우리에 그들의 기술 지원을 었 Frede와 수잔 슐츠 감사합니다. 이 연구는 아무 자금을 받았다.

이 프로토콜은 동물 실험 LANUV Recklinghausen (#84-02.04.2016.A374)에 대 한 윤리 위원회에 의해 승인 되었다. 성인 쥐에이 절차는 수행 하는 일반적으로, > 나이의 10 주. 그러나, 그것이 젊은 동물 뿐만 아니라에이 수술을 수행할 수 있습니다. 수술 도구를 사용 하기 전에 소독 해야 하 고 무 균 조건 하에서 수행 되어야 하는 모든 단계.
1입니다. 마 취와 삽 관 법의 유도
<ol><li>Intraperitoneally 통증 완화에 대 한 buprenorphine 0.1 µ g/g 몸 무게를 주사. 수술 후 앞으로 3 일에 대 한 buprenorphine 0.1 mg/kg 매 8 h의 복 주사를 반복 합니다.</li>
	<li>유도, 1 L/min의 산소 흐름 isoflurane의 3.0 Vol %로 설정 하는 기화 기에 연결 되어 있는 마 취 유도 상자에 마우스를 놓습니다.</li>
	<li>촉각 자극을 유도 하 여 깊은 마 취 법을 확인 합니다. 참고: 증가 Vol %isoflurane 최대 5%, 마 취 유도 실패 하거나 마 취 법은 충분히 깊은 되지 않습니다.</li>
	<li>반사 부재를 보장 하기 위해 마우스의 꼬리에 꼬 집 음. 반사의 완전 한 부재의 경우 최적의 송풍기 설치에 대 한 마우스의 무게 (1.12 참조).</li>
	<li>절차에 걸쳐 37 ℃의 체온을 유지 하기 위해 온도 제어 운영 테이블에 마우스를 이동 합니다.</li>
	<li>마 취 법을 유지 하기 위해 마 취 유도 상자에 연결 된 플라스틱 원뿔에 마우스의 코를 놓습니다.</li>
	<li>마우스의 상단 incisors 나일론 봉합으로 해결. 접착 테이프를 가진 사지 흥분</li>
	<li>적절 한 마 취 법을 다시 있도록 집게의 끝과 뒷 발에 압력을 적용 합니다. 철수 반사의 부재에서 다음 단계를 진행 합니다. 참고: 마 취 유도 실패 하거나 마 취 법은 충분히 깊은 isoflurane의 볼륨 % 증가 하 고 철수 반사의 부재에 대 한 기다립니다.</li>
	<li>마 취 건조를 방지 하기 위해 각 막에 살 균 안과 윤활제를 놓습니다.</li>
	<li>직장 외상을 피하기 위해 직장 탐사선 기름칠 37 ° c.의 핵심 온도 되도록 직장 온도 프로브를 삽입</li>
	<li>제조업체의 지침에 따라 depilatory 크림 위 가슴과 목 구멍을 depilate. 1 분 후 크림을 닦아. 필요한 경우, 성공할 때까지이 단계를 반복 합니다. 참고: 출혈 시 면 기울 ㄴ 면봉을 사용 합니다.</li>
	<li>70% 에탄올 depilated 영역을 청소. Povidone-요오드 적어도 3 분 동안 현지 피부 소독 3 번 한 다음 적용.</li>
	<li>인공 호흡기 생리 적 매개 변수 설정을 조정 합니다. 150/min 및 8-10 µ L/g 체중 (BW)에 해 일 볼륨에 호흡 속도 설정 합니다.</li>
	<li>멸 균 장갑 한 켤레를 입었다. 수술 현미경 마우스를 놓고 마우스를 놓고 살 균 fenestrated 드 레이프.</li>
	<li>중간 선 악의 2nd 갈비뼈 아래로 아래 약 3 mm에 피부 incise 중간 및 submandibular 동맥의 결합 조직 식별 합니다. 다음 각된 intracapsular 집게를 사용 하 여 부드럽게 분할 하는 중간에 선 퉁 명 스럽게 두 집게와 고 tracheal 근육을 탐험.</li>
	<li>Intracapsular 집게와 파라 tracheal 근육 떨어져 퉁 명 스럽게 당겨 부드럽게 기도 준비 합니다.</li>
	<li>쉽게 삽 관 법 조건에 대 한 목 구멍을 제대로 하 고 부드럽게 기도 내 삽 관 법 정 (외경 1.2 m m)를 삽입 하는 집게와 혀에 당겨. 기관 내 튜브의 직접적인 시각화 및 적절 한 가슴 운동에 대 한 검사는 삽 관 법을 확인 합니다.</li>
	<li>1.0 L/min과 100% O2의 흐름 2 %isoflurane 삽 관 법 후 isoflurane 농도 조정 합니다. 참고: 호흡 운동을 중지 하지 않는 경우 마우스 이동 시작, 먼저 180/분까지 호흡 속도 증가. 필요한 경우 증가 isoflurane 농도 3.5%까지 이차 마우스 자체에 호흡 중지 될 때까지. 가장 일반적인 문제 누설 또는 기화 기의 부적 절 한 작성을 평가 합니다.</li>
	<li>또는 다음 하위 단계에서 제안으로 삽 관 법을 수행 합니다.<ol>
<li>60 ° 각도에서 테이블에 마우스를 놓습니다.</li>
		<li>접착 테이프를 가진 마우스의 말단을 흥분 하 고 머리를 기대 다.</li>
		<li>직접 후 두 위의 피부에 감기 빛 소스를 배치 합니다.</li>
		<li>성 대를 시각화 하는 집게로 혀를 부드럽게 당겨.</li>
		<li>성 대를 통해 4-정 (24 G)의 플라스틱 튜브를 삽입 하 고 인공 호흡기 설정에 플라스틱 튜브를 연결.</li>
		<li>Synchrone 가슴 움직임에 의해 삽 관 법을 확인 하는 정에 호흡기를 연결 합니다. 참고: 호흡 운동을 중지 하지 않는 경우 마우스 이동 시작, 먼저 분 당 180까지 호흡 속도 증가. 필요한 경우 증가 secondarily isoflurane 농도 3.5%까지 마우스 자체에 호흡 중지 될 때까지. 가장 가능성이 문제 누설 또는 기화 기의 부적 절 한 작성을 평가 합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. 수술 전 도플러 측정
<ol><li>부드럽게 결합 조직을 집게로 떨어져 당겨 두 경 동맥 기관에는 누워 외래를 준비 합니다.</li>
	<li>오른쪽에 45 ° 미만의 각도에서 왼쪽된 경 동맥 일부 살 균 초음파 젤 20 m h z 도플러 프로브 팁을 놓습니다.</li>
	<li>천천히 회전 측면 및 도플러 신호를 찾아서 신호를 최적화 하기 위해 프로브 기울기 중간 이동 프로브.</li>
	<li>도플러 소프트웨어를 사용 하 여 표시 하 고 컴퓨터에서 오른쪽과 왼쪽 일반적인 경 동맥에 흐름 속도 저장.</li>
</ol>3입니다. thoracotomy
<ol><li>각 개별 마우스에 대 한 멸 균 장갑의 세트를 사용 하 여 수술 부위의 감염을 방지 하기 위해.</li>
	<li>피부 절 개는 시저와 함께 2차 있는 공간으로 확장 합니다.</li>
	<li>갈비뼈를 계산 하 여 2차 있는 공간을 시각적으로 식별 하 고 퉁 명 스럽게 intracapsular 집게와 함께이 공간을 침투. 참고: 1세인트 갈비뼈는 쇄 골 아래 있으며 따라서 보이지 않습니다 2nd 있는 공간 첫 번째 보이는 리브 (즉 2차 리브)와 3rd 갈비뼈 사이 발견 때문에.</li>
	<li>겸 팁의 도움으로 2차 있는 공간을 열고는 견인 기 삽입 합니다.</li>
	<li>Thymus의 명확한 보기 운영 테이블에 연결 된 고무 밴드와 함께 있는 견인 기를 조정 합니다.</li>
	<li>출혈 하는 경우 목화-팁을 사용 하 고 2 분 대는 표면에 누릅니다.</li>
</ol>4. 가로 대동맥의 밴딩
<ol><li>중간 및 결합 조직 식별을 200%로 확대를 조정 합니다. 다음 직각된 포 셉을 사용 하 여 부드럽게 thymus를 나눕니다. 대동맥 아치 명확 하 게 볼 수 있습니다 때까지 지방 조직을 제거 합니다.</li>
	<li>아래 ( 그림 1참조) brachiocephalic 동맥과 좌 일반 경 동맥 사이 가로 대동맥 겸 자 매 각도와 터널에 준비 합니다. 좋은 집게의 도움으로 6.0 봉합의 끝을 잡고 고 대동맥 아치 아래 스레드를 전달 합니다.</li>
	<li>아치의 다른 쪽에서 두 번째 집게와 스레드를 가져가 라.</li>
	<li>으로 바늘을 사용 하 여 27 G의 3 m m 긴 조각 길이 잘라는 쥐 쥐에 대 한 스페이서로 19-25 g 몸 무게와 26 G 바늘 사이 무게에 대 한 전술-결 찰에 대 한 스페이서 > 25 g BW.</li>
	<li>신중 하 게는 스페이서 가로 대동맥에 평행 하 게 배치 합니다.</li>
	<li>공백 요소에 느슨한 이중 매듭을 준비 하 고 대동맥을 병렬로 스페이서의 최적의 위치를 보장. 그런 다음 첫 번째 던져 고 신속 하 게 수행 하는 두 번째 반대 던져. 공백 요소를 신속 하 게 제거 합니다.</li>
	<li>가짜 마우스 제어를 수행 하려면 대동맥의 결 찰을 생략 하는 동일한 프로토콜을 따릅니다.</li>
	<li>2노스다코타 있는 공간을 6.0 폴 리 프로필 렌 봉합을 닫습니다. 때 ligating subclavian 선박에 특별 한 관심을 지불.</li>
	<li>연속 봉합 패턴에 6.0 폴 리 프로필 렌 봉합 사를 사용 하 여 피부 봉합</li>
</ol>5. 가로 대동맥의 성공적인 결 찰의 확인
<ol><li>섹션 2에서 45 ° 각도에서 목의 양쪽에 20 MHz 도플러 프로브를 배치 합니다.</li>
	<li>각 측면에 흐름 속도 문서화 합니다. 참고: 성공적인 전술 도플러 흐름 속도 의해 그림 2와 같이 유효성 수 있습니다. 사이는 오른쪽과 왼쪽 경 동맥 일반적으로 4-10의 흐름 속도 비율 보장 적절 한 전술 ( 그림 2참조).</li>
</ol>6. 심장 수확
<ol><li>1.2 단계에 따라 마 취 법을 유도. 그리고 1.3.</li>
	<li>챔버를 안락사에 마우스를 놓고 볼륨/분의 10-30% 치환 하 이산화탄소 유량 조정 합니다.</li>
	<li>수술 테이블에 마우스 흥분 가 위 및 수확 추가 분석에 대 한 정으로 열 등 한 베 나 정 맥에서 혈액으로 복 부를 엽니다.</li>
	<li>횡 경 막과 sternal 뼈 강한가 위로 잘라내어 심장 제거.</li>
	<li>심장 무게 전에 모든 동맥 및 결합 조직을 제거 합니다.</li>
	<li>우 심 실 및 좌 심 실에서 심장 고 두 샘플 무게 합니다.</li>
	<li>액체 질소에 두 조직 샘플을 동결.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Tarnavski, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+surgical+models+in+cardiovascular+research.">Mouse surgical models in cardiovascular research.</a> Methods Mol Biol Clifton NJ. 573, 115-137 (2009).</li><li>Tarnavski, O., McMullen, J. R., Schinke, M., Nie, Q., Kong, S., Izumo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+cardiac+surgery:+comprehensive+techniques+for+the+generation+of+mouse+models+of+human+diseases+and+their+application+for+genomic+studies.">Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies.</a> Physiol Genomics. 16 (3), 349-360 (2004).</li><li>Rockman, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Segregation+of+atrial-specific+and+inducible+expression+of+an+atrial+natriuretic+factor+transgene+in+an+in+vivo+murine+model+of+cardiac+hypertrophy.">Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 88 (18), 8277-8281 (1991).</li><li>deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transverse+Aortic+Constriction+in+Mice.">Transverse Aortic Constriction in Mice.</a> J Vis Exp JoVE. (38), (2010).</li><li>Grossman, W., Jones, D., McLaurin, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wall+stress+and+patterns+of+hypertrophy+in+the+human+left+ventricle.">Wall stress and patterns of hypertrophy in the human left ventricle.</a> J Clin Invest. 56 (1), 56-64 (1975).</li><li>Hartley, C. J., Reddy, A. K., Madala, S., Michael, L. H., Entman, M. L., Taffet, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Doppler+estimation+of+reduced+coronary+flow+reserve+in+mice+with+pressure+overload+cardiac+hypertrophy.">Doppler estimation of reduced coronary flow reserve in mice with pressure overload cardiac hypertrophy.</a> Ultrasound Med Biol. 34 (6), 892-901 (2008).</li><li>Reddy, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulsed+Doppler+signal+processing+for+use+in+mice:+applications.">Pulsed Doppler signal processing for use in mice: applications.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 52 (10), 1771-1783 (2005).</li><li>Shioura, K. M., Geenen, D. L., Goldspink, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+cardiac+function+with+the+pressure-volume+conductance+system+following+myocardial+infarction+in+mice.">Assessment of cardiac function with the pressure-volume conductance system following myocardial infarction in mice.</a> Am J Physiol - Heart Circ Physiol. 293 (5), H2870-H2877 (2007).</li><li>Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+Catheterization+in+Mice+to+Measure+the+Pressure+Volume+Relationship:+Investigating+the+Bowditch+Effect.">Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect.</a> JoVE J Vis Exp. (100), e52618 (2015).</li><li>Barrick, C. J., Rojas, M., Schoonhoven, R., Smyth, S. S., Threadgill, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+response+to+pressure+overload+in+129S1/SvImJ+and+C57BL/6J+mice:+temporal-+and+background-dependent+development+of+concentric+left+ventricular+hypertrophy.">Cardiac response to pressure overload in 129S1/SvImJ and C57BL/6J mice: temporal- and background-dependent development of concentric left ventricular hypertrophy.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292 (5), H2119-H2130 (2007).</li><li>Patten, R. D., Hall-Porter, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+animal+models+of+heart+failure:+development+of+novel+therapies,+past+and+present.">Small animal models of heart failure: development of novel therapies, past and present.</a> Circ Heart Fail. 2 (2), 138-144 (2009).</li><li>Zaw, A. M., Williams, C. M., Law, H. K. W., Chow, B. K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Minimally+Invasive+Transverse+Aortic+Constriction+in+Mice.">Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice.</a> J Vis Exp JoVE. (121), (2017).</li><li>Tavakoli, R., Nemska, S., Jamshidi, P., Gassmann, M., Frossard, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Technique+of+Minimally+Invasive+Transverse+Aortic+Constriction+in+Mice+for+Induction+of+Left+Ventricular+Hypertrophy.">Technique of Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice for Induction of Left Ventricular Hypertrophy.</a> J Vis Exp. (127), (2017).</li><li>Kim, S. -. C., Boehm, O., Meyer, R., Hoeft, A., Kn&#252;fermann, P., Baumgarten, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Murine+Closed-chest+Model+of+Myocardial+Ischemia+and+Reperfusion.">A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion.</a> J Vis Exp JoVE. (65), (2012).</li><li>Veldhuizen, R. A., Slutsky, A. S., Joseph, M., McCaig, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+mechanical+ventilation+of+isolated+mouse+lungs+on+surfactant+and+inflammatory+cytokines.">Effects of mechanical ventilation of isolated mouse lungs on surfactant and inflammatory cytokines.</a> Eur Respir J. 17 (3), 488-494 (2001).</li></ol>

저자는 공개 없다.

전술 때문에 고혈압의 급속 한 발병 대동맥 협 착 증 또는 고혈압으로 인 한 임상 관련 비에서 다릅니다. 그럼에도 불구 하 고, 심장 마비를 유발 하는 작은 동물 모델의 사용에는 많은 이점이 있다 고 많은 조사11선택 따라서. 이 닫힌된 가슴 모델 쥐4가로 대동맥 수축 유도 하는 수술 방법의 기존 모델을 향상 시킵니다.
가장 중요 한 단계는 대동맥 아치 아래 통로 이다. 대동맥 주위 너무 꽉 봉합 신장 등 중요 장기에 혈액 흐름의 치명적인 감소를 발생할 수 있습니다. 하 겐 Poiseuille의 법률, 흐름은 주로 반지름에 의존 합니다. 따라서, 일부 체중에 맞게 스페이서 우리의 프로토콜에서 사용 되었다. 이 절차는 더 보편적으로 적용 가능한, 개별 실험 설정에 따라 매우 젊 거 나 오래 된 쥐에 관한 특히이 모델을 만든다.
수술 외상 자체 면역 반응을 유도 하 고 방지 하기 위해 절대 최소한으로 감소 되어야 한다 왜곡 하 고 효과. 빠른 복구 및 높은 생존 율은 특히 복잡 한 동물 모델에서에서 필수입니다. 역사적으로, 인간 환자에 thoracotomy, 달리 쥐에 빗 전술 수술 후 복원 되지 않습니다. 따라서, 생리 적 호흡 운동 회복 무료 부동 갈비뼈, 흉 골에 연결 되지 인해 제한 됩니다.
전술에 대 한 최소 침 습 기술을는12,13다른 사람에 의해 사용. 두 모델에서 대동맥 아치 중간 절 개 및 위 부분 sternotomy를 통해 도달 된다. 하지만 두 모델은 오픈 가슴 모델 보다 적게 침략 적, 외과 갈비뼈 또는 대동맥에 도달 하는 흉 골의 일부를 제거 해야 합니다. 우리는 전체 빗 에이즈 빠른 복구의 생리학을 유지 믿습니다. 따라서,이 프로토콜 이미 기존 프로토콜 향상과 자체 수술 외상을 최소화 하는 도움이 됩니다.
더 꼭대기 외과 액세스 인해 atelectasis 또는 pneumothoraces의 방지를 위한 폐의 수술 후 hyperinflation 처럼 때로는 설명된4,14, 필요 하지 않습니다. 이를 열어 기존 모델에서 atelectasis 내쉬는 숨 관을 클램핑 하 여 유도 될 수 있다 폐, barotrauma 수 없습니다. 이 프로토콜은 또한 개별적인된 생리 적 환기 전략을 포함 한다. 그것은 개별적으로 적응된 환기 barotrauma 등 호흡기 관련 합병증을 감소 시키기에서 에이즈 추측을 유혹입니다. 무게 적응 환기 전략을15자체 환기에 의해 조직의 사이토카인 생산에 미치는 영향을 피하기 위해 사용 되었다.
결론적으로, 이러한 기술을 쥐에서 심장 비 대를 유도 하는 대체 하 고 향상 된 모델을 나타냅니다.
외상 thoracotomy 피 함으로써 최소화 하지만 염증의 감소에 대 한 우수한 효과이 출판물에 표시 되지 않습니다. 불행 하 게도, 동물 보호 법률에 의해 제한이 침 습 모델 년 이미 설정 된 때문에 병행 비교에 대 한 최소한의 침략 적 전술 오픈 가슴 전술 수행을 허용 하지 않았다. 따라서, 이러한 문은 우리 그룹의 이전 경험에 근거한 다.

마우스 모델 종종 인간의 질병1을 모방 하는 데 사용 됩니다. 가로 대동맥 수축 (TAC) 압력 과부하를 유도 하는 데 사용 하 고 왼쪽 심 실 비 대2. 오픈 가슴 전술 모델 쥐에서 Rockman 외. 에 의해 확인 되었다 3 고 수술 DeAlmeida 그 외 여러분 에 의해 자세히 설명 되어 4. 가로 대동맥의 Banding은 복 부 대동맥 수축에 비해 더 유리한 순환의 더 큰 부분이 후자의 절차2의 부정적인 효과 보완할 수 있기 때문에.
가로 대동맥의 밴딩 오름차순 대동맥 및 brachiocephalic 동맥에서 동맥 압력이 증가에 이르게 되지만 장기의 충분 한 관류 (즉 왼쪽된 일반적인 경 동맥, 왼쪽된 하 말 초 혈관을 통해 동맥, 그리고 하강 대동맥)입니다. 증가 심장 afterload 및 상승 된 심장 벽 긴장을이 끈다. 벽 스트레스 때문에 섬유 두껍게5이후에 감소합니다. 심장 hemodynamics 만성 변화 maladaptation의 좌 심 실 팽창 결과. 이 이런식으로 TAC의 심장 비 대 증 결국 심장 마비로 이어지는 재현할 모델을 만듭니다.
DeAlmeide 그 외 여러분 에 의해 설명 된 대로 전술에 대 한 표준 절차 4 갈비뼈와 흉 골은 mediastinum으로 흉 막 캐비티 입력의 절 개를 통해 부분 상단 thoracotomy 통해 대동맥 아치를 접근 한다. 대동맥 아치와 사이드 가지 좋은 볼 수 있습니다. 불행 하 게도, 해 부 늑 골 수 없습니다 수 다시 연결, 자유롭게 떠 하 고 그로 인하여 호흡 역학 변경 그들 나뭇잎.
우리는, 그러므로, 2nd 있는 공간을 통해 측면 외과 접근을 사용 하 여 대동맥 아치에 대 한 최소한 침략 적 폐쇄 가슴 접근 설립. 이 모델의 가장 큰 장점은 갈비뼈도 절단 없이 전술 수행 능력입니다. 수술 외상의 피부 절 개 하 고 있는 근육의 해 부로 제한 됩니다. 이 절차는 외상 자체를 최소화 하 고 적절 한 가슴 안정성을 유지 하는 데 도움이.
여기는 전체 또는 상위 thoracotomy 수행 하지 않고 마우스에서 전술 수술을 수행 하는 자세한 단계별 절차에 설명 합니다. 높은 주파수 도플러 전술의 성공 앞에서 설명한 6,7보장 하기 위해 사용 되었다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1303">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:312px;">Pressure-volume catheter</td>
			<td style="width:243px;">Millar Instruments, USA</td>
			<td style="width:591px;">SPR-839</td>
			<td style="width:159px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Mouse ventilator</td>
			<td>Harvard Apparatus GmbH, Germany</td>
			<td>Minivent - TYPE 845</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Mouse ventilator</td>
			<td>Harvard Apparatus GmbH, Germany</td>
			<td>Y-connection with intubation cannula OD 1.2mm 73-2844</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Vaporizer</td>
			<td>Dr&#228;ger Medical AG&#38;CO.KG, Germany</td>
			<td>19.3 Isofluran-Vaporizer (a newer version is available under catalog number&#160; D-877-2010)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Microscope&#160;</td>
			<td>Leica Microsystems, Germany</td>
			<td>MZ 7.5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Light source&#160;</td>
			<td>Schott AG, Germany</td>
			<td>KL 1500 LCD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">6-0 Prolene</td>
			<td>Ethicon, USA</td>
			<td>Polypropylene suture BV-1 9.3 mm 3/8c</td>
			<td>suture for surgery</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Seraflex</td>
			<td>Serag Wiessner, Germany</td>
			<td>USP 5/0 schwarz;&#160; IC108000&#160;</td>
			<td>suture for constriction</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Homoeothermic Controlled Operating Tables</td>
			<td>Harvard Apparatus GmbH, Germany</td>
			<td>Typ 872/3 HT with tripod stand and homoeothermic controller Type 874; 73-4233</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Flexible Rectal Probe</td>
			<td>Harvard Apparatus GmbH, Germany</td>
			<td>1.6 mm OD; 55-7021</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Doppler Signal Visualisation Instrument</td>
			<td>Indus Instruments, USA</td>
			<td>Doppler Signal Processing Workstation (DSWP) with 20MHz Pulsed Doppler Module</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Doppler Probe</td>
			<td>Indus Instruments, USA</td>
			<td>20MHz Tubing-mounted Probe</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a closed-chest model to induce transverse aortic constriction in mice

심장 비 대 및 심장 마비에 대 한 연구는 자주 압력 과부하 마우스 모델 전술에 의해 유도 된 기반으로 합니다. 부분 thoracotomy 가로 대동맥 아치 시각화를 수행 하는 표준 절차입니다. 그러나, 오픈 가슴 모델에서 thoracotomy로 인 한 수술 외상 변경 호흡 생리학 갈비뼈를 해 부하 고 가슴 폐쇄 후 첨부 되지 않은 왼쪽. 이 방지 하려면 측면 thoracotomy 통해 최소 침 습, 닫힌 가슴 접근을 설립 했습니다. 여기 우리는 접근 대동맥 아치 2nd 있는 공간을 통해 가슴 구멍을 입력 하지 않고 마우스에서 복구할 수 보다 적게 외상 성 부상으로 떠나. 우리는 동등한 생존 률 오픈 가슴 전술 절차에 대 한 표준 실험실 설정을 사용 하 여이 작업을 수행 합니다. 닫힌된 가슴 접근 방식으로 인해 생리 적 호흡 패턴을 유지, 떨어져 쥐 보여주는 빠른 복구 혜택을 덜 침략 적 기술을 나타납니다 빠른 치유 과정을 촉진 하 고 외상 후 면역 응답을 감소 시킬 것으로 보인다.

성공적인 전술 압력 과부하 및 왼쪽된 심 실 비 대의 유도 보장합니다. 압력 과부하의 ad hoc 유효성 검사는 그림 2와 같이 도플러 흐름 속도 측정을 사용 하 여 얻을 수 있습니다. 수술 전 혈액 흐름 속도 두 경 동맥에서, 전술 인해 증강된 혈액 속도 좌 심 실 그리고 대동맥에 높은 압력으로 인해 오른쪽 경 동맥에 포스트 stenotic 감쇠 혈액 흐름 속도에서 발생 하는 동안은 왼쪽 경 동맥.
전술과 그 결과 비 대의 효능 하루 3, 6, 21 일 수술 후에 남성 마우스 C57BL/6J 심장 무게/몸 무게 비율 (HW/BW; mg/g)의 계산에 의해 확인 되었다. HW/BW 비율 전술 쥐 수술 후 6 일 비 줄무늬 쥐에 비해 크게 증가 (4.78 ± 0.18 대7.66±1.43 mg/g, p < 0.0001). 이 비는 21 일 후 거의 일정 (4.8 ± 0.11 vs7.81 ± 0.65 mg/g, p < 0.0001) ( 그림 3참조). 생존 율은 주로 내부 요원 출혈 의존: 정기적인 연습을 통해 5% 이하로 감소 될 수 있다. 21 일 후 생존 율은 주로 유전자 형에 따라 달라 집니다. 마우스 기능 심장 질환에서 생존 율 금액을 고통을 하지 > 85%. 21 일 후 제시 C57BL/6J 쥐의 생존 율 88%에 도달 했다.
수축 기 혈압과 심장 기능 삽 관 법 마 취에서 측정 되었고 다른 사람에 의해 설명 된 대로 1.4 프랑스 압력 계수 테8 수행. 9 심장 박동 (인사) 왼쪽된 심 실 (LV) 수축에 상당한 효과가 있다. 줄무늬 및 비 대동맥 대동맥 줄무늬 쥐의 심장 박동수 (HR)에 차이가 있었다 (p = 0.1456) ( 그림 4A참조) 21 일 후. 대동맥의 일정 구간 (p = < 0.0001)는 증가 수축 기 혈압 ( 그림 4B참조) 21 일 후 측정에 의해 입증 되었다.
문학에서 논의 되었습니다로 C57BL/6J 마우스 전술 후 수축 부전10 편심 비 대를 개발 하는 것 일반적으로 알려져 있다. 왼쪽된 심 실 직경의 증가, 또한 나타나는 볼륨 측정에서 중요 한 발견 되었습니다. 끝 심장 수축 볼륨 23.31 µ L (± 1.617µL) 16.25 µ L (± 1.935 µ L)에서 증가. 이 변화는 상당한 (p = 0.0131) ( 그림 4C참조). 끝 확장기 볼륨 31.24 µ l ± (1.093 µ L) 25.81 µ l (± 1.852 µ L)에서 증가. 이 변화는 상당한 (p = 0.0268) ( 그림 4D참조).
일방통행 ANOVA Bonferroni의 posthoc 테스트 다음 전술 비교 하 고 그룹을 사기 위해 수행 되었습니다. 볼륨 측정, 경우 그룹 웰 치의 교정으로는 짝이 없는 t-검정을 사용 하 여 비교 했다. 모든 데이터 의미 ± SEM (오차 막대)으로 발표 됐다.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57397/57397fig1.jpg"> 그림 1: 2노스다코타 있는 공간 200% 확대를 통해 수술 접근법. 이 사진은 수술 현미경으로 찍은 고 대동맥 아치 brachiocephalic 동맥과 좌 일반 경 동맥 사이 스레드를 표시 합니다. <a href="https://cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/57397/57397fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57397/57397fig2.jpg"> 그림 2: 두 경 동맥 (전술 쥐 대 가짜)에서 대표적인 펄스 파 도플러 영상. A) 전술 전에 왼쪽된 경 동맥의 펄스 파 도플러 영상. B) 전술 전에 오른쪽 경 동맥의 펄스 파 도플러 영상. C) 이미지 ofPulsed 파 전술 후 왼쪽된 경 동맥의 도플러. 혈액 흐름 속도 그림 2A에 비해 감소 된다. D) 전술 후 오른쪽 경 동맥의 펄스 파 도플러. 혈액 흐름 속도 그림 2B에 비해 증가 했다. <a href="https://cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/57397/57397fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57397/57397fig3.jpg"> 그림 3: 심장 무게 / 몸 무게 비. 심장 비 대는 전술 인해 유발 됩니다. 이것은 심장 무게/몸 무게 비율에 있는 상당한 증가 의해 증명 됩니다. 쥐 대동맥 밴딩 없이 (즉. 가짜 쥐, 흰색 막대) 3, 6, 및 21 일 후 전술 운영 쥐 (검은 막대)를 비교 했다. 전술 후 6 일 심장 무게 몸 무게 비율 크게 전술 생쥐에서 증가 했다. 이 효과 21 일 후 약간 발음 된다. 중요성 p 설정 = < 0.05. ns = 중요 한; p < 0.0001. 데이터는 ± SEM (오차 막대)를 의미 하는 대로 표시 됩니다. n = 그룹 당 6-9. <a href="https://cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/57397/57397fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57397/57397fig4.jpg"> 그림 4: Hemodynamic 매개 변수 측정 압력-볼륨 마우스 (C57BL/6J)에 카 테 터를 통해 전술 없이 수술 후 21 일: A) (bpm) 분당에서 심장 박동 (인사). 침략 적인 측정 동안 비교 마 취 법을 나타내는 두 그룹에서 시간에 차이가 없었다. B) (sBP) 바로 일반적인 경 동맥에 수축 기 혈압. 21 일 후 sBP의 상당한 증가 대동맥 아치의 지속적인 수축을 나타냅니다. C) 끝 심장 수축 양 (ESV)는 크게 증가 했다 (p = 0.0131) 21 일 후에 쇼는 전술 때문에 증가 한 afterload 유도 심 실 팽창. D) 끝 확장기 볼륨 (ESV) 증가 (p = 0.0268. 중요성 p 설정 = < 0.05. ns = 중요 한; * p < 0.05; p < 0.0001. 데이터는 ± SEM (오차 막대);를 의미 하는 대로 표시 됩니다. n = 8-13 그룹 당. <a href="https://cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/57397/57397fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>

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A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

여기, 선물이 측면 thoracotomy 통해 가로 대동맥 수축 (TAC)의 프로토콜. 이 기술은 압력 과부하 및 마우스 활용 표준 전술 실험실 설정에서에서 심장 마비를 시뮬레이션을 최소 침 습, 닫힌 가슴 수술입니다.

마우스에 가로 대동맥 수축 유도를 폐쇄 가슴 모델

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

18.8K 조회수.  University Hospital Bonn. 여기, 선물이 측면 thoracotomy 통해 가로 대동맥 수축 (TAC)의 프로토콜. 이 기술은 압력 과부하 및 마우스 활용 표준 전술 실험실 설정에서에서 심장 마비를 시뮬레이션을 최소 침 습, 닫힌 가슴 수술입니다.

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The CYP2D6 Animal Model: How to Induce Autoimmune Hepatitis in Mice

Autoimmune hepatitis is a rare but life threatening autoimmune disease of the liver of unknown etiology1,2. In the past many attempts have been made to generate an animal model that reflects the characteristics of the human disease 3-5. However, in various models the induction of disease was rather complex and often hepatitis was only transient3-5. Therefore, we have developed a straightforward mouse model that uses the major human autoantigen in type 2 autoimmune hepatitis (AIH-2), namely hCYP2D6, as a trigger6. Type 1 liver-kidney microsomal antibodies (LKM-1) antibodies recognizing hCYP2D6 are the hallmark of AIH-27,8. Delivery of hCYP2D6 into wildtype FVB or C57BL/6 mice was by an Adenovirus construct (Ad-2D6) that ensures a direct delivery of the triggering antigen to the liver. Thus, the ensuing local inflammation generates a fertile field9 for the subsequent development of autoimmunity. A combination of intravenous and intraperitoneal injection of Ad-2D6 is the most effective route to induce a long-lasting autoimmune damage to the liver (section 1). Here we provide a detailed protocol on how autoimmune liver disease is induced in the CYP2D6 model and how the different aspects of liver damage can be assessed. First, the serum levels of markers indicating hepatocyte destruction, such as aminotransferases, as well as the titers of hCYP2D6 antibodies are determined by sampling blood retroorbitaly (section 2). Second, the hCYP2D6-specific T cell response is characterized by collecting lymphocytes from the spleen and the liver. In order to obtain pure liver lymphocytes, the livers are perfused by PBS via the portal vein (section 3), digested in collagen and purified over a Percoll gradient (section 4). The frequency of hCYP2D6-specific T cells is analyzed by stimulation with hCYP2D6 peptides and identification of IFN&gamma;-producing cells by flow cytometry (section 5). Third, cellular infiltration and fibrosis is determined by immunohistochemistry of liver sections (section 6). Such analysis regimen has to be conducted at several times after initiation of the disease in order to prove the chronic nature of the model. The magnitude of the immune response characterized by the frequency and activity of hCYP2D6-specific T and/or B cells and the degree of the liver damage and fibrosis have to be assessed for a subsequent evaluation of possible treatments to prevent, delay or abrogate the autodestructive process of the liver.

Infection of mice with an Adenovirus expressing the major human autoantigen cytochrome P450 2D6 (hCYP2D6) recognized by sera of patients suffering from type 2 autoimmune hepatitis results in a persistent form of autoimmune-mediated liver disease characterized by extensive hepatitis, fibrosis and generation of a CYP2D6-specific immune response.

CYP2D6 동물 모델 : 마우스에 면역 간염을 유발하는 방법

Autoimmune hepatitis is a rare but life threatening autoimmune disease of the liver of unknown etiology1,2. In the past many attempts have been made to ...

연구

의학

In vitro Measurements of Tracheal Constriction Using Mice

Transgenic and knockout mice have been powerful tools for the investigation of the physiology and pathophysiology of airways1,2. In vitro tensometry of isolated tracheal preparations has proven to be a useful assay of airway smooth muscle (ASM) contractile response in genetically modified mice. These in vitro tracheal preparations are relatively simple, provide a robust response, and retain both functional cholinergic nerve endings and muscle responses, even after long incubations.
Tracheal tensometry also provides a functional assay to study a variety of second messenger signaling pathways that affect contraction of smooth muscle. Contraction in trachea is primarily mediated by parasympathetic, cholinergic nerves that release acetylcholine onto ASM (Figure 1). The major ASM acetylcholine receptors are muscarinic M2 and M3 which are Gi/o and Gq coupled receptors, respectively3,4,5. M3 receptors evoke contraction by coupling to Gq to activate phospholipase C, increase IP3 production and IP3-mediated calcium release from the sarcoplasmic reticulum3,6,7. M2/Gi/o signaling is believed to enhance contractions by inhibition of adenylate cyclase leading to a decrease in cAMP levels5,8,9,10. These pathways constitute the so called "pharmaco-contraction coupling" of airway smooth muscle11. In addition, cholinergic signaling through M2 receptors (and modulated by M3 signaling) involves pathways that depolarize the ASM which in turn activate L-type, voltage-dependent calcium channels (Figure 1) and calcium influx (so called "excitation-contraction coupling")4,7. More detailed reviews on signaling pathways controlling airway constriction can be found4,12. The above pathways appear to be conserved between mice and other species. However, mouse tracheas differ from other species in some signaling pathways. Most prominent is their lack of contractile response to histamine and adenosine13,14, both well-known ASM modulators in humans and other species5,15.
Here we present protocols for the isolation of murine tracheal rings and the in vitro measurement of their contractile output. Included are descriptions of the equipment configuration, trachea ring isolation and contractile measurements. Examples are given for evoking contractions indirectly using high potassium stimulation of nerves and directly by depolarization of ASM muscle to activate voltage-dependent calcium influx (1. high K+, Figure 1). In addition, methods are presented for stimulations of nerves alone using electric field stimulation (2. EFS, Figure 1), or for direct stimulation of ASM muscle using exogenous neurotransmitter applied to the bath (3. exogenous ACH, Figure 1). This flexibility and ease of preparation renders the isolated trachea ring model a robust and functional assay for a number of signaling cascades involved in airway smooth muscle contraction.

In vitro Measurements of Tracheal Constriction Using Mice

Transgenic mice have been extremely useful in ascribing physiological function to genes. As such, research in general, and functional studies of airway, in particular, have undergone a remarkable shift toward murine models. Here we provide protocols for in vitro trachea constriction studies to evaluate smooth muscle function in murine airway.

마우스를 사용 Tracheal 수축의 체외 측정에서

Transgenic and knockout mice have been powerful tools for the investigation of the physiology and pathophysiology of airways1,2. In vitro tensometry of ...

A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

심근 국소 빈혈 및 Reperfusion의 Murine 폐쇄 가슴 모델

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

Ascending Aortic Constriction in Rats for Creation of Pressure Overload Cardiac Hypertrophy Model

Ascending aortic constriction is the most common and successful surgical model for creating pressure overload induced cardiac hypertrophy and heart failure. Here, we describe a detailed surgical procedure for creating pressure overload and cardiac hypertrophy in rats by constriction of the ascending aorta using a small metallic clip. After anesthesia, the trachea is intubated by inserting a cannula through a half way incision made between two cartilage rings of trachea. Then a skin incision is made at the level of the second intercostal space on the left chest wall and muscle layers are cleared to locate the ascending portion of aorta. The ascending aorta is constricted to 50&#8211;60% of its original diameter by application of a small sized titanium clip. Following aortic constriction, the second and third ribs are approximated with prolene sutures. The tracheal cannula is removed once spontaneous breathing was re-established. The animal is allowed to recover on the heating pad by gradually lowering anesthesia. The intensity of pressure overload created by constriction of the ascending aorta is determined by recording the pressure gradient using trans-thoracic two dimensional Doppler-echocardiography. Overall this protocol is useful to study the remodeling events and contractile properties of the heart during the gradual onset and progression from compensated cardiac hypertrophy to heart failure stage.

We describe a stepwise procedure for creating pressure overload and left ventricular hypertrophy in Wistar rats by constriction of the ascending aorta using a small metallic clip. This model is extensively used for studying remodeling changes during cardiac hypertrophy and for identifying and evaluating strategies for regression of such changes.

압력 과부하 심장 비대 모델의 창조를위한 쥐의 대동맥 수축 오름차순

Ascending aortic constriction is the most common and successful surgical model for creating pressure overload induced cardiac hypertrophy and heart ...

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO2. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes &#8211; but is not limited to &#8211; hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

기존의 폐쇄 가슴 기술에 의해 쥐의 심실 세동의 모델 및 소생

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

A Magnetic Microbead Occlusion Model to Induce Ocular Hypertension-Dependent Glaucoma in Mice

The use of rodent models of glaucoma has been essential to understand the molecular mechanisms that underlie the pathophysiology of this multifactorial neurodegenerative disease. With the advent of numerous transgenic mouse lines, there is increasing interest in inducible murine models of ocular hypertension. Here, we present an occlusion model of glaucoma based on the injection of magnetic microbeads into the anterior chamber of the eye using a modified microneedle with a facetted bevel. The magnetic microbeads are attracted to the iridocorneal angle using a handheld magnet to block the drainage of aqueous humour from the anterior chamber. This disruption in aqueous dynamics results in a steady elevation of intraocular pressure, which subsequently leads to the loss of retinal ganglion cells, as observed in human glaucoma patients. The microbead occlusion model presented in this manuscript is simple compared to other inducible models of glaucoma and also highly effective and reproducible. Importantly, the modifications presented here minimize common issues that often arise in occlusion models. First, the use of a bevelled glass microneedle prevents backflow of microbeads and ensures that minimal damage occurs to the cornea during the injection, thus reducing injury-related effects. Second, the use of magnetic microbeads ensures the ability to attract most beads to the iridocorneal angle, effectively reducing the number of beads floating in the anterior chamber avoiding contact with other structures (e.g., iris, lens). Lastly, the use of a handheld magnet allows flexibility when handling the small mouse eye to efficiently direct the magnetic microbeads and ensure that there is little reflux of the microbeads from the eye when the microneedle is withdrawn. In summary, the microbead occlusion mouse model presented here is a powerful investigative tool to study neurodegenerative changes that occur during the onset and progression of glaucoma.

Here, we present a protocol to induce ocular hypertension in the murine eye that results in the loss of retinal ganglion cells as observed in glaucoma. Magnetic microbeads are injected into the anterior chamber and attracted to the iridocorneal angle using a magnet to block the outflow of aqueous humour.

자기 마이크로 비드 폐색 모델 마우스의 녹내장 안구 고혈압 종속 유도합니다

The use of rodent models of glaucoma has been essential to understand the molecular mechanisms that underlie the pathophysiology of this multifactorial ...

Assessment of Cardiac Morphological and Functional Changes in Mouse Model of Transverse Aortic Constriction by Echocardiographic Imaging

Transverse aortic constriction (TAC) in mice has been used as a valuable model to study mechanisms of cardiac hypertrophy and heart failure1. A reliable noninvasive method is essential to assess real-time cardiac morphological and functional changes in animal models of heart disease. Transthoracic echocardiography represents an important tool for noninvasive assessment of cardiac structure and function2. Here we used a high-resolution ultrasound imaging system to monitor myocardial remodeling and heart failure progression over time in a mouse model of TAC. B-mode, M-mode, and Doppler imaging were used to precisely assess cardiac hypertrophy, ventricular dilatation, and functional deterioration in mice following TAC. Color and pulse wave (PW) Doppler imaging was used to noninvasively measure pressure gradient across the aortic constriction created by TAC and to assess transmitral blood flow in mice. Thus transthoracic echocardiographic imaging provides comprehensive noninvasive measurements of cardiac dimensions and function in mouse models of heart disease.

The goal of this protocol is to noninvasively assess cardiac structural and functional changes in a mouse model of heart disease created by transverse aortic constriction, using B- and M-mode echocardiography and color/pulse wave Doppler imaging.

심 초음파 이미징에 의해 가로 대동맥 수축의 마우스 모델에서 심장 형태 학적 평가 및 기능 변경

Transverse aortic constriction (TAC) in mice has been used as a valuable model to study mechanisms of cardiac hypertrophy and heart failure1. A reliable ...

Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard open-chest transverse aortic constriction (TAC). Although transverse aortic constriction is a highly functional method for the induction of high pressure in the left ventricle, it is a more difficult and lengthy procedure due to its use of artificial ventilation with tracheal intubation. TAC is oftentimes also less survivable, as the newer method, MTAC, neither requires the cutting of the ribs and intercostal muscles nor tracheal intubation with a ventilation setup. In MTAC, as opposed to a thoracotomy to access to the chest cavity, the aortic arch is reached through a midline incision in the anterior neck. The thyroid is pulled back to reveal the sternal notch. The sternum is subsequently cut down to the second rib level, and the aortic arch is reached simply by separating the connective tissues and thymus. From there, a suture can be wrapped around the arch and tied with a spacer, and then the sternal cut and skin can be closed. MTAC is a much faster and less invasive way to induce left ventricular hypertension and enables the possibility for high-throughput studies. The success of the constriction can be verified using high-frequency trans-thoracic echocardiography, particularly color Doppler and pulsed-wave Doppler, to determine the flow velocities of the aortic arch and left and right carotid arteries, the dimension of the blood vessels, and the left ventricular function and morphology. A successful constriction will also trigger significant histopathological changes, such as cardiac muscle cell hypertrophy with interstitial and perivascular fibrosis. Here, the procedure of MTAC is described, demonstrating how the resulting flow changes in the carotid arteries can be examined with echocardiography, gross morphology, and histopathological changes in the heart.

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) conserves the essentials of regular transverse aortic constriction (TAC) while eliminating the use of a ventilator with tracheal intubation. It proves to be a highly desirable method for high-throughput studies on left ventricular overload, particularly in translational studies.

마우스의 최소 침습 가로 대동맥 수축

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard ...

Technique of Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice for Induction of Left Ventricular Hypertrophy

Transverse aortic constriction (TAC) in mice is one of the most commonly used surgical techniques for experimental investigation of pressure overload-induced left ventricular hypertrophy (LVH) and its progression to heart failure. In the majority of the reported investigations, this procedure is performed with intubation and ventilation of the animal which renders it demanding and time-consuming and adds to the surgical burden to the animal. The aim of this protocol is to describe a simplified technique of minimally invasive TAC without intubation and ventilation of mice. Critical steps of the technique are emphasized in order to achieve low mortality and high efficiency in inducing LVH.
Male C57BL/6 mice (10-week-old, 25-30 g, n=60) were anesthetized with a single intraperitoneal injection of a mixture of ketamine and xylazine. In a spontaneously breathing animal following a 3-4 mm upper partial sternotomy, a segment of 6/0 silk suture threaded through the eye of a ligation aid was passed under the aortic arch and tied over a blunted 27-gauge needle. Sham-operated animals underwent the same surgical preparation but without aortic constriction. The efficacy of the procedure in inducing LVH is attested by a significant increase in the heart/body weight ratio. This ratio is obtained at days 3, 7, 14 and 28 after surgery (n = 6 - 10 in each group and each time point). Using our technique, LVH is observed in TAC compared to sham animals from day 7 through day 28. Operative and late (over 28 days) mortalities are both very low at 1.7%.
In conclusion, our cost-effective technique of minimally invasive TAC in mice carries very low operative and post-operative mortalities and is highly efficient in inducing LVH. It simplifies the operative procedure and reduces the strain put on the animal. It can be easily performed by following the critical steps described in this protocol.

The aim of this protocol is to describe step-by-step the technique of minimally invasive transverse aortic constriction (TAC) in mice. By elimination of intubation and ventilation which are mandatory for the commonly used standard procedure, minimally invasive TAC simplifies the operative procedure and reduces the strain put on the animal.

왼쪽된 심 실 비 대의 유도 대 한 생쥐에서 최소 침 습 가로 대동맥 수축의 기술

Transverse aortic constriction (TAC) in mice is one of the most commonly used surgical techniques for experimental investigation of pressure ...

Improvement of a Closed Chest Porcine Myocardial Infarction Model by Standardization of Tissue and Blood Sampling Procedures

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved drug to prevent or reduce myocardial I/R injury. The study and understanding of the pathophysiological mechanisms of myocardial I/R injury is essential to develop successful treatments. Large animal experiments are an important step in translational methods. The porcine model of acute myocardial infarction has been established and described by ourselves and others. We aimed to further improve the value of the model by focusing in detail on the sampling techniques for use in future experiments. Furthermore, we emphasize small but important steps that can affect the quality of the final results. To mimic the clinical situation of myocardial I/R injury, a percutaneous coronary intervention (PCI) catheter was inserted into the left anterior descending coronary artery (LAD) of an anesthetized pig. &#176;&#176;&#176;This model mimics acute myocardial infarction and PCI treatment in humans with the possibility of accurately determining the area at risk as well as the necrotic- and viable ischemic tissue. Here the model was used to investigate the effect of a bicyclic peptide inhibitor of FXIIa. The model can also be modified to allow longer reperfusion times to study later effects of myocardial infarction.

Here we demonstrate a protocol to standardize sampling procedures of an established porcine model of acute myocardial infarction in order to increase its translational value in the understanding of the pathophysiology of myocardial ischemia/reperfusion injury and to test novel drug candidates.

조직 및 혈액 샘플링 절차의 표준화에 의해 닫힌된 가슴 돼지 심근 경색 모델의 개선

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved ...