplement that training.

Working safely and humanely with research rodents requires a core competency in handling and restraint methods. This article will present the basic principles required to safely handle and effectively administer compounds to mice and rats.

Restrição manual e rotas de Administração composto comum em camundongos e ratos

Being able to safely and effectively restrain mice and rats is an important part of conducting research.  Working confidently and humanely with mice and ...

Germ Cell Transplantation and Testis Tissue Xenografting in Mice

Germ cell transplantation was developed by Dr. Ralph Brinster and colleagues at the University of Pennsylvania in 19941,2. These ground-breaking studies showed that microinjection of germ cells from fertile donor mice into the seminiferous tubules of infertile recipient mice results in donor-derived spermatogenesis and sperm production by the recipient animal2. The use of donor males carrying the bacterial &beta;-galactosidase gene allowed identification of donor-derived spermatogenesis and transmission of the donor haplotype to the offspring by recipient animals1. Surprisingly, after transplantation into the lumen of the seminiferous tubules, transplanted germ cells were able to move from the luminal compartment to the basement membrane where spermatogonia are located3. It is generally accepted that only SSCs are able to colonize the niche and re-establish spermatogenesis in the recipient testis. Therefore, germ cell transplantation provides a functional approach to study the stem cell niche in the testis and to characterize putative spermatogonial stem cells. To date, germ cell transplantation is used to elucidate basic stem cell biology, to produce transgenic animals through genetic manipulation of germ cells prior to transplantation4,5, to study Sertoli cell-germ cell interaction6,7, SSC homing and colonization3,8, as well as SSC self-renewal and differentiation9,10.
Germ cell transplantation is also feasible in large species11. In these, the main applications are preservation of fertility, dissemination of elite genetics in animal populations, and generation of transgenic animals as the study of spermatogenesis and SSC biology with this technique is logistically more difficult and expensive than in rodents. Transplantation of germ cells from large species into the seminiferous tubules of mice results in colonization of donor cells and spermatogonial expansion, but not in their full differentiation presumably due to incompatibility of the recipient somatic cell compartment with the germ cells from phylogenetically distant species12. An alternative approach is transplantation of germ cells from large species together with their surrounding somatic compartment. We first reported in 2002, that small fragments of testis tissue from immature males transplanted under the dorsal skin of immunodeficient mice are able to survive and undergo full development with the production of fertilization competent sperm13. Since then testis tissue xenografting has been shown to be successful in many species and emerged as a valuable alternative to study testis development and spermatogenesis of large animals in mice14.

Protocols for germ cell transplantation and testis tissue xenografting are described. Germ cell transplantation results in donor-derived spermatogenesis in recipient testes and represents a functional reconstitution assay for identification of spermatogonial stem cells (SSCs). Testis tissue xenografting reproduces testis development and spermatogenesis of various donor species in recipient mice.

Transplante de células germinativas e Tecidos Testículo xeno em Ratos

Germ cell transplantation was developed by Dr. Ralph Brinster and colleagues at the University of Pennsylvania in 19941,2. These ground-breaking studies ...

Ovariectomy and 17&beta;-estradiol Replacement in Rats and Mice: A Visual Demonstration

Estrogens are a family of female sexual hormones with an exceptionally wide spectrum of effects. When rats and mice are used in estrogen research they are commonly ovariectomized in order to ablate the rapidly cycling hormone production, replacing the 17&beta;-estradiol exogenously. There is, however, lack of consensus regarding how the hormone should be administered to obtain physiological serum concentrations. This is crucial since the 17&beta;-estradiol level/administration method profoundly influences the experimental results1-3. We have in a series of studies characterized the different modes of 17&beta;-estradiol administration, finding that subcutaneous silastic capsules and per-oral nut-cream Nutella are superior to commercially available slow-release pellets (produced by the company Innovative Research of America) and daily injections in terms of producing physiological serum concentrations of 17&beta;-estradiol4-6. Amongst the advantages of the nut-cream method, that previously has been used for buprenorphine administration7, is that when used for estrogen administration it resembles peroral hormone replacement therapy and is non-invasive. The subcutaneous silastic capsules are convenient and produce the most stable serum concentrations. This video article contains step-by-step demonstrations of ovariectomy and 17&beta;-estradiol hormone replacement by silastic capsules and peroral Nutella in rats and mice, followed by a discussion of important aspects of the administration procedures.

Ovariectomy and 17&#946;-estradiol Replacement in Rats and Mice: A Visual Demonstration

Ovariectomy and subsequent replacement of 17&beta;-estradiol by means of silastic capsules and peroral Nutella are demonstrated in rats and mice.

Ovariectomia e 17β-estradiol substituição em ratos e camundongos: uma demonstração visual

Estrogens are a family of female sexual hormones with an exceptionally wide spectrum of effects. When rats and mice are used in estrogen research they are ...

Proteomic Sample Preparation from Formalin Fixed and Paraffin Embedded Tissue

Preserved clinical material is a unique source for proteomic investigation of human disorders. Here we describe an optimized protocol allowing large scale quantitative analysis of formalin fixed and paraffin embedded (FFPE) tissue. The procedure comprises four distinct steps. The first one is the preparation of sections from the FFPE material and microdissection of cells of interest. In the second step the isolated cells are lysed and processed using 'filter aided sample preparation' (FASP) technique. In this step, proteins are depleted from reagents used for the sample lysis and are digested in two-steps using endoproteinase LysC and trypsin. 
After each digestion, the peptides are collected in separate fractions and their content is determined using a highly sensitive fluorescence measurement. Finally, the peptides are fractionated on 'pipette-tip' microcolumns. The LysC-peptides are separated into 4 fractions whereas the tryptic peptides are separated into 2 fractions. In this way prepared samples allow analysis of proteomes from minute amounts of material to a depth of 10,000 proteins. Thus, the described workflow is a powerful technique for studying diseases in a system-wide-fashion as well as for identification of potential biomarkers and drug targets.

Archival formalin fixed and paraffin embedded (FFPE) clinical samples are valuable material for investigation of diseases. Here we demonstrate a sample preparation workflow allowing in-depth proteomic analysis of microdissected FFPE tissue.

Preparação de Amostras de proteômica fixados em formalina e embebidos em parafina Tissue

Preserved clinical material is a unique source for proteomic investigation of human disorders. Here we describe an optimized protocol allowing large scale ...

Milk Collection Methods for Mice and Reeves' Muntjac Deer

Animal models are commonly used throughout research laboratories to accomplish what would normally be considered impractical in a pathogen&#8217;s native host. Milk collection from animals allows scientists the opportunity to study many aspects of reproduction including vertical transmission, passive immunity, mammary gland biology, and lactation. Obtaining adequate volumes of milk for these studies is a challenging task, especially from small animal models. Here we illustrate an inexpensive and facile method for milk collection in mice and Reeves&#8217; muntjac deer that does not require specialized equipment or extensive training. This particular method requires two researchers: one to express the milk and to stabilize the animal, and one to collect the milk in an appropriate container from either a Muntjac or mouse model. The mouse model also requires the use of a P-200 pipetman and corresponding pipette tips. While this method is low cost and relatively easy to perform, researchers should be advised that anesthetizing the animal is required for optimal milk collection.

Milk collection from animal models facilitates various research avenues: understanding passive immunity, identifying pathogens responsible for vertical transmission and, through the use of transgenic mice, even commercial production of proteins found in human breast milk. Here we illustrate a simple method for milk collection in mice and Reeves&#8217; muntjac deer.

Métodos de coleta de leite para Ratos e Reeves Muntjac cervos

Animal models are commonly used throughout research laboratories to accomplish what would normally be considered impractical in a pathogen&#8217;s native ...

Dissection of the Auditory Bulla in Postnatal Mice: Isolation of the Middle Ear Bones and Histological Analysis

In most mammals, auditory ossicles in the middle ear, including the malleus, incus and stapes, are the smallest bones. In mice, a bony structure called the auditory bulla houses the ossicles, whereas the auditory capsule encloses the inner ear, namely the cochlea and semicircular canals. Murine ossicles are essential for hearing and thus of great interest to researchers in the field of otolaryngology, but their metabolism, development, and evolution are highly relevant to other fields. Altered bone metabolism can affect hearing function in adult mice, and various gene-deficient mice show changes in morphogenesis of auditory ossicles in utero. Although murine auditory ossicles are tiny, their manipulation is feasible if one understands their anatomical orientation and 3D structure. Here, we describe how to dissect the auditory bulla and capsule of postnatal mice and then isolate individual ossicles by removing part of the bulla. We also discuss how to embed the bulla and capsule in different orientations to generate paraffin or frozen sections suitable for preparation of longitudinal, horizontal, or frontal sections of the malleus. Finally, we enumerate anatomical differences between mouse and human auditory ossicles. These methods would be useful in analyzing pathological, developmental and evolutionary aspects of auditory ossicles and the middle ear in mice.

We present a protocol to isolate the auditory bulla, capsule, and ossicles from postnatal mice for whole mount and histological analysis.

Dissecção da Auditivo Bulla em ratos pós-natais: Isolamento dos ossos do ouvido médio e da análise histológica

In most mammals, auditory ossicles in the middle ear, including the malleus, incus and stapes, are the smallest bones. In mice, a bony structure called ...

Cystometric and External Urethral Sphincter Measurements in Awake Rats with Implanted Catheter and Electrodes Allowing for Repeated Measurements

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually performed as terminal analysis under urethane anesthesia. It is well known that anesthetic drugs can influence bladder function. Hence, the aim of this technique is to perform cystometric measurements of the urinary bladder and external urethral sphincter in lightly restrained awake rats. For this purpose, a bladder catheter is implanted into the bladder dome. Subsequently, two electrodes are implanted bilateral to the external urethral sphincter and a ground electrode is sutured to a non-responsive skeletal muscle. The bladder catheter and the three electrodes are finally tunneled subcutaneously to the neck region and affixed to a harness. With this technique, the lower urinary tract can be measured at multiple time points in the same animal to assess lower urinary tract function. The main application of this technique is the follow-up of simultaneous urinary bladder and external urethral sphincter function in awake healthy rats and after induction of a disease or injury. Moreover, subsequent lower urinary tract monitoring can be performed during evaluation of the disease/injury and to monitor treatment efficacy.

This protocol first describes the surgical procedure of the permanent implantation of a urinary bladder catheter combined with external urethral sphincter electrodes, and second, the measurement of the function of the urinary bladder and external urethral sphincter in implanted awake animals.

Medições de esfíncter uretral Cystometric e externo em ratos acordados com cateter implantado e eletrodos permitindo medições repetidas

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually ...