그림 2 , 그림 4에서 사용 하는 FDAAs의 선물에 감사 마이클 VanNieuwenhze (인디애나 대학) 하 고. 우리는이 원고 준비 중 피드백에 대 한 갈색 연구소의 회원을 감사합니다. A. tumefaciens 세포 성장 및 부문에 갈색 랩에서 연구는 국립 과학 재단 (IOS1557806)에 의해 지원 됩니다.

1. A. tumefaciens 긴장의 성장
<ol><li>
A. tumefaciens 종자를 배양
	<ol>
<li>메 마른 나무 지팡이 또는 피펫으로 팁을 사용 하 여 원하는 긴장의 단일 식민지와 ATGN 성장 매체 (제조 법에 대 한 자료 목록 참조)의 1 mL를 접종. 참고: A. tumefaciens 고갈 변종에 대 한 ATGN는 필수 단백질의 생 합성을 유지 하기 위해 유도로 1mm IPTG를 포함 해야 합니다.</li>
		<li>A. tumefaciens 긴장 하룻밤 225 rpm에서 떨고와 28 ° C에 ATGN에서에서 성장.</li>
		<li>600에서 세포의 광학 밀도 측정 nm (OD600)는 분 광 광도 계를 사용 하 여. OD600 세포 배양 희석600 세 성장을 계속 하 고 ~0.2 = = ~0.6에 도달. 고갈 변종, 유도 OD600 까지 성장 계속 = ~0.6에 도달.</li>
		<li>OD600 의 A. tumefaciens wildtype 및 돌연변이 체 긴장을 사용 하 여 특정 대상 얼룩 및 시간 경과 현미경 (섹션 2와 3.1 참조) ~0.6 =. 고갈 변종에 대 한 세척 유도 (섹션 1.2 참조.)</li>
	</ol>
</li>
	<li>
A. tumefaciens 단백질 소모 종자의 특성에 대 한 유도의 제거
	<ol>
<li>작은 문화 지 수의 1 mL (OD600 = ~0.4-0.6) 실 온에서 데스크톱 원심 분리기에서 5 분 7000 x g에서 원심 분리에 의해.</li>
		<li>세척, 상쾌한 제거 하 고 신선한 미디어 유도 없이 펠 릿 resuspend (1.2.1) 위에서 설명한 대로 셀을 펠 렛. 워시 셀 신선한 미디어에 3 회 총.</li>
		<li>신선한 미디어에 마지막 펠 릿을 resuspend 하 고 OD600 세포 집중 대상 특정 염료 (섹션 2와 그림 4B-D) 또는 시간 경과 현미경 (섹션 3.2 및 그림 4A) 즉시 얼룩에 대 한 ~0.8 = . 또는, 사전 고갈 셀 원하는 시간 동안 미디어 얼룩 및 셀의 이미징 이전 유도 없이 셀을 성장 합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. 특정 대상 A. tumefaciens 셀의 얼룩
<ol><li>
형광 d 아미노 산 성 세포 벽 라벨 참고: FDAAs는 비 독성 형광 d-아미노산 A. tumefaciens peptidoglycan에 쉽게 통합 됩니다. 이 간단한 라벨링 절차 프로브 성장 라이브 셀6패턴화 합니다. 4 개의 FDAAs의 합성에 대 한 프로토콜은 사용할 수38입니다.<ol>
<li>문화 지 수의 500 µ L를 펠 렛 (OD600 = ~0.4-0.6) 데스크톱 원심 분리기에서 5 분 7000 x g에서 원심 분리에 의해. 신선한 미디어의 100 µ L에서 셀 펠 릿을 resuspend.</li>
		<li>5mm를 FDAA 세포를 집중 고 어둠 속에서 2 분 동안 품 어 씻어 5 µ L를 추가 합니다. 참고: 제한 빛을 FDAA 노출. 보육 시간 긴장의 성장 속도 따라 달라 집니다. 일반적으로, 부 화 번 배로 시간6의 5-10% 이어야 한다.</li>
		<li>원심 분리에 의해 세포를 작은 고 씻어 버퍼링 하는 인산 염 (PBS)와 펠 릿 셀 세 번.</li>
		<li>~ 50 µ L PBS에 펠 릿을 resuspend. 참고: 볼륨 PBS 사용 물의 resuspension의 펠 릿 크기에 따라 달라질 수 있습니다.</li>
		<li>0.8-1 적용 agarose 패드 및 epifluorescence 현미경 즉시 (참조 섹션 3.1 및 3.2)를 사용 하 여 이미지 셀의 µ L.<ol>
<li>또는, 더 차가운 70% 에탄올과 셀을 고정 하 여 레이블 설립을 중지 합니다. 얼음 처럼 차가운 70% 에탄올의 1 mL에 셀 펠 릿을 resuspend 하 고 15 분 동안 얼음에 품 어.</li>
			<li>원심 분리에 의해 세포를 수집 하 고 나중에 영상에 대 한 PBS의 작은 볼륨에서 resuspend. 48 시간 이내에 4 ° C와 이미지 셀 정지를 저장 합니다.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>
DNA DAPI 또는 주황색 얼룩 얼룩 참고: DNA 관찰 하 구조, 세포 DAPI 또는 오렌지 (죽은 세포 얼룩)로 표시 됩니다. 고전적인 "죽은 세포 얼룩"로 설명, 오렌지는 permeant, photostable,10이미징 라이브 세포 DNA를 사용 하는 세균성 세포의 성장에 영향을 미치지 않습니다. A. tumefaciens, 오렌지 라벨 작품 살아있는 세포에서 잘 하 고 시간 경과 현미경 (그림 3)에 적합. 대조적으로, 이미징 DAPI 스테인드 세포에 필요한 자외선 (UV) 빛 노출 phototoxic (그림 3) 이며 따라서 DAPI 얼룩 얼룩 즉시 이미징 또는 고정된 세포를 얼룩이 지기에 대 한 라이브 셀에 대 한 가장 적합 하다.<ol>
<li>DAPI 셀의 얼룩<ol>
<li>작은 문화 지 수의 1 mL (OD600 = ~0.4-0.6) 데스크톱 원심 분리기에서 5 분 7000 x g에서 원심 분리에 의해.</li>
			<li>필요한 경우 해결 하려면 염색 전에 셀, 70% 얼음 에탄올의 1 mL에 셀 펠 릿 resuspend. 10-15 분으로 원심 분리에 의해 셀 2.2.1.1에 설명 된 수집에 대 한 얼음에 품 어.</li>
			<li>1 ml의 PBS DAPI 재고 솔루션 (1 mg/mL; 참조 자료 테이블)의 1 µ L을 포함 하는 셀 펠 릿 resuspend. Pipetting으로 부드럽게 혼합 하 고 어둠 속에서 5 분 동안 품 어.</li>
			<li>5 분 동안 7000 x g에서 원심 분리 하 여 세포를 작은 고 초과 DAPI를 제거 하는 PBS의 1 mL에 resuspend. 셀을 두 번 더 세척 하 고 50 µ L PBS 또는 미디어에 펠 릿을 resuspend.</li>
			<li>0.8-1 적용 agarose 패드 및 즉시 epifluorescence 현미경 검사 법을 사용 하 여 이미지 셀의 µ L. 3.1 및 3.2 섹션을 참조 하십시오. 참고:이 프로토콜은 시간 경과 현미경 관찰 염색체 역학 (그림 3)에 대 한 최적의. 주황색 얼룩 (2.2.2 섹션 참조) 대신 사용 하십시오.</li>
		</ol>
</li>
		<li>라이브 셀의 오렌지 얼룩</li>
		<li>작은 문화 지 수의 1 mL (OD600 = ~0.4-0.6) 데스크톱 원심 분리기에서 5 분 7000 x g에서 원심 분리에 의해. 오렌지 재고 솔루션의 1 µ L을 포함 하는 PBS의 1 mL에 셀 펠 릿 resuspend (자료 목록 참조). Pipetting으로 부드럽게 혼합 하 고 어둠 속에서 5 분 동안 품 어.</li>
		<li>원심 분리에 의해 세포를 작은 고 초과 오렌지를 제거 하는 PBS의 1 mL에 resuspend. 셀을 두 번 더 세척 하 고 50 µ L PBS에 펠 릿을 resuspend.</li>
		<li>0.8-1 적용 agarose 패드 및 즉시 epifluorescence 현미경 검사 법을 사용 하 여 이미지 셀의 µ L. 3.1 및 3.2 섹션을 참조 하십시오. 참고:이 프로토콜 라이브 세포에서 잘 작동 하 고 염색체 역학 (그림 3) 관찰 시간 경과 현미경에 적합. 그것은 바로 이미지를 편리 하 게, 셀 차가운 70% 에탄올 (참조 섹션 2.2.1.2)에서 수정 수 있습니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
막 라벨 참고: 닥터지 styryl 형광 염료 4-64 사용 되었습니다 광범위 하 게 세균 세포의 막을 관찰 하. 많은 박테리아와 달리 4-64 A. tumefaciens 셀 표시 균일 하 게, 레이블을 하지 않습니다 하지만 오히려 자주 "편 자" 패턴14,15전시. 놀랍게도, 반면 오래 된 극 하지 표시 달아 얼룩 없는 거의 성장 극이 이다. 따라서, 4-64 A. tumefaciens에 막 구조와 세포 성장 패턴의 시각화 수 있습니다.<ol>
<li>지 수 단계 세포 배양의 1ml에 8 µ g/mL의 최종 농도에 FM 4-64를 추가 하 고 어둠 속에서 5 분 동안 실 온에서 품 어.</li>
		<li>탁상용 원심 분리기에 5 분 동안 7000 x g에서 원심 분리 하 여 레이블이 지정 된 셀을 작은 고 1 mL의 PBS에 셀 펠 릿 resuspend. 워시 셀 과잉 염료를 제거 하는 데 세 번의 총.</li>
		<li>PBS의 및 즉시 이미지를 agarose 패드에 자리 작은 볼륨에서 셀 resuspend (섹션 3.1 및 3.2 참조) 주의: 셀 해야 합니다 수 몇 군데 즉시 특성 라벨 패턴을 관찰 하는 것.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. A. tumefaciens 셀의 이미징
<ol><li>
Agarose 패드 준비 참고: 그림 1 에 이미지 시퀀스 (패널 A)과 시간 경과 현미경 검사 법에 대 한 준비는 전형적인 agarose 패드의 회로도 (패널 B)가 포함 되어 있습니다. Agarose 패드는 일반적으로 필요에 따라 준비 됩니다.<ol>
<li>3.1.1. 가이드와 컷은 22 m m x 22 m m 실험실의 광장 가장자리 주위 메스를 실행 하 여 (자료 목록 참조) 영화는 coverslip를 사용 합니다.</li>
		<li>~ 2-5를 떠나 실험실 영화 센터 잘라 사각형 agarose 패드에 대 한 가스 켓으로 m m 테두리. 센터 컷아웃을 삭제 합니다.</li>
		<li>영화 가스 켓 (자료 목록 참조)는 암모니아 및 알코올 무료 청소기 청소 유리 슬라이드 (75 m m x 25 m m)에 배치 하 고 영화는 약간 유리 ( 그림 1A에서 상단 이미지)에 녹을 때까지 열. 녹기 연구소 영화, 70 ° C로 열 블록 설정의 가장자리를 사용 하 여 또는 프레임 가볍게 녹아.</li>
		<li>Agarose 솔루션 ~0.075 g agarose를 혼합 하 여 준비 (자료 목록 참조) 작은 플라스 크에서 미디어의 5 ml에서. 열 믹스는 agarose 해산 때까지 솔루션을 주기적으로 소용돌이 함께 전자 레인지에서 솔루션은 분명 하다. Agarose 솔루션 55-70 ° C에서 유지 하 고 48 시간 안에 여러 agarose 패드의 건설에 대 한 사용.</li>
		<li>피 펫 미디어는 가스 켓의 중심으로 1.2-1.5 %agarose 포함. 참고: 미디어의 볼륨은 일반적으로 50-60 µ L 하지만 가스 켓 크기에 따라 달라 집니다. 추가 미디어 감기 슬라이드를 너무 빨리 응고 agarose를 발생할 수 있습니다, 따라서 슬라이드 보관 해야 따뜻한 표면에. 열 블록의 가장자리 설정 70 ° C 작동 잘 합니다. 물 agarose 또는 버퍼링된 agarose 솔루션 버퍼링 하는 인산 염 (PBS) agarose는 지속적인된 세포 성장 필요 하지 않습니다 응용 프로그램 포함 된 미디어 대신 사용할 수 있습니다. 고갈 긴장 이미징, 유도 될 수 있습니다 제시 또는 미디어에서 결 석. 반면 유도의 부재는 소모 형을 발표할 예정 이다 유도의 존재는 컨트롤로 사용할 수 있습니다.</li>
		<li>장소는 coverslip 균일 하 게 배포는 agarose 가스 켓.</li>
		<li>Agarose 패드에 세포 현 탁 액 표면에 적용 될 때의 풀링 주름된 표면에 발생이 ~ 2 분 피 agarose 패드의 overdrying에 대 한 응고에 멋진, 레벨 표면에 슬라이드를 놓습니다.</li>
		<li>Agarose 패드에서 coverslip 조심 스럽게 미십시오. 주의:이 단계를 돌진 하지 마십시오. Agarose 패드 쉽게 찢을 수 있다 그리고 고르지 못한 agarose 패드 어려운 이미지를 만들 수 있습니다.</li>
		<li>허용 공기 agarose 패드 1-2 분에 대 한 건조 실 온에서 패드의 표면 건조가 나타날 때까지. Agarose 만드는 공기 주머니 (중간 이미지, 그림 1A);의 작은 스트립을 제거 메스를 사용 하 여 공기 주머니 일반적으로 ~ 2 m m x 7-10 m m 이며 A. tumefaciens 셀 공기 주머니 (그림 1C) 근처 최고의 성장 하는 경향이 있다. 참고: 이미징 고정 셀 또는 성장 모니터링 되지 않습니다 조건, 공기 주머니는 필요 하지 않습니다.</li>
		<li>자리 0.8-1 µ L agarose 패드와 새로운 coverslip 커버에 셀의. 부드럽게 agarose 패드의 표면에 세포를 분산을 agarose 패드 위에 coverslip 장소.</li>
		<li>녹 인된 VALAP를 사용 하 여 하는 coverslip의 가장자리를 밀봉 (제조 법; 자료 표 참조 그림 1A, 하단 이미지). 모든 가장자리와 모서리는 coverslip의 인감을 실패 이미징 동안 셀의 표류로 이어질 것입니다 agarose 패드의 건조를 일으킬 수 있습니다. 참고:는 coverslip의 씰링만 장기 시간 경과 영상에 대 한 필요 합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56497/56497fig1.jpg"> 그림 1: Agarose 패드 준비. (A) agarose 패드 준비 프로토콜의 순서를 이미지. 이미지 1 실험실 영화 가스 켓과 슬라이드입니다. 이미지 2, agarose 패드와 공기 주머니 시각화 됩니다. 마지막으로 이미지 3 전체 agarose 패드는 coverglass 아래 셀으로 표시 하 고 VALAP 봉인. 시간 경과입니다 agarose 패드의 (B) 회로도 제공 됩니다. Agarose 패드의 주요 특징은 회로도에 표시 되어 있습니다. (C) 공기 주머니 agarose 패드에 A. tumefaciens 성장의 승진. 20 시간 동안 agarose 패드에 성장 wildtype A. tumefaciens 셀의 이미지 표시 됩니다. 이미지는 점점 공기 주머니에서 먼 위치에 촬영 했다. 이미지의 가장 가까운 가장자리에서 거리 공기 주머니를 각 이미지 위에 표시 됩니다. 눈금 막대 = 10 µ m. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56497/56497fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<ol start="2"><li>
이미징 참고: 미분 간섭 명암, 위상 대조 및 epifluorescence 이미징 하드웨어 기반 autofocusing, 자동화 된 단계, 표준 필터, LED 광원, 60 X 기름 침수 거꾸로 현미경으로 수행 됩니다. 단계 대조 또는 차동 간섭 콘트라스트 (DIC), 목표 (1.4 없음) 고 1 K 전자 멀티 충전-결합-장치 (EMCCD) 카메라. 현미경은 온도 제어 룸에 배치 되어야 합니다. 또는 따뜻한 무대 또는 챔버 이미징 동안 일관 된 온도 유지 하기 위해 사용할 수 있습니다.<ol>
<li>Epifluorescence 현미경 검사 법 참고: 라이브 셀의 형광 이미징, 그것은 이미지 취득의 수를 제한 하 고 photobleaching 및 phototoxicity을 최소화 하기 위해 노출 시간을 최적화 하는 데 필요한. 각 염료의 이미지에 대 한 충분 한 형광 탐지를 제공 하지만 photobleaching 또는 phototoxicity로 이어질 하지 않는 최적의 노출 시간을 찾을 수는 것이 좋습니다. 그림 2-4, 200 ms의 노출 시간 모든 형광 이미지 사용 되었다. 그림 3에 표시 된 시간 시퀀스에 대 한 이미지 3 시간 마다 10 분을 인수 했다.<ol>
<li>원하는 목표에 침수 기름을 놓고 거꾸로 슬라이드 슬라이드 홀더에 스테이지에 배치 합니다. 초점 조절 손잡이 사용 하 여 초점으로 셀을가지고.</li>
			<li>취득 단계 (DIC)에 이미지와 원하는 형광 필터. 참고: 그림 2, 그림 3및 그림 4 에서 사용 하는 얼룩에 대 한 최대한의 여기 및 방출 파장은 다음과 같습니다: HADA (405/460), 나 (450/555) 다, 타다 (555/570), 4-64 (515/640), DAPI (360/460), 오렌지 (547/570).</li>
		</ol>
</li>
		<li>시간 경과 현미경 참고: 시간 경과 현미경 검사 법 중 다음 특징은 컴퓨터 제어: x, y, 및 z 위치, 셔터, 및 형광 필터. 하드웨어 기반 자동 초점 시스템은 시간 경과 영상 동안 초점을 유지 하기 위해 최적의. 또한, 소프트웨어 기반 자동 초점 루프를 사용할 수 있습니다.<ol>
<li>원하는 목표에 침수 기름을 놓고 거꾸로 슬라이드 슬라이드 홀더에 스테이지에 배치 합니다. 초점 조절 손잡이 사용 하 여 초점으로 셀을가지고.</li>
			<li>필요한 경우: 취득 여러 (x, y) 위치. 임의로 agarose 패드의 공기 주머니에 가까운 근접에서 셀의 10 필드를 선택 합니다.</li>
			<li>시간 순서 인수 이미지 단계 또는 DIC에 원하는 시간 간격 설정 했다. 참고: 그림 4에 표시 된 시간 시퀀스에 대 한 DIC 이미지 30 ms 노출 14 h에 대 한 모든 10 분 인수 했다. 시간 경과 현미경 중 형광 이미징 사용 하 여, photobleaching 및 phototoxicity을 최소화 하기 위해 수집 간격 및 노출 시간을 조정 합니다.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>

저자는 공개 없다.

이 프로토콜에는 A. tumefaciens wildtype, 돌연변이, 그리고 소모 긴장의 조사에 대 한 절차의 일련을 포함 되어 있습니다. 그것은 프로토콜 섹션에 나열 된 절차의 모든 성장 매체, 온도, 및 성장 속도 대 한 계정에 추가 수정 다른 세균성 긴장에 쉽게 적용할 수 있습니다 지적 가치가 있다.
대상 특정 염료를 사용 하 여 세균성 세포에서 세포 주기 이벤트의 상세한 묘사를 제공 하기 위한 귀중 한 도구입니다. 여기, peptidoglycan 삽입 패턴 형광-d-아미노산을 사용 하 여 관찰 되었다, 지질 도메인 4-64, 시각화 했다 그리고 nucleoids DAPI 또는 주황색으로 표시 했다. 각 프로토콜 세척 프로토콜을 최적화 하 고 DMSO 치료 성장 또는 형태학을 손상 되지 않습니다 보장 후 다른 박테리아에 사용 하기 위해 적용할 수 있습니다. 주요 고려 사항 세척 단계, 레이블 설립, 보육 시간 및 자동 형광을 피하기 위해 또는 다중 라벨 연구를 활성화 하는 적절 한 fluorophore의 선택에 대 한 버퍼의 선택을 포함 합니다. 예를 들어 닥터지 레드-형광 막 얼룩 (4-64)에 대안은 이다 녹색 형광 막 얼룩 (1-43). 마찬가지로, 블루-그린 / 레드-형광-d-아미노산 사용할 수6,38 이며 d-아미노산 biorthogonal 핸들 클릭 화학6,7일반적인 fluorophores에 활용 된 수 있습니다. 오렌지 형광 cyanine DNA 뿐만 아니라 마지막으로, 염색, 형광 cyanine DNA 염료를 사용할 수 잘 수행 녹색 살아있는 세균성 세포10. 박테리아에 필수적인 과정으로 기계 론 적인 통찰력을 얻기 위해 형광 단백질의 관찰 대상 특정 염료와 함께 표시 하는 키 셀 구조의 시각화를 결합할 수 있습니다.
이러한 프로토콜 A. tumefaciens 고갈 얼룩의 현미경 관찰을 위한 조건 필요를 포함 하 고 다른 박테리아에서 단백질 소모 계통에이 접근을 확장 하는 것. 세포는 성장 멈추거나 lyse 전에 조사를 완료 하는 제한 시간으로 고갈 종자의 특성 특히 전하실 수 있습니다. 그것은 적절 하 게 라벨링; 하는 동안 과잉 염료의 모든 흔적을 제거 하려면 셀을 세척 하는 중요 한 그러나, 일부 셀 필수 단백질의 고갈 단계 세척에 민감한 그들을 일으킬 수 있는 그들의 세포 표면에 결함이 있다. 세포 배양의 시작 볼륨 증가 세척 단계 동안 세포의 손실을 보상 하는 것을 도울 수 있다. 고갈 종자 세포 막 또는 세포 벽을 손상 하는 세포 세포의 용 해 유도 없이 액체 문화에서 성장 하는 때 경향이 있을 수 있습니다. Osmoprotectant (5% 자당 작품 잘 A. tumefaciens)의 포함 세포 형태를 유지 하 고 소모 하는 동안 세포 세포의 용 해를 제한할 수 있습니다. 그것은 경험적으로 미리 형광 염료와 염색 전에 세포를 고갈 하는 시간의 적절 한 금액을 결정 해야 합니다. Permeablized 막 또는 세포 벽 세포 세포 세포의 용 해 또는 이미징의 소모 시간 점 특히 도전 하는 형광 성 시 약으로 비 선택적 라벨 경향이 있을 수 있습니다.
A. tumefaciens (또는 다른 세균성 세포)의 시간 경과 현미경에 대 한 중요 한 단계는 agarose 패드의 준비 합니다. Agarose 패드 수준 시간 경과 현미경 실험을 통해 좋은 초점을 보장 하기 위해 필요 합니다. 또한,는 coverslip agarose 패드 건조 초점면을 변화를 방지 하기 위해 완전히 밀봉 되어야 한다. A. tumefaciens, 산소가 세포 성장에 대 한 필요 합니다. 공기 주머니 근처 영상 긴 시간 경과 현미경 실험 (그림 1C) 동안 강력한 성장의 A. tumefaciens 를 얻을 필요가 있다. 세포 성장 하거나 성장 하는 불과 몇 시간 후 중지 실패, 그것은 더 큰 공기 주머니와 공기 주머니 근처 이미지 agarose 패드를 준비 하는 것이 좋습니다. 적절 한 공기 주머니와 함께 패드도 잘 건설된 agarose는만 ~ 24 h의 최대 A. tumefaciens 성장을 지원할 수 있습니다. 시간 경과 시퀀스 더 이상 필요한 경우, 마이크로 또는 흐름 세포를 고려 한다와 같은 대안 접근 한다. 세포 이미징 동안 초점 드리프트, 경우 agarose 패드 수준과 coverslip 아래 제대로 된 인지 확인 합니다. Note는 근처 완벽 한 agarose 함께 패드, 일부 셀 초점, 표류 하는 것이 가능 하다 따라서 여러 필드와 자주 바꾸고 이미징이 좋습니다. 다른 박테리아에 대 한 준비 agarose 패드의 대체 방법은 고려해 야 합니다41,,4243 최고의 박테리아의 성장 요구를 충족 시키는. Agarose 패드는 또한 시간 경과 불필요 한 때 셀 레이블 또는 고정 셀의 이미징 동안 immobilizing 유용 합니다. 이 경우에 coverslip 씰링은 agarose 패드까지 저장 될 수 있는 생성 하는 데 필요 하 고 대체 방법을 나중 적절 한43있을 수 있습니다.
전반적으로, 특정 대상 염료와 시간 경과 현미경을 사용 하 여 박테리아에 기본적인 과정에 대 한 통찰력을 제공할 수 있습니다. 여기, 우리 질 성 4-64 염료로 및 특성 극 지와 septal 라벨 형광-d-아미노산 A. tumefaciens에 보통 말굽 패턴을 보여 줍니다. A. tumefaciens 에 이러한 패턴의 관찰이 박테리아44 의 극 증가와 일치 하 고 비슷한 연구 다른 박테리아에 패턴화 하는 성장에 대 한 정보를 공개 수 있습니다 높습니다. 찾는 오렌지 같은 cyanine 염료는 적당 한 시간 경과 현미경 연구10 (그림 3)에 대 한 하면 핵양체 형태학의 조심 연구 wildtype 및 돌연변이 체 긴장에서 세포 성장을 하는 동안. 필수 단백질의 고갈 동안 특정 대상 염료 형광 이미징 단백질의 기능을 결정 하는 주요 관찰을 제공할 수 있습니다. 마지막으로, 이러한 염료의 많은 다른 스펙트럼 속성으로 사용할 수 있기 때문에, 동시에 여러 개의 레이블을 사용 하 여 연구는 세포 주기 진행 하는 동안 필수 프로세스의 조정에 대 한 통찰력을 사용 해야 합니다.

세균성 세포 주기 진행, 막과 세포 벽 생 합성, 분리, DNA 복제와 세포 분열을 포함 하 여 많은 프로세스의 필요 합니다. 완벽 하 게 이해 하려면 세균성 세포 생물학의 복잡성, 그것은 이러한 필수 이벤트; 공부 하는 데 필요한 그러나이 통로의 주요 구성 요소는 mutagenized 때 세포 생존 능력은 손상 이후,이 아닌-사소한 작업입니다. 대상 특정 염료와 결합 하는 Epifluorescence 현미경 wildtype 및 돌연변이 세균성 긴장에 필수적인 프로세스를 조사 하는 강력한 접근 이다.
Peptidoglycan 특정 염료 등 형광-d-아미노산 (예를 들어 7-hydroxycoumarin-3-carboxylic 산-3-아미노-d-알라닌, HADA; 4-chloro-7-nitrobenzofurazan-3-amino-d-알라닌이 형광 항생제 (vancomycin-플로리다, bocillin-FL) 나 다; tetramethylrhodamine-3-아미노-d-알라닌; 여 깄 어 요)입니다. 그람 양성 세균에 peptidoglycan 생 합성의 사이트를 조사 하에 형광 항생제 아날로그의 sublethal 농도 사용 하 여 공개 peptidoglycan 삽입 패턴1,2, 효과적인 전략 되었습니다. 3,4. 형광 vancomycin 라벨 삽입 패턴 고정 된 그람 음성 박테리아5는 peptidoglycan에 통찰력을 얻을 하는 데 사용 되었습니다, 하는 동안 외부 막 일반적으로 형광의 사용을 방지 하는 침투성 방 벽을 제공 라이브 셀에 peptidoglycan 생 합성에 대 한 조사로 항생제. 반면, 형광-d-아미노산 또는 d-아미노산 biorthogonal 기능 그룹의 짧은 펄스 covalently 살아있는 세균성 세포6,7의 넓은 범위에 최근 peptidoglycan 삽입의 레이블. 합성 d-아미노산으로 관찰 된 peptidoglycan 삽입의 패턴 등이 punctate septal (대장균 및 새 균의 subtilis), 극 지와 septal (Agrobacterium tumefaciens 및 Listeria monocytogenes), septal만 (황색 포도상구균), 그리고 꼭대기 (Streptomyces venezuelae)6,7. 이러한 관측 나타냅니다 박테리아 세포 벽 속의 다양 한 패턴을 전시 하 고 합성 d-아미노산 성장 패턴을 조사 하기 위한 조사로의 사용은 많은 박테리아에 귀중 한 전략 이다.
세균 염색체 분류 염료 포함 deoxyribonucleic 산 (DNA) 특정 작은 강 저 바인더 (4, 6-diamidino-2-phenylindole; DAPI)와 높은 선호도 cyanine 염료 (녹색 및 오렌지; 자료 목록 참조). 고정된 셀의 얼룩 DAPI DAPI 라이브 셀의 얼룩은 세균 생존9를 나타내는 데 사용 하는 반면 환경 샘플8, 박테리아의 열거 지원 합니다. 반면, cyanine 염료와 같은 오렌지와 녹색 자주 설명으로 막 impermeant "죽은" 셀 비 가능한 셀9열거 하 얼룩. 놀랍게도, 이러한 시 약은 세포 성장 하는 동안 세균의 핵양체의 형태를 조사 하는 데 사용 됩니다, DAPI, 주황색과 녹색 했다 모든 표시 막 permeant 고 라이브 셀10라벨의 것. 대장균 세포 살고, DAPI DNA의 얼룩 때문에 자동 형광 확산 세포질에서 나타나고 DAPI 스테인드 셀의 자외선 (UV)에 반복된 노출 perturbs 핵양체 구조10. 얼룩 대장균 또는 오렌지와 B. subtilis 밝혀이 염료 permeant 막 이며, 세포 성장, DNA 복제, 또는 염색체 분리10 영향을 주지 않고 라이브 세포에서 dna 바인딩 시 오랫동안 형광을 제공 . 이러한 관측 cyanine DNA 염료 많은 박테리아의 세포 성장 하는 동안 nucleoids의 형태를 모니터링 하는 데 사용 될 수 있다는 것이 좋습니다.
Phospholipid-specific stryl N-(3-triethylammoniumpropyl)-4-(6-(4-(diethylamino) 페 닐 등 염료) hexatrienyl) pyridinium dibromide (4-64; 참조 자료 목록) 양이온 화합물 및 부정 청구와 우선적으로 연결 인지질 cardiolipin 및 phosphatidylglycerol11등. 독특한 패턴 4-64 다른 박테리아의 멤브레인을 사용 하는 경우 관찰 된다. 대장균, 4-64 측면 벽을 따라 밴드에 폴란드에서 농축 하 고 부서 사이트의 pre-divisional에서12세포. 새 균의 subtilis에서 4-64 라벨 지질 나선13의 시각화 수 있습니다. Agrobacterium tumefaciens, 4-64 레이블 외부 막 하 고 있는 성장 극은14,15라벨 없는 특성 "편 자" 패턴에서 관찰 됩니다. 이러한 관찰이이 박테리아 세포 비대칭을 지질 도메인의 존재로 인해 다른 유형의 지질 배포판을 나타납니다. 4-64 확산 라벨의 존재와 같은 표시 패턴의 변화, blebs 또는 소포, invaginations, 또는 막 수축 수 있습니다 배포 또는 지질 생 합성에 영향을 주는 돌연변이 특성화에 유익.
세포를 얼룩이 지기, 넘어 필수 프로세스에 참여 하는 단백질의 기능을 결정은 필요 합니다. 필수 단백질의 특성은 필수 유전자를 삭제 하는 phenotypic 결과 공부 불가능 하기 때문에 기술적으로 도전적 이다. 따라서, 단백질을 고갈 다른 방법 등장 했습니다. 예를 들어 필수 유전자의 네이티브 발기인 보다는 유도할 수 있는 발기인의 컨트롤 아래 놓일 수 있다. 유도할 수 있는 발기인은 반응 작은 분자와 같은; 16, 이소프로필 β-d-1-thiogalactopyranoside (IPTG)17,,1819,20,21, arabinose22,23, vanillate17,아연 xylose23, 따라서 대상 유전자의 녹음 방송을 중단 하 고 관심사의 단백질은 유도 제거 될 때 고갈. 필수 단백질의 고갈에 대 한 대체 방법이 포함 합성 riboswitches24 CRISPR 간섭25,26 대상 유전자의 전사를 방해 작은 분자 RNA 상호 작용을 사용 하 대상 유전자의 유도할 수 있는 단백질 저하27,28 ClpXP 효소에 의해 저하에 대 한 대상 단백질을 펩 티 드 태그를 사용 하 여 블록 전사 하. 따라서, 단백질 소모 하는 동안 시간이 지남에 세포의 현미경 이미징 특성에 대 한 강력한 접근은, 세포 생존 능력을 잃기 전에 고갈 긴장 특성화에 대 한 짧은 시간을 제공 합니다. 실제로, 살아있는 세균성 세포의 현미경 연구원 세포 모양 유지 보수, 분 비, 및 구획29의 메커니즘을 포함 하 여 기본적인 생물 학적 과정에 대 한 통찰력을 얻을 수 있게 되었습니다.
A. tumefaciens 는 세균성 식물 병원 체30 자연 유전자 엔지니어31,32입니다. 따라서, 메커니즘 관련 pathogenicity를 포함 한 호스트 병원 체 상호 작용33,,3435, 분 비36및 호스트 변환30,31, 37 광범위 하 게 조사. A. tumefaciens 중재 질병을 방지 하거나 공장 변환 향상 전략, 디자인에 A. tumefaciens 생존을 위한 필수 프로세스 더 나은 이해를 해야 합니다. 대상 특정 염료를 사용 하 여 A. tumefaciens18 단백질 소모 전략의 최근 개발 필수 프로세스를 조사 하는 수단을 제공 합니다.
여기, A. tumefaciens 의 wildtype, 돌연변이, 그리고 단백질 소모 긴장의 미세한 분석에 대 한 상세한 프로토콜 제공 됩니다. 처음 두 개의 프로토콜 셀을 준비 하 고 특정 대상 염료로 레이블을 지정 하는 방법을 설명 합니다. 세 번째 프로토콜 agarose 패드 (그림 1)를 준비 하 고 (그림 2, , 그림 3 그림 4) 세균성 세포 이미징에 대 한 단계별 지침을 제공 합니다. 이러한 프로토콜은 다양 한 미디어 조건, 성장 속도, 산소 요구 사항 및 셀 구조에 대 한 계정에 추가 적응으로 다른 박테리아에 대 한 적합 한 수도 있습니다.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Bacterial Strains</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agrobacterium tumefaciens C58</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>33970</td>
			<td>Watson B, Currier TC, Gordon MP, Chilton MD, Nester EW. 1975. Plasmid required for virulence of Agrobacterium tumefaciens. J Bacteriol 123:255-264.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agrobacterium tumefaciens C58&#916;tetRA::mini-Tn7T-GM-Ptac-ctrA &#916;ctrA</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Figueroa-Cuilan W, Daniel JJ, Howell M, Sulaiman A, Brown PJB. 2016. Mini-Tn7 insertion in an artificial attTn7 site enables depeltion of the essentail master regulator CtrA in the phytopathogen Agrobacterium tumefaciens. Appl Environ Microbiol. 82:5015-5025.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Media Components</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ATGN Minimal Medium</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>To 1 L of sterilized water add 50 ml 20X Buffer, 50 ml 20X Salts, 12.5 ml 40% glucose. For plates, add 15 g Bacto Agar to 1 L of water and autoclave. Cool to 55 &#176;C and add 50 ml 20X Buffer, 50 ml 20X Salts, 12.5 ml 40% glucose.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20X AT Buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Add 214 g/L KH2PO4 to water and adjust pH to 7.0 with sodium hydroxide. Autoclave.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaOH</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP359</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>P288</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20X AT Salts</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Add 40 g/L (NH4)2SO4, 3.2 g/L MgSO4&#8226;7H2O, 0.2 g/L CaCl2&#8226;2H2O, and 0.024 g/L MnSO4&#8226;H2O to water. Autoclave.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(NH4)2SO4</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>A701</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4&#8226;7H2O</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP213</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2&#8226;2H2O</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP510</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MnSO4&#8226;H2O</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>M114</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>D16</td>
			<td>Prepare 40% stock in water. Filter sterilize.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacto Agar</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP1423</td>
			<td>Add 15 g to 1 L of water when preparing plates.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optional Media Additives</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kanamycin</td>
			<td>GoldBio</td>
			<td>K-120</td>
			<td>Prepare as a 100 mg/ml stock solution in water and filter sterilize. Use at final concentration of 200 &#181;g/ml.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IPTG</td>
			<td>GoldBio</td>
			<td>I2481C5</td>
			<td>Prepare as a 1 M stock solution in water and filter sterilize. Use at final concentration of 1 mM as needed for induction.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscopy Materials</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope Slides</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>12-550D</td>
			<td>25 X 75 X 1.0 mm. Clean with Sparkle glass cleaner.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope Cover Glass</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>12-541-B</td>
			<td>22 X 22 mm. No. 1.5. Clean with Sparkle glass cleaner.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sparkle Glass Cleaner</td>
			<td>Home Depot</td>
			<td>203261385</td>
			<td>Ammonia and alcohol free.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultra Pure Agarose</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>16500-100</td>
			<td>Add to water, PBS, or media to a final concentration of 1 - 1.5%. Melt in microwave and place on 70 C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP399500</td>
			<td>10X solution to be diluted to 1X with sterile water.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM-999</td>
			<td>Laboratory film used as gasket in agarose pad preparation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VALAP</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Add equal weights of lanolin, parafin wax, and petroleum jelly to a conical tube. Heat tube in 70 &#176;C dry, bead or water bath to melt and mix. Apply VALAP while still molten.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lanolin Butter</td>
			<td>SAAQIN</td>
			<td>SQ-LAB-R1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petroleum Jelly</td>
			<td>Target Corp.</td>
			<td>06-17644</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraffin Wax</td>
			<td>Crafty Candles</td>
			<td>263012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Target-specific dyes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMSO</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP231-1</td>
			<td>Use to dilute stock solutions of dyes as needed.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FDAAs (NADA, HADA,TADA)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>FDAAs can be synthesized or acquired through agreement with Mike VanNieuwenhze (Indiana University). Prepare 100 mM stock solution in DMSO. Use at a final concentration of 5 mM.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>62247</td>
			<td>Prepare 1 mg/ml stock solution in DMSO. Use at final concentration of 1 &#181;g/ml.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SYTOX Orange Nucleic Acid Stain</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>S11368</td>
			<td>Stock concentration is 5 mM in DMSO. Use at final concentration of 5 &#181;M.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FM4-64</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>T3166</td>
			<td>Prepare 8 mg/ml stock solution in DMSO. Use at final concentration of 8 &#181;g/ml.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry bath</td>
			<td>Sheldon Manufacturing, Inc.</td>
			<td>52120-200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metallic thermal beads</td>
			<td>Lab Armor</td>
			<td>42370-002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epifluorescence microscope equipped with an EMCDD camera</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Nikon Eclipse TiE equipped with a QImaging Rolera em-c2 1K electron-multiplying charge-coupled-device (EMCCD) camera is used in this work.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

live cell fluorescence microscopy to observe essential processes during microbial cell growth

세균의 생존에 필수적인 단백질의 기능에 의존 하는 DNA 복제 및 분리, 단백질 합성, 세포 벽 생 합성 및 세포 분열 등의 핵심 세포 프로세스. 이러한 프로세스를 이해 하는 더 나은 프로브로 대상 특정 염료의 시리즈를 사용할 수 있습니다. 닥터지 염료와 염색 법 막 구조 관찰, 지질 microdomains의 시각화 및 막 blebs의 감지 수 있습니다. 형광-d-아미노산 생 합성 peptidoglycan의 사이트를 조사 하는 (FDAAs)의 사용은 세포 벽 속 또는 셀 성장 패턴에 잠재적인 결함을 나타낼 수 있습니다. 마지막으로, 핵 산 얼룩 DNA 복제 또는 염색체 분리 가능한 결함을 나타낼 수 있습니다. Cyanine DNA 레이블 셀 생활 얼룩 되며 시간 경과 현미경 세포 성장 동안 핵양체 형태학의 실시간 관측을 사용에 적합 합니다. 막 구조, 세포 벽 속, 또는 염색체 분리에 결함을 식별 하기 위해 단백질 소모 돌연변이에 셀 라벨에 대 한 프로토콜을 적용할 수 있습니다. 또한, 시간 경과 현미경 모니터 형태학 상 변화는 필수적인 단백질 제거 되 고 단백질 기능에 대 한 추가적인 통찰력을 제공할 수 있습니다 사용할 수 있습니다. 예를 들어 필수 세포 분열 단백질의 고갈 결과 filamentation 또는 분기, 반면 세포 성장 단백질의 고갈 짧은 또는 둥글게 되는 셀을 발생할 수 있습니다. 여기, 세포 성장, 특정 대상 레이블 및 시간 경과 현미경 검사 법 프로토콜 Agrobacterium tumefaciens세균성 식물 병원 체에 대 한 제공 됩니다. 대상 특정 염료 및 시간 경과 현미경에 필수적인 프로세스의 특성을 사용 하는 함께, A. tumefaciens. 마지막으로, 제공 하는 프로토콜 프로브 다른 박테리아에 필수적인 프로세스를 쉽게 수정할 수 있습니다.

대상별 wildtype의 라벨 A. tumefaciens 셀 그 셀 형태를 설명 하기 위해 영향을 받지 않습니다 세척 단계 또는 (는 형광 염료를 희석 하는 데 사용 됩니다) 1 %DMSO 치료, 세포로 세포 세척 후 문화 (그림 2A, 맨 왼쪽된 패널)에서 직접 몇 군데 있었다 원심 분리 1.2 (그림 2A, 왼쪽된 패널), 또는 10 분 동안 1 %DMSO 세포 배양 및 세포 (그림 2A, 오른쪽 패널) 세척 후 설명 이러한 이미지 보여주는 형태 세척 또는 DMSO의 존재에 의해 영향을 받지 않습니다. 또한, 세포 성장 하지 세척 또는 성장 곡선 분석 (데이터 표시 되지 않음)에 따라 DMSO 치료에 의해 영향을. 또한, 얼음 처럼 차가운 에탄올 A. tumefaciens 를 고정 발생 하지 않습니다 총 변화 형태 (그림 2A, 맨 오른쪽 패널)에.
다음, 대상 특정 염료 wildtype A. tumefaciens 세포 내에서 세포 벽 속, 막 도메인 및 DNA 관찰에 사용 되었다. 새로운 peptidoglycan 삽입 패턴 3 형광-d-아미노산으로 다음과 같은 관찰 했다: HADA (그림 2B, 왼쪽 패널), 나 다 (그림 2B, 센터 패널), 그리고 타다 (그림 2C, 오른쪽 패널). 모든 세 개의 레이블 실험, 새로운 peptidoglycan 라벨 성장 극 또는 세포의 심장에서 농축 했다. 이러한 성장 패턴 FDAA 선택 다른 얼룩 또는 붙일 레이블된 단백질을 표현 하는 세포와 듀얼 라벨 사용 하도록 수정할 수 있습니다 나타내는 모든 3 개의 FDAAs와 일관 되 게 관찰 되었다. 닥터지 염료 4-64는 우선적으로 A. tumefaciens 셀 특성 말굽 패턴 (그림 2C) 결과의 오래 된 극 지역 라벨. 오렌지 (2D 그림, 왼쪽된 패널)와 DAPI (2D 그림, 오른쪽 패널) 레이블 DNA 내에서 A. tumefaciens 셀 살고 있습니다. 늦은 pre-divisional 셀에 두 개의 뚜렷한 nucleoids 오렌지 얼룩과 관찰 된다, 반면 DAPI와 더 확산 나타납니다 DNA 라벨 (그림 2D) 얼룩 실험 결과와 일치에서 관찰 된 대장균10.
시간 경과 현미경 검사 법에 대 한 DNA 염료의 적합성 DAPI 또는 오렌지 핵양체 형태학의 세포 성장 하는 동안 시간 경과 영상에 적합 한지 확인 하기 위해, DAPI 분류, 레이블이 없는 동등한 비율 오렌지 라는 wildtype A. tumefaciens 셀 혼합 그리고에 발견 agarose 패드입니다. 시간 0에 초기 이미지 찍은 단계 대조, DAPI, 및 TRITC를 사용 하 여 각 셀 표시 했다 결정 하는 필터. 셀 혼합물은 다음 세 가지 다른 조건에서 몇 군데: (1) 단계 대조 현미경 검사 법만, (2) 단계 대조 및 epifluorescence 현미경 TRITC 필터 및 (3) 단계 대조 및 epifluorescence 현미경 검사 법 DAPI 필터를 사용 하 여를 사용 하 여. 이미지는 3 시간 동안 10 분 마다을 인수 했다. 모든 셀 단계 대조 현미경 검사 법 그도 오렌지 또는 DAPI 얼룩을 나타내는 손상 세포 성장 (그림 3, 맨 위 패널) 군데 사용 형광 성 얼룩 없이 잘 성장 했다. 모든 세포는 또한 위상 현미경 및 epifluorescence 현미경 TRITC 필터 (그림 3, 센터 패널)을 사용 하 여 몇 군데 잘 때 성장 했다. 오렌지 라벨 photobleaching는 하지만 적어도 2 시간 (200 ms의 13 총 노출), 관찰 될 수 있다 살아있는 세포의 단기입니다이 염료의 적합성을 나타내는. 라벨에 관계 없이 모든 셀 중지 한 시간 성장 단계 현미경 및 epifluorescence 현미경 DAPI 필터 (그림 3, 하단 패널)을 사용 하 여 군데. 이 관찰에는 A. tumefaciens 자외선 노출에 민감한 이며 시간 경과 현미경 실험에 대 한 이미징에 대 한 자외선 필터를 요구 하는 염료를 피해 야 한다 나타냅니다 보여 줍니다.
시간 경과 이미징 및 특정 대상의 라벨은 A. tumefaciens 고갈 스트레인 Transposon mutagenesis39 포화와 삭제 스트레인18,40 구성 실패 마스터 레 귤 레이 터 단백질, CtrA, A. tumefaciens에 필수적 임을 나타냅니다. 고갈 긴장의 미세한 분석의 가치를 입증 하는 앞에서 설명한 ctrA 고갈 스트레인18 현미경 검사 법에 의해 특성화를 복종 되었다. 그림 4A, 시간 경과 현미경의 ctrA 고갈 세포는 ctrA 식의 성장을 비교 하 사용 되었다 는 유도 (맨 위) 및 uninduced (아래). CtrA, 존재는 단일 셀 microcolony 14 h 이내에 상승을 했다. 대조적으로, CtrA 소진 되었다 때 셀 lysed 하거나 분할 하는 데 실패 합니다. 셀 분할 하지 못한 전시 중간 셀에서 및 셀에서 반올림 등 심한 형태학 변화. 이러한 관측 CtrA 세포 분열의 조절에 중요 한 기능을가지고 것이 좋습니다.
그림 4B-D, 형광 염료는 유도 또는 10 헤 셀에 대 한 ctrA 의 고갈 펄스 2 분 (그림 4B) 나 다와 함께 표시 했다 ctrA 고갈 스트레인 하 사용 되었다. 때 CtrA 존재 했다 (위 패널), 극 지 peptidoglycan 생 합성 관찰 되었다. 대조적으로, 폴란드에 발생 한 광범위 한 나 다 라벨 고 큰 중간 셀 swellings 발생 했습니다 CtrA 고갈 되었다. 이 관측은 분할 하는 세포의 실패에도 불구 하 고 지속적인된 peptidoglycan 종합 일치 합니다. Cyanine DNA 염색 오렌지 ctrA 고갈 스트레인 (그림 4C)에 DNA 배포 하 사용 되었다. CtrA 현재 일 때, 성장 하는 세포 DNA의 동등한 배급 그리고 nucleoids의 분리 했다 명백한 늦은 pre-divisional 셀; 반면, CtrA 소진 되었다, DNA는 균등 하 게 분산 하지 셀에 걸쳐. 이 관측 CtrA 적절 한 DNA 복제 또는 분리에 기여 하는 것이 좋습니다. 마지막으로, ctrA 소모 셀 4-64 (그림 4D)로 분류 했다. CtrA의 세포 막 얼룩 없는 성장 극 했다 특성 말굽 패턴으로 분류 됐다. 셀 CtrA의 고갈, 4-64 전체 멤브레인을 비록 한 극 하지 얼룩이 더 강렬 하 게 했다 나타났다. 이 관측 제안 세포 막 지질 microdomain 조직 CtrA 고갈 때 중단 될 수 있습니다 있지만 그대로 유지 합니다.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56497/56497fig2.jpg"> 그림 2: wildtype Agrobacterium tumefaciens 셀 대상 특정 염료와 분류의 대표 이미지. (A) 단계 대조 A. tumefaciens 셀의 이미지와 1 %DMSO 치료 하면 세척 프로토콜 후 전이나 후 차가운 에탄올으로 고정. (B) A. tumefaciens 세포의 극 성장을 형광 d 아미노 산 HADA, 나 다, 그리고 타다로 표시 됩니다. (C) A. tumefaciens 닥터지 4-64 얼룩의 얼룩. 오렌지와 DAPI DNA 특정 염료와 A. tumefaciens 셀의 (D) 얼룩. 패널 D B, 위상 대조 (맨 위) 및 epifluorescence (아래) 이미지 표시 됩니다. 셀 윤곽선 형광 이미지 참조를 위해 제공 됩니다. 눈금 막대 = 2 µ m. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56497/56497fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56497/56497fig3.jpg"> 그림 3: 비교 DAPI와 오렌지 라이브 A. tumefaciens 에 DNA의 라벨의 셀. 레이블이 없는, DAPI 레이블이 및 오렌지 라는 wildtype A. tumefaciens 셀의 동일 비율 혼합 되었고 agarose 패드에 발견. 시간 0에 초기 이미지 찍은 단계 대조, TRITC, DAPI를 사용 하 여 셀 표시 했다 결정 하는 필터. (A) 단계 대조 현미경 검사 법에 의해 몇 군데 레이블이, DAPI 레이블이 및 주황색 표시 된 셀의 시간 경과. (B) 위상 현미경 및 epifluorescence 현미경 TRITC 필터를 사용 하 여 몇 군데 레이블이, DAPI 레이블이 및 주황색 표시 된 셀의 시간 경과. (C) 위상 현미경 및 epifluorescence 현미경 DAPI 필터를 사용 하 여 몇 군데 레이블이, DAPI 레이블이 및 주황색 표시 된 셀의 시간 경과. 눈금 막대 = 2 µ m. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56497/56497fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56497/56497fig4.jpg"> 그림 4: 유도 및 uninduced 조건에서 ctrA 소모 스트레인의 대표 이미지. (A) 시간 경과 현미경 ctrA 있던 조건 하에서 ctrA 소모 스트레인의 유도 (위) 또는 고갈 (아래). 각 패널 위에 숫자는 시간에 시간을 나타냅니다. (B) 단계 대조 (왼쪽)와 나 다 함께 표시 하는 셀의 epifluorescence (오른쪽) 이미지. (C) 단계 대조 (왼쪽) 및 형광 주황색으로 표시 하는 셀의 (오른쪽) 이미지. (D) 단계 대조 (왼쪽) 및 4-64로 표시 하는 셀의 형광 (오른쪽) 이미지. 셀 윤곽선 참고 형광 이미지에 제공 했다. 눈금 막대 = 2 µ m. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56497/56497fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>

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Live Cell Fluorescence Microscopy to Observe Essential Processes During Microbial Cell Growth

박테리아에 필수적인 프로세스의 기능을 이해은 도전 이다. 대상 특정 염료 형광 현미경 검사 법은 미생물 세포 성장과 세포 주기 진행에 중요 한 통찰력을 제공할 수 있습니다. 여기, Agrobacterium tumefaciens 모델 박테리아로 필수 프로세스의 특성에 대 한 라이브 셀 이미징에 대 한 방법을 강조 하는 데 사용 됩니다.

라이브 세포 형광 현미경 검사 법 미생물 세포 성장 하는 동안 필수 과정을 관찰 하

Core cellular processes such as DNA replication and segregation, protein synthesis, cell wall biosynthesis, and cell division rely on the function of ...

live-cell-fluorescence-microscopy-to-observe-essential-processes

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

15.6K 조회수.  University of Missouri. 박테리아에 필수적인 프로세스의 기능을 이해은 도전 이다. 대상 특정 염료 형광 현미경 검사 법은 미생물 세포 성장과 세포 주기 진행에 중요 한 통찰력을 제공할 수 있습니다. 여기, Agrobacterium tumefaciens 모델 박테리아로 필수 프로세스의 특성에 대 한 라이브 셀 이미징에 대 한 방법을 강조 하는 데 사용 됩니다.

비디오: Live Cell Fluorescence Microscopy to Observe Essential Processes During Microbial Cell Growth

Live Cell Imaging of F-actin Dynamics via Fluorescent Speckle Microscopy (FSM)

In this protocol we describe the use of Fluorescent Speckle Microscopy (FSM) to capture high-resolution images of actin dynamics in PtK1 cells. A unique advantage of FSM is its ability to capture the movement and turnover kinetics (assembly/disassembly) of the F-actin network within living cells. This technique is particularly useful in deriving quantitative measurements of F-actin dynamics when paired with computer vision software (qFSM).  We describe  the selection, microinjection and visualization of fluorescent actin probes in living cells. Importantly, similar procedures are applicable to visualizing other macomolecular assemblies. FSM has been demonstrated for microtubules, intermediate filaments, and adhesion complexes.  

Live Cell Imaging of F-actin Dynamics via Fluorescent Speckle Microscopy FSM

Selection, microinjection, and imaging of fluorescently-labeled F-actin via fluorescent speckle microscopy (FSM).

형광등을 통해 F - 굴지 역학 라이브 셀 이미징은 현미경을 스페클 (FSM)

In this protocol we describe the use of Fluorescent Speckle Microscopy (FSM) to capture high-resolution images of actin dynamics in PtK1 cells. A unique ...

연구

생물학

Time-lapse Imaging of Mitosis After siRNA Transfection

Changes in cellular organization and chromosome dynamics that occur during mitosis are tightly coordinated to ensure accurate inheritance of genomic and cellular content. Hallmark events of mitosis, such as chromosome movement, can be readily tracked on an individual cell basis using time-lapse fluorescence microscopy of mammalian cell lines expressing specific GFP-tagged proteins. In combination with RNAi-based depletion, this can be a powerful method for pinpointing the stage(s) of mitosis where defects occur after levels of a particular protein have been lowered. In this protocol, we present a basic method for assessing the effect of depleting a potential mitotic regulatory protein on the timing of mitosis. Cells are transfected with siRNA, placed in a stage-top incubation chamber, and imaged using an automated fluorescence microscope. We describe how to use software to set up a time-lapse experiment, how to process the image sequences to make either still-image montages or movies, and how to quantify and analyze the timing of mitotic stages using a cell-line expressing mCherry-tagged histone H2B. Finally, we discuss important considerations for designing a time-lapse experiment. This strategy is complementary to other approaches and offers the advantages of 1) sensitivity to changes in kinetics that might not be observed when looking at cells as a population and 2) analysis of mitosis without the need to synchronize the cell cycle using drug treatments. The visual information from such imaging experiments not only allows the sub-stages of mitosis to be assessed, but can also provide unexpected insight that would not be apparent from cell cycle analysis by FACS.

Here we describe a basic protocol to image and quantify the mitotic timing of live mammalian tissue culture cells after siRNA transfection.

siRNA Transfection 후의 유사 분열의 시간 저속 영상

Changes in cellular organization and chromosome dynamics that occur during mitosis are tightly coordinated to ensure accurate inheritance of genomic and ...

Cell Electrofusion Visualized with Fluorescence Microscopy

Cell electrofusion is a safe, non-viral and non-chemical method that can be used for preparing hybrid cells for human therapy. Electrofusion involves application of short high-voltage electric pulses to cells that are in close contact. Application of short, high-voltage electric pulses causes destabilization of cell plasma membranes. Destabilized membranes are more permeable for different molecules and also prone to fusion with any neighboring destabilized membranes. Electrofusion is thus a convenient method to achieve a non-specific fusion of very different cells in vitro. In order to obtain fusion, cell membranes, destabilized by electric field, must be in a close contact to allow merging of their lipid bilayers and consequently their cytoplasm. In this video, we demonstrate efficient electrofusion of cells in vitro by means of modified adherence method. In this method, cells are allowed to attach only slightly to the surface of the well, so that medium can be exchanged and cells still preserve their spherical shape. Fusion visualization is assessed by pre-labeling of the cytoplasm of cells with different fluorescent cell tracker dyes; half of the cells are labeled with orange CMRA and the other half with green CMFDA. Fusion yield is determined as the number of dually fluorescent cells divided with the number of all cells multiplied by two.

In this video we demonstrate efficient electrofusion of cells in vitro by means of modified adherence method using electroporation and the subsequent detection of fused cells visualization with fluorescence microscopy.

세포는 형광 현미경 Electrofusion와 시각

Cell electrofusion is a safe, non-viral and non-chemical method that can be used for preparing hybrid cells for human therapy. Electrofusion involves ...

Fluorescence-based Measurement of Store-operated Calcium Entry in Live Cells: from Cultured Cancer Cell to Skeletal Muscle Fiber

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to replenish depleted endoplasmic reticulum (ER) or sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ stores1,2. Since Ca2+ is a ubiquitous second messenger, it is not surprising to see that SOCE plays important roles in a variety of cellular processes, including proliferation, apoptosis, gene transcription and motility. Due to its wide occurrence in nearly all cell types, including epithelial cells and skeletal muscles, this pathway has received great interest3,4. However, the heterogeneity of SOCE characteristics in different cell types and the physiological function are still not clear5-7.
The functional channel properties of SOCE can be revealed by patch-clamp studies, whereas a large body of knowledge about this pathway has been gained by fluorescence-based intracellular Ca2+ measurements because of its convenience and feasibility for high-throughput screening. The objective of this report is to summarize a few fluorescence-based methods to measure the activation of SOCE in monolayer cells, suspended cells and muscle fibers5,8-10. The most commonly used of these fluorescence methods is to directly monitor the dynamics of intracellular Ca2+ using the ratio of F340nm and F380nm (510 nm for emission wavelength) of the ratiometric Ca2+ indicator Fura-2. To isolate the activity of unidirectional SOCE from intracellular Ca2+ release and Ca2+ extrusion, a Mn2+ quenching assay is frequently used. Mn2+ is known to be able to permeate into cells via SOCE while it is impervious to the surface membrane extrusion processes or to ER uptake by Ca2+ pumps due to its very high affinity with Fura-2. As a result, the quenching of Fura-2 fluorescence induced by the entry of extracellular Mn2+ into the cells represents a measurement of activity of SOCE9. Ratiometric measurement and the Mn+2 quenching assays can be performed on a cuvette-based spectrofluorometer in a cell population mode or in a microscope-based system to visualize single cells. The advantage of single cell measurements is that individual cells subjected to gene manipulations can be selected using GFP or RFP reporters, allowing studies in genetically modified or mutated cells. The spatiotemporal characteristics of SOCE in structurally specialized skeletal muscle can be achieved in skinned muscle fibers by simultaneously monitoring the fluorescence of two low affinity Ca2+ indicators targeted to specific compartments of the muscle fiber, such as Fluo-5N in the SR and Rhod-5N in the transverse tubules9,11,12.

The extent of store-operated Ca2+ entry (SOCE) can be monitored using fluorescent Ca2+ indicators. Mn2+ quenching of such indicators assays SOCE in cultured cells and skeletal muscle fibers. A technique allowing spatial and temporal resolution of SOCE by confocal imaging of mechanically skinned muscle fibers is also described.

라이브 세포의 저장소로 작동하는 칼슘 항목의 형광 기반의 측정 : 교양 암 세포에서 골격근 섬유에

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to ...

Quantitative Live Cell Fluorescence-microscopy Analysis of Fission Yeast

Several microscopy techniques are available today that can detect a specific protein within the cell. During the last decade live cell imaging using fluorochromes like Green Fluorescent Protein (GFP) directly attached to the protein of interest has become increasingly popular 1. Using GFP and similar fluorochromes the subcellular localisations and movements of proteins can be detected in a fluorescent microscope. Moreover, also the subnuclear localisation of a certain region of a chromosome can be studied using this technique. GFP is fused to the Lac Repressor protein (LacR) and ectopically expressed in the cell where tandem repeats of the lacO sequence has been inserted into the region of interest on the chromosome2. The LacR-GFP will bind to the lacO repeats and that area of the genome will be visible as a green dot in the fluorescence microscope. Yeast is especially suited for this type of manipulation since homologous recombination is very efficient and thereby enables targeted integration of the lacO repeats and engineered fusion proteins with GFP 3. Here we describe a quantitative method for live cell analysis of fission yeast. Additional protocols for live cell analysis of fission yeast can be found, for example on how to make a movie of the meiotic chromosomal behaviour 4. In this particular experiment we focus on subnuclear organisation and how it is affected during gene induction. We have labelled a gene cluster, named Chr1, by the introduction of lacO binding sites in the vicinity of the genes. The gene cluster is enriched for genes that are induced early during nitrogen starvation of fission yeast 5. In the strain the nuclear membrane (NM) is labelled by the attachment of mCherry to the NM protein Cut11 giving rise to a red fluorescent signal. The Spindle Pole body (SPB) compound Sid4 is fused to Red Fluorescent Protein (Sid4-mRFP) 6. In vegetatively growing yeast cells the centromeres are always attached to the SPB that is embedded in the NM 7. The SPB is identified as a large round structure in the NM. By imaging before and 20 minutes after depletion of the nitrogen source we can determine the distance between the gene cluster (GFP) and the NM/SPB. The mean or median distances before and after nitrogen depletion are compared and we can thus quantify whether or not there is a shift in subcellular localisation of the gene cluster after nitrogen depletion.

The fission yeast, Schizosaccharomyces pombe, is a good model system to study basic cellular processes. Here we describe a method to perform quantitative live cell analysis of fission yeast. In this particular experiment we focus on organisation of the genome within the cell nucleus, but the method can also be used to study cytosolic factors.

분열 효모의 양적 라이브 세포 형광 - 현미경 분석

Several microscopy techniques are available today that can detect a specific protein within the cell. During the last decade live cell imaging using ...

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

The proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal development in all metazoan organisms. Apoptotic cell clearance is a highly dynamic process intimately associated with cell death; unengulfed apoptotic cells are barely seen in vivo under normal conditions. In order to understand the different steps of apoptotic cell clearance and to compare 'professional' phagocytes - macrophages and dendritic cells to 'non-professional' - tissue-resident neighboring cells, in vivo live imaging of the process is extremely valuable. Here we describe a protocol for studying apoptotic cell clearance in live Drosophila embryos. To follow the dynamics of different steps in phagocytosis we use specific markers for apoptotic cells and phagocytes. In addition, we can monitor two phagocyte systems in parallel: 'professional' macrophages and 'semi-professional' glia in the developing central nervous system (CNS). The method described here employs the Drosophila embryo as an excellent model for real time studies of apoptotic cell clearance.

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

Here we describe an effective method for studying dynamics of apoptotic cell clearance in vivo. This method employs live Drosophila embryos as a powerful model for monitoring phagocytosis of apoptotic cells using specific labeling of apoptotic cells and phagocytes.

사멸 세포 간극의 이미지를하는 동안 라이브<em&gt; 초파리</em&gt; 배아

The  proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and  subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal  ...

Visualizing Stromule Frequency with Fluorescence Microscopy

Stromules, or "stroma-filled tubules", are narrow, tubular extensions from the surface of the chloroplast that are universally observed in plant cells but whose functions remain mysterious. Alongside growing attention on the role of chloroplasts in coordinating plant responses to stress, interest in stromules and their relationship to chloroplast signaling dynamics has increased in recent years, aided by advances in fluorescence microscopy and protein fluorophores that allow for rapid, accurate visualization of stromule dynamics. Here, we provide detailed protocols to assay stromule frequency in the epidermal chloroplasts of Nicotiana benthamiana, an excellent model system for investigating chloroplast stromule biology. We also provide methods for visualizing chloroplast stromules in vitro by extracting chloroplasts from leaves. Finally, we outline sampling strategies and statistical approaches to analyze differences in stromule frequencies in response to stimuli, such as environmental stress, chemical treatments, or gene silencing. Researchers can use these protocols as a starting point to develop new methods for innovative experiments to explore how and why chloroplasts make stromules.

Protocols to investigate the dynamics of chloroplast stromules, the stroma-filled tubules that extend from the surface of chloroplasts, are described.

형광 현미경으로 Stromule 주파수를 시각화

Stromules, or "stroma-filled tubules", are narrow, tubular extensions from the surface of the chloroplast that are universally observed in plant cells but ...

Examination of Mitotic and Meiotic Fission Yeast Nuclear Dynamics by Fluorescence Live-cell Microscopy

Live-cell imaging is a microscopy technique used to examine cell and protein dynamics in living cells. This imaging method is not toxic, generally does not interfere with cell physiology, and requires minimal experimental handling. The low levels of technical interference enable researchers to study cells across multiple cycles of mitosis and to observe meiosis from beginning to end. Using fluorescent tags such as Green Fluorescent Protein (GFP) and Red Fluorescent Protein (RFP), researchers can analyze different factors whose functions are important for processes like transcription, DNA replication, cohesion, and segregation. Coupled with data analysis using Fiji (a free, optimized ImageJ version), live-cell imaging offers various ways of assessing protein movement, localization, stability, and timing, as well as nuclear dynamics and chromosome segregation. However, as is the case with other microscopy methods, live-cell imaging is limited by the intrinsic properties of light, which put a limit to the resolution power at high magnifications, and is also sensitive to photobleaching or phototoxicity at high wavelength frequencies. However, with some care, investigators can bypass these physical limitations by carefully choosing the right conditions, strains, and fluorescent markers to allow for the appropriate visualization of mitotic and meiotic events.

Here, we present live-cell imaging which is a non-toxic microscopy method that allows researchers to study protein behavior and nuclear dynamics in living fission yeast cells during mitosis and meiosis.

형광 라이브 세포 현미경 검사법에 의한 미토틱 및 Meiotic 핵분열 효모 핵 역학의 검사

Live-cell imaging is a microscopy technique used to examine cell and protein dynamics in living cells. This imaging method is not toxic, generally does ...

Live-Cell Imaging of the Life Cycle of Bacterial Predator Bdellovibrio bacteriovorus using Time-Lapse Fluorescence Microscopy

Bdellovibrio bacteriovorus is a small gram-negative, obligate predatory bacterium that kills other gram-negative bacteria, including harmful pathogens. Therefore, it is considered a living antibiotic. To apply B. bacteriovorus as a living antibiotic, it is first necessary to understand the major stages of its complex life cycle, particularly its proliferation inside prey. So far, it has been challenging to monitor successive stages of the predatory life cycle in real-time. Presented here is a comprehensive protocol for real-time imaging of the complete life cycle of B. bacteriovorus, especially during its growth inside the host. For this purpose, a system consisting of an agarose pad is used in combination with cell-imaging dishes, in which the predatory cells can move freely beneath the agarose pad while immobilized prey cells are able to form bdelloplasts. The application of a strain producing a fluorescently tagged &#946;-subunit of DNA polymerase III further allows chromosome replication to be monitored during the reproduction phase of the B. bacteriovorus life cycle.

Live-Cell Imaging of the Life Cycle of Bacterial Predator Bdellovibrio bacteriovorus using Time-Lapse Fluorescence Microscopy

Presented here is a protocol that describes monitoring of the complete life cycle of predatory bacterium Bdellovibrio bacteriovorus using time-lapse fluorescence microscopy in combination with an agarose pad and cell-imaging dishes.

시간 경과 형광 현미경 검사를 사용하여 세균 육식 동물 Bdellovibrio 박테리오보루스의 라이프 사이클의 라이브 세포 이미징

Bdellovibrio bacteriovorus is a small gram-negative, obligate predatory bacterium that kills other gram-negative bacteria, including harmful pathogens. ...

Quantitative Analysis of Aspergillus nidulans Growth Rate using Live Microscopy and Open-Source Software

It is well established that colony growth of filamentous fungi, mostly dependent on changes in hyphae/mycelia apical growth rate, is macroscopically estimated on solidified media by comparing colony size. However, to quantitatively measure the growth rate of genetically different fungal strains or strains under different environmental/growth conditions (pH, temperature, carbon and nitrogen sources, antibiotics, etc.) is challenging. Thus, the pursuit of complementary approaches to quantify growth kinetics becomes mandatory in order to better understand fungal cell growth. Furthermore, it is well-known that filamentous fungi, including Aspergillus spp., have distinct modes of growth and differentiation under sub-aerial conditions on solid media or submerged cultures. Here, we detail a quantitative microscopic method for analyzing growth kinetics of&#160;the model fungus Aspergillus nidulans, using live imaging in both submerged cultures and solid media. We capture images, analyze, and quantify growth rates of different fungal strains in a reproducible and reliable manner using an open source, free software for bio-images (e.g., Fiji), in a way that does not require any prior image analysis expertise from the user.

Quantitative Analysis of Aspergillus nidulans Growth Rate using Live Microscopy and Open-Source Software

We present a label-free live imaging protocol using transmitted light microscopy techniques to capture images, analyze and quantify growth kinetics of the filamentous fungus A. nidulans in both submerged cultures and solid media. This protocol can be used in conjunction with fluorescence microscopy.

라이브 현미경 및 오픈 소스 소프트웨어를 사용하여 아스퍼길러스 니둘란스 성장률의 정량적 분석

It is well established that colony growth of filamentous fungi, mostly dependent on changes in hyphae/mycelia apical growth rate, is macroscopically ...