우리는 FACS 분류에 대한 지원을 위해 메이요 클리닉 현미경 세포 분석 코어 흐름 세포 분석 시설을 인정합니다.

모든 동물 실험 절차는 메이요 클리닉 기관 동물 관리 및 사용위원회의 승인을 받아 수행되었습니다.
1. 솔루션 준비 
<ol><li>콜라게나아제 2% (w/v) 용액을 100mL 행크스의 균형 잡힌 소금 용액(HBSS)으로 콜라게나아제 II 2g을 용해시켜 준비합니다. Aliquot 200 μL 각 사용에 대 한.</li>
	<li>84mL F-12 배지, 15mL 말 혈청, 1mL 페니실린/연쇄절제술을 혼합하여 중화 매체를 준비한다.</li>
	<li>덜베코의 인산완충식식염(DPBS)의 100mL에서 소 세럼 알부민(BSA)과 0.5M EDTA의 400 μL을 용해하여 유동 세포측정 버퍼를 준비한다.</li>
</ol>2. 부피성 지방 패드 및 조직 해리의 해부
<ol><li>인간적으로 안락사 (이소플루란 / 자궁 경부 탈구) 하나의 남성 마우스. 이 프로토콜에서는 4개월 된 FVB 마우스가 사용되었습니다.</li>
	<li>복부에 70% 에탄올을 바르고 깨끗한 가위와 집게를 사용하여 하복부를 노출시합니다.</li>
	<li>부피성 지방 패드(상반된 지방 패드/고환에 부착)를 찾습니다. 무딘 집게와 고환과 고환 지방 패드 사이의 접합을 잡고 부피 지방 패드를 해방부드럽게 당깁니다.</li>
	<li>실온에서 50mL 원피스 튜브에서 3%의 BSA로 보충된 HBSS5mL에서 가위를 사용하여 절단하여 고환을 제거하고 5mL 의 부피성 지방 패드를 15분 동안 제거합니다.</li>
	<li>원심분리기는 4°C에서 7분 동안 150 x g의 원심분리기.</li>
	<li>50mL 원뿔관에서 부동 부피 지방 패드를 가지고 깨끗한 가위를 사용하여 조직을 잘게 다진다.</li>
	<li>13mL 배양 튜브에 200 μL 콜라게나아제 2% 용액을 3.8mL의 HBSS에 추가합니다. 다진 조직을 추가하고 37 °C에서 1 시간 동안 5 rpm에서 회전 인큐베이터에 인큐베이션을 넣습니다. 회전 인큐베이터 대신 37°C의 세포 배양 인큐베이터는 가끔 동요와 함께 사용할 수 있습니다.</li>
	<li>전체 내용을 50mL 원문 튜브로 옮기고 10mL의 중화 매체를 추가합니다. 튜브를 2-3번 반전시켜 부드럽게 섞는다.</li>
	<li>70 μm 세포 스트레이너가 장착된 또 다른 50mL 원전 튜브를 준비합니다. 소화된 조직을 세포 여과기를 사용하여 새로운 튜브로 필터링합니다.</li>
	<li>4°C에서 10분 동안 350 x g에서 15mL 원심분리기및 원심분리기로 유동을 전달합니다.</li>
	<li>조심스럽게 상체를 제거하고 DPBS의 5 mL로 셀 펠릿을 다시 중단합니다. 4°C에서 10분 동안 350 x g의 원심분리기.</li>
	<li>상체를 조심스럽게 제거하고 50 μL의 유동 세포 측정 버퍼를 추가합니다. 부드럽게 파이펫으로 잘 섞어서 얼음 위에 세포를 보관하세요. 세포 펠릿의 부피와 소량의 잔류 상류체로 인해, 유동 세포 분석 버퍼내의 총 세포 부피는 50 μL(약 100 μL)을 초과할 것이다.</li>
</ol>3. 항체 라벨링 및 형광 활성화 셀 정렬(FACS)
<ol><li>세포를 부드러운 파이펫팅과 잘 혼합한 후 셀 서스펜션의 54 μL을 1.7mL 마이크로센심분리기 튜브로 옮기습니다. FcR 블로킹 시약 6μL을 추가하고 부드럽게 파이펫팅하여 잘 섞습니다. 4 °C에서 10 분 동안 배양하십시오. 54 μL을 복용한 후 남은 세포를 저장하고 얼음에 보관하여 3.5 단계 및 3.6 단계에서 스테인드 컨트롤로 사용하십시오.</li>
	<li>3.1 단계에서 의 배양 중에, 마이크로센티립후지 튜브에 각각 11 μL의 안티-Sca1-APC, 안티-테르119-FITC, 안티 CD31-FITC 및 안티 CD45-FITC 항체를 결합하여 항체 칵테일을 준비한다. 부드러운 파이펫팅으로 잘 섞어서 빛으로부터 보호되는 얼음을 유지하세요.</li>
	<li>FcR 블로킹 시약으로 10분 동안 배양한 후 항체 칵테일의 40 μL을 추가하고 부드러운 파이펫팅으로 잘 섞습니다. 4 °C에서 10 분 동안 배양하십시오.</li>
	<li>염색된 셀에 DAPI 1 μg/mL로 보충된 500 μL의 유동 세포분석 버퍼를 추가합니다. 셀 스트레이너 스냅 캡이 있는 5mL 테스트 튜브를 사용하여 부드러운 파이펫팅및 필터 셀로 잘 섞으세요. 얼음에 세포를 유지합니다.</li>
	<li>3.1 단계에서 남은 셀에 500 μL의 유동 세포 측정 버퍼를 추가하고 부드러운 파이펫팅으로 잘 섞습니다. 셀 스트레이너 스냅 캡이 있는 5mL 테스트 튜브를 사용하여 셀을 필터링합니다. 이 세포를 얼음위에 유지하고 다음 단계에서 스테인드 컨트롤로 사용하십시오.</li>
	<li>스테인드 셀과 스테인드 컨트롤을 FACS 분석 또는 정렬 기기로 가져 가라.<ol>
<li>도 1에표시된 게이팅 전략으로 APC+FITC-/DAPI- 인구를 식별하고 격리합니다. 이 세포는 실행 가능한 Sca1+/Ter119-/CD31-/CD45- 세포를 나타냅니다. 파편 및 셀 응집체는 전방(FSC) 및 측면 분산(SSC) 플롯을 사용하여 고갈됩니다. 그런 다음, DAPI- 인구가 문이 닫힌 다음 APC+/ FITC- 인구의 게이팅이 뒤따릅니다. 스테인드 컨트롤은 게이팅 매개 변수를 설정하는 데 사용되어야 합니다.</li>
		<li>1.5mL 마이크로센트심리후지 튜브에서 500μL의 유동 세포분석 완충제로 세포를 수집한다. 앞으로 모든 절차는 오염을 최소화하기 위해 멸균 조건에서 수행되어야합니다. 대략 50,000 - 100,000 세포는 1개의 마우스에서 집합됩니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>세포 생존가능성을 평가하기 위해 혈종계를 사용하여 세포를 계산합니다. 세포 집계는 추가 다운스트림 분석을 방해할 수 있기 때문에 셀 집계의 존재도 평가되어 이러한 응재의 최소 존재(실행 가능한 셀 수의 5%)를 보장합니다.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Krotkiewski, M., Bjorntorp, P., Sjostrom, L., Smith, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+obesity+on+metabolism+in+men+and+women.+Importance+of+regional+adipose+tissue+distribution.">Impact of obesity on metabolism in men and women. Importance of regional adipose tissue distribution.</a> The Journal of Clinical Investigation. 72, 1150-1162 (1983).</li><li>Salans, L. B., Horton, E. S., Sims, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+obesity+in+man:+cellular+character+of+the+adipose+tissue.">Experimental obesity in man: cellular character of the adipose tissue.</a> The Journal of Clinical Investigation. 50, 1005-1011 (1971).</li><li>Trayhurn, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypoxia+and+adipose+tissue+function+and+dysfunction+in+obesity.">Hypoxia and adipose tissue function and dysfunction in obesity.</a> Physiological Reviews. 93, 1-21 (2013).</li><li>Halberg, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypoxia-inducible+factor+1alpha+induces+fibrosis+and+insulin+resistance+in+white+adipose+tissue.">Hypoxia-inducible factor 1alpha induces fibrosis and insulin resistance in white adipose tissue.</a> Molecular and Cellular Biology. 29, 4467-4483 (2009).</li><li>Upadhyay, J., Farr, O., Perakakis, N., Ghaly, W., Mantzoros, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Obesity+as+a+Disease.">Obesity as a Disease.</a> Medical Clinics of North America. 102, 13-33 (2018).</li><li>Cawthorn, W. P., Scheller, E. L., MacDougald, O. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adipose+tissue+stem+cells+meet+preadipocyte+commitment:+going+back+to+the+future.">Adipose tissue stem cells meet preadipocyte commitment: going back to the future.</a> Journal of Lipid Research. 53, 227-246 (2012).</li><li>Cho, D. S., Lee, B., Doles, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refining+the+adipose+progenitor+cell+landscape+in+healthy+and+obese+visceral+adipose+tissue+using+single-cell+gene+expression+profiling.">Refining the adipose progenitor cell landscape in healthy and obese visceral adipose tissue using single-cell gene expression profiling.</a> Life Science Alliance. 2, 201900561 (2019).</li><li>Burl, R. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deconstructing+Adipogenesis+Induced+by+beta3-Adrenergic+Receptor+Activation+with+Single-Cell+Expression+Profiling.">Deconstructing Adipogenesis Induced by beta3-Adrenergic Receptor Activation with Single-Cell Expression Profiling.</a> Cell Metabolism. 28, 300-309 (2018).</li><li>Hepler, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+functionally+distinct+fibro-inflammatory+and+adipogenic+stromal+subpopulations+in+visceral+adipose+tissue+of+adult+mice.">Identification of functionally distinct fibro-inflammatory and adipogenic stromal subpopulations in visceral adipose tissue of adult mice.</a> eLife. 7, 39636 (2018).</li><li>Merrick, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+mesenchymal+progenitor+cell+hierarchy+in+adipose+tissue.">Identification of a mesenchymal progenitor cell hierarchy in adipose tissue.</a> Science. 364, 2501 (2019).</li><li>Schwalie, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+stromal+cell+population+that+inhibits+adipogenesis+in+mammalian+fat+depots.">A stromal cell population that inhibits adipogenesis in mammalian fat depots.</a> Nature. 559, 103-108 (2018).</li><li>Raajendiran, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+Metabolically+Distinct+Adipocyte+Progenitor+Cells+in+Human+Adipose+Tissues.">Identification of Metabolically Distinct Adipocyte Progenitor Cells in Human Adipose Tissues.</a> Cell Reports. 27, 1528-1540 (2019).</li><li>De Matteis, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+physiological+transdifferentiation+of+adult+adipose+cells.">In vivo physiological transdifferentiation of adult adipose cells.</a> Stem Cells. 27, 2761-2768 (2009).</li><li>Hanamsagar, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+optimized+workflow+for+single-cell+transcriptomics+and+repertoire+profiling+of+purified+lymphocytes+from+clinical+samples.">An optimized workflow for single-cell transcriptomics and repertoire profiling of purified lymphocytes from clinical samples.</a> Scientific Reports. 10, 2219 (2020).</li><li>Marinovic, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crotamine+induces+browning+of+adipose+tissue+and+increases+energy+expenditure+in+mice.">Crotamine induces browning of adipose tissue and increases energy expenditure in mice.</a> Scientific Reports. 8, 5057 (2018).</li><li>Takahashi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biological+and+clinical+availability+of+adipose-derived+stem+cells+for+pelvic+dead+space+repair.">Biological and clinical availability of adipose-derived stem cells for pelvic dead space repair.</a> Stem Cells Translational Medicine. 1, 803-810 (2012).</li><li>Cowan, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adipose-derived+adult+stromal+cells+heal+critical-size+mouse+calvarial+defects.">Adipose-derived adult stromal cells heal critical-size mouse calvarial defects.</a> Nature Biotechnology. 22 (5), 560-567 (2004).</li><li>Hagberg, C. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flow+Cytometry+of+Mouse+and+Human+Adipocytes+for+the+Analysis+of+Browning+and+Cellular+Heterogeneity.">Flow Cytometry of Mouse and Human Adipocytes for the Analysis of Browning and Cellular Heterogeneity.</a> Cell Reports. 24, 2746-2756 (2018).</li></ol>

저자는 공개 할 것이 없습니다.

단세포 RNA 시퀀싱(scRNA-seq)은 단일 세포 수준에서 다양한 세포 집단을 동시에 연구하는 강력한 도구로서 빠르게 견인력을 얻고 있다. 시료 준비와 높은 처리량 시퀀싱과 관련된 높은 비용으로 인해 실험 성공 가능성을 높이기 위해 세포 입력(높은 생존가능성 및 순도)을 최적화하는 것이 필수적입니다. 일부 세포 준비 프로토콜은 FACS 정렬14없이 낮은 스핀 세차및 컬럼 기반 분리를 사용하여 죽은 세포 및 파편제거에 의존한다. 그러나 이러한 방법의 대부분은 실행 가능한 복구 된 세포의 수를 크게 감소시키고 많은 경우에 죽은 세포가 완전히 제거되지 않습니다14. 이 프로토콜은 최소한의 세포 이물질, 세포 이중 및 죽은 세포를 포함하는 매우 실행 가능한 Sca1+ 지방 전구 세포를 격리하는 간단한 방법을 간략하게 설명합니다. 이 프로토콜을 사용하여 격리된 세포는 높은 생존력을 보였지만, 높은 생존력을 유지하기 위해 세포 격리와 추가 다운스트림 분석 사이의 시간을 최소화하는 것이 좋습니다. 또한, 성공적인 항체 라벨링은 Sca1+ 지방 선조 세포를 높은 순도로 분리하는 데 중요합니다. 따라서, 항체의 최적 농도의 결정은 각 항체에 대해 강력히 권장되며, 3.2 단계에서 항체의 희석을 적절히 조정할 수 있다.
이러한 흐름 세포측정 기반 프로토콜은 특정 지방 선조 세포 하위 집단에 대한 개인의 관심에 따라 사용자 정의할 수 있습니다. 여기서, 대체 항체 조합은 관심있는 인구를 식별하고 격리하는 데 사용될 수 있다. 실제로 광범위한 APC 마커 다양성으로 인해 다른 표면 마커를 사용하여 세포를 격리하는 scRNA-seq 보고서를 사용하여 APC를 연구하는 다중 실험실. 예를 들어, PDGFRA +/CD44+ 세포, CD31 - /CD45-/Ter119-/CD29+/CD34+/Sca1+ 세포, 및 Pdgfrb+ 세포는 다운스트림 APC scRNA-seq 분석8,9,11에대한 FACS에 의해 격리되었다. CD142+ 하위집단도 특징지어지고 있으며, 제한된 사이포겐성 분화 능력과 사이포발생(10,11)을억제하는 능력을 나타내는 것으로 나타났다. Sca1 이외에, CD55, CD81 및 CD9에 대하여 항체의 조합은 최근에 ASC 및 지방세포 하위 집단(이 프로토콜을 사용하여)을 장래 분리하고 하위 집단 분자 및 기능성 이질성7을연구하기 위하여 이용되었다. 더욱이, 인기구 지방 패드 및 갈색 지방 조직을 포함한 다른 지방 패드로부터의 전구 세포를 포화화하기 때문에 현재의정서(15,16,17)와같은 콜라겐나아제 해리를 사용하여 분리되어 있으며, 본 프로토콜은 다른 지방 조직으로부터 지방 전조 세포의 격리에 적용될 수 있다.
현재 접근 방식의 한 가지 주의 사항은 미숙한 APC의 격리에 맞게 조정된다는 것입니다. 본 프로토콜은 높은 생존성 APC를 산출하지만, 다른 지방 조직 상주 세포 유형(즉, 면역 세포, 섬유아세포, 내피 세포 등)의 격리의 효능 및 효율은 불분명하다. 중요한 것은, 이 프로토콜은 성숙한 지방세포의 격리에 적합하지 않다. Adipocytes 는 큰 세포 크기와 취약성 때문에 FACS를 사용하여 분리하기가 매우 어려웠습니다. 최근에는 FACS에 의한 성숙한 안도세포의 분리는 특정 FSC/SSC 게이팅전략(18)을가진 큰 노즐 크기(150 μm) 및 저칼집 압력(6 psi)을 사용하여 보고되었다. 미래 연구는 아마도 지방 조직 내에서 다양한 세포 유형을 분리하고 연구하기 위해 보다 포괄적 인 파이프 라인을 확립하기 위해 여기에 설명 된 프로토콜과이 지방 분리 격리 프로토콜을 병합 할 수 있습니다.

지방 조직은 에너지 대사에 중요한 역할을합니다. 과도한 에너지는 지질의 형태로 저장되며, 지방 조직은 영양 상태와 에너지 수요에 따라 상당한 확장 또는 후퇴가 가능합니다. 지방 조직의 확장은 지방 세포 크기 (비대) 및 /또는 지방 세포 수 (hyperhyperasia)의 증가에서 발생할 수 있습니다. 후자의 과정은 지방 선조 세포의 증식 및 분화에 의해 단단히조절된다 1,2. 비만 도중, 지방 조직은 과도하게 확장되고, 조직 기능 장애 – 저산소증을 포함하여, 염증 및 인슐린 저항 - 수시로3,4를개발합니다. 이러한 합병증은 고혈압, 당뇨병, 심혈관 질환, 뇌졸중 및 암5를포함한 많은 만성 질환에 대한 위험 요소입니다. 따라서 통제되지 않는 지방 조직 확장을 제한하고 지방 조직 병리학을 완화하는 것이 최고의 생체 의학 연구 우선 순위입니다. 지방 조직 팽창 동안, 상주 지방 조직 유래 줄기 세포 (ASC)는 증식하고 preadipocytes로 순차적으로 분화 (헌신적 인 전구 세포) 다음 성숙한 지방 세포6로분화한다. 최근 단세포 RNA-시퀀싱(scRNA-seq) 연구는 이러한 지방 선조 세포(APC) 집단(ASC 및 preadipocytes)이 상당한 분자 및 기능성 이질성7,8,9,10,11,12를나타낸다는것을 보여준다. 예를 들어, ASC는 감소된 사이포겐화 분화 능력을 표시하는 동시에, 또한 지방세포7에비해 더 높은 증식 및 확장 기능을 나타낸다. 추가 분자 다름은 ASC 및 preadipocyte 인구 내에서 보고됩니다, 그러나 이 다름의 기능적인 관련성은 불분명남아7. 함께, 이러한 데이터는 지방 선조 세포 풀의 복잡성을 강조하고 더 나은 이해하고 이러한 중요한 세포 인구를 조작하기 위해 도구를 개발하고 표준화 할 필요성을 강조한다.
이 프로토콜은 단일 세포 연구 (scRNA-시퀀싱) 및 세포 배양을 포함하여 민감한 다운스트림 분석에 적합한 마우스 상피 지방 패드에서 높은 생존성 Sca1+ 지방 전구 집단의 분리를 자세히 설명합니다. 상고체 지방 패드의 격리 및 해리는 이전에 설명된 바와 같이 수행되었다7,13 격리 된 APC의 생존가능성을 개선하는 약간의 수정. 간단히 말해서, 상고성 지방 패드에서 해리된 세포는 Sca1에 대한 항체, ASC 및 프리디포사이클6,7및기타 계보(Lin) 마커모두에 대한 마커로 염색됩니다: Ter119(적혈구), CD31(내피 세포), CD45(leukocytes). 실행 가능한 Sca1+/ter119-/CD31-/CD45-/DAPI- 세포는 형광 활성화 셀 정렬 (FACS)에 의해 정렬됩니다. 중요한 것은, 이 프로토콜은 ASC 및 프레디포세포7내의 기능적으로 이질적인 하위 집단을 확인한 최근 단세포 RNA 시퀀싱 연구에서 보고된 실행 가능한 Sca1 +/Lin-분면 전구 세포의 성공적인 격리 및 분석에 의해 검증되었다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:799px;" width="799">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">1.7 mL microcentrifuge tube</td>
			<td style="width:181px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">87003-294</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">13 mL culture tube</td>
			<td style="width:181px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">50-809-216</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">15 mL conical tube</td>
			<td style="width:181px;">Greiner Bio-one</td>
			<td style="width:119px;">188 271</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">5 mL test tube with cell strainer snap cap</td>
			<td style="width:181px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">08-771-23</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">50 mL conical tube</td>
			<td style="width:181px;">Greiner Bio-one</td>
			<td style="width:119px;">227 261</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">70 &#181;m cell strainer</td>
			<td style="width:181px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">22-363-548</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">Anti-CD31-FITC antibody</td>
			<td style="width:181px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-102-519</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">Anti-CD45-FITC antibody</td>
			<td style="width:181px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-102-491</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">Anti-Sca1-APC antibody</td>
			<td style="width:181px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-102-833</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">Anti-Ter119-FITC antibody</td>
			<td style="width:181px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-112-908</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">BSA</td>
			<td style="width:181px;">Gold Biotechnology</td>
			<td style="width:119px;">A-420-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">Collagenase type II</td>
			<td style="width:181px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">17101-015</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">DAPI</td>
			<td style="width:181px;">Thermo Fisher</td>
			<td style="width:119px;">D1306</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">Dulbecco&#39;s phosphate-buffered saline (DPBS)</td>
			<td style="width:181px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">14190-144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">F-12 medium</td>
			<td style="width:181px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">11765-054</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">FcR blocking reagent</td>
			<td style="width:181px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-092-575</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">Hanks&#39; balanced salt solution (HBSS)</td>
			<td style="width:181px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">14025-092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">Horse serum</td>
			<td style="width:181px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">16050-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">Penicillin-streptomycin</td>
			<td style="width:181px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">15140-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:332px;">Propidium iodide solution</td>
			<td style="width:181px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-093-233</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

preparation of adipose progenitor cells from mouse epididymal adipose tissues

당뇨병, 심장병 및 암과 같은 비만 및 대사 장애는 모두 극적인 지방 조직 리모델링과 관련이 있습니다. 조직 거주자 지방 선조 세포 (APC)는 조직 항상성에 중요한 역할을하고 조직 병리학에 기여할 수 있습니다. 단세포 RNA-염기서열 분석 및 단세포 프로테오믹스를 포함한 단일 세포 분석 기술의 사용이 증가하고 있으며, 인구 또는 조직 전반의 변화의 맥락 내에서 개별 세포 발현 변화의 전례 없는 해결을 허용함으로써 줄기/전구 세포 분야를 변화시키고 있다. 이 문서에서는 마우스 부피 지방 조직을 해부하고, 단일 지방 조직 유래 세포를 분리하고, 형광 활성화 세포 정렬(FACS)을 수행하여 실행 가능한 Sca1 +/CD31-/CD45-/Ter119- APC에 대한 상세한 프로토콜을 제공합니다. 이러한 프로토콜을 통해 조사관은 단일 세포 RNA 염기서열분석과 같은 다운스트림 분석에 적합한 고품질 APC를 준비할 수 있습니다.

4개월 된 남성 FVB 마우스는 이 실험에서 사용되었다. FSC/SSC 플롯을 사용하여 파편과 이중을 제외한 후 실행 가능한 세포(DAPI-인구)가 게이트되었고, 그 다음으로 APC+/FITC-인구(도1)의선택이 뒤따랐다. DAPI, APC 및 FITC 게이트는 스테인드 컨트롤을 기반으로 그려졌습니다. 게이팅 전략은 그림 1에표시됩니다.
1h 분류 후, 절연의 질은 유동 세포측정분석(그림 2,3)에의해 정량적으로 평가되었다. 세포는 생존성 염색을 위해 프로피듐 요오드 용액(1:100)으로 염색하였다. 분류에 동일한 게이팅을 사용하여, 세포는 높은 생존력과 순도를 유지했다: 92.6 ± 2.2% 단일 세포 (도 2의세 번째 패널), 86.4 ± 3.0% 생존율 (PI- 세포), 86.0 ± 2.8% APC+/FITC- 세포 (n = 4, 평균 ± 표준 편차). 이러한 백분율은 총 세포 수에 비해 각 게이트 집단(단일 세포,PI- 세포 및 PI-/APC+FITC- 인구, 각각 도 2)의백분율로 정의되었다.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61694/61694fig1v2.jpg"> 그림 1: FACS에 의한 실행 가능한 Sca1+ 선조 단일 세포의 격리. 게이팅 전략은 스테인드 셀과 스테인드 컨트롤 모두에서 표시됩니다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61694/61694fig1v2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61694/61694fig2v2.jpg"> 그림 2: 대표적인 유동 세포 분석으로 격리 후 세포 생존가능성을 평가합니다. 생존성 스테인링은 프로피듐 요오드를 사용하여 수행되었다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61694/61694fig2v2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61694/61694fig3.jpg"> 그림 3: 유동 세포측정 분석에서 세포 1h 후 격리의 백분율의 정량화. 단일 세포, 실행 가능한 세포 및 APC+FITC의 백분율- 세포는 세포의 격리 후 순도와 생존가능성을 평가하기 위해 정량화되었다. 표시된 데이터는 표준 편차를 ± 평균을 나타냅니다. n=4. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61694/61694fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Preparation of Adipose Progenitor Cells from Mouse Epididymal Adipose Tissues at JoVE.com

Preparation of Adipose Progenitor Cells from Mouse Epididymal Adipose Tissues

우리는 형광 활성화 세포 분류를 사용하여 마우스 전도성 지방 패드에서 매우 실행 가능한 지방 전구 세포를 분리하는 간단한 방법을 제시한다.

마우스 전형 지방 조직에서 지방 전구의 준비

Obesity and metabolic disorders such as diabetes, heart disease, and cancer, are all associated with dramatic adipose tissue remodeling. Tissue-resident ...

preparation-adipose-progenitor-cells-from-mouse-epididymal-adipose

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

5.5K 조회수.  Mayo Clinic. 우리는 형광 활성화 세포 분류를 사용하여 마우스 전도성 지방 패드에서 매우 실행 가능한 지방 전구 세포를 분리하는 간단한 방법을 제시한다.

비디오: Preparation of Adipose Progenitor Cells from Mouse Epididymal Adipose Tissues

Generation of Mice Derived from Induced Pluripotent Stem Cells

The production of induced pluripotent stem cells (iPSCs) from somatic cells provides a means to create valuable tools for basic research and may also produce a source of patient-matched cells for regenerative therapies. iPSCs may be generated using multiple protocols and derived from multiple cell sources. Once generated, iPSCs are tested using a variety of assays including immunostaining for pluripotency markers, generation of three germ layers in embryoid bodies and teratomas, comparisons of gene expression with embryonic stem cells (ESCs) and production of chimeric mice with or without germline contribution2. Importantly, iPSC lines that pass these tests still vary in their capacity to produce different differentiated cell types2. This has made it difficult to establish which iPSC derivation protocols, donor cell sources or selection methods are most useful for different applications.
The most stringent test of whether a stem cell line has sufficient developmental potential to generate all tissues required for survival of an organism (termed full pluripotency) is tetraploid embryo complementation (TEC)3-5. Technically, TEC involves electrofusion of two-cell embryos to generate tetraploid (4n) one-cell embryos that can be cultured in vitro to the blastocyst stage6. Diploid (2n) pluripotent stem cells (e.g. ESCs or iPSCs) are then injected into the blastocoel cavity of the tetraploid blastocyst and transferred to a recipient female for gestation (see Figure 1). The tetraploid component of the complemented embryo contributes almost exclusively to the extraembryonic tissues (placenta, yolk sac), whereas the diploid cells constitute the embryo proper, resulting in a fetus derived entirely from the injected stem cell line.
Recently, we reported the derivation of iPSC lines that reproducibly generate adult mice via TEC1. These iPSC lines give rise to viable pups with efficiencies of 5-13%, which is comparable to ESCs3,4,7 and higher than that reported for most other iPSC lines8-12. These reports show that direct reprogramming can produce fully pluripotent iPSCs that match ESCs in their developmental potential and efficiency of generating pups in TEC tests. At present, it is not clear what distinguishes between fully pluripotent iPSCs and less potent lines13-15. Nor is it clear which reprogramming methods will produce these lines with the highest efficiency. Here we describe one method that produces fully pluripotent iPSCs and "all- iPSC" mice, which may be helpful for investigators wishing to compare the pluripotency of iPSC lines or establish the equivalence of different reprogramming methods.

Generating induced pluripotent stem cell (iPSC) lines produces lines of differing developmental potential even when they pass standard tests for pluripotency. Here we describe a protocol to produce mice derived entirely from iPSCs, which defines the iPSC lines as possessing full pluripotency1.

유도 만능의 줄기 세포에서 파생 마우스의 생성

The production of induced pluripotent stem cells (iPSCs) from somatic cells provides a means to create valuable tools for basic research and may also ...

연구

생물학

Manual Isolation of Adipose-derived Stem Cells from Human Lipoaspirates

In 2001, researchers at the University of California, Los Angeles, described the isolation of a new population of adult stem cells from liposuctioned adipose tissue that they initially termed Processed Lipoaspirate Cells or PLA cells. Since then, these stem cells have been renamed as Adipose-derived Stem Cells or ASCs and have gone on to become one of the most popular adult stem cells populations in the fields of stem cell research and regenerative medicine. Thousands of articles now describe the use of ASCs in a variety of regenerative animal models, including bone regeneration, peripheral nerve repair and cardiovascular engineering. Recent articles have begun to describe the myriad of uses for ASCs in the clinic. The protocol shown in this article outlines the basic procedure for manually and enzymatically isolating ASCs from large amounts of lipoaspirates obtained from cosmetic procedures. This protocol can easily be scaled up or down to accommodate the volume of lipoaspirate and can be adapted to isolate ASCs from fat tissue obtained through abdominoplasties and other similar procedures.

In 2001, researchers at UCLA described the isolation of a population of adult stem cells, termed Adipose-derived Stem Cells or ASCs, from adipose tissue. This article outlines the isolation of ASCs from lipoaspirates using a manual, enzymatic digestion protocol using collagenase.

인간 Lipoaspirates에서 지방 유래 줄기 세포를 수동으로 분리

In 2001, researchers at the University of  California, Los Angeles, described the isolation of a new population of adult  stem cells from liposuctioned ...

Differentiation Capacity of Human Aortic Perivascular Adipose Progenitor Cells

Adipose tissue is a rich source of multi-potent mesenchymal stem cells (MSC) capable of differentiating into osteogenic, adipogenic, and chondrogenic lineages. Adipogenic differentiation of progenitor cells is a major mechanism driving adipose tissue expansion and dysfunction in response to obesity. Understanding changes to perivascular adipose tissue (PVAT) is thus clinically relevant in metabolic disease. However, previous studies have been predominately performed in the mouse and other animal models. This protocol uses human thoracic PVAT samples collected from patients undergoing coronary artery bypass graft surgery. Adipose tissue from the ascending aorta was collected and used for explantation of the stromal vascular fraction. We previously confirmed the presence of adipose progenitor cells in human PVAT with the capacity to differentiate into lipid-containing adipocytes. In this study, we further analyzed the differentiation potential of cells from the stromal vascular fraction, presumably containing multi-potent progenitor cells. We compared PVAT-derived cells to human bone marrow MSC for differentiation into adipogenic, osteogenic, and chondrogenic lineages. Following 14 days of differentiation, specific stains were utilized to detect lipid accumulation in adipocytes (Oil red O), calcific deposits in osteogenic cells (Alizarin Red), or glycosaminoglycans and collagen in chondrogenic cells (Masson&#8217;s Trichrome). While bone marrow MSC efficiently differentiated into all three lineages, PVAT-derived cells had adipogenic and chondrogenic potential, but lacked robust osteogenic potential.

The goal of this protocol is to test the ability of progenitor cells derived from human perivascular adipose tissue to differentiate into multiple cell lineages. Differentiation was compared to mesenchymal stem cells derived from human bone marrow, which is known to differentiate into adipocyte, osteocyte, and chondrocyte lineages.

인간의 대동맥 혈관 주위 지방 조상 세포의 분화 능력

Adipose tissue is a rich source of multi-potent mesenchymal stem cells (MSC) capable of differentiating into osteogenic, adipogenic, and chondrogenic ...

Identification and Dissection of Diverse Mouse Adipose Depots

Adipose tissues are complex organs with a wide array of functions, including storage and mobilization of energy in response to local and global needs, uncoupling of metabolism to generate heat, and secretion of adipokines to regulate whole-body homeostasis and immune responses. Emerging research is identifying important regional differences in the developmental, molecular, and functional profiles of adipocytes located in discrete depots throughout the body. Different properties of the depots are medically relevant since metabolic diseases often demonstrate depot-specific effects. This protocol will provide investigators with a detailed anatomic atlas and dissection guide for the reproducible and accurate identification and excision of diverse mouse adipose tissues. Standardized dissection of discrete adipose depots will allow detailed comparisons of their molecular and metabolic characteristics and contributions to local and systemic pathologic states under various nutritional and environmental conditions.

Adipocytes exist in discrete depots and have diverse roles within their unique microenvironments. As regional differences in adipocyte character and function are uncovered, standardized identification and isolation of depots is crucial for advancement of the field. Herein, we present a detailed protocol for the excision of various mouse adipose depots.

다양한 마우스 지방 창고의 식별 및 해부

Adipose tissues are complex organs with a wide array of functions, including storage and mobilization of energy in response to local and global needs, ...

Assessment of Vascular Tone Responsiveness using Isolated Mesenteric Arteries with a Focus on Modulation by Perivascular Adipose Tissues

Altered vascular tone responsiveness to pathophysiological stimuli contributes to the development of a wide range of cardiovascular and metabolic diseases. Endothelial dysfunction represents a major culprit for the reduced vasodilatation and enhanced vasoconstriction of arteries. Adipose (fat) tissues surrounding the arteries play important roles in the regulation of endothelium-dependent relaxation and/or contraction of the vascular smooth muscle cells. The cross-talks between the endothelium and perivascular adipose tissues can be assessed ex vivo using mounted blood vessels by a wire myography system. However, optimal settings should be established for arteries derived from animals of different species, ages, genetic backgrounds and/or pathophysiological conditions.

The protocol describes the use of wire myography to evaluate the transmural isometric tension of mesenteric arteries isolated from mice, with special consideration of the modulation by factors released from endothelial cells and perivascular adipose tissues.

혈관 주위 지방 조직에 의해 변조에 초점을 맞춘 분리 된 장 간 동맥을 사용 하 여 혈관 톤 응답성의 평가

Altered vascular tone responsiveness to pathophysiological stimuli contributes to the development of a wide range of cardiovascular and metabolic ...

Exploring Adipose Tissue Structure by Methylsalicylate Clearing and 3D Imaging

Obesity is a major worldwide public health issue that increases the risk to develop cardiovascular diseases, type-2 diabetes, and liver diseases. Obesity is characterized by an increase in adipose tissue (AT) mass due to adipocyte hyperplasia and/or hypertrophia, leading to profound remodeling of its three-dimensional structure. Indeed, the maximal capacity of AT to expand during obesity is pivotal to the development of obesity-associated pathologies. This AT expansion is an important homeostatic mechanism to enable adaptation to an excess of energy intake and to avoid deleterious lipid spillover to other metabolic organs, such as muscle and liver. Therefore, understanding the structural remodeling that leads to the failure of AT expansion is a fundamental question with high clinical applicability. In this article, we describe a simple and fast clearing method that is routinely used in our laboratory to explore the morphology of mouse and human white adipose tissue by fluorescent imaging. This optimized AT clearing method is easily performed in any standard laboratory equipped with a chemical hood, a temperature-controlled orbital shaker and a fluorescent microscope. Moreover, the chemical compounds used are readily available. Importantly, this method allows one to resolve the 3D AT structure by staining various markers to specifically visualize the adipocytes, the neuronal and vascular networks, and the innate and adaptive immune cells distribution.

Here, we describe a simple, inexpensive and fast clearing method to resolve the 3D structure of both mouse and human white adipose tissue using a combination of markers to visualize vasculature, nuclei, immune cells, neurons, and lipid-droplet coat proteins by fluorescent imaging.

메틸살리실레이트 클리어링 및 3D 이미징에 의한 지방 조직 구조 탐구

Obesity is a major worldwide public health issue that increases the risk to develop cardiovascular diseases, type-2 diabetes, and liver diseases. Obesity ...

Isolation, Proliferation and Differentiation of Rhesus Macaque Adipose-Derived Stem Cells

Adipose tissue provides a rich and accessible source of multipotent stem cells, which are able to self-renew. These adipose-derived stem cells (ADSCs) provide a consistent ex vivo cellular system that are functionally like that of in vivo adipocytes. Use of ADSCs in biomedical research allows for cellular investigation of adipose tissue metabolic regulation and function. ADSC differentiation is necessary for adequate adipocyte expansion, and suboptimal differentiation is a major mechanism of adipose dysfunction. Understanding changes in ADSC differentiation is crucial to understanding the development of metabolic dysfunction and disease. The protocols described in this manuscript, when followed, will yield mature adipocytes that can be used for several in vitro functional tests to assess ADSC metabolic function, including but not limited to assays measuring glucose uptake, lipolysis, lipogenesis, and secretion. Rhesus macaques (Macaca mulatta) are physiologically, anatomically, and evolutionarily similar to humans and as such, their tissues and cells have been used extensively in biomedical research and for development of treatments. Here, we describe ADSC isolation using fresh subcutaneous and omental adipose tissue obtained from 4&#8211;9-year old rhesus macaques. Adipose tissue samples are enzymatically digested in collagenase followed by filtration and centrifugation to isolate ADSCs from the stromal vascular fraction. Isolated ADSCs are proliferated in stromal media followed by approximately 14&#8211;21 days of differentiation using a cocktail of 0.5 &#956;g/mL dexamethasone, 0.5 mM isobutyl methylxanthine, and 50 &#956;M indomethacin in stromal media. Mature adipocytes are observed at approximately 14 days of differentiation. In this manuscript, we describe protocols for ADSC isolation, proliferation, and differentiation in vitro. Although, we have focused on ADSCs from rhesus macaque adipose tissue, these protocols can be utilized for adipose tissue obtained from other animals with minimal adjustments.

In this article, we describe isolation of rhesus macaque derived adipose-derived stem cells (ADSCs) using an enzymatic tissue digestion protocol. Next, we describe ADSC proliferation which includes cell detachment, counting and plating. Lastly, ADSC differentiation is described using specific adipogenic inducing agents. Additionally, we describe staining techniques to confirm differentiation.

붉은털원숭이 지방유래 줄기세포의 분리, 증식 및 분화

Adipose tissue provides a rich and accessible source of multipotent stem cells, which are able to self-renew. These adipose-derived stem cells (ADSCs) ...

Visualization and Quantification of Brown and Beige Adipose Tissues in Mice using [18F]FDG Micro-PET/MR Imaging

Brown and beige adipocytes are now recognized as potential therapeutic targets for obesity and metabolic syndromes. Non-invasive molecular imaging methods are essential to provide critical insights into these thermogenic adipose depots. Here, the protocol presents a PET/MR imaging-based method to evaluate the activity of brown and beige adipocytes in mouse interscapular brown adipose tissue (iBAT) and inguinal subcutaneous white adipose tissue (iWAT). Visualization and quantification of the thermogenic adipose depots were achieved using [18F]FDG, the non-metabolizable glucose analog, as the radiotracer, when combined with the precise anatomical information provided by MR imaging. The PET/MR imaging was conducted 7 days after cold acclimation and quantitation of [18F]FDG signal in different adipose depots was conducted to assess the relative mobilization of thermogenic adipose tissues. Removal of iBAT substantially increased cold-evoked [18F]FDG uptake in iWAT of the mice.

Visualization and Quantification of Brown and Beige Adipose Tissues in Mice using [18F]FDG Micro-PET/MR Imaging

Functional imaging and quantitation of thermogenic adipose depots in mice using a micro-PET/MR imaging-based approach.

[18F]FDG 마이크로 PET/MR 이미징을 사용한 마우스의 갈색 및 베이지 지방 조직의 시각화 및 정량화

Brown and beige adipocytes are now recognized as potential therapeutic targets for obesity and metabolic syndromes. Non-invasive molecular imaging methods ...

Isolation and Identification of Vascular Endothelial Cells from Distinct Adipose Depots for Downstream Applications

Vascular endothelial cells lining the wall of the vascular system play important roles in a variety of physiological processes, including vascular tone regulation, barrier functions, and angiogenesis. Endothelial cell dysfunction is a hallmark predictor and major driver for the progression of severe cardiovascular diseases, yet the underlying mechanisms remain poorly understood. The ability to isolate and perform analyses on endothelial cells from various vascular beds in their native form will give insight into the processes of cardiovascular disease. This protocol presents the procedure for the dissection of mouse subcutaneous and mesenteric adipose tissues, followed by isolation of their respective arterial vasculature. The isolated arteries are then digested using a specific cocktail of digestive enzymes focused on liberating functionally viable endothelial cells. The digested tissue is assessed by flow cytometry analysis using CD31+/CD45&#8722; cells as markers for positive endothelial cell identification. Cells can be sorted for immediate downstream functional assays or used to generate primary cell lines. The technique of isolating and digesting arteries from different vascular beds will provide options for researchers to evaluate freshly isolated vascular cells&#160;from arteries of interest and allow them to perform a wide range of functional tests on specific cell types.

This protocol details a method for the dissection of mouse adipose depots and the isolation and digestion of respective arteries to liberate and then identify the endothelial cell population. Freshly isolated cells used in downstream applications will advance the understanding of vascular cell biology and the mechanisms of vascular dysfunction.

다운스트림 적용을 위한 별개의 지방 저장소에서 혈관 내피 세포의 분리 및 식별

Vascular endothelial cells lining the wall of the vascular system play important roles in a variety of physiological processes, including vascular tone ...

Differentiation and Imaging of Brown Adipocytes from the Stromal Vascular Fraction of Interscapular Adipose Tissue from Newborn Mice

Brown adipose tissue (BAT) is only present in mammals and has a thermogenic function. Brown adipocytes are characterized by a multilocular cytoplasm with multiple lipid droplets, a central nucleus, a high mitochondrial content, and the expression of uncoupling protein 1 (UCP1). BAT has been proposed as a potential therapeutic target for obesity and its associated metabolic disorders due to its ability to dissipate metabolic energy as heat. To investigate BAT function and regulation, brown adipocyte culturing is indispensable. The present protocol optimizes tissue processing and cell differentiation for culturing brown adipocytes from newborn mice. Additionally, procedures for the imaging of differentiated adipocytes with both confocal immunofluorescence and transmission electron microscopy are shown. In the brown adipocytes differentiated with the techniques described herein, the major defining features of classical BAT are preserved, including high UCP1 levels, increased mitochondrial mass, and very close physical contact between the lipid droplets and mitochondria, making this method a valuable tool for BAT studies.

Preadipocytes are isolated from the stromal vascular fraction of interscapular brown adipose tissue from newborn mice and differentiated into cells that accumulate lipid droplets, express molecular markers, and show the mitochondrial morphology of mature brown adipocytes. These cells are further analyzed by immunofluorescence and transmission electron microscopy.

Differentiation and Imaging of brown adipocytes from the Stromal Vascular Fraction of Interscapular Adipose Tissue from Newborn Mice(신생아 마우스의 견갑간 지방 조직의 기질 혈관 분획에서 갈색 지방세포의 분화 및 이미징)

Brown adipose tissue (BAT) is only present in mammals and has a thermogenic function. Brown adipocytes are characterized by a multilocular cytoplasm with ...