우리는 국립 노화 연구소 (K99 / R00 AG055683에서 JMR), George and Anne Ryan 신경 과학 연구소 (EP, GC, JMR), 로드 아일랜드 대학의 약학 대학 (EP, GC, JMR) 및 Konung Gustaf V : s och Drottning Victorias Frimurarestiftelse (JMR)를 인정하고 싶습니다. 하버드 의과 대학 유전학과의 Susan Dymecki 교수와 함께 훈련 한 박사 과정 학생 Rebecca Senft에게 자유 부동 방법을 소개 해 주셔서 감사합니다. 그림 1에 사용된 일부 이미지는 마우스 및 마이크로 원심분리기 튜브(Pixabay), 마우스 뇌(Jonas Töle, 위키미디어 공용), 저온 유지 장치 및 마우스 뇌 섹션(DataBase Center for Life Science, 위키미디어 커먼즈), 유리 용기(OpenClipart, FreeSvg.org) 및 현미경(Theresa Knott, Open Clip Art Library)과 같은 "상업적으로도 자유롭게 사용, 공유 또는 수정할 수 있는" 출처에서 얻은 것입니다.

1. 냉동 절제를위한 조직 준비
<ol><li>적절한 매립 몰드(재료 표 참조)에 고정 조직을 삽입하여 적절한 표본 매트릭스(재료 표 참조)를 사용하여 표본 블록을 만들고 드라이아이스에서 얼립니다. 절단할 준비가 될 때까지 시편 블록을 -80°C에서 보관하십시오. 참고: 고정 조직은 일반적으로 사용 가능한 윤리적 허가에 따라 성인(약 2.5 – 30개월) 수컷 또는 암컷 설치류(마우스 또는 쥐)34를 적절한 고정제(예: 10% 포르말린)로 관류한 다음 동일한 고정액에 4°C에서 12시간 동안 고정 후 조직을 1x PBS로 3회 세척하여 준비합니다. 조직을 1x PBS에 15% 및 30% 슈크로스에 밤새 또는 조직이 가라앉을 때까지35에 배치합니다. 연구원은이 일반 프로토콜을 다른 개발 단계에 적용하려고 할 수 있습니다.</li>
</ol>2. 냉동 제거
<ol><li>절편할 준비가 되면 절편 전에 최소 1-2시간 동안 저온 유지 장치에서 샘플을 순응시켜 조직의 산산조각이 나지 않도록 합니다.</li>
	<li>저온 유지 장치를 사용하여 조직을 섹션(20-50μm)으로 절단하고 1x PBS 용액으로 채워진 6웰 또는 12웰 삽입물( 재료 표 참조)에 수집합니다. 참고: 섹션 두께, 수집할 조직의 양 및 사용된 웰 삽입물의 수에 따라 각 웰에는 웰에 대해 약 10개에서 40개의 슬라이스에 이르는 다양한 수의 섹션이 포함됩니다. 예를 들어, 전체 뇌가 40μm로 절단된 경우 12웰 삽입물을 사용하여 각 웰에서 약 18-24개의 섹션이 수집됩니다. 또한 20μm 섹션은 처리하기가 다소 어려울 수 있으므로 벌크 염색에는 40μm가 권장됩니다(토론 참조).</li>
</ol>3. 섹션 저장
<ol><li>수집되면 새로 준비한 1x PBS로 5분 동안 섹션을 세척합니다. 3 번 반복하십시오.</li>
	<li>섹션을 1-1.5mL의 저장 용액으로 채워진 2mL 미세 원심분리 튜브로 옮깁니다(250mL의 경우 자당 70g, 에틸렌 글리콜 75mL를 혼합하고 0.1M 인산염 완충액으로 부피를 만듭니다).</li>
	<li>염색 준비가 될 때까지 -80 °C에서 보관하십시오.</li>
</ol>4. 염색의 날 I
<ol><li>냉동실에서 샘플을 꺼내 실온(RT)에서 10 - 20분 동안 평형을 이룹니다.</li>
	<li>6웰 플레이트의 웰 인서트에 섹션을 부어 저장 용액을 섹션에서 분리합니다.</li>
	<li>웰 삽입물을 약 6mL의 1x TBS가 들어 있는 다른 웰로 이동합니다. RT에서 저속을 사용하여 오비탈 셰이커에서 각각 5분 동안 1x TBS로 3회 세척합니다.</li>
	<li>절편을 세척하는 동안 0.3% Triton X-100과 3% 정상 혈청(예: 정상 말 혈청)이 포함된 1x TBS로 구성된 차단 투과 용액 7mL(샘플당)를 준비합니다. 저속을 사용하여 궤도 셰이커의 RT에서 30분 동안 섹션을 차단합니다. 참고: 혈청으로 차단하면 항체가 조직 또는 비특이적 Fc 수용체에 비특이적으로 결합하는 것을 방지할 수 있습니다 – 2차 항체 종과 일치하는 혈청이 권장되지만, 사용할 수 없는 경우 1차 항체 숙주 동물과 다른 종의 정상 혈청을 사용할 수 있습니다. 세제 Triton X-100은 조직을 투과시켜 항체 침투를 향상시킵니다.</li>
	<li>0.3% Triton X-100 및 1% 정상 혈청이 포함된 1x TBS에서 선택된 1차 항체(적절하게 희석됨)로 구성된 1차 항체 용액 샘플당 1mL를 준비합니다(단계 4.4 참고 참조). 웰 삽입물의 섹션을 관심 항원에 결합하기 위해 1차 항체 용액이 들어 있는 2mL 마이크로 원심분리 튜브로 옮깁니다. 참고: 다수의 1차 항체가 사용될 수 있다(상이한 숙주 종에서 생성됨).</li>
	<li>섹션이 있는 2mL 미세 원심분리 튜브를 저속(예: 속도 7rpm)을 사용하여 회전 믹서에 놓고 4°C에서 12-16시간 동안 밤새 배양합니다.</li>
</ol>5. 염색의 날 II
<ol><li>다음 날, 6웰 플레이트의 웰 삽입물에 절편을 부어 1차 항체 용액에서 절편을 분리합니다. 참고: 항체 용액을 수집하여 재사용할 수 있습니다. 미생물 성장을 억제하기 위해 0.02%(w/v) 아지드화 나트륨을 첨가합니다.</li>
	<li>RT에서 3x TBS로 섹션을 1번 세척합니다(처음 30회 세척의 경우 2초, 최종 세척의 경우 10분).</li>
	<li>0.3% 트리톤 X-100 및 1% 정상 혈청(빛으로부터 차폐 용액)이 있는 1x TBS에서 적절한 2차 항체(그에 따라 희석됨)로 구성된 2차 항체 용액 샘플당 1mL를 준비합니다. 참고: 접합된 2차 항체를 사용한 간접 표지는 신호를 증폭하고 단백질 표적의 비색 또는 형광 시각화를 허용합니다.</li>
	<li>2차 항체 용액이 들어 있는 2mL 마이크로 원심분리 튜브에 섹션을 옮깁니다. 저속 (빛으로부터 차폐 용액)을 사용하여 궤도 셰이커의 RT에서 2 시간 동안 배양하십시오.</li>
	<li>6웰 플레이트의 웰 삽입물에 섹션을 부어 2차 항체 용액에서 섹션을 분리합니다.</li>
	<li>샘플을 빛으로부터 계속 보호하면서 RT에서 30 초 동안 1x TBS로 2 번 세척하십시오. 그런 다음 1x TBS에서 15분 동안 세척하고 원하는 경우 DAPI(1-0.1μg/ml)를 추가합니다.</li>
</ol>6. 설치
<ol><li>1x TBS로 4분의 3을 채운 유리의 직사각형 조직학적 챔버에 섹션을 붓습니다.</li>
	<li>유리 슬라이드를 1x TBS에 담그고 가는 붓을 사용하여 섹션을 슬라이드 쪽으로 감언이설합니다.</li>
	<li>슬라이드의 섹션을 부드럽게 두드려 주름이나 주름이 없는지 확인합니다.</li>
	<li>모든 섹션이 슬라이드에 장착될 때까지 반복합니다. 참고: 예를 들어, 전체 뇌가 40μm로 절편화되는 경우, 18-24개의 섹션을 포함하는 하나의 분취량이 있는 12웰 삽입물에 수집됩니다. 슬라이스는 일반적으로 1-2개의 슬라이드에 장착되지만 연구자의 선호도에 따라 슬라이드당 더 적은 수의 섹션을 장착할 수도 있습니다.</li>
</ol>7. 커버슬립
<ol><li>섹션을 슬라이드에 건조시킨 후 RT에서 약 10-15분 동안 또는 섹션이 불투명하게 보일 때까지(슬라이드를 빛으로부터 보호하는 것을 잊지 마십시오) 적절한 수성 장착 매체(경화 또는 비경화)를 적용합니다. 항변색은 형광 접합된 2차 항체를 사용하는 경우에 바람직하다. 알림: 경화 장착 매체를 사용할 때 형광 품질이 떨어질 수 있지만 슬라이드는 더 오래 지속되어야 합니다.</li>
	<li>핀셋을 사용하여 매체 위에 커버 슬립을 놓습니다. 여과지로 덮고 아래로 단단히 눌러 과도한 장착 매체를 제거합니다. 알림: 경화되지 않는 마운트를 사용하는 경우 덮개가 미끄러진 슬라이드의 가장자리를 투명한 매니큐어로 칠하여 밀봉하십시오.</li>
	<li>적절한 현미경을 사용한 이미지 섹션. 4 ° C의 어두운 슬라이드 상자에 보관하십시오. 참고: 레이저 스캐닝 컨포칼 및 역 또는 직립 광시야 형광과 같은 다양한 현미경을 사용하여 연구자의 필요에 따라 배율(예: 10x, 20x, 40x)로 단면을 이미지화할 수 있습니다.</li>
</ol>

<ol>
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S., Heimer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Neuroanatomical Tract-Tracing Methods. , 207-262 (1981).</li><li>Alvarez-Buylla, A., Ling, C. Y., Kirn, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cresyl+violet:+A+red+fluorescent+Nissl+stain.">Cresyl violet: A red fluorescent Nissl stain.</a> Journal of Neuroscience Methods. 33 (23), 129-133 (1990).</li></ol>

공개할 내용 없음

면역조직화학(IHC)은 조직 절편 내에서 단백질 발현 및 국소화를 식별하는 데 중요한 역할을 하는 다목적 기술입니다. 이 분석은 질병 상태에 대한 정상 기능 단계에 걸쳐 조직의 특성을 더 깊이 이해하기 위해 과학계 전체에서 사용됩니다. IHC는 암과 같은 질병의 임상 진단에서 전임상 연구10,36의 초기 발견에 이르기까지 다양한 분야에 걸쳐 사용됩니다...

면역 염색은 130 년 전 1890 년 Von Behring1에 의해 혈청 항체가 발견되면서 시작된 인기있는 연구 관행입니다. 20세기 초에는 반응1을 정량화하고 시각화하는 방법으로 항원에 염료가 부착되었고 나중에는 항체에 부착되었으며, 1941년 Albert Coons는 광학 현미경 2,3에 혁명을 일으킨 최초의 형광 항체 라벨을 개발했습니다. 용어 "면역염색"은 웨스턴 블롯, 유세포분석, ELISA, 면역세포화학, 및 면역조직화학3,4를 포함하여, 이 원리를 사용하여 개발된 많은 기술을 포함한다. 웨스턴 블롯은 조직 또는 세포 추출물에서 특정 단백질의 존재를 감지합니다5. 단백질은 겔 전기 영동을 사용하여 크기별로 분리되고, 막으로 옮겨지고, 항체를 사용하여 프로빙됩니다. 이 기술은 단백질의 존재와 단백질의 양을 나타냅니다. 그러나 세포 나 조직 내에서 단백질의 국소화에 대한 정보는 밝히지 않습니다. 또 다른 방법인 면역세포화학(ICC)은 세포 내의 단백질, 일반적으로 시험관 내에서 배양된 세포를 표지합니다. ICC는 세포 구획 내에서 단백질 발현과 국소화를 모두 보여줍니다6. 조직 수준에서 특정 단백질을 검출하고 시각화하기 위해 면역 조직 화학 (IHC)이 사용됩니다.
IHC는 연구자들이 면역계의 화학적 특성을 이용하여 조직 내의 특정 항원을 표적으로 삼는 데 사용하는 방법입니다 7,8. 효소 또는 형광 염료에 연결된 특정 1차 및 2차 항체를 생성함으로써 관심 항원을 표지하고 대부분의 조직에서 밝힐 수 있습니다(Mepham 및 Britten에서 검토됨)9. 용어 "면역조직화학" 자체는 관심있는 항원을 밝히기 위해 사용되는 표지 방법을 특정하지 않는다; 따라서이 용어는 종종 표지 방법을 명확하게 묘사하기 위해 검출 기술과 결합됩니다 : 2 차 항체가 퍼 옥시다아제와 같은 효소에 접합 될 때를 나타내는 발색 면역 조직 화학 (CIH); 또는 2차 항체가 형광단에 접합되는 경우를 나타내기 위해 형광 IHC, 예컨대 플루오레세인 이소티오시아네이트 (FITC) 또는 테트라메틸로다민 (TRITC). IHC의 선택성을 통해 임상의와 연구원은 다양한 건강 및 질병 상태에 걸쳐 조직 전반에 걸쳐 단백질 발현 및 분포를 시각화할 수 있습니다10. 임상 영역에서 IHC는 일반적으로 암을 진단하고 다양한 유형의 암의 차이를 결정하는 데 사용됩니다. IHC는 또한 B형 간염 또는C11형 간염과 같은 신체 내 다양한 유형의 미생물 감염을 확인하는 데 사용되었습니다. 생물 의학 연구에서 IHC는 종종 조직에서 단백질 발현을 매핑하는 데 사용되며 질병 상태에서 보이는 비정상적인 단백질을 식별하는 데 중요합니다. 예를 들어, 신경 퇴행은 종종 알츠하이머 병의 Αβ 플라크 및 신경 섬유 엉킴과 같은 뇌의 비정상적인 단백질 축적을 동반합니다. 동물 모델은 종종 이러한 병리학 적 상태를 모방하기 위해 개발되며, IHC는 연구자가 관심있는 단백질을 찾고 정량화하기 위해 사용하는 한 가지 방법입니다10,12,13. 차례로, 우리는 이러한 질병의 원인과 그로 인해 발생하는 합병증에 대해 더 많이 배울 수 있습니다.
IHC 수행에는 많은 단계가 포함됩니다. 먼저, 관심있는 조직을 수집하고 염색을 준비합니다. 틀림없이 대부분의 연구자들은 고정 조직 샘플을 준비하며, 순환계를 통한 고정 제의 관류는 형태를 보존하기 때문에 최적입니다14,15. 조직 샘플의 사후 고정도 사용할 수 있지만 이상적인 결과보다 적을 수 있습니다16. 가교 고정제, 예를 들어 포름알데히드는 조직 내의 단백질 사이에 화학 결합을 생성함으로써 작용한다(17). 그런 다음 고정 조직은 마이크로톰을 사용하여 매우 얇은 층 또는 섹션으로 절단되며 많은 연구자들은 저온 유지 장치를 사용하여 냉동 섹션을 수집하는 것을 선호합니다. 거기에서 조직을 수집하여 현미경 슬라이드에 직접 장착하거나(슬라이드 장착 방법) 인산염 완충 식염수(PBS)18과 같은 용액에 현탁합니다(자유 부유 방법). 사용 된 수집 방법은 연구자의 요구에 따라 미리 결정되며,이 두 가지 방법 각각은 고유 한 장점과 단점을 나타냅니다.
슬라이드 장착 방법이 가장 일반적으로 사용되며, 예를 들어 단백질-단백질 상호 작용을 조사하는 데 중요한 매우 얇은 섹션(10-14μm)을 준비할 수 있다는 중요한 이점이 있습니다. 또한 시편의 취급이 최소한이며, 이는 조직(19)의 구조적 완전성에 대한 잠재적 손상을 감소시킨다. 연구원들은 종종 신선한 냉동 조직(드라이아이스, 이소펜탄 등을 사용하여 즉시 냉동되는 조직)에 이 기술을 사용하는데, 이는 고정 조직에 비해 매우 섬세하며 샘플의 해동을 방지하기 위해 많은 주의를 기울여야 합니다. 슬라이드 장착 섹션을 사용하는 또 다른 이점은 염색을 위한 많은 양의 용액이 일반적으로 필요하지 않다는 것입니다4. 따라서 연구자들은 소량의 값 비싼 항체 또는 기타 화학 물질을 사용하여 염색을 완료 할 수 있습니다. 또한 여러 실험 그룹의 섹션을 동일한 슬라이드에 장착할 수 있으며, 이는 특히 이미지 획득 중에 유리할 수 있습니다. 다른 한편으로, 슬라이드 장착 섹션을 사용하는 데에는 몇 가지 단점이 있는데, 가장 두드러지게 조직 섹션이 슬라이드에 부착되어 섹션의 한쪽으로 항체 침투를 제한하여 섹션의 섹션 두께 및 3D 표현을 제한한다는 것입니다. 또한 세척 중에 조직의 가장자리와 전체 섹션이 슬라이드에서 분리되어 전체 실험이 쓸모 없게 될 수 있습니다. 더욱이, IHC는 전형적으로 -20 또는 -80°C에서 저장되고, 종종 커버슬립되어 수평으로 또는 슬라이드 박스에 저장되는 항원 에피토프(20,21)의 분해를 피하기 위해 슬라이드-장착 접근법을 사용할 때 비교적 신속하게 수행되어야 하며, 이는 상대적으로 큰 저장 풋프린트를 초래한다. 마지막으로, 슬라이드 장착 기술은 연구자가 많은 수의 조직 섹션을 처리하기 위해 많은 수의 슬라이드를 처리해야 하는 경우에도 시간이 많이 소요될 수 있습니다.
슬라이드 장착 방법을 사용하는 이러한 문제 중 일부로 인해 자유 부동 방법이라는 수정이 인기 있는 대안이 되었습니다. 이 기술은 1960-70 년대 22,23,24 년에 문헌에 등장하여 1980 년대 25,26,27,28,29에서 인기를 얻었으며 이제는 슬라이드 12,30,31에 부착되지 않고 현탁액으로 수집 된 섹션에 염색을 수행하는 잘 확립 된 방법입니다. . 자유 부동 방법은 조직 절편이 20μm 미만인 경우 권장되지 않습니다. 그러나 우리의 경험상 더 두꺼운 (40-50 μm) 섹션을 염색 할 때 선택하는 접근 방식입니다. 한 가지 뚜렷한 이점은 항체가 모든 각도에서 자유 부유 섹션을 관통하고 보다 효과적인 세척으로 인해 배경 염색을 덜 생성할 수 있어 이미징 시 더 나은 신호 전달을 얻을 수 있다는 것입니다. 또한 가공 후 섹션이 슬라이드에 장착되므로 조직 분리 가능성을 제거하고 저온 유지 장치를 차지하는 시간을 줄일 수 있습니다. 자유 부동 방법은 특히 대규모 생물 의학 연구의 경우 노동 집약적 인 경우가 훨씬 적습니다. 예를 들어, 동일한 웰에서 동일한 샘플의 많은(18-40) 섹션을 함께 염색할 수 있으므로 세척 및 항체 배양 단계를 모두 수행하는 데 시간을 절약할 수 있습니다. 더욱이, 이 접근법을 사용하여 슬라이드당 더 많은 수(12-16)의 섹션을 장착할 수 있기 때문에, 연구자가 섹션을 보고 이미지화하는 것이 더 편리하고 빠른 경우가 많다. 특히, 슬라이드에 조직 슬라이스를 장착하는 동안 원하는 방향이 얻어질 때까지 섹션을 부착 및 분리할 수 있습니다. 연구원들은 또한 자유 부유 방법을 사용하여 약간 더 낮은 농도의 항체를 사용하는 경우가 많으며, 배양이 미세 원심 분리 튜브에서 수행되기 때문에 항체를 쉽게 수집하고 재사용을 위해 아지드 화 나트륨으로 보존 할 수 있습니다 (5.1 단계 참조). 또 다른 장점은 절편을 -80°C에서 동결방지제 용액(32)을 갖는 작은 미세원심분리 튜브에 직접 저장할 수 있어 저장 공간을 최소화하고 샘플(33)의 수명을 최대화할 수 있다는 것이다. 이 기술을 사용할 때의 단점은 섹션이 많이 처리되어 손상되기 쉽다는 것입니다. 그러나 이는 낮은 흔들림과 회전 속도를 사용하고 연구자에게 샘플을 옮기고 섹션을 슬라이드에 장착하는 방법을 적절하게 교육함으로써 완화할 수 있습니다.
종합하면, IHC는 임상 및 생물 의학 연구 분야 모두에서 단백질 발현을 시각화하고 국소화하기위한 확립 된 필수 도구입니다. 자유 부동 IHC는 특히 대규모 조직학 연구를 수행할 때 효율적이고 유연하며 경제적인 방법입니다. 여기에서는 발색 IHC 및 헤마톡실린 및 에오신 또는 크레실 바이올렛 염색과 같은 기타 염색에 적절하게 적용할 수 있는 과학계를 위한 신뢰할 수 있는 자유 부동 형광 IHC 프로토콜을 제시합니다.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>12-well plates</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3513</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-well plates</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3516</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clear nail polish</td>
			<td>User preference</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D9542</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Embedding molds</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>1841</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethylene glycol</td>
			<td>User preference</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formalin solution</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>SF98-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Horse serum, heat inactivated</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>26050088</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope slide boxes</td>
			<td>Electron Microscopy Services</td>
			<td>71370</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>User preference</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primary antibody</td>
			<td>User preference</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rectangular Coverslips</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48393-081</td>
			<td>24 x 50 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rectangular staining dish</td>
			<td>Electron Microscopy Services</td>
			<td>70312</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round artist paintbrush #2</td>
			<td>Princeton Select Series</td>
			<td>3750R</td>
			<td>Brand not important</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Secondary antibody</td>
			<td>User preference</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Specimen matrix for embedding</td>
			<td>OCT Tissue-Tek, Sakura</td>
			<td>4583</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stain tray &#8211; slide staining system</td>
			<td>Electron Microscopy Services</td>
			<td>71396-B</td>
			<td>Use dark lid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>User preference</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superfrost Plus Micro Slides</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48311-703</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TBS</td>
			<td>User preference</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>X100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vectashield antifade mounting medium</td>
			<td>Vector Laboratories</td>
			<td>H-1000</td>
			<td>Non-hardening</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Well inserts for 12-well plates</td>
			<td>Corning Netwells</td>
			<td>3477</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Well inserts for 6-well plates</td>
			<td>Corning Netwells</td>
			<td>3479</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Whatman filter paper</td>
			<td>Millapore-Sigma</td>
			<td>WHA1440042</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

histological-based stainings using free-floating tissue sections

면역조직화학은 특정 조직 구조와 단백질 발현 및 국소화를 시각화하는 데 널리 사용되는 기술입니다. 염색 절차 동안 조직 섹션을 처리하기 위해 두 가지 대체 접근법이 널리 사용되며, 한 가지 접근법은 유리 슬라이드에 직접 섹션을 장착하는 것으로 구성되며, 두 번째 접근 방식 인 자유 부유는 용액에 현탁 된 동안 고정 된 섹션을 유지하고 염색 할 수 있습니다. 슬라이드 장착 및 자유 부동 접근법은 유사한 결과를 얻을 수 있지만, 자유 부유 기술은 더 나은 항체 침투를 허용하므로 실험의 초점이 뇌 영역의 수지상 및 축삭 투영에 대한 정보를 얻는 것과 같이 조직의 3D 재구성에 더 두꺼운 섹션을 사용해야 할 때 선택 방법이어야 합니다. 또한, 섹션이 용액에 보관되기 때문에, 단일 부분 표본은 30 내지 40 개의 섹션을 쉽게 수용 할 수 있으며, 특히 대규모 생물 의학 연구에서 취급이 덜 힘들다. 여기에서는 뇌 절편에 중점을 둔 형광 면역조직화학 염색에 자유 부유 방법을 적용하는 방법을 설명합니다. 또한 조직 샘플이 일반적으로 파라포름알데히드 또는 포르말린으로 적절하게 고정되는 한 자유 부동 기술을 연구자의 개별 요구에 맞게 쉽게 수정하고 헤마톡실린, 에오신 및 크레실 바이올렛과 같은 다른 조직화학 기반 염색뿐만 아니라 다른 조직에 적용할 수 있는 방법에 대해서도 논의할 것입니다.

자유 부유 방법을 사용하여 형광 면역조직화학 분석을 수행하는 전체 도식이 도 1에 예시되어 있다. 마우스 뇌에서 자유 부유법을 이용한 형광 IHC의 대표적인 예는 신경교섬유산성 단백질(GFAP) 발현을 조사하여 염색의 전반적인 품질을 설명하기 위해 더 낮은 배율 및 높은 배율 모두에서 도 2에 나타내었다. 이 접근법은 그림 3에 ?...

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Histological-Based Stainings Using Free-Floating Tissue Sections

자유 부동 기술을 통해 연구원들은 고정된 조직 절편에서 면역조직화학을 포함한 조직학적 기반 염색을 수행하여 생물학적 구조, 세포 유형, 단백질 발현 및 국소화를 시각화할 수 있습니다. 이것은 뇌, 심장 및 간과 같은 여러 조직을 조사하는 데 유용할 수 있는 효율적이고 신뢰할 수 있는 조직화학 기술입니다.

자유 부유 조직 절편을 사용한 조직학적 기반 염색

Immunohistochemistry is a widely used technique to visualize specific tissue structures as well as protein expression and localization. Two alternative ...

histological-based-stainings-using-free-floating-tissue-sections

Research

JoVE Journal

Biology

18.0K 조회수.  University of Rhode Island. 자유 부동 기술을 통해 연구원들은 고정된 조직 절편에서 면역조직화학을 포함한 조직학적 기반 염색을 수행하여 생물학적 구조, 세포 유형, 단백질 발현 및 국소화를 시각화할 수 있습니다. 이것은 뇌, 심장 및 간과 같은 여러 조직을 조사하는 데 유용할 수 있는 효율적이고 신뢰할 수 있는 조직화학 기술입니다.

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Immunohistochemistry: Paraffin Sections Using the Vectastain ABC Kit from Vector Labs

Immunohistochemistry (IHC) is a valuable technique utilized to localize/visualize protein expression in a mounted tissue section using specific antibodies. There are two methods: the direct and indirect method. In this experiment, we will only describe the use of indirect IHC staining. Indirect IHC staining utilizes highly specific primary and biotin-conjugated secondary antibodies. Primary antibodies are utilized to discretely identify proteins of interest by binding to a specific epitope, while secondary antibodies subtract for non-specific background staining and amplify signal by forming complexes to the primary antibody. Slides can either be generated from frozen sections, or paraffin embedded sections mounted on glass slides. In this protocol, we discuss the preparation of paraffin-embedded sections by dewaxing, hydration using an alcohol gradient, heat induced antigen retrieval, and blocking of endogenous peroxidase activity and non-specific binding sites. Some sections are then stained with antibodies specific for T cell marker CD8 and while others are stained for tyrosine hydroxylase. The slides are subsequently treated with appropriate secondary antibodies conjugated to biotin, then developed utilizing avidin-conjugated horseradish peroxidase (HRP) with Diaminiobenzidine (DAB) as substrate. Following development, the slides are counterstained for contrast, and mounted under coverslips with permount. After adequate drying, these slides are then ready for imaging.

Immunohistochemistry : 벡터 연구소에서 Vectastain ABC 키트를 사용하여 파라핀 섹션

Immunohistochemistry (IHC) is a valuable technique utilized to localize/visualize protein expression in a mounted tissue section using specific ...

연구

생물학

Immunohistochemistry on Paraffin Sections of Mouse Epidermis Using Fluorescent Antibodies

In the epidermis, immunohistochemistry is an efficient means of localizing specific proteins to their relative expression compartment; namely the basal, suprabasal, and stratum corneum layers. The precise localization within the epidermis of a particular protein lends clues toward its functional role within the epidermis. In this chapter, we describe a reliable method for immunolocalization within the epidermis modified for both frozen and paraffin sections that we use very routinely in our laboratory. Paraffin sections generally provide much better morphology, hence, superior results and photographs; however, not all antibodies will work with the harsh fixation and treatment involved in their processing. Therefore, the protocol for frozen sectioning is also included. Within paraffin sectioning, two fixation protocols are described (Bouin's and paraformaldehyde); the choice of fixative will be directly related to the antibody specifications and may require another fixing method.

We describe a reliable method for immunolocalization within the epidermis modified for both frozen and paraffin sections that we use very routinely in our laboratory.

형광 항체를 사용하여 마우스 표피의 파라핀 섹션에 Immunohistochemistry

In the epidermis, immunohistochemistry is an efficient means of localizing specific proteins to their relative expression compartment; namely the basal, ...

Rapid Genotyping of Mouse Tissue Using Sigma's Extract-N-Amp Tissue PCR Kit

Genomic detection of DNA via PCR amplification and detection on an electrophoretic gel is a standard way that the genotype of a tissue sample is determined. Conventional preparation of tissues for PCR-ready DNA often take several hours to days, depending on the tissue sample. The genotype of the sample may thus be delayed for several days, which is not an option for many different types of experiments. Here we demonstrate the complete genotyping of a mouse tail sample, including tissue digestion and PCR readout, in one and a half hours using Sigma's SYBR Green Extract-N-Amp Tissue PCR Kit. First, we demonstrate the fifteen-minute extraction of DNA from the tissue sample. Then, we demonstrate the real time read-out of the PCR amplification of the sample, which allows for the identification of a positive sample as it is being amplified. Together, the rapid extraction and real-time readout allow for a prompt identification of genotype of a variety different types of tissues through the reliable method of PCR.

The complete genotyping of a mouse tail sample, including tissue digestion and PCR readout, is done in one and a half hours using Sigma's SYBR Green Extract-N-Amp Tissue PCR kit.

시그마의 압축을 풉니다 - N - 앰프 조직 PCR 키트를 사용하여 마우스 조직의 신속한 Genotyping

Genomic detection of DNA via PCR amplification and detection on an electrophoretic gel is a standard way that the genotype of a tissue sample is ...

Actin Co-Sedimentation Assay; for the Analysis of Protein Binding to F-Actin

The actin cytoskeleton within the cell is a network of actin filaments that allows the movement of cells and cellular processes, and that generates tension and helps maintains cellular shape.  Although the actin cytoskeleton is a rigid structure, it is a dynamic structure that is constantly remodeling.  A number of proteins can bind to the actin cytoskeleton.  The binding of a particular protein to F-actin is often desired to support cell biological observations or to further understand dynamic processes due to remodeling of the actin cytoskeleton. The actin co-sedimentation assay is an in vitro assay routinely used to analyze the binding of specific proteins or protein domains with F-actin.  The basic principles of the assay involve an incubation of the protein of interest (full length or domain of) with F-actin, ultracentrifugation step to pellet F-actin and analysis of the protein co-sedimenting with F-actin.  Actin co-sedimentation assays can be designed accordingly to measure actin binding affinities and in competition assays.

Proteins bind to filamentous actin (F-actin) through distinct actin binding modules. In this video we demonstrate the procedure of actin co-sedimentation, which is an in vitro assay routinely used to analyze proteins or specific domains that bind F-actin.

굴지 공동 침강 분석, F - 굴지에 바인딩 단백질의 분석

The actin cytoskeleton within the cell is a network of actin filaments that allows the movement of cells and cellular processes, and that generates ...

Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles

The molecular characterization of muscular dystrophies and myopathies in humans has revealed the complexity of muscle disease and genetic analysis of muscle specification, formation and function in model systems has provided valuable insight into muscle physiology. Therefore, identifying and characterizing molecular mechanisms that underlie muscle damage is critical. The structure of adult Drosophila multi-fiber muscles resemble vertebrate striated muscles 1 and the genetic tractability of Drosophila has made it a great system to analyze dystrophic muscle morphology and characterize the processes affecting muscular function in ageing adult flies 2. Here we present the histological technique for preparing paraffin-embedded and frozen sections of Drosophila thoracic muscles. These preparations allow for the tissue to be stained with classical histological stains and labeled with protein detecting dyes, and specifically cryosections are ideal for immunohistochemical detection of proteins in intact muscles. This allows for analysis of muscle tissue structure, identification of morphological defects, and detection of the expression pattern for muscle/neuron-specific proteins in Drosophila adult muscles. These techniques can also be slightly modified for sectioning of other body parts.

Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles

Identification of mechanisms underlying muscle damage is crucial. Here we present the histological technique for preparing paraffin-embedded and frozen sections of Drosophila thoracic muscles. This allows analysis of muscle morphology and localization of protein and other muscle cell components.

의 파라핀 - 임베디드 및 냉동 섹션 Drosophila 성인 근육

The molecular characterization of muscular dystrophies and myopathies in humans has revealed the complexity of muscle disease and genetic analysis of ...

A System for Culturing Iris Pigment Epithelial Cells to Study Lens Regeneration in Newt

Salamanders like newt and axolotl possess the ability to regenerate many of its lost body parts such as limbs, the tail with spinal cord, eye, brain, heart, the jaw 1. Specifically, newts are unique for its lens regeneration capability. Upon lens removal, IPE cells of the dorsal iris transdifferentiate to lens cells and eventually form a new lens in about a month 2,3. This property of regeneration is never exhibited by the ventral iris cells. The regeneration potential of the iris cells can be studied by making transplants of the in vitro cultured IPE cells. For the culture, the dorsal and ventral iris cells are first isolated from the eye and cultured separately for a time period of 2 weeks (Figure 1). These cultured cells are reaggregated and implanted back to the newt eye. Past studies have shown that the dorsal reaggregate maintains its lens forming capacity whereas the ventral aggregate does not form a lens, recapitulating, thus the in vivo process (Figure 2) 4,5. This system of determining regeneration potential of dorsal and ventral iris cells is very useful in studying the role of genes and proteins involved in lens regeneration.

In newt, the lens regenerates always from the dorsal iris by transdifferentiation of the iris pigmented epithelial cells (IPEs). Here we describe a procedure to culture dorsal and ventral newt IPE cells and their implantation to the newt eye. The implanted cells are then studied by tissue sectioning and immunohistochemistry.

뉴트의 렌즈 재생을 공부 Culturing 이리스 안료 상피 세포에 대한 시스템

Salamanders like newt and axolotl possess the ability to regenerate many of its lost body parts such as limbs, the tail with spinal cord, eye, brain, ...

Micro-Mechanical Characterization of Lung Tissue Using Atomic Force Microscopy

Matrix stiffness strongly influences growth, differentiation and function of adherent cells1-3. On the macro scale the stiffness of tissues and organs within the human body span several orders of magnitude4. Much less is known about how stiffness varies spatially within tissues, and what the scope and spatial scale of stiffness changes are in disease processes that result in tissue remodeling. To better understand how changes in matrix stiffness contribute to cellular physiology in health and disease, measurements of tissue stiffness obtained at a spatial scale relevant to resident cells are needed. This is particularly true for the lung, a highly compliant and elastic tissue in which matrix remodeling is a prominent feature in diseases such as asthma, emphysema, hypertension and fibrosis. To characterize the local mechanical environment of lung parenchyma at a spatial scale relevant to resident cells, we have developed methods to directly measure the local elastic properties of fresh murine lung tissue using atomic force microscopy (AFM) microindentation. With appropriate choice of AFM indentor, cantilever, and indentation depth, these methods allow measurements of local tissue shear modulus in parallel with phase contrast and fluorescence imaging of the region of interest. Systematic sampling of tissue strips provides maps of tissue mechanical properties that reveal local spatial variations in shear modulus. Correlations between mechanical properties and underlying anatomical and pathological features illustrate how stiffness varies with matrix deposition in fibrosis. These methods can be extended to other soft tissues and disease processes to reveal how local tissue mechanical properties vary across space and disease progression.

The stiffness of the extracellular matrix strongly influences multiple behaviors of adherent cells. Matrix stiffness varies spatially throughout a tissue, and undergoes modification in various disease conditions. Here we develop methods to characterize spatial variations in stiffness in normal and fibrotic mouse lung tissue using atomic force microscopy microindentation.

원자 힘 현미경을 사용하여 폐 조직의 미세 기계적 특성

Matrix stiffness strongly influences growth, differentiation and function of adherent cells1-3.  On the macro scale the stiffness of tissues and organs ...

Quantitative Comparison of cis-Regulatory Element (CRE) Activities in Transgenic Drosophila melanogaster

Gene expression patterns are specified by cis-regulatory element (CRE) sequences, which are also called enhancers or cis-regulatory modules. A typical CRE possesses an arrangement of binding sites for several transcription factor proteins that confer a regulatory logic specifying when, where, and at what level the regulated gene(s) is expressed. The full set of CREs within an animal genome encodes the organism&prime;s program for development1, and empirical as well as theoretical studies indicate that mutations in CREs played a prominent role in morphological evolution2-4. Moreover, human genome wide association studies indicate that genetic variation in CREs contribute substantially to phenotypic variation5,6. Thus, understanding regulatory logic and how mutations affect such logic is a central goal of genetics. 
Reporter transgenes provide a powerful method to study the in vivo function of CREs. Here a known or suspected CRE sequence is coupled to heterologous promoter and coding sequences for a reporter gene encoding an easily observable protein product. When a reporter transgene is inserted into a host organism, the CRE&prime;s activity becomes visible in the form of the encoded reporter protein. P-element mediated transgenesis in the fruit fly species Drosophila (D.) melanogaster7 has been used for decades to introduce reporter transgenes into this model organism, though the genomic placement of transgenes is random. Hence, reporter gene activity is strongly influenced by the local chromatin and gene environment, limiting CRE comparisons to being qualitative. In recent years, the phiC31 based integration system was adapted for use in D. melanogaster to insert transgenes into specific genome landing sites8-10. This capability has made the quantitative measurement of gene and, relevant here, CRE activity11-13 feasible. The production of transgenic fruit flies can be outsourced, including phiC31-based integration, eliminating the need to purchase expensive equipment and/or have proficiency at specialized transgene injection protocols. 
Here, we present a general protocol to quantitatively evaluate a CRE&prime;s activity, and show how this approach can be used to measure the effects of an introduced mutation on a CRE&prime;s activity and to compare the activities of orthologous CREs. Although the examples given are for a CRE active during fruit fly metamorphosis, the approach can be applied to other developmental stages, fruit fly species, or model organisms. Ultimately, a more widespread use of this approach to study CREs should advance an understanding of regulatory logic and how logic can vary and evolve.

Quantitative Comparison of cis-Regulatory Element CRE Activities in Transgenic Drosophila melanogaster

Phenotypic variation for traits can result from mutations in cis-regulatory element (CRE) sequences that control gene expression patterns. Methods derived for use in Drosophila melanogaster can quantitatively compare the levels of spatial and temporal patterns of gene expression mediated by modified or naturally occurring CRE variants.

의 양적 비교 CIS</em트렌스 제닉에서> - 규제 요소 (CRE) 활동 Drosophila melanogaster</em

Gene expression patterns are specified by cis-regulatory element (CRE) sequences, which are also called enhancers or cis-regulatory modules. A typical CRE ...

Chromatin Immunoprecipitation (ChIP) using Drosophila tissue

Epigenetics remains a rapidly developing field that studies how the chromatin state contributes to differential gene expression in distinct cell types at different developmental stages. Epigenetic regulation contributes to a broad spectrum of biological processes, including cellular differentiation during embryonic development and homeostasis in adulthood. A critical strategy in epigenetic studies is to examine how various histone modifications and chromatin factors regulate gene expression. To address this, Chromatin Immunoprecipitation (ChIP) is used widely to obtain a snapshot of the association of particular factors with DNA in the cells of interest.
ChIP technique commonly uses cultured cells as starting material, which can be obtained in abundance and homogeneity to generate reproducible data. However, there are several caveats: First, the environment to grow cells in Petri dish is different from that in vivo, thus may not reflect the endogenous chromatin state of cells in a living organism. Second, not all types of cells can be cultured ex vivo. There are only a limited number of cell lines, from which people can obtain enough material for ChIP assay.
Here we describe a method to do ChIP experiment using Drosophila tissues. The starting material is dissected tissue from a living animal, thus can accurately reflect the endogenous chromatin state. The adaptability of this method with many different types of tissue will allow researchers to address a lot more biologically relevant questions regarding epigenetic regulation in vivo1, 2. Combining this method with high-throughput sequencing (ChIP-seq) will further allow researchers to obtain an epigenomic landscape.

Chromatin Immunoprecipitation ChIP using Drosophila tissue

Recently high-throughput sequencing technology has greatly increased sensitivity of Chromatin Immunoprecipitation (ChIP) experiment and prompted its application using purified cells or dissected tissue. Here we delineate a method to use ChIP technique with Drosophila tissue, which can address the endogenous chromatin state in a well-characterized biological system.

사용 염색질 Immunoprecipitation (CHIP) Drosophila 조직

Epigenetics remains a rapidly developing field that studies how the chromatin state contributes to differential gene expression in distinct cell types at ...

Use of Anti-phospho-girdin Antibodies to Visualize Intestinal Tuft Cells in Free-Floating Mouse Jejunum Cryosections

The actin binding protein girdin is a cytosolic protein that is required for actin remodeling to trigger cell migration in various tissues. Girdin is phosphorylated by both receptor and non-receptor tyrosine kinases at tyrosine 1798. Omori et al. developed site- and phosphorylation status-specific antibodies against human girdin at tyrosine-1798 (pY1798), which specifically bind to phosphorylated tyrosine-1798, but not to unphosphorylated tyrosine-1798. pY1798 antibodies have been used to specifically label tuft cells (TCs) that are present in mammalian gastrointestinal tissues, but the function of these cells is unclear. This protocol allows the robust visualization of TCs in the jejunum using pY1798 antibodies and immunofluorescence. To ensure successful and simple TC visualization, this protocol includes two histological techniques: production of free-floating cryosections from gelatin-filled jejunum tissue, and low-temperature antigen retrieval at 50 &#176;C for 3 h. Filling the jejunum with gelatin maintains the shape of free-floating sections throughout the staining procedure, whereas low-temperature antigen retrieval ensures robust signals from TCs. Successful use of this protocol results in pY1798 staining of TCs distributed from villus tip to crypt. Stained TCs have a spool-shaped soma and fluorescent signals condense at the lumenal tip, which corresponds to the protruding &#39;tuft.&#39;&#160;Phalloidin staining colocalized with pY1798-positive TCs at the thickened brush border, and corresponds to a rootlet mass extending from the TC tuft. This protocol could be used to examine TCs in human biopsy samples collected with gastrointestinal endoscopes. Furthermore, TCs were recently reported to accumulate following parasite infection in mice, suggesting that this protocol could have applications for diagnosis of parasite infections in the human gut.

Kuga et al. discovered that phosphorylation-status specific antibodies against the actin binding protein girdin phosphorylated at tyrosine 1798 (pY1798) can be used to label tuft cells (TCs). This protocol allows robust visualization of TCs using immunofluorescent staining of free-floating jejunum cryosections with pY1798 antibodies.

장 술 셀 부동성 마우스 공장 Cryosections에 시각화에 안티 인 girdin 항 체의 사용

The actin binding protein girdin is a cytosolic protein that is required for actin remodeling to trigger cell migration in various tissues. Girdin is ...