우리는 리암 Tyron 원고의 전문가 그의 독서에 대 한 감사입니다. 이 작품은 D. A. 후드를 자연과학 및 캐나다 엔지니어링 연구 위원회 (NSERC)에서 자금에 의해 지원 되었다. D. A. 후드 캐나다 연구의 자 세포 생리학에서의 소유자 이기도합니다.

모든 동물 관련 절차 검토 및 뉴욕 대학 동물 관리 위원회에 의해 승인 했다. 뉴욕 대학에서 동물 시설에 도착, 모든 쥐 제공 음식 광고 libitum와 수술 전에 그들의 환경에 순응을 최소 5 일을 주어졌다. 이 프로토콜은 이전을 적용 된 다른 종15,,1722현재 종이 Pette과 동료23 의 선구적인 작품에 및 쥐 모델에 특히 초점을 맞추고.
1입니다. 만성 수축 성 활동 단위의 준비
<ol><li>전압계를 사용 하 여 동전 리튬 배터리의 잠재력을 확인 하십시오. 참고: 각 배터리의 잠재력 3.0 ± 0.10 V 이어야 한다.</li>
	<li>총 잠재력은 6-9 V 장치의 슬롯에 2 개 또는 3 개의 배터리를 삽입 합니다. 참고:이 (6 또는 9 V)을 유지 하기 위해 얼마나 많은 가능성을 고려 하는 연구자의 재량까지 전체 실험 절차 동안. 연구 설계 및 자극의 원하는 강도 따라 2 또는 3 배터리를 사용할 수 있습니다.</li>
	<li>장치는 제대로 작동 하는지 펄스 표시기를 통해 휴대용 적외선 스트로브 빛 방출 1 펄스를 노출 하 여 확인 합니다.</li>
</ol>2. 만성 수축 성 활동의 수술
참고: 수술 전에 모든 수술 도구를 소독. 중과 수술 직후, 쥐의 체온 생리대에 의해 유지 됩니다. 외과 용 드 레이프에서 수술 절차를 수행 하는 것이 바람직합니다. 외과 의사는 깨끗 한 실험실 코트로 서 불 임 수술 장갑을 착용 해야 한다. 필요한 경우, 일회용 인공 호흡기 마스크를 착용 하는 것이 좋습니다.
<ol><li>Anesthetize 쥐 1-3% 미만 isoflurane 흡입 산소, 가스 기화 기 시스템에 의해 운영 되는. 동물 hindlimb 발가락 핀치를 선택 하 여 및 호흡의 깊이 속도 관찰 하 여 진정 완벽 하 게는 확인 합니다. 건조를 피하기 위해 눈에 눈 윤 활 유를 적용 합니다. 2 mg/kg에서 Meloxicam (0.5 mg/mL)의 피하 주사를 적용 합니다. 참고: 그것은 또한 동안에 그리고 수술 후 통증을 최소화 하기 위해 (예: Meloxicam 플러스 lidocaine) 진통의 멀티 모달 응용 프로그램을 권장.</li>
	<li>부드럽게 면도 목의 뒤쪽에서 몸통 주위 스트립으로 왼쪽된 hindlimb 약 뒤에 앞 발을 앞쪽 흉부에 걸쳐. 부드럽게 요오드와 에틸 알코올 소독 면도 영역을 닦으십시오.</li>
	<li>동물의 뱃속에 누워, 면도 지역 (양 어깨 사이 만져 서 지역)의 중심에서 목의 뒤에 작은 절 개 (~0.5 cm) 게 메스 (No. 10 블레이드)를 사용 하 여.</li>
	<li>일반적인 비 골 신경을 찾습니다.<ol>
<li>동물의 오른쪽 면에 롤 하 고 ~ 2-3 cm-긴 왼쪽된 hindlimb의 피부에 잘라. 무릎 관절의 보조 개는 꼬리의 가까이 다시 사이 landmarked는 위쪽 허벅지 근육 그룹 주변 절 개 지역 대상. 참고: 수 시체의 위치를 변경할 때 첫 번째 절 개 영역을 오염 하지 않도록 주의 하십시오.</li>
		<li>무뚝뚝한 끝을 사용 하 여 곡선 수술가 위, 피하 영역을 널리 해 부 ~3.5-4 cm, 열린된 피부와 기본 근육 사이 주머니를 만들기 위해 기본 근육에서 피부를 분리. 피부 절 개 (~1.5 c m2)의 전체 둘레 기본 조직에서 엽니다.</li>
		<li>수술가 위,가 위 팁은 근육을 통해 직접 다운 절단 보장 femoris 팔 뚝 근육에 작은 절 개 (미만 0.5 c m)를 확인 합니다.</li>
		<li>내부 근육 그룹 및 일반적인 비 골 신경 표시 될 때까지 부드럽게 잘라 영역을 열고 (외부 근육 조직 (즉, 팔 뚝 femoris)의 깊이 ~0.5 cm 주변). 집게를 사용 하 여, 부드럽게 터치/핀치 보이는 신경 그리고 일반적인 비 골 신경 분리 되는지 확인 하는 대상 근육 그룹 (예를 들어, TA 근육) 및 발가락 (보이는 dorsiflexion)의 응답을 관찰. 참고:이 단계는 절단 또는 신경 손상 방지 하려면 극단주의 함께 행해져야 한다.</li>
		<li>윈도우의 크기는 ~1.5 cm2 윈도우의 중앙에 누워 비 골 신경 금속 견인 기도 당겨 창 수정. 스트랩 또는 테이블 표면 (또는 수술 보드)에 고정은 고무 줄에 연결 된 작은 금속 후크를 사용 하 여 (그림 2A).</li>
	</ol></li>
	<li>신경의 양쪽에 와이어를 연결 합니다.<ol>
<li>소계 (PTFE)의 50-60 cm를 준비-고급 스테인레스 스틸 와이어 코팅 하 고 반으로 접어. 참고: 수술 전에 자외선 아래 PTFA 코팅 와이어를 노출 하는 데 도움이 수 있습니다.</li>
		<li>30 cm 긴 스테인리스 막대의 슬릿을 와이어의 접힌된 부분을 후크. L 자형 패턴 다리 및 뒤의 중앙에 따라 로드, 와이어, 피하의 작은 절 개 영역, 목 뒤쪽을 향해 hindlimb 오픈 포켓에서에서 함께 전달 합니다.</li>
		<li>hindlimb에 철사의 2 개의 끝을 찾아. 이후 모든 전선은 PTFE 절연 전선을 스트립. ~1.5 cm에 의해 철사의 끝을 스트립 신중 하 게 메스를 사용 하 여. 와이어 마모 될 경우 그들을 잘라 고 다시 스트립. 랩 무딘된 21 G 바늘 주위 벗겨진된 철사 끝 (5 회), 코일을 만들기. 일단 코일은 제대로, 그들 로부터 바늘을 놓습니다.</li>
		<li>6-0 수술 실크는 크기를 사용 하 여, 일반적인 비 골 신경 (그림 2A)의 양쪽에 코일의 각 보안.<ol>
<li>코일의 끝에 매듭을 만들고 신경의 왼쪽에 봉합. 코일은 신경에서 1.5-2.5 m m 인지 확인 합니다.</li>
			<li>확보 하기 위해 코일, 코일을 따라 2 개 또는 3 개의 추가 봉합을 적용 합니다.</li>
			<li>신경의 오른쪽 측면에서이 단계를 반복 합니다.</li>
		</ol>
</li>
		<li>항 생 (암 피 실린 염 분에; 132 mg/mL), 2-3 방울을 적용 하 고 신중 하 게 봉합 크기 5-0 실크를 사용 하 여 창 (즉, 팔 뚝 femoris 근육 조직).</li>
	</ol></li>
	<li>느슨하게 (검지 손가락의 지름)에 대해 와이어 및 팔 뚝 femoris 근육 (엉덩이) 위 약의 sutured 절 개 위에 피하 포켓에 밀어의 나머지 여유 바람.</li>
	<li>다시 항생제 솔루션 (암 피 실린 염 분에; 132 mg/mL) 2-3 방울을 적용 합니다. 스테이플링 열린된 피부를 닫습니다.</li>
	<li>CCA 자극을 (목의 절 개 면 나오는) 와이어를 연결 합니다.<ol>
<li>와이어 핀 소켓에 연결 합니다.<ol>
<li>2 와이어 끝 (비 골 신경의 양쪽을 봉합 하는 코일에 이러한 리드)를 만드는 목의 상단에 절 개를 나오는 와이어 루프를 잘라.</li>
			<li>있는 경우 메스, ~0.5 cm. 컷 닳은 전선에서 전선의 끝에서 스트립을 사용 합니다.</li>
			<li>천천히 핀 소켓의 구멍에 철사의 벗겨진된 부분을 밀어 하 고 핀 소켓에 철사를 납땜 납땜을 사용 하 여.</li>
		</ol>
</li>
		<li>필요한 경우 전선의 연결을 확인 합니다.<ol>
<li>악어 클립을 통해 큰 벤치탑 자극 단위에 핀을 연결 합니다.</li>
			<li>단일 펄스를 9 V (0.1 ms, 10 Hz) TA 근육 계약 및 왼쪽 발 dorsiflexes 확인을 제공 합니다.</li>
		</ol>
</li>
		<li>핀 연결 와이어 끝 ~ 4 c m x 4cm 멸 균 거 즈 패드를 통해 전달 합니다.</li>
		<li>CCA 자극 단위에 핀을 연결 합니다.<ol>
<li>자극 기 상자 밑면에 있는 구멍에 전선을 통과. 참고:이 상자는 CCA 자극 단위에 대 한 집에서 만든 챔버 이며 3.5 c m × 3.5 c m × 2.5 c m13.</li>
			<li>CCA 단위에 연결 소켓에 핀을 삽입 합니다. 실로 CCA 단위를 넣어 부드럽게. 끈적끈적한 압정을 사용 하 여 챔버의 하단에 CCA 단위 보안.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Using 운동 테이프 또는 다공성 외과 테이프, 면도 몸통 주위 테이프로 챔버를 수정 합니다. 녹화의 세 가지 레이어와 챔버의 상단 닫고 테이프 상자 (그림 2B)를 확보 하기 위해 자극 상자의 측의 주위에 포장 하 여 완료 합니다.</li>
	</ol></li>
	<li>CCA 적외선 빛의 단일 펄스를 제공 하 여 작동 하는지 확인 (파장 스펙트럼 > 770 nm)는 휴대용 적외선 스트로브 빛으로 방출 된다. 참고: CCA 올바르게 작동 하는 경우 연구원은 됩니다 (즉, TA) hindlimb 근육 응답 적외선 빛으로 계약 하 고 있다 볼 수 있습니다.</li>
	<li>쥐를 관찰 하 고 그것은 완전히 의식이 회복 될 때까지 그것의 온도 모니터링. 그것은 다른 동물에서 어떤 해 든 지 방지 하기 위해 단일 탑승자에에서 하며 자극 단위 또는 동물에 손상의 위험을 완화 하는 연구의 나머지 부분에 대 한 장에 어떤 터널 또는 플라스틱 개체를 떠나 지 마. Amoxicillin 포함 물 병 (0.5 mg/mL)와 함께 제공 합니다.</li>
	<li>피하 1 mg/kg 복용량 Meloxicam의 모든 24 h 72 h에 대 한 적어도 계속 수술을 적용 합니다.</li>
</ol>3. 만성 수축 성 활동
<ol><li>수술 후, 절 개 및 봉합에 / 주변 지역 골격 근육의 전체 복구를 위해 적어도 5-7 일 수 있습니다. 참고: 동안 CCA 절차 후, 철저 하 게 확인 각 동물의 상태 (예: 식사, 음주, 또는 이동) 그들의 행동을 관찰 하 여. 또한, CCA 절차 전후 몸 무게의 변화를 확인 하 여 어떤 심한 스트레스 또는 부작용을 결정 합니다.</li>
	<li>CCA 자극의 날, CCA에 자극 장치 적외선의 단일 펄스를 제공 하 여 설정 (파장 범위 > 770 nm) 휴대용 적외선 스트로브 빛.</li>
	<li>10 Hz CCA 자극의 3 또는 6 h를 적용 합니다. 참고: 자극에 대 한 시간 프레임 연구원까지입니다. 이 실험에서 자극의 주파수 변경 되었습니다 결코 고 미토 콘 드리 아 적응에만 매우 겸손 기능 향상 자극 3에서 6 h/일, 우리의 경험을 확장 하 여 관찰 되었습니다. 만약에 가능 하다 면, 자극 및 동물 30-60 분 마다 확인 합니다.</li>
	<li>원하는 CCA 기간에 따라 적외선 빛 노출 (단위에 동일한 절차) 통해 CCA 장치를 해제 합니다.</li>
	<li>여러 날 경우, 3.2 단계를 반복 합니다. 3.4.</li>
	<li>조직 컬렉션의 타이밍을 결정 합니다. 예를 들어 CCA CCA 수술 동안 마 취에서 실시 되는 (즉, 6 h의 마지막 CCA 자극 후 18 h)의 마지막 시 합 개시 후 조직 24 h를 수집 합니다. 수집 후 즉시 모든 조직, 동물 마 취의 밑에 아직도 있는 동안 마음을 절 개 하 여 동물을 안락사.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Holloszy, J. O., Coyle, E. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adaptations+of+skeletal+muscle+to+endurance+exercise+and+their+metabolic+consequences.">Adaptations of skeletal muscle to endurance exercise and their metabolic consequences.</a> J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 56 (4), 831-838 (1984).</li><li>Hood, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Invited+Review:+contractile+activity-induced+mitochondrial+biogenesis+in+skeletal+muscle.">Invited Review: contractile activity-induced mitochondrial biogenesis in skeletal muscle.</a> J Appl Physiol. 90 (3), 1137-1157 (2001).</li><li>Fernandes, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exercise+training+restores+the+endothelial+progenitor+cells+number+and+function+in+hypertension:+implications+for+angiogenesis.">Exercise training restores the endothelial progenitor cells number and function in hypertension: implications for angiogenesis.</a> J Hypertens. 30 (11), 2133-2143 (2012).</li><li>Chabi, B., Adhihetty, P. J., O'Leary, M. F., Menzies, K. J., Hood, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relationship+between+Sirt1+expression+and+mitochondrial+proteins+during+conditions+of+chronic+muscle+use+and+disuse.">Relationship between Sirt1 expression and mitochondrial proteins during conditions of chronic muscle use and disuse.</a> J Appl Physiol. 107 (6), 1730-1735 (2009).</li><li>Lessard, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resistance+to+aerobic+exercise+training+causes+metabolic+dysfunction+and+reveals+novel+exercise-regulated+signaling+networks.">Resistance to aerobic exercise training causes metabolic dysfunction and reveals novel exercise-regulated signaling networks.</a> Diabetes. 62 (8), 2717-2727 (2013).</li><li>Irrcher, I., Adhihetty, P. J., Sheehan, T., Joseph, A. M., Hood, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PPARgamma+coactivator-1alpha+expression+during+thyroid+hormone-+and+contractile+activity-induced+mitochondrial+adaptations.">PPARgamma coactivator-1alpha expression during thyroid hormone- and contractile activity-induced mitochondrial adaptations.</a> Am J Physiol Cell Physiol. 284 (6), C1669-C1677 (2003).</li><li>Tamura, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Postexercise+whole+body+heat+stress+additively+enhances+endurance+training-induced+mitochondrial+adaptations+in+mouse+skeletal+muscle.">Postexercise whole body heat stress additively enhances endurance training-induced mitochondrial adaptations in mouse skeletal muscle.</a> Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 307 (7), R931-R943 (2014).</li><li>Mosole, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+high-level+exercise+promotes+muscle+reinnervation+with+age.">Long-term high-level exercise promotes muscle reinnervation with age.</a> J Neuropathol Exp Neurol. 73 (4), 284-294 (2014).</li><li>Irrcher, I., Walkinshaw, D. R., Sheehan, T. E., Hood, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thyroid+hormone+(T3)+rapidly+activates+p38+and+AMPK+in+skeletal+muscle+in+vivo.">Thyroid hormone (T3) rapidly activates p38 and AMPK in skeletal muscle in vivo.</a> J Appl Physiol. 104 (1), 178-185 (2008).</li><li>Lesmana, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+change+in+thyroid+hormone+signaling+by+altered+training+intensity+in+male+rat+skeletal+muscle.">The change in thyroid hormone signaling by altered training intensity in male rat skeletal muscle.</a> Endocr J. 63 (8), 727-738 (2016).</li><li>Hokama, J. Y., Streeper, R. S., Henriksen, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Voluntary+exercise+training+enhances+glucose+transport+in+muscle+stimulated+by+insulin-like+growth+factor+I.">Voluntary exercise training enhances glucose transport in muscle stimulated by insulin-like growth factor I.</a> J Appl Physiol. 82 (2), 508-512 (1997).</li><li>Tyler, K. R., Wright, A. J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light+weight+portable+stimulators+for+stimulation+of+skeletal+muscles+at+different+frequencies+and+for+cardiac+pacing.">Light weight portable stimulators for stimulation of skeletal muscles at different frequencies and for cardiac pacing.</a> J Physiol Lond. 307, 6-7 (1980).</li><li>Takahashi, M., Rana, A., Hood, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Portable+electrical+stimulator+for+use+in+small+animals.">Portable electrical stimulator for use in small animals.</a> J Appl Physiol. 74 (2), 942-945 (1993).</li><li>Ljubicic, V., Adhihetty, P. J., Hood, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+animal+models:+chronic+electrical+stimulation-induced+contractile+activity.">Application of animal models: chronic electrical stimulation-induced contractile activity.</a> Can J Appl Physiol. 30 (5), 625-643 (2005).</li><li>Pette, D., Vrbova, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=What+does+chronic+electrical+stimulation+teach+us+about+muscle+plasticity?.">What does chronic electrical stimulation teach us about muscle plasticity?.</a> Muscle Nerve. 22 (6), 666-677 (1999).</li><li>Pette, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Historical+Perspectives:+plasticity+of+mammalian+skeletal+muscle.">Historical Perspectives: plasticity of mammalian skeletal muscle.</a> J Appl Physiol. 90 (3), 1119-1124 (2001).</li><li>Pette, D., Vrbova, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Contribution+of+Neuromuscular+Stimulation+in+Elucidating+Muscle+Plasticity+Revisited.">The Contribution of Neuromuscular Stimulation in Elucidating Muscle Plasticity Revisited.</a> Eur J Transl Myol. 27 (1), 6368 (2017).</li><li>Skorjanc, D., Jaschinski, F., Heine, G., Pette, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequential+increases+in+capillarization+and+mitochondrial+enzymes+in+low-frequency-stimulated+rabbit+muscle.">Sequential increases in capillarization and mitochondrial enzymes in low-frequency-stimulated rabbit muscle.</a> Am J Physiol. 274 (3 Pt 1), C810-C818 (1998).</li><li>Kim, Y., Hood, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+the+autophagy+system+during+chronic+contractile+activity-induced+muscle+adaptations.">Regulation of the autophagy system during chronic contractile activity-induced muscle adaptations.</a> Physiol Rep. 5 (14), (2017).</li><li>Memme, J. M., Oliveira, A. N., Hood, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronology+of+UPR+activation+in+skeletal+muscle+adaptations+to+chronic+contractile+activity.">Chronology of UPR activation in skeletal muscle adaptations to chronic contractile activity.</a> Am J Physiol Cell Physiol. 310 (11), C1024-C1036 (2016).</li><li>Ljubicic, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+basis+for+an+attenuated+mitochondrial+adaptive+plasticity+in+aged+skeletal+muscle.">Molecular basis for an attenuated mitochondrial adaptive plasticity in aged skeletal muscle.</a> Aging (Albany NY). 1 (9), 818-830 (2009).</li><li>Schwarz, G., Leisner, E., Pette, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+telestimulation+systems+for+chronic+indirect+muscle+stimulation+in+caged+rabbits+and+mice.">Two telestimulation systems for chronic indirect muscle stimulation in caged rabbits and mice.</a> Pflugers Arch. 398 (2), 130-133 (1983).</li><li>Simoneau, J. A., Pette, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Species-specific+effects+of+chronic+nerve+stimulation+upon+tibialis+anterior+muscle+in+mouse,+rat,+guinea+pig,+and+rabbit.">Species-specific effects of chronic nerve stimulation upon tibialis anterior muscle in mouse, rat, guinea pig, and rabbit.</a> Pflugers Arch. 412 (1-2), 86-92 (1988).</li><li>Ohlendieck, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+chronic+low-frequency+stimulation+on+Ca2+-regulatory+membrane+proteins+in+rabbit+fast+muscle.">Effects of chronic low-frequency stimulation on Ca2+-regulatory membrane proteins in rabbit fast muscle.</a> Pflugers Arch. 438 (5), 700-708 (1999).</li><li>Brown, M. D., Cotter, M. A., Hudlicka, O., Vrbova, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+different+patterns+of+muscle+activity+on+capillary+density,+mechanical+properties+and+structure+of+slow+and+fast+rabbit+muscles.">The effects of different patterns of muscle activity on capillary density, mechanical properties and structure of slow and fast rabbit muscles.</a> Pflugers Arch. 361 (3), 241-250 (1976).</li><li>Skorjanc, D., Traub, I., Pette, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identical+responses+of+fast+muscle+to+sustained+activity+by+low-frequency+stimulation+in+young+and+aging+rats.">Identical responses of fast muscle to sustained activity by low-frequency stimulation in young and aging rats.</a> J Appl Physiol. 85 (2), 437-441 (1998).</li><li>Kim, Y., Triolo, M., Hood, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+Aging+and+Exercise+on+Mitochondrial+Quality+Control+in+Skeletal+Muscle.">Impact of Aging and Exercise on Mitochondrial Quality Control in Skeletal Muscle.</a> Oxid Med Cell Longev. 2017, 3165396 (2017).</li><li>Callewaert, L., Puers, B., Sansen, W., Jarvis, J. C., Salmons, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Programmable+implantable+device+for+investigating+the+adaptive+response+of+skeletal+muscle+to+chronic+electrical+stimulation.">Programmable implantable device for investigating the adaptive response of skeletal muscle to chronic electrical stimulation.</a> Med Biol Eng Comput. 29 (5), 548-553 (1991).</li><li>Kern, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrical+stimulation+counteracts+muscle+decline+in+seniors.">Electrical stimulation counteracts muscle decline in seniors.</a> Front Aging Neurosci. 6, 189 (2014).</li><li>Zampieri, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physical+exercise+in+aging+human+skeletal+muscle+increases+mitochondrial+calcium+uniporter+expression+levels+and+affects+mitochondria+dynamics.">Physical exercise in aging human skeletal muscle increases mitochondrial calcium uniporter expression levels and affects mitochondria dynamics.</a> Physiol Rep. 4 (24), (2016).</li></ol>

저자는 공개 없다.

저주파 근육 자극에서 vivo에서,을 통해 운동, 만성 수축 성 활동 (CCA) 모델은13,,2425 운동 근육 phenotypic 적응 공부에 대 한 우수한 모델 , 26. 같이 이전 연구20,27, CCA는 효과적인 도구는 연구원의 훈련 볼륨과 주파수 (즉, 시간 및 일)를 제어할 수 있고 다양 한 생 화 학적 및 분자를 조사 수축 성 활동의 반복된 관찰 과정 이벤트. 이 모델의 가장 큰 특징 중 하나는 근육 contralateral hindlimb의 내부 제어, 동물 사이 가변성을 최소화 하는 데 도움이로 사용 됩니다. 또한, 10 년 이상 우리의 수많은 실험 외부 CCA 단위 동물의 일반적인 행동 패턴 (예: 로밍, 먹고 자 고), 제한 하지 않습니다와 같은 추가적인 실험적인 치료의 사용에 대 한 수 있습니다 나타났습니다. 으로 마약 주사. 따라서, 연구원은 그들의 자신의 실험 수정 그들의 교육 연구에 CCA 프로토콜을 적용할 수 있습니다.
이 CCA 프로토콜 모든 단계 생존 수술의는 특성상 높은 수준의 농도 요구할 수 있지만 몇 가지 중요 한 단계가, 있다. 그것은 특히 일관 된 위치에 철사를 연결 하는 것이 중요 하 고 좋습니다 같은 숙련 된 연구원 landmarking 전선에서 같은 거리를 봉합 신경의 같은 자리에서에서 일관성을 유지 하기 위해 수술을 수행 하는 신경, 등. 또한, 그것은 불린 또는 닳아 테이프 절차의 실패 이어질 수 있기 때문에 전에 및 CCA 적용 하는 동안 녹화의 보안을 확인 하는 데 필요한.
이 CCA 모델에는 몇 가지 사소한 제한이 있습니다. CCA 자극 단위 테이 핑으로 고정 되어, 이후 일부 동물 테이 핑 주변 경미한 피부 자극을 전시 한다. 그러나이 녹화 없이 CCA 챔버를 대체할 것 이라고 착용 자 켓을 통해 미래 연구에 개량 될 수 있었다,, 우리가 하지 같은 재킷으로 성공을 했습니다. 하지만이 절차는 더 많은 침략 또는 자극을 피하기 위해 테이 핑 절차28복 공간에 이식 수 있습니다. 또한, 설명된 외부 자극 단위는 적외선 빛에 노출에 의해 제어 될 설계 되었습니다. 그러나, 적외선 빛에 대응 하는 단위 못하면이 나타낼 수 있습니다 변경 내구성 또는 단위의 감도에 오랜 사용 후. 마이크로 칩의 구현 궁극적으로 적외선 빛의 사용을 피할 수 있습니다 및 프로그램을 저장 하 고, 모든 CCA 매개 변수 허용 CCA 더 통제 하 고 정확한 패션에 적용할 수 있도록. 모든 연구 디자인 또한 수술 자체에서 발생 하는 모든 가능한 결과 제외 하려면 contralateral 사지 가짜 수술의 사용을 고려 해야한다.
그것은 어떻게 CCA 근육을 통제할 수 있다 조사 계속 가치가 질량과 형 기간 만성 근육 폐기 또는 다른 근육 질병의 맥락에서 다음. 최근 임상 연구29,30같이 CCA 또한 노후화 인구에 근육 신호 메커니즘에의 효능을 검사를 적용할 수 있습니다. 끝으로, 연구를 그들의 연구에서 그것에 의하여 그들은 기본 골격 근육 만성 운동 phenotypic 적응 다양 한 세포질이 고 분자 메커니즘을 조사할 수이 CCA 프로토콜을 사용 하 여 활용 하시기 바랍니다.

골격 근육은 생체에 물리적 구조1변화를 통해 교육 운동에 적응할 수 있습니다. 지구력 훈련에 대 한 가져온 주요 변경 사항 중 하나는의 표현 뿐만 아니라 미토 콘 드리 아 구성 요소 (예: 시 토 크롬 c 산화 효소 [콕스] subunits)의 표현에 증가 하 여 평가할 수 있다 미토 콘 드리 아 속 transcriptional coactivator, PGC-1α2. 연구의 증가 미토 콘 드 리아 회전율과 mitophagy를 포함 하 여 수많은 다른 요인, 근육 적응에 대 한 중요 한 또한 나타내 었 다. 그러나,는 급성 또는 만성 운동 메커니즘은 이러한 규제 골격 근육에서 프로세스는 여전히 명확 하지 않다.
운동 유도 된 근육 적응 조절 경로 윤곽을 그리 다, 다양 한 운동 모델 일반적으로 설치류 연구, 디딜 방 아, 휠, 실행 하 고 수영 운동에에서 사용 되었습니다. 그러나, 이러한 프로토콜에는 4 ~ 12 주 phenotypic 변경3,,45관찰 하는 데 필요한 몇 가지 한계를가지고. 대체 실험 방법으로 낮은-주파수 자극 유발 만성 수축 성 활동 (CCA) 효과적으로 사용 되었습니다로 근육 적응 실질적으로 짧은 기간에 발생할 수 있습니다 (즉, 최대 7 일)의 효과를 표시 비교, 또는 다른 운동 프로토콜 보다 더 큰 일. 또한, 호르몬6,7, 온도 및 신경 효과8 의 존재 어려워질 수 있습니다 그것은 만성 운동 근육 특정 응답을 이해 하. 예를 들어 갑 상선 호르몬9,10 와 인슐린 같은 성장 인자 (IGF)-111 또한 골격에서 다른 신호 통로 조절 수 있습니다 훈련 유도 근육 적응을 중재 확인 되었습니다 근육입니다. 특히, CCA 유도 효과 최소한 골격 근육의 수축 성 활동에 직접 응답에 배치에 초점을 수 있도록 조직 요인에 의해 통제 된다.
CCA에 대 한 외부 단위 타일러와 라이트12에 의해 처음 도입 되었다 그리고 수정12와 함께 개발 되었습니다. 즉, 단위는 3 개의 주요 부분으로 구성: 켜고 적외선 빛, 펄스 발생기 및 펄스 표시기 (그림 1)에 노출에 의해 돌릴 수 있다 적외선 감지기. 자극 단위의 상세한 회로 설계 되었습니다13위에서 설명한. CCA의 상세 하 고 특정 기능에서 찾을 수 있습니다 큰 다양 한 검토에에서 깊이 기사14,15,,1617. 간단 하 게, 자극 프로토콜은 낮은 주파수에 일반적인 비 골 신경 활성화 하도록 설계 되었습니다 (즉, 10 Hz), 그리고 innervated 근육 (tibialis 앞쪽 [TA] 신 근 digitorum longus [EDL] 근육)에 대 한 계약을 강요 하는 미리 정해진 시간 (예를 들어, 3-6 h). 시간이 지나면서,이 모 세관 밀도18 에 미토 콘 드리 아 콘텐츠19,,2021증가 의해 입증 더 에어로빅 형 전술 근육 이동 합니다. 따라서,이 방법은 쥐의 골격 근 내 주요 지구력 훈련 적응의 일부를 모방 하는 검증 된 모델 이다.
이 종이 연구원은 그들의 운동 연구에서이 모델을 적용할 수 있도록 CCA 유도 전극 이식 수술의 자세한 절차를 제공 합니다. CCA 운동 훈련의 다음 모두 초기 및 나중 시간 포인트에서 다양 한 분자 및 신호 이벤트의 수사를 위한 효과적인 도구를 제공 하는 따라서 근육 적응의 시간 과정 공부에 대 한 우수한 모델입니다.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Sprague Dawley Rat</td>
			<td>Charles River</td>
			<td>Strain 400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chronic contractile activity unit</td>
			<td>Home-made</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CCA unit protective box (3.5 x 3.5 x 2.5 cm)</td>
			<td>Home-made</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Box should be made of opaque material or covered in an opague tape</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coin lithium ion batteries (3V)</td>
			<td>Panasonic</td>
			<td>CR2016</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medwire</td>
			<td>Leico Industries</td>
			<td>316SS7/44T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solder pin (socket)</td>
			<td>Digi-Key</td>
			<td>ED6218-ND</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zonas porous tape</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson</td>
			<td>5104</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture silk (Size 5)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>640G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture silk (Size 6)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>706G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved blunt scissor (11.5 cm Length)</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>14075-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved blunt scissor (15 cm Length)</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>14111-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Delicate haemostatic forceps (16 cm Length)</td>
			<td>Lawton</td>
			<td>06-0230</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel</td>
			<td>Feather</td>
			<td>3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved forceps</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>11052-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless-steel rod (30 cm; 7mm diameter)</td>
			<td>Home-made</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Rod should have 5 mm slit in one end to hold the wire for tunneling under the skin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clip applying forceps</td>
			<td>KLS Martin</td>
			<td>20-916-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Staples (clips)</td>
			<td>Bbraun</td>
			<td>BN507R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metal hooks/retractor</td>
			<td>Home-made</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-iodine (500 mL)</td>
			<td>Rougier</td>
			<td>#NPN00172944</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ampicillin sodium</td>
			<td>Novopharm</td>
			<td>#DIN00872644</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metacam</td>
			<td>Boehringer</td>
			<td>#DIN02240463</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital multimeter (voltmeter)</td>
			<td>Soar Corporation</td>
			<td>ME-501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LED digital stroboscope</td>
			<td>Lutron Electronic Enterprise</td>
			<td>DT-2269</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

application of chronic stimulation to study contractile activity-induced rat skeletal muscle phenotypic adaptations

골격 근육은 매우 적응할 수 있는 조직 응답 만성 운동으로 크게 변경 되는 생화학 및 생리 적 속성. 다양 한 근육 적응에 대해가지고 있는 내부 메커니즘을 조사, 디딜 방 아, 휠 실행, 그리고 수영 운동 등 운동 프로토콜의 여러 동물 연구에서 사용 되었습니다. 그러나, 이러한 모델 운동 근육 각 색 한, 따라서 특정 근육 수축 유발 adaptations를 공부 하 고 응용 프로그램을 제한 하는 체액 또는 신경 요인에 의해 또한 통제 될 수 있는 달성 하기 위해 오랜 기간 필요. 간접 저주파 자극 (10 Hz) 만성 수축 성 활동 (CCA)를 유도 하기 위해 사용 되었습니다 대체 모델로 운동 훈련에 대 한 성공적으로 이끌어 낼 수 있다 근육 미토 콘 드 리아 적응 7 일 이내 조직 요인의 독립으로. 이 종이 광범위 한 응용 프로그램에서 미래 연구에 대 한 쥐의 골격 근에 CCA의 치료를 적용 하는 데 필요한 수술 기법을 자세히 설명 합니다.

우리는 만성 수축 성 활동 (CCA) 골격 근육 내 유리한 미토 콘 드리 아 적응을 유도 하는 효과적인 도구입니다 나타났습니다. CCA (하루 6 h)의 7 일 대상이 쥐 unstimulated contralateral (제어) hindlimb에 비해 자극된 근육에서 향상 된 미토 콘 드리 아 속을 표시 됩니다. 미토 콘 드리 아 속에 있는이 증가 다른 키 미토 콘 드리 아 단백질 콕스의 고도가 함께 미토 콘 드리 아 속의 마스터 레 귤 레이 터를 간주 PGC-1α (그림 3A)의 증가 단백질 표정으로 표시 됩니다-난 및 콕스-IV, 이 전자 전송 체인의 중요 한 요소입니다. 또한, 시 토 크롬 c 산화 효소 (콕스) 효소 활동, 미토 콘 드 리아 콘텐츠의 유용한 표시기는 CCA (그림 3B)의 7 일 다음 약 30% 증가. 미토 콘 드리 아 호흡 능력을 측정 하 여 CCA 최대한 호흡기 (즉, 주 3) 증가 결과 발견 permeabilized 근육 섬유를 사용 하 여 미토 콘 드리 아 기능에 있는 변화를 평가 하는 또한, 근육의 용량 대상이 자극 제어 근육 (그림 3C) 기준으로 7 일. 또한, 두 미토 콘 드 리아 인구, subsarcolemmal (SS) 및 intermyofibrillar (IMF), 다음(그림 4A 와 B), CCA의 7 일 증가 하 고 근육의 수축 성 활동을 7 일에 복종에서 IMF 분수 발견 그 보다 현저 하 게 더 많은 레드 컬러로 아마도 myoglobin, 헤, 및 산소 관련 기타 요소 (그림 4C)의 상부를 나타내는 차등 원심 분리를 사용 하 여 컨트롤 (CON) 근육에서 파생.
Autophagy 및 lysosomal 시스템 적응 또한 CCA에 의해 초래 수 있습니다. 특히, 우리가 녹음 방송 요인 EB (TFEB;의 단백질 풍부에 있는 증가 관찰 해야 그림 5A), CCA에 의해 lysosomal 속의 주 레 귤 레이 터에서 모든 시간 포인트 (즉, 1, 3, 7 일), 관련 lysosomal 막 단백질 1 (LAMP1; 같은 다른 lysosomal 마커 뿐만 아니라 그림 5B)입니다. 흥미롭게도, 우리의 연구 autophagy, mitophagy 및 lysosomal 시스템 변경 미토 콘 드리 아 속 이전 발생을 보이고 있다.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56827/56827fig1.jpg"> 그림 1입니다. 회로도 휴대용 CCA 자극 기의 주요 구성 요소를 보여 줍니다 장치 이 그림에서 다카하시 외 수정 되었습니다. 13. 적외선, 적외선. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56827/56827fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56827/56827fig2.jpg"> 그림 2입니다. 전극 및 자극 기 이식. (A) 일반적인 비 골 신경의 양쪽에서 와이어를 연결 하기 위한 창입니다. (B) 시연 CCA 단위의 어셈블리에 대 한 모범적인 이미지. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56827/56827fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56827/56827fig3.jpg"> 그림 3입니다. PGC 1alpha, 미토 콘 드리 아 호흡 및 CCA와 효소 활동. (A) CCA는 PGC-1α의 단백질 수준의 증가 의해 같이 골격 근육에 있는 미토 콘 드리 아 적응을 유도 합니다. 대표 오 점 이미지 로드 컨트롤로 ß-걸 함께 표시 됩니다. 콘 제어, 즉, contralateral hindlimb CCA, 대상이 되지를 참조 하며 배 변경 데이터 하루 1 콘을 기준으로 결과 표준화 하 여 얻은 했다. (B) 콕스 활동 및 (C) permeabilized 근육 호흡 또한 CCA의 다음 7 일을 증가 했다. 모든 데이터가 평균 ± SEM으로 표시 됩니다 (N = 6-8). †P < 0.05, CCA와 시간; 사이 상호 작용 효과 §P < CCA;의 0.05, 주요 효과 P < 하루 1 제어 대 0.05, 상당한 차이. 그림 3A 그리고 3B 김 및 후드19에서 수정 되었습니다. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56827/56827fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56827/56827fig4.jpg"> 그림 4입니다. CCA와 근육의 미토 콘 드리 아 속의 증거. (A와 B) 전자 현미경 이미지 subsarcolemmal (SS)와 7 일 동안 CCA에 노출 하는 쥐의 골격 근육에서 미토 콘 드리 아의 intermyofibrillar (IMF)의 확장 된 볼륨을 나타냅니다. 이 이미지는 Ljubicic 외에서 수정 되었습니다. 21, 스케일 바는 CCA의 7 일 후 1 µ m. (C) A의 비교를 제어 (CON)와 자극된 (CCA) 근육 사이 근육의 미토 콘 드리 아 fractionations 나타냅니다. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56827/56827fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56827/56827fig5.jpg"> 그림 5입니다. Lysosomal 시스템 upregulated CCA의 7 일입니다. 이 단백질 나타났는데 TFEB (A) 와 (B) LAMP1에 있는 증가 의해 표시 됩니다. 결과 하루 1 콘을 기준으로 데이터를 정규화 하 여 변화를 접어으로 표시 됩니다. (C) 대표 오 점 이미지 표시 되 고 GAPDH는 로드 컨트롤입니다. §P < 0.05, CCA의 주요 효과 모든 데이터가 평균 ± SEM으로 표시 됩니다 (N = 8); ¶P < 0.05, 시간;의 주요 효과 P < 0.05, 제어 (CON) 하루 1 대 상당한 차이. 이 그림은 김 및 후드19에서 수정 되었습니다. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56827/56827fig5large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>

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Application of Chronic Stimulation to Study Contractile Activity-induced Rat Skeletal Muscle Phenotypic Adaptations

이 프로토콜 쥐 hindlimb에 골격 근육 자극 유도 적응을 관찰 하는 운동의 만성 수축 성 활동 모델의 사용을 설명 합니다.

수축 성 활동 유도 된 쥐 골격 근육 Phenotypic 적응 연구 만성 자극에의 응용

Skeletal muscle is a highly adaptable tissue, as its biochemical and physiological properties are greatly altered in response to chronic exercise. To ...

application-chronic-stimulation-to-study-contractile-activity-induced

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

6.7K 조회수.  York University. 이 프로토콜 쥐 hindlimb에 골격 근육 자극 유도 적응을 관찰 하는 운동의 만성 수축 성 활동 모델의 사용을 설명 합니다.

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Ex Vivo Culture of Pharyngeal Arches to Study Heart and Muscle Progenitors and Their Niche

The pharyngeal mesoderm of developing embryos contributes to broad regions of head and heart musculature. We have developed a novel method to study head and heart progenitor cell development with pharyngeal arches (also known as branchial arches) ex vivo. Using this method, we have recently described that the second pharyngeal arch contains self-renewing heart progenitors and serves as a microenvironment for expansion of the progenitors during mouse heart development. The progenitor cells remain undifferentiated and expansive inside the arch, but quickly become functional cardiomyocytes as they migrate out of the arch. We also reported that first pharyngeal arch contains muscle progenitors giving rise to myotubes after leaving the arch. Here, we demonstrate the procedure for the dissection and ex vivo culture of first and second pharyngeal arches from developing mouse embryos. The method enables one to study head and heart progenitor/muscle development, including cardiomyocyte and myotube formation in detail ex vivo.

Ex Vivo Culture of Pharyngeal Arches to Study Heart and Muscle Progenitors and Their Niche

Here, we present a protocol to culture pharyngeal arches to study the biology of heart and muscle progenitor cells and their microenvironment.

인두 아치 전의 VIVO 문화는 심장과 근육 전구 세포와 그 틈새를 연구

The pharyngeal mesoderm of developing embryos contributes to broad regions of head and heart musculature. We have developed a novel method to study head ...

연구

발생학

Analysis of Zebrafish Larvae Skeletal Muscle Integrity with Evans Blue Dye

The zebrafish model is an emerging system for the study of neuromuscular disorders. In the study of neuromuscular diseases, the integrity of the muscle membrane is a critical disease determinant. To date, numerous neuromuscular conditions display degenerating muscle fibers with abnormal membrane integrity; this is most commonly observed in muscular dystrophies. Evans Blue Dye (EBD) is a vital, cell permeable dye that is rapidly taken into degenerating, damaged, or apoptotic cells; in contrast, it is not taken up by cells with an intact membrane. EBD injection is commonly employed to ascertain muscle integrity in mouse models of neuromuscular diseases. However, such EBD experiments require muscle dissection and/or sectioning prior to analysis. In contrast, EBD uptake in zebrafish is visualized in live, intact preparations. Here, we demonstrate a simple and straightforward methodology for performing EBD injections and analysis in live zebrafish. In addition, we demonstrate a co-injection strategy to increase efficacy of EBD analysis. Overall, this video article provides an outline to perform EBD injection and characterization in zebrafish models of neuromuscular disease.

In this study, we describe a straightforward method to perform Evans Blue Dye (EBD) analysis on zebrafish larvae. This technique is a powerful tool for the characterization of skeletal muscle integrity and delineation of zebrafish models of muscular dystrophy, and is a valuable method for the development of novel therapeutics.

에반스 블루 염료와 Zebrafish의 애벌레 골격 근육 무결성 분석

The zebrafish model is an emerging system for the study of neuromuscular disorders.  In the study of neuromuscular diseases, the integrity of the muscle ...

Induction of Acute Skeletal Muscle Regeneration by Cardiotoxin Injection

Skeletal muscle regeneration is a physiological process that occurs in adult skeletal muscles in response to injury or disease. Acute injury-induced skeletal muscle regeneration is a widely used, powerful model system to study the events involved in muscle regeneration as well as the mechanisms and different players. Indeed, a detailed knowledge of this process is essential for a better understanding of the pathological conditions that lead to skeletal muscle degeneration, and it aids in identifying new targeted therapeutic strategies. The present work describes a detailed and reproducible protocol to induce acute skeletal muscle regeneration in mice through a single intramuscular injection of cardiotoxin (CTX). CTX belongs to the family of snake venom toxins and causes myolysis of myofibers, which eventually triggers the regeneration events. The dynamics of skeletal muscle regeneration is evaluated by histological analysis of muscle sections. The protocol also illustrates the experimental procedures for dissecting, freezing, and cutting the Tibialis Anterior muscle, as well as the routine Hematoxylin &#38; Eosin staining that is widely used for subsequent morphological and morphometric analysis.

This manuscript describes a detailed protocol to induce acute skeletal muscle regeneration in adult mice and subsequent manipulations of the muscles, such as dissection, freezing, cutting, routine staining, and myofiber cross-sectional area analysis.

Cardiotoxin 주입에 의한 급성 골격 근육 재생 유도

Skeletal muscle regeneration is a physiological process that occurs in adult skeletal muscles in response to injury or disease. Acute injury-induced ...

Preparation and Culture of Myogenic Precursor Cells/Primary Myoblasts from Skeletal Muscle of Adult and Aged Humans

Skeletal muscle homeostasis depends on muscle growth (hypertrophy), atrophy and regeneration. During ageing and in several diseases, muscle wasting occurs. Loss of muscle mass and function is associated with muscle fiber type atrophy, fiber type switching, defective muscle regeneration associated with dysfunction of satellite cells, muscle stem cells, and other pathophysiological processes. These changes are associated with changes in intracellular as well as local and systemic niches. In addition to most commonly used rodent models of muscle ageing, there is a need to study muscle homeostasis and wasting using human models, which due to ethical implications, consist predominantly of in vitro cultures. Despite the wide use of human Myogenic Progenitor Cells (MPCs) and primary myoblasts in myogenesis, there is limited data on using human primary myoblast and myotube cultures to study molecular mechanisms regulating different aspects of age-associated muscle wasting, aiding in the validation of mechanisms of ageing proposed in rodent muscle. The use of human MPCs, primary myoblasts and myotubes isolated from adult and aged people, provides a physiologically relevant model of molecular mechanisms of processes associated with muscle growth, atrophy and regeneration. Here we describe in detail a robust, inexpensive, reproducible and efficient protocol for the isolation and maintenance of human MPCs&#160;and their progeny&#160;&#8212; myoblasts and myotubes from human muscle samples using enzymatic digestion. Furthermore, we have determined the passage number at which primary myoblasts from adult and aged people undergo senescence in an in vitro culture. Finally, we show the ability to transfect these myoblasts and the ability to characterize their proliferative and differentiation capacity and propose their suitability for performing functional studies of molecular mechanisms of myogenesis and muscle wasting in vitro.

This protocol describes a robust, reproducible and simple method of isolation and culture of myoblast progenitor cells from the skeletal muscle of adult and aged people. The muscles used here include foot and leg muscles. This approach enables the isolation of an enriched population of primary myoblasts for functional studies.

성인 및 노인 인간의 골격 근육에서 근육 조직 전구체 세포 / 차 근육 아세포의 준비 및 문화

Skeletal muscle homeostasis depends on muscle growth (hypertrophy), atrophy and regeneration. During ageing and in several diseases, muscle wasting ...

Evaluation of Injury-induced Senescence and In Vivo Reprogramming in the Skeletal Muscle

Cellular senescence is a stress response that is characterized by a stable cellular growth arrest, which is important for many physiological and pathological processes, such as cancer and ageing. Recently, senescence has also been implicated in tissue repair and regeneration. Therefore, it has become increasingly critical to identify senescent cells in vivo. Senescence-associated &#946;-galactosidase (SA-&#946;-Gal) assay is the most widely used assay to detect senescent cells both in culture and in vivo. This assay is based on the increased lysosomal contents in the senescent cells, which allows the histochemical detection of lysosomal &#946;-galactosidase activity at suboptimum pH (6 or 5.5). In comparison with other assays, such as flow cytometry, this allows the identification of senescent cells in their resident environment, which offers valuable information such as the location relating to the tissue architecture, the morphology, and the possibility of coupling with other markers via immunohistochemistry&#160;(IHC). The major limitation of the SA-&#946;-Gal assay is the requirement of fresh or frozen samples.
Here, we present a detailed protocol to understand how cellular senescence promotes cellular plasticity and tissue regeneration in vivo. We use SA-&#946;-Gal to detect senescent cells in the skeletal muscle upon injury, which is a well-established system to study tissue regeneration. Moreover, we use&#160;IHC to detect Nanog, a marker of pluripotent stem cells, in a transgenic mouse model. This protocol enables us to examine and quantify cellular senescence in the context of induced cellular plasticity and in vivo reprogramming.

Evaluation of Injury-induced Senescence and In Vivo Reprogramming in the Skeletal Muscle

Here we present a detailed protocol to detect both senescent and pluripotent stem cells in the skeletal muscle upon injury while inducing in vivo reprogramming. This method is suitable for evaluating the role of cellular senescence during tissue regeneration and reprogramming in vivo.

부상-유도 노화 및 골격 근육에서 프로그래밍을 Vivo에서 의 평가

Cellular senescence is a stress response that is characterized by a stable cellular growth arrest, which is important for many physiological and ...

Identification of Skeletal Muscle Satellite Cells by Immunofluorescence with Pax7 and Laminin Antibodies

Immunofluorescence is an effective method that helps to identify different cell types on tissue sections. In order to study the desired cell population, antibodies for specific cell markers are applied on tissue sections. In adult skeletal muscle, satellite cells (SCs) are stem cells that contribute to muscle repair and regeneration. Therefore, it is important to visualize and trace the satellite cell population under different physiological conditions. In resting skeletal muscle, SCs reside between the basal lamina and myofiber plasma membrane. A commonly used marker for identifying SCs on the myofibers or in cell culture is the paired box protein Pax7. In this article, an optimized Pax7 immunofluorescence protocol on skeletal muscle sections is presented that minimizes non-specific staining and background. Another antibody that recognizes a protein (laminin) of the basal lamina was also added to help identify SCs. Similar protocols can also be used to perform double or triple labeling with Pax7 and antibodies for additional proteins of interest.

The precise identification of satellite cells is essential for studying their functions under various physiological and pathological conditions. This article presents a protocol to identify satellite cells on adult skeletal muscle sections by immunofluorescence-based staining.

Pax7 Laminin 항 체와 면역 형광에 의해 골격 근육 인공위성 세포의 식별

Immunofluorescence is an effective method that helps to identify different cell types on tissue sections. In order to study the desired cell population, ...

In Vitro Generation of Somite Derivatives from Human Induced Pluripotent Stem Cells

In response to signals such as WNTs, bone morphogenetic proteins (BMPs), and sonic hedgehog (SHH) secreted from surrounding tissues, somites (SMs) give rise to multiple cell types, including the myotome (MYO), sclerotome (SCL), dermatome (D), and syndetome (SYN), which in turn develop into skeletal muscle, axial skeleton, dorsal dermis, and axial tendon/ligament, respectively. Therefore, the generation of SMs and their derivatives from human induced pluripotent stem cells (iPSCs) is critical to obtain pluripotent stem cells (PSCs) for application in regenerative medicine and for disease research in the field of orthopedic surgery. Although the induction protocols for MYO and SCL from PSCs have been previously reported by several researchers, no study has yet demonstrated the induction of SYN and D from iPSCs. Therefore, efficient induction of fully competent SMs remains a major challenge. Here, we recapitulate human SM patterning with human iPSCs in vitro by mimicking the signaling environment during chick/mouse SM development, and report on methods of systematic induction of SM derivatives (MYO, SCL, D, and SYN) from human iPSCs under chemically defined conditions through the presomitic mesoderm (PSM) and SM states. Knowledge regarding chick/mouse&#160;SM development was successfully applied to the induction of SMs with human iPSCs. This method could be a novel tool for studying human somitogenesis and patterning without the use of embryos and for cell-based therapy and disease modeling.

We present here a protocol for the differentiation of human induced pluripotent stem cells into each somite derivative (myotome, sclerotome, dermatome, and syndetome) in chemically defined conditions, which has applications in future disease modeling and cell-based therapies in orthopedic surgery.

인간 유도에서 Somite 파생 상품의 체 외 발생에서 만능 줄기 세포

In response to signals such as WNTs, bone morphogenetic proteins (BMPs), and sonic hedgehog (SHH) secreted from surrounding tissues, somites (SMs) give ...

X-ray Diffraction of Intact Murine Skeletal Muscle as a Tool for Studying the Structural Basis of Muscle Disease

Transgenic mouse models have been important tools for studying the relationship of genotype to phenotype for human diseases including those of skeletal muscle. Mouse skeletal muscle has been shown to produce high quality X-ray diffraction patterns on third generation synchrotron beamlines providing an opportunity to link changes at the level of the genotype to functional phenotypes in health and disease by determining the structural consequences of genetic changes. We present detailed protocols for preparation of specimens, collecting the X-ray patterns and extracting relevant structural parameters from the X-ray patterns that may help guide experimenters wishing to perform such experiments for themselves.

We present detailed protocols for performing small-angle X-ray diffraction experiments using intact mouse skeletal muscles. With the wide availability of transgenic mouse models for human diseases, this experimental platform can form a useful test bed for elucidating the structural basis of genetic muscle diseases

근육 질환의 구조적 기초를 연구하기위한 도구로 그대로 뮤린 골격 근육의 X 선 회절

Transgenic mouse models have been important tools for studying the relationship of genotype to phenotype for human diseases including those of skeletal ...

Isolation, Culture, Characterization, and Differentiation of Human Muscle Progenitor Cells from the Skeletal Muscle Biopsy Procedure

The use of primary human tissue and cells is ideal for the investigation of biological and physiological processes such as the skeletal muscle regenerative process. There are recognized challenges to working with human primary adult stem cells, particularly human muscle progenitor cells (hMPCs) derived from skeletal muscle biopsies, including low cell yield from collected tissue and a large degree of donor heterogeneity of growth and death parameters among cultures. While incorporating heterogeneity into experimental design requires a larger sample size to detect significant effects, it also allows us to identify mechanisms that underlie variability in hMPC&#160;expansion capacity, and thus allows us to better understand heterogeneity in skeletal muscle regeneration. Novel mechanisms that distinguish the expansion capacity of cultures have the potential to lead to the development of therapies to improve skeletal muscle regeneration.

We present techniques for isolating, culturing, characterizing, and differentiating human primary muscle progenitor cells (hMPCs) obtained from skeletal muscle biopsy tissue. hMPCs obtained and characterized through these methods can be used to subsequently address research questions related to human myogenesis and skeletal muscle regeneration.

골격 근 생검 절차에서 인간 근육 선조 세포의 격리, 배양, 특성화 및 분화

The use of primary human tissue and cells is ideal for the investigation of biological and physiological processes such as the skeletal muscle ...

Performing Human Skeletal Muscle Xenografts in Immunodeficient Mice

Treatment effects observed in animal studies often fail to be recapitulated in clinical trials. While this problem is multifaceted, one reason for this failure is the use of inadequate laboratory models. It is challenging to model complex human diseases in traditional laboratory organisms, but this issue can be circumvented through the study of human xenografts. The surgical method we describe here allows for the creation of human skeletal muscle xenografts, which can be used to model muscle disease and to carry out preclinical therapeutic testing. Under an Institutional Review Board (IRB)-approved protocol, skeletal muscle specimens are acquired from patients and then transplanted into NOD-Rag1null IL2r&gamma;null (NRG) host mice. These mice are ideal hosts for transplantation studies due to their inability to make mature lymphocytes and are thus unable to develop cell-mediated and humoral adaptive immune responses. Host mice are anaesthetized with isoflurane, and the mouse tibialis anterior and extensor digitorum longus muscles are removed. A piece of human muscle is then placed in the empty tibial compartment and sutured to the proximal and distal tendons of the peroneus longus muscle. The xenografted muscle is spontaneously vascularized and innervated by the mouse host, resulting in robustly regenerated human muscle that can serve as a model for preclinical studies.

Complex human diseases can be challenging to model in traditional laboratory model systems. Here, we describe a surgical approach to model human muscle disease through the transplantation of human skeletal muscle biopsies into immunodeficient mice.

면역 결핍 마우스에서 인간 골격 근 이종이식 수행

Treatment effects observed in animal studies often fail to be recapitulated in clinical trials. While this problem is multifaceted, one reason for this ...