저자는 Thermo-Fisher Scientific의 후원을 인정하고 공 촛점 이미지 수집 중 지원을 위해 Kings College London의 Nikon Imaging Center에 감사드립니다.

모든 동물 실험은 지역 윤리 승인을 받아야하며 영국 정부 본국 면허 조건에 따라 수행되었습니다. 1. 피부 수확 및 냉동 보존 <ol><li> 준비. <ol><li> 1 % 인산 버퍼 식염수 (PBS) 25 ML와 4 % PFA 및 두 100mm 문화 요리 25 ML와 하나의 100mm 문화 요리를 준비합니다. </li><li> 최적의 절삭 온도 컴파운드 (OCT)로 직사각형 껍질을 벗기는 초저온을 3 분의 2까지 채 웁니다. </li><li> 저온 냉각 장치가 나중에 배치 될 수있는 금속 플레이트를 -80 ° C의 냉동 장치에 놓습니다. </li></ol></li><li> 피부 수확, 고정 및 냉동 보존. <ol><li> 마른 전기 면도기로 동물 시체의 등쪽 부위를 자릅니다. 참고 :이 예제에서는 출생 후의 21 일 야생형 마우스를 사용했습니다. </li><li> 피부에 관심있는 부위를 수확하십시오. 참고 : 마우스 피부의 등쪽 부위 ( <stron그림 1a)에는 균등하게 간격을두고 정렬 된 모낭의 비율이 가장 높으므로 절편을위한 최적의 방향이 있습니다. 피부가 아닌 조직의 제거는 필요하지 않지만 필요한 경우 수행 할 수 있습니다. </li><li> 수확 한 피부를 냉동 크기의 바닥에 맞게 적당한 크기의 직사각형 조각으로 잘라내어 모근 입자의 방향 성장을 고려하십시오. 주 : 초소형 스킨 슬라이스는 초보자가 다루기가 쉽기 때문에 인큐베이터 및 장착 과정에서 뒤죽박죽이 될 가능성이 적습니다. 여기에 표시된 예제는 ~ 1cm 2 의 등 지느러미 영역으로, 22 x 30 x 20 mm의 청색 결정 ( 그림 2a )에 들어 있습니다. </li><li> 피부 샘플 ( 그림 1b )의 두께에 따라 10-30 분 동안 4 % PFA 25 ML에 실온에서 피부를 고정. </li><li> 25 mL의 PBS로 2 번 피부 샘플을 씻으십시오.각각 최소 5 분 동안 ( 그림 1b ). </li><li> 종이 타올에 스킨 샘플을 담가서 과도한 PBS 조직을 조심스럽게 배수하십시오. 그러면 얼어 붙는 과정에서 결정화를 일으킬 수 있으며 cryosectioning 결과에 영향을 줄 수 있습니다. 참고 : 표준 자당 기울기가 필요하지 않습니다. 그러나 이는 사용자의 재량에 따라 프로토콜에 통합 될 수도 있습니다. </li><li> 각 피부 샘플에 대한 모낭의 방향을 알고 있어야합니다. 시각 보조를 위해 해부 현미경을 사용하십시오 (특히 프로토콜을 처음 수행하는 사람). 피부 샘플을 OCT로 채워진 크라이 놀드에 넣고 포셉을 사용하여 잘린 머리카락의 표면에 부착 된 기포를 제거하여 피부의 모든 부위를 OCT로 평형시킵니다 ( 그림 2a 및 2b ). </li><li> OCT가 채워진 블록의 바닥에 피부를 밀어서 바닥과 평평하게 놓습니다. 참고 : 피부는 어떤 방향으로도 배향 될 수 있습니다.머리카락의 알갱이가 적절한 절단 과정에 대해 언급되는 한 오래 지속됩니다. cryosolding은 블록이 cryosectioning을 위해 cryostat에 부착 될 때 방향이 바뀔 것이다. 이 단계는 저온 유지 장치 절단의 후속 방향을 결정하기 때문에 냉동 표준에서 모낭의 방향을 표시하십시오. </li><li> 조직의 부동 및 탈락을 피하기 위해 -80 ° C의 냉동고에있는 금속판에 저온 차단 장치를 옮기십시오. </li><li> 보이지 않는 공기 방울이 피부가 초저온 물체의 표면으로 올라갈 수 있으므로 냉동 과정을 모니터링하여 초저온의 바닥에있는 피부의 방향을 유지합니다. 참고 : 냉동 조직이있는 Cryomold는 -80 ° C에서 1 년 이상 보관할 수 있으며 추가 섹션을 위해 재사용 할 수 있습니다. </li></ol></li></ol><img alt="그림 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56106/56106fig1.jpg" /> 그림 1. 마우스 스킨 수집 및 고정. </strong&gt; ( a ) 동물 시체의 등쪽 부위에서 피부 조직을 수확했다. 이 영역의 모낭은 균등하게 간격을두고 배열되어 있으며 따라서 화살표로 표시된 바와 같이 절단 중에 최적의 방향을 허용합니다. ( b ) 크리오 몰드에 맞는 적절한 크기의 사각형을 절단 한 후, 피부 조직을 4 % PFA에서 15 분간 고정시키고 각각 5 분 동안 PBS로 2 회 세척 하였다. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56106/56106fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> 2. 두꺼운 조직 횡단면 <ol><li> 저온 유지 장치에 장착 할 준비 및 조직 방향. <ol><li> 15 ML의 PBS와 100mm 문화 요리를 준비합니다. 저온 저장 장치에 쉽게 접근 할 수있는 곳에 놓으십시오. 또한, 웰당 2.5 ML의 PBS와 12 잘 접시를 준비; se의 장기 보관을위한 샘플에 따른 라벨4 ℃에서. 포셉을 사용하여 섹션을 처리하십시오. </li><li> -20 ° C에 저온 유지 장치의 온도를 조정하십시오. 참고 : 온도는 절단에 영향을 줄 수 있지만 -20 ° C에서 시작하는 것이 좋습니다. </li><li> 두 개의 모낭이 두꺼운 섹션을 얻으려면 절편을 150 μm 두께로 자르십시오. 참고 : 섹션의 두께는 사용자의 요구와 분석에 사용되는 현미경의 한계에 따라 달라질 수 있습니다. 참고 : 샘플의 방향은 모발이 적절한 방향으로 피부 절편을 얻는 데 중요합니다. 이것은 저온 유지 장치 블록에 올바르게 장착하여 이루어집니다. 단면 평면이 모낭의 방향과 평행한지 확인하십시오 ( 그림 2c ). 이전에 언급했듯이 스킨 샘플에서 단면 평면의 정확한 방향은 이미지의 품질을 결정하는 중요한 단계입니다.나중 단계. </li></ol></li></ol><img alt="그림 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56106/56106fig2.jpg" /> 그림 2. Embedding, cryopreservation 및 sectioning. ( a ) 흑색 화살표로 표시된 크리오 몰드에서 머리 여포 (HF) 방향을 표시하는 것은 cryosectioning 동안 적절한 방향에 중요합니다. ( b ) 단면 모서리는 모낭의 전체 길이가 그대로 유지되는 섹션을 생성하기 위해 모낭 오리 엔테이션과 정렬해야합니다. ( c ) 섹션은 모낭의 방향에 따라 검은 모서리 방향으로 절단되었습니다 냉동고. ( d ) 두꺼운 조직 단면을 금속 집게로 수집하고 ( e ) 1x PBS가 들어있는 100mm 배양 접시에 옮겼다. ( f ) 실온에서, PBS는 OC를 용해시킨다.티. 흰색 화살표로 표시된 것처럼 두꺼운 조직 단면을 둘러싸는 화합물. 섹션은 PBS에서 자유롭게 부유됩니다. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56106/56106fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <ol start="2"><li> Cryosectioning. <ol><li> 저온 유지 장치를 사용하여 섹션을 자르십시오. 삽입 된 피부 조각을 포함하는 OCT를 집게를 사용하여 집게를 사용하십시오 ( 그림 2d ). 참고 : 최적의 시편 포지셔닝을 위해 X, Y 및 Z 축을 따라 독립적으로 이동하고 조정할 수있는 저온 유지 장치를 사용하십시오. 이를 통해 이상적으로 정렬 된 조직 단면을 생성 할 수 있습니다. </li><li> PBS로 채워진 100mm 문화 접시에 저온 저장 장치에서 절편을 옮기고 다음 조각을 계속합니다. 슬라이드에 샘플을 채취하지 마십시오 ( 그림 2e ). 참고 : 실온에서 PBS는 용해됩니다OCT는 포셉으로 다루기 쉬운 피부 조각을 남겨 둡니다 ( 그림 2f ). 참고 : 100 μm 두께의 많은 조직 절편을 용해한 후 100 mm 배양 접시에 신선한 PBS가 필요할 수 있으므로 그에 따라 변경할 수 있습니다. </li><li> 겸자를 사용하여 2.5 ML의 PBS ( 그림 3a , 왼쪽)로 가득 12 잘 접시에 올바르게 표시된 우물로 이동 피부 섹션을 전송합니다. 참고 : 4 ° C에서 샘플을 최소 2 일 동안 보관할 수 있습니다. 절단 후 피부를 함유 한 OCT 블록을 장기간 보관하려면 신선한 OCT 액 적을 사용하여 절단 표면을 밀봉하십시오. OCT 액 적의 냉동 후 사용 된 OCT 블록을 파라 필름에 싸서 -80 ° C 냉동고 . </li></ol></li></ol> 3. 면역 형광성 라벨링. <ol><li> Leas에서 0.5 % 탈지 분유, 0.25 % 생선 피부 젤라틴 및 0.5 % Triton X-100을 보충 한 PBS 완충액을 준비합니다t 2 h를 사전에 설명한대로 5 . 참고 : 염색 완충액을 반복적으로 사용하기 위해 항균 보존을 위해 나트륨 아자 이드를 PB 완충액에 첨가 할 수 있습니다. </li><li> 라벨 1.5 ML microcentrifuge 튜브와 튜브 당 PB 버퍼 500 μL를 추가합니다. 조심스럽게 포셉을 사용하여 PBS에서 피부 조각을 차단 용 PB 버퍼가 들어있는 별도의 튜브로 옮깁니다 ( 그림 3a , 오른쪽). 모든 스킨 슬라이스가 완전히 잠겼는지 확인하십시오. 미세 원심 분리 튜브를 시시 로커에 놓고 상온에서 1 시간 동안 조직 무결성을 방해하지 않는 분당 10 회 이상의 진동을 발생 시키십시오. 참고 : 톱니 모양의 로커에서 속도가 분당 10 번의 진동을 초과하지 않는 것이 중요합니다. 톱니 모양의 로커가 꼬임을 유발할 수 있기 때문입니다. <ol><li> 미세 원심 분리 튜브 당 하나 이상의 슬라이스를 추가하는 것은 가능하지만 항체를 절약하려면 튜브 당 하나의 슬라이스 만 배치하십시오. 항체 사용을 줄이려면 볼륨을 사용하십시오.250 μL. 참고 : 필요할 경우, 예를 들어 96- 웰 플레이트로 마이크로 원심 분리 튜브를 대체하십시오. 그러나, 1.5-mL 미세 원심 분리 튜브에 두꺼운 조직 단면을 배치하면 향상된 액체 섭동으로 인해 조직에 가장 효과적인 항체 침투가 가능합니다. </li></ol></li><li> 각 피부 슬라이스에 1.5 ML의 microcentrifuge 튜브를 별도로 레이블 및 PB 버퍼 및 기본 항체의 적절한 금액의 500 μL를 추가합니다. 차단 1 시간 후 항체가 들어있는 새롭게 준비된 튜브에 피부 조각을 옮깁니다. 4에서 조각을 품어 ° C 밤새. 참고 :이 예제에서는 다음과 같은 기본 항체가 사용되었습니다 : 1:50의 농도에서 FITC 쥐 항 - 인간 CD49f와 1 : 100의 농도에서 염소 항 마우스 / 쥐 integrin 알파 8. </li><li> 다음날, 시료 당 PBS 500 μL가 들어있는 2 개의 분리 된 1.5 mL 미세 원심 분리 튜브를 준비하십시오. 실내 온도에서 1 시간 동안 피부 조각을 2 번 씻으십시오.이자형. </li><li> 적용 가능한 2 차 항체 및 4 &#39;, 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI)의 적절한 농도로 PB 버퍼 500 μL를 포함하는 별도의 1.5 ML microcentrifuge 튜브를 준비합니다. 참고 :이 예제에서 사용되는 보조 항체는 1 : 500의 농도에서 Alexa Fluor 488 당나귀 항 - 래트 IgG 및 Alexa Fluor 555 당나귀 항 염소 IgG입니다. DAPI는 1 : 100의 농도로 사용되었다. </li><li> 조심스럽게 보조 항체와 DAPI가 들어있는 PB 버퍼에 피부 샘플을 옮기고 로터 또는 쉐이커에서 저속으로 1 시간 동안 실온에서 피부 조각을 품어 라. </li><li> 최대 4 일 동안 2 차 항체와 DAPI가 포함 된 PB 완충액에 4 ° C로 슬라이스를 보관하십시오. 나트륨 아자 이드가 PBS에 추가되는 경우 더 오래 걸릴 수 있습니다. </li></ol><img alt="그림 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56106/56106fig3.jpg" /> 그림 3. Immunofluorescent 라벨 부착 및 장착. ( a ) 부동 조직 단면은 4 ℃에서 최소 2 일 동안 12- 웰 플레이트에 저장할 수 있습니다. immunofluorescent (IF) 표시하기 전에 화살표 1에 표시된 바와 같이 차단을위한 PB 버퍼가 포함 된 1.5 ML의 microcentrifuge 튜브로 관심있는 조직 단면을 전송하십시오. IF 라벨 들어, 3 단계에서 정교한 다중 단계 절차를 준수합니다. 각 단계 3의 일부는 화살표 2로 표시된 1 차 항체 용액, 2 차 항체 용액 또는 세척 완충액을 함유하는 새로 제조 된 미세 원심 분리 튜브 내로 조직 단면을 조심스럽게 옮길 것을 요구한다. ( b ) IF 표지 후, 섹션은 해부 현미경의 도움을 사용하여 글리세롤의 물방울에서 풀리고 평평합니다. ( c ) 일단 조직 횡단면이 커버 슬립의 바닥에 완전히 편평하게되면, 일정한 현미경 슬라이드가 단면을 장착하는데 사용된다. <a이 그림의 더 큰 버전을 보려면 href = &quot;https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56106/56106fig3large.jpg&quot;target = &quot;_ blank&quot;&gt; 여기를 클릭하십시오. 4. 현미경 시각화를위한 설치 <ol><li> 이미징하기 전에 PBS의 500 μL를 포함하는 별도의 microcentrifuge 튜브에 피부 조각을 전송하여 2 차 항체와 DAPI를 씻어냅니다. </li><li> 1000 μL 피펫을 사용하지만, 점도가 높은 글리세롤의 적절한 피펫 팅을 가능하게하려면 피펫 팁의 첫 번째 0.5 cm를 자릅니다. 해부 현미경 ( 그림 3b ) 아래 어두운 배경 위에 22 x 50mm coverslip를 놓으십시오. </li><li> 100 % 글리세롤 한 방울을 커버 슬립에 첨가하십시오 ( 그림 3b ). microcentrifuge 튜브에서 피부 조각을 글리세롤 물방울로 옮깁니다. 해부 현미경과 뾰족한 집게를 사용하여 조심스럽게 구겨져있는 피부 조각을 푸십시오. 참고 : 슬라이스가 gly에 떠있을 때cerol 물방울, 그것은 정상적인 모양으로 돌아갈 수있는 조직의 자연적인 성향을 coaxing하여 untangled 수 있습니다. 슬라이스의 부 자연스러운 직선화를 강요하지 마십시오. 슬라이스가 조직에 손상을 줄 수 있습니다. </li><li> 피부 단면의 전체 길이가 커버 슬립에서 적절하게 배향되고 평평 해지면 티슈를 장착하십시오. 정기적 인 현미경 슬라이드를 사용하십시오. 이 단계는 스킨 슬라이스를 직선화합니다. 참고 : 공기 함몰을 피하십시오 ( 그림 3c ). </li><li> 다음 2 일 이내에 글리세롤 장착 피부 섹션을 이미지하십시오. 참고 : 장기간 보관하면 조직 및 영상 품질에 부정적인 영향을 미칩니다. 이 예제에서 모든 이미지는 20x 대물 렌즈를 사용하여 직립 공 촛점 현미경으로 획득했습니다. </li></ol>

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	<li>Plikus, M. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cyclic+dermal+BMP+signalling+regulates+stem+cell+activation+during+hair+regeneration.">Cyclic dermal BMP signalling regulates stem cell activation during hair regeneration.</a> Nature. 451 (7176), 340-344 (2008).</li><li>Zhang, Y. V., Cheong, J., Ciapurin, N., McDermitt, D. J., Tumbar, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+self-renewal+and+differentiation+phases+in+the+niche+of+infrequently+dividing+hair+follicle+stem+cells.">Distinct self-renewal and differentiation phases in the niche of infrequently dividing hair follicle stem cells.</a> Cell Stem Cell. 5 (3), 267-278 (2009).</li><li>Jensen, U. B., Lowell, S., Watt, F. 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R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+fibroblast+lineages+determine+dermal+architecture+in+skin+development+and+repair.">Distinct fibroblast lineages determine dermal architecture in skin development and repair.</a> Nature. 504 (7479), 277-281 (2013).</li><li>Snippert, H. J., Schepers, A. G., Delconte, G., Siersema, P. 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저자는이 원고의 출판물이 Thermo-Fisher Scientific Inc.에 의해 지원되었음을 공개하고자합니다.

Here, we present the "horizontal whole mount" technique, which has several advantages over classical frozen sections. One advantage of our technique is that it can easily be performed with standard histology equipment and a confocal microscope. Second, the tissue integrity is preserved in a superior manner when compared to standard cryosections. For example, adipocytes within the hypodermal layer (i.e., dermal white adipocytes (DWAT))9 are severely disrupted in standard cryosections, which makes studying tissues that are adipose-laden impossible. Our technique allows for the full analysis of the adipocytes in this layer and may be adapted to other tissues with high adipocyte contents. Furthermore, this allows for the improved detection of mesenchymal cells in lineage-tracing studies 2,10. 
Standard cryosections, by their very nature, can never reveal the true 3D aspects of a tissue through confocal microscopy. This means that thicker sections are advantageous in the analysis of skin, since hair follicles, as well as their substructures, can traverse a depth that exceeds the standard thickness of 10 &#181;m used in classical crysosections. We are intrigued that other tissues, such as the intestine and brain, for example, possess similar challenges with regard to viewing the tissue as a 3D structure2,7,11,12,13. Intriguingly, our technique has already been shown to be beneficial for use in certain applications in the intestines14. We believe that our horizontal whole-mount protocol has the potential be applied to any other tissue requiring 3D analysis.

현미경 영상 장비의 혁명은 정교하고 고해상도 영상 장비를 제공합니다. 그러나, 완전한 3 차원 (3D) 조직 단면의 현미경 이미지를 획득 할 때, 표본 준비는 상당한 도전을 제시하며 이미지 품질을 정의하는 데있어 제한 요소가 될 수 있습니다. 각각의 개별 단계는 표적 단백질의 조직 형태 및 항원 성을 보존하고, 가공에 의해 유발 된 인공물을 최소화하고, 최종 이미지 품질을 최대화하기 위해 신중한 고려가 필요하다. 예를 들어, 전통적인 피부 분석에서는 표정과 진피를 볼 수있는 이미지가 필요합니다. 모공은 적절하게 배향되어 있으며, 줄기 세포 구획을 피부 항상성 1 , 2에 해부학 적으로 분석 할 수 있습니다. 이것은 피부가 어떻게 매립되고 절단되는지에 대한 철저한 집중이 필요합니다. 중요하게, 모낭은 더 두꺼울 수 있습니다100 μm 이상으로 표준 파라핀이나 동결 절편 두께를 크게 능가하므로 전체 장착 또는 두꺼운 단면 3 , 4 , 5에 비해 분석 표준이 낮아집니다. 종합하여, 현미경 분석을위한 표본 준비의 각 단계는 이미지 분석에 영향을주는 중요한 결정 요소입니다. 여기서 &quot;수평 전체 마운트 (horizontal whole mount)&quot;라고 부르는 두껍고 3D 인 조직 단면 분석을위한 새로운 처리 프로토콜이 제시됩니다. 이 프로토콜은 항원 성을 유지하고 표준 공 촛점 이미징 장비를 사용하여 피부의 두꺼운 부분을 최대한 활용할 수 있습니다. 조직 수확 및 파라 포름 알데히드 (PFA)를 기반으로 한 저온 보존 (단계 1), 저온 저장 장치로 100 μm 두께의 조직 단면 생성 (단계 1)을 포함한 두꺼운 조직 단면 처리 및 이미징을위한 스킨 사용에 대한 완벽한 안내서입니다. 2), 면역 형광성 라벨링 및 마운팅 (단계 3 및 4). 대표적인 결과는이 프로토콜의 잠재적 인 사용자를위한 &quot;수평 전체 마운트&quot;의 장점을 강조하는 두 가지 별개의 조직 학적 준비 기술 (고전적 절제 및 두꺼운 3D 조직 교차 절삭)의 공 촛점 이미지를 비교합니다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="658">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">PBS</td>
			<td style="width:99px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">homemade</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">Gelatin, from cold water fish skin</td>
			<td style="width:99px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">G7765</td>
			<td>250ML</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:273px;">Glycerol</td>
			<td style="width:99px;">BDH Laboratory Supplies</td>
			<td style="width:119px;">444482V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:273px;">O.C.T. compound</td>
			<td style="width:99px;">VWR chemicals</td>
			<td style="width:119px;">361603E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">Peel-A-Way embedding molds</td>
			<td style="width:99px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">E6032-1CS</td>
			<td>Square S-22</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">Non-Fat Powdered Milk</td>
			<td style="width:99px;">Bio Basic Inc.</td>
			<td style="width:119px;">NB0669</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">Triton X-100</td>
			<td style="width:99px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">T9284</td>
			<td>500ML</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:273px;">4&#8242;,6-Diamidino-2-phenylindole, dilactate (DAPI)</td>
			<td style="width:99px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">D3571</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:273px;">FITC Rat Anti-Human CD49f</td>
			<td style="width:99px;">BD Pharmingen</td>
			<td style="width:119px;">555735</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">Mouse/Rat Integrin alpha 8 Antibody</td>
			<td style="width:99px;">R&#38;D Systems</td>
			<td style="width:119px;">AF4076</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:273px;">Alexa Fluor 488 donkey anti-rat IgG</td>
			<td style="width:99px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">A21208</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:273px;">Alexa Fluor 555 donkey anti-goat IgG</td>
			<td style="width:99px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">A21432</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:273px;">CryoStar NX70</td>
			<td style="width:99px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">100mm Culture dishes</td>
			<td style="width:99px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:273px;">Disposable scalpels</td>
			<td style="width:99px;">Swann-Morton</td>
			<td style="width:119px;">Ref 0501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">pointed metal forceps</td>
			<td style="width:99px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">1.5 ml microcentrifuge tubes</td>
			<td style="width:99px;">VWR</td>
			<td dir="LTR">211-2130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">12 Well plates</td>
			<td style="width:99px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">CLS3513</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">Dissecting microscope</td>
			<td style="width:99px;">Nikon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">20 ul and 1000 ul Pipette</td>
			<td style="width:99px;">Gilson</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td dir="LTR" height="21" style="height:21px;">1000&#181;l XL Graduated TipOne Filter Tip (Sterile)</td>
			<td style="width:99px;">Star Lab</td>
			<td dir="LTR">S1122-1830</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td dir="LTR" height="21" style="height:21px;">20&#181;l Bevelled TipOne Filter Tip (Sterile)</td>
			<td style="width:99px;">Star Lab</td>
			<td>S1120-1810</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">Rocking shaker plate</td>
			<td style="width:99px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:273px;">Microscope slides, menzel Glaeser</td>
			<td style="width:99px;">Thermos Scientific</td>
			<td style="width:119px;">631-9483</td>
			<td>Superfrost Plus</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:273px;">Cover Glasses, Menzel Glaeser</td>
			<td style="width:99px;">Thermos Scientific</td>
			<td style="width:119px;">MENZBB024060AB</td>
			<td>24 x 60 mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:273px;">Confocal microscope</td>
			<td style="width:99px;">Nikon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

horizontal whole mount: a novel processing and imaging protocol for thick, three-dimensional tissue cross-sections of skin

과학적 논증을 뒷받침하는 현미경 이미지를 생성하기 위해 관심 조직을 처리하는 것은 어려울 수 있습니다. 고품질 현미경 이미지의 획득은 현미경의 품질뿐만 아니라 종종 여러 가지 중요한 동작이나 단계를 포함하는 조직 처리 방법에도 달려 있습니다. 또한, 피부 및 다른 조직에서의 중간 엽 세포 유형은 조직 준비 및 영상화를위한 새로운 도전 과제이다. 여기, 우리는 조직 수확에서 현미경으로 완전한 과정을 제시한다. &quot;수평 전체 마운트 (horizontal whole mount)&quot;라고 불리는 우리의 기술은 초보자들이 신속하게 능숙해질 수 있고 저온 유지 장치로 절단 된 60-300 μm 두께의 섹션에서 항원 보존과 검출을 가능하게합니다. 이 두께의 섹션은 3 차원 환경에서 조직 마이크로 아키텍처의 향상된 시각화를 제공합니다. 또한, 프로토콜은 중간 엽 세포를 보존 할 때 이미지 품질을 향상시키는 방식으로표준 저온 유지 장치 또는 파라핀 절편과 비교하여 면역 염색의 효능 및 안정성을 증가시킵니다. 우리는이 프로토콜이 피부 및 다른 조직 및 기관을 시각화하는 모든 실험실에 도움이 될 것으로 믿습니다.

우리 기술의 장점을 강조하기 위해 우리는 두꺼운 3D 조직 교차 절삭 기법 인 &quot;수평 전체 마운트&quot;를 기존의 고정 된 섹션과 비교했습니다. 고전 냉동 섹션은 이전에 설명한대로 잘라 5 . 현미경 이미지에서 표피에 대한 시각적 구조를 제공하기 위해, 우리는 integrin alpha-6 (Itga6)에 대해 면역 염색을하였으며, 이것은 표피 세포를 기저막 6에 고정시키는 성분이다. 우리는 또한 인테그린 알파 - 8 7 (또한 &quot;소름&quot;로 알려진) 경직을 담당하는 arrector의 필리 근육 (APM)를 표시. 고전적인 동결 절편에서 Itga6로 시각화 된 대부분의 모낭은 전체 길이에 따라 절개되지 않았으며, 수평 전체 마운트에 비해 섹션 당 우세하게 불완전한 모낭을 생성했습니다 ( 그림 4a -4d </strong&gt;). 두꺼운 조직 단면은 기존의 10-μm 섹션에 비해 더 많은 Z- 스택 레이어를 획득 할 수 있으므로보다 완벽한 3D 이미지를 구현할 수 있습니다. 이것은 모낭과 위에있는 기저막과 관련된 APM의 무결성을 연구 할 때 더욱 분명 해집니다. 고전적인 절제술에서, APM의 광대 한 부분은 분류되었다 ( 그림 4a - 4d ). 또한 cryosections가 잘 알려진 냉동 동결 해물 인 따뜻한 유리 슬라이드에 부착되었을 때 지방 세포의 파괴와 비교하여 피하 지방실의 조직 무결성이 수평 전체 마운트에서 보존됩니다 ( 그림 4a - b , 피하 지방 영역) 8 . <img alt="그림 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56106/56106fig4.jpg" /> 그림 4. 수평 전체클래식 cryosection에 비해 nt. (a) 고전적 수득 피부는 10 μm의 두께 (B)를 100 ㎛의 두께의 3 차원 조직 단면이 인테그린 알파 6 (Itga6)로 표지하고, 인테그린 알파 8 (Itga8) 시각화 표피 실과 arrector 필리 근육 저온부 로 나타났다. 두꺼운 조직 단면의 이미지는 큰 Z 스택의 최대 투영으로 표시됩니다. 흰색 프레임은 ( c ) 클래식 및 ( d ) 수평 전체 마운트 섹션에 표시되는 확대 된 영역을 나타냅니다. ( e ) 손상되지 않은 모낭과 ( f ) 손상되지 않은 근력 약근 근육은 고전 및 수평 전체 마운트 섹션에서 정량화되었다. 눈금 막대는 100 μm를 나타냅니다. 데이터는 평균 ± 표준 오차 (SEM)로 표시됩니다. 생물학적 복제 ( n = 3) 당 하나의 섹션을 정량화했습니다. 페어링되지 않은 t- 테스트 * P &lt;0.05, *** P &lt;0.0005. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56106/56106fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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Horizontal Whole Mount: A Novel Processing and Imaging Protocol for Thick, Three-dimensional Tissue Cross-sections of Skin

수평 한 전체적인 거치 : 피부의 두껍고, 3 차원 조직 단면도를위한 비발 한 가공 그리고 화상 진찰 의정서

이 작품은 공 촛점 이미징 양식의 완전한 착취를 가능하게 두께, 3 차원 조직 단면 분석을위한 새로운 처리 및 이미징 프로토콜을 제공합니다. 이 프로토콜은 항원 성을 보존하고 피부 조직 및 잠재적으로 다른 조직 유형을 분석하는 강력한 시스템을 나타냅니다.

Processing a tissue of interest to generate a microscopic image that supports a scientific argument can be challenging. The acquisition of high-quality ...

horizontal-whole-mount-novel-processing-imaging-protocol-for-thick

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

14.9K 조회수.  King's College London.  이 작품은 공 촛점 이미징 양식의 완전한 착취를 가능하게 두께, 3 차원 조직 단면 분석을위한 새로운 처리 및 이미징 프로토콜을 제공합니다. 이 프로토콜은 항원 성을 보존하고 피부 조직 및 잠재적으로 다른 조직 유형을 분석하는 강력한 시스템을 나타냅니다. 

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A Novel Use of Three-dimensional High-frequency Ultrasonography for Early Pregnancy Characterization in the Mouse

High-frequency ultrasonography (HFUS) is a common method to non-invasively monitor the real-time development of the human fetus in utero. The mouse is routinely used as an in vivo model to study embryo implantation and pregnancy progression. Unfortunately, such murine studies require pregnancy interruption to enable follow-up phenotypic analysis. To address this issue, we used three-dimensional (3-D) reconstruction of HFUS imaging data for early detection and characterization of murine embryo implantation sites and their individual developmental progression in utero. Combining HFUS imaging with 3-D reconstruction and modeling, we were able to accurately quantify embryo implantation site number as well as monitor developmental progression in pregnant C57BL6J/129S mice from 5.5 days post coitus (d.p.c.) through to 9.5 d.p.c. with the use of a transducer. Measurements included: number, location, and volume of implantation sites as well as inter-implantation site spacing; embryo viability was assessed by cardiac activity monitoring. In the immediate post-implantation period (5.5 to 8.5 d.p.c.), 3-D reconstruction of the gravid uterus in both mesh and solid overlay format enabled visual representation of the developing pregnancies within each uterine horn. As genetically engineered mice continue to be used to characterize female reproductive phenotypes derived from uterine dysfunction, this method offers a new approach to detect, quantify, and characterize early implantation events in vivo. This novel use of 3-D HFUS imaging demonstrates the ability to successfully detect, visualize, and characterize embryo-implantation sites during early murine pregnancy in a non-invasive manner. The technology offers a significant improvement over current methods, which rely on the interruption of pregnancies for gross tissue and histopathologic characterization. Here we use a video and text format to describe how to successfully perform ultrasounds of early murine pregnancy to generate reliable and reproducible data with reconstruction of the uterine form in mesh and solid 3-D images.

Mice are widely used to study gestational biology. However, pregnancy termination is required for such studies which precludes longitudinal investigations and necessitates the use of large numbers of animals. Therefore, we describe a non-invasive technique of high-frequency ultrasonography for early detection and monitoring of post-implantation events in the pregnant mouse.

마우스에서 초기 임신 특성에 대 한 3 차원 높은-주파수 초음파의 새로운 사용

High-frequency ultrasonography (HFUS) is a common method to non-invasively monitor the real-time development of the human fetus in utero. The mouse is ...

연구

발생학

Visualizing Multiciliated Cells in the Zebrafish Through a Combined Protocol of Whole Mount Fluorescent In Situ Hybridization and Immunofluorescence

In recent years, the zebrafish embryo has emerged as a popular model to study developmental biology due to traits such as ex utero embryo development and optical transparency. In particular, the zebrafish embryo has become an important organism to study vertebrate kidney organogenesis as well as multiciliated cell (MCC) development. To visualize MCCs in the embryonic zebrafish kidney, we have developed a combined protocol of whole-mount fluorescent in situ hybridization (FISH) and whole mount immunofluorescence (IF) that enables high resolution imaging. This manuscript describes our technique for co-localizing RNA transcripts and protein as a tool to better understand the regulation of developmental programs through the expression of various lineage factors.

Visualizing Multiciliated Cells in the Zebrafish Through a Combined Protocol of Whole Mount Fluorescent In Situ Hybridization and Immunofluorescence

Cilia development is vital to proper organogenesis. This protocol describes an optimized method to label and visualize ciliated cells of the zebrafish.

Multiciliated 셀 전체 마운트 형광 제자리에서 교 잡 및 면역 형광의 결합 된 프로토콜을 통해 Zebrafish에 시각화

In recent years, the zebrafish embryo has emerged as a popular model to study developmental biology due to traits such as ex utero embryo development and ...

Whole-mount Clearing and Staining of Arabidopsis Flower Organs and Siliques

Due to its formidable tools for molecular genetic studies, Arabidopsis thaliana is one of the most prominent model species in plant biology and, especially, in plant reproductive biology. However, plant morphological, anatomical, and ultrastructural analyses traditionally involve time-consuming embedding and sectioning procedures for bright field, scanning, and electron microscopy. Recent progress in confocal fluorescence microscopy, state-of-the-art 3-D computer-aided microscopic analyses, and the continuous refinement of molecular techniques to be used on minimally processed whole-mount specimens, has led to an increased demand for developing efficient and minimal sample processing techniques. In this protocol, we describe techniques for properly dissecting Arabidopsis flowers and siliques, basic clearing techniques, and some staining procedures for whole-mount observations of reproductive structures.

Whole-mount Clearing and Staining of Arabidopsis Flower Organs and Siliques

In this protocol, we describe techniques for the proper dissection of Arabidopsis flowers and siliques, some basic clearing techniques, and selected staining procedures for whole-mount observations of reproductive structures.

전체-마운트 고 애기 꽃 기관 및 Siliques의 얼룩

Due to its formidable tools for molecular genetic studies, Arabidopsis thaliana is one of the most prominent model species in plant biology and, ...

Quantitative Whole-mount Immunofluorescence Analysis of Cardiac Progenitor Populations in Mouse Embryos

The use of ever-advancing imaging techniques has contributed broadly to our increased understanding of embryonic development. Pre-implantation development and organogenesis are two areas of research that have benefitted greatly from these advances, due to the high quality of data that can be obtained directly from imaging pre-implantation embryos or ex vivo organs. While pre-implantation embryos have yielded data with especially high spatial resolution, later stages have been less amenable to three-dimensional reconstruction. Obtaining high-quality 3D or volumetric data for known embryonic structures in combination with fate mapping or genetic lineage tracing will allow for a more comprehensive analysis of the morphogenetic events taking place during embryogenesis.
This protocol describes a whole-mount immunofluorescence approach that allows for the labeling, visualization, and quantification of progenitor cell populations within the developing cardiac crescent, a key structure formed during heart development. The approach is designed in such a way that both cell- and tissue-level information can be obtained. Using confocal microscopy and image processing, this protocol allows for three-dimensional spatial reconstruction of the cardiac crescent, thereby providing the ability to analyze the localization and organization of specific progenitor populations during this critical phase of heart development. Importantly, the use of reference antibodies allows for successive masking of the cardiac crescent and subsequent quantitative measurements of areas within the crescent. This protocol will not only enable a detailed examination of early heart development, but with adaptations should be applicable to most organ systems in the gastrula to early somite stage mouse embryo.

Here, we describe a protocol for whole mount immunofluorescence and image-based quantitative volumetric analysis of early stage mouse embryos. We present this technique as a powerful approach to qualitatively and quantitatively assess cardiac structures during development, and propose that it may be widely adaptable to other organ systems.

마우스 배아에서 심장 조상 인구의 양적 전체 마운트 면역 형광 분석

The use of ever-advancing imaging techniques has contributed broadly to our increased understanding of embryonic development. Pre-implantation development ...

Three-dimensional Rendering and Analysis of Immunolabeled, Clarified Human Placental Villous Vascular Networks

Nutrient and gas exchange between mother and fetus occurs at the interface of the maternal intervillous blood and the vast villous capillary network that makes up much of the parenchyma of the human placenta. The distal villous capillary network is the terminus of the fetal blood supply after several generations of branching of vessels extending out from the umbilical cord. This network has a contiguous cellular sheath, the syncytial trophoblast barrier layer, which prevents mixing of fetal blood and the maternal blood in which it is continuously bathed. Insults to the integrity of the placental capillary network, occurring in disorders such as maternal diabetes, hypertension and obesity, have consequences that present serious health risks for the fetus, infant, and adult. To better define the structural effects of these insults, a protocol was developed for this study that captures capillary network structure on the order of 1 - 2 mm3 wherein one can investigate its topological features in its full complexity. To accomplish this, clusters of terminal villi from placenta are dissected, and the trophoblast layer and the capillary endothelia are immunolabeled. These samples are then clarified with a new tissue clearing process which makes it possible to acquire confocal image stacks to z- depths of ~1 mm. The three-dimensional renderings of these stacks are then processed and analyzed to generate basic capillary network measures such as volume, number of capillary branches, and capillary branch end points, as validation of the suitability of this approach for capillary network characterization.

This study presents a protocol for the reversible tissue clearing, immunostaining, 3D-rendering and analysis of vascular networks in human placenta villi samples on the order of 1 - 2 mm3.

3 차원 렌더링 및 Immunolabeled, 분석 인간 Placental Villous 혈관 네트워크를 명확히

Nutrient and gas exchange between mother and fetus occurs at the interface of the maternal intervillous blood and the vast villous capillary network that ...

Three-dimensional Inflammatory Human Tissue Equivalents of Gingiva

Periodontal diseases (such as gingivitis and periodontitis) are the leading causes of tooth loss in adults. Inflammation in gingiva is the fundamental physiopathology of periodontal diseases. Current experimental models of periodontal diseases have been established in various types of animals. However, the physiopathology of animal models is different from that of humans, making it difficult to analyze cellular and molecular mechanisms and evaluate new medicines for periodontal diseases. Here, we present a detailed protocol for reconstructing human inflammatory tissue equivalents of gingiva (iGTE) in vitro. We first build human tissue equivalents of gingiva (GTE) by utilizing two types of human cells, including human gingival fibroblasts (HGF) and human skin epidermal keratinocytes (HaCaT), under three-dimensional conditions. We create a wound model by using a tissue puncher to punch a hole in the GTE. Next, human THP-1 monocytes mixed with collagen gel are injected into the hole in the GTE. By adimistration of 10 ng/mL phorbol 12-myristate 13-acetate (PMA) for 72 h, THP-1 cells differentiated into macrophages to form inflammatory foci in GTE (iGTE) (IGTE also can be stumilated with 2 &#181;g/mL of lipopolysaccharides (LPS) for 48 h to initiate inflammation). IGTE is the first in vitro model of inflammatory gingiva using human cells with a three-dimensional architecture. IGTE reflects major pathological changes (immunocytes activition, intracellular interactions among fibryoblasts, epithelial cells, monocytes and macrophages) in periodontal diseases. GTE, wounded GTE, and iGTE can be used as versatile tools to study wound healing, tissue regeneration, inflammation, cell-cell interaction, and screen potential medicines for periodontal diseases.

The goal of the protocol is to build an inflammatory human gingiva model in vitro. This tissue model co-cultivates three types of human cells, HaCaT keratinocytes, gingival fibroblasts, and THP-1 macrophages, under three-dimensional conditions. This model can be applied to investigating periodontal diseases, such as gingivitis and periodontitis.

3 차원 선 동적인 인간 조직 Gingiva 등가물

Periodontal diseases (such as gingivitis and periodontitis) are the leading causes of tooth loss in adults. Inflammation in gingiva is the fundamental ...

Whole-mount Confocal Microscopy for Adult Ear Skin: A Model System to Study Neuro-vascular Branching Morphogenesis and Immune Cell Distribution

Here, we present a protocol of a whole-mount adult ear skin imaging technique to study comprehensive three-dimensional neuro-vascular branching morphogenesis and patterning, as well as immune cell distribution at a cellular level. The analysis of peripheral nerve and blood vessel anatomical structures in adult tissues provides some insights into the understanding of functional neuro-vascular wiring and neuro-vascular degeneration in pathological conditions such as wound healing. As a highly informative model system, we have focused our studies on adult ear skin, which is readily accessible for dissection. Our simple and reproducible protocol provides an accurate depiction of the cellular components in the entire skin, such as peripheral nerves (sensory axons, sympathetic axons, and Schwann cells), blood vessels (endothelial cells and vascular smooth muscle cells), and inflammatory cells. We believe this protocol will pave the way to investigate morphological abnormalities in peripheral nerves and blood vessels as well as the inflammation in the adult ear skin under different pathological conditions.

Here, we describe a high resolution whole-mount imaging method in the entire adult mouse ear skin, which enables us to visualize branching morphogenesis and patterning of peripheral nerves and blood vessels, as well as immune cell distribution.

성인 귀 피부에 대 한 전체 실장 Confocal 현미경 검사 법: 신경-혈관 분기 Morphogenesis 및 면역 세포 분포를 연구 하는 모델 시스템

Here, we present a protocol of a whole-mount adult ear skin imaging technique to study comprehensive three-dimensional neuro-vascular branching ...

Three-dimensional Organotypic Cultures of Vestibular and Auditory Sensory Organs

The sensory organs of the inner ear are challenging to study in mammals due to their inaccessibility to experimental manipulation and optical observation. Moreover, although existing culture techniques allow biochemical perturbations, these methods do not provide a means to study the effects of mechanical force and tissue stiffness during development of the inner ear sensory organs. Here we describe a method for three-dimensional organotypic culture of the intact murine utricle and cochlea that overcomes these limitations. The technique for adjustment of a three-dimensional matrix stiffness described here permits manipulation of the elastic force opposing tissue growth. This method can therefore be used to study the role of mechanical forces during inner ear development. Additionally, the cultures permit virus-mediated gene delivery, which can be used for gain- and loss-of-function experiments. This culture method preserves innate hair cells and supporting cells and serves as a potentially superior alternative to the traditional two-dimensional culture of vestibular and auditory sensory organs.

Three-dimensional organotypic cultures of the murine utricle and cochlea in optically clear collagen I gels preserve innate tissue morphology, allow for mechanical stimulation through adjustment of matrix stiffness, and permit virus-mediated gene delivery.

Vestibular 및 청각 감각 기관의 3 차원 Organotypic 문화

The sensory organs of the inner ear are challenging to study in mammals due to their inaccessibility to experimental manipulation and optical observation. ...

Whole Mount Immunofluorescence and Follicle Quantification of Cultured Mouse Ovaries

Research in the field of mammalian reproductive biology often involves evaluating the overall health of ovaries and testes. Specifically, in females, ovarian fitness is often assessed by visualizing and quantifying follicles and oocytes. Because the ovary is an opaque three-dimensional tissue, traditional approaches require laboriously slicing the tissue into numerous serial sections in order to visualize cells throughout the entire organ. Furthermore, because quantification by this method typically entails scoring only a subset of the sections separated by the approximate diameter of an oocyte, it is prone to inaccuracy. Here, a protocol is described that instead utilizes whole organ tissue clearing and immunofluorescence staining of mouse ovaries to visualize follicles and oocytes. Compared to more traditional approaches, this protocol is advantageous for visualizing cells within the ovary for numerous reasons: 1) the ovary remains intact throughout sample preparation and processing; 2) small ovaries, which are difficult to section, can be examined with ease; 3) cellular quantification is more readily and accurately achieved; and 4) the whole organ imaged.

Here, we present a protocol to quantify follicles in cultured ovaries of young mice without serial sectioning. Using whole organ immunofluorescence and tissue clearing, physical sectioning is replaced with optical sectioning. This method of sample preparation and visualization maintains organ integrity and facilitates automated quantification of specific cells.

전체 산 면역 형광 및 교양된 마우스 난소의 여 포 정량화

Research in the field of mammalian reproductive biology often involves evaluating the overall health of ovaries and testes. Specifically, in females, ...

A Simplified and Efficient Method to Isolate Primary Human Keratinocytes from Adult Skin Tissue

Primary human keratinocytes isolated from fresh skin tissues and their expansion in vitro have been widely used for laboratory research and for clinical applications. The conventional isolation method of human keratinocytes involves a two-step sequential enzymatic digestion procedure, which has been proven to be inefficient in generating primary cells from adult tissues due to the low cell recovery rate and reduced cell viability. We recently reported an advanced method to isolate human primary epidermal progenitor cells from skin tissues that utilizes the Rho kinase inhibitor Y-27632 in the medium. Compared with the traditional protocol, this new method is simpler, easier, and less time-consuming, and increases epithelial stem cell yield and enhances their stem cell characteristics. Moreover, the new methodology does not require the separation of the epidermis from the dermis, and, therefore, is suitable for isolating cells from different types of adult tissues. This new isolation method overcomes the major shortcomings of conventional methods and is more suitable for producing large numbers of epidermal cells with high potency both for laboratory and for clinical applications. Here, we describe the new method in detail.

Here we present a protocol to efficiently isolate primary human keratinocytes from adult skin tissues. This method simplifies the conventional procedure by using the ROCK Inhibitor Y-27632 in the inoculation medium to spontaneously separate epidermal cells from dermal cells.

성인 피부 조직에서 기본 인간의 Keratinocytes를 분리 하는 단순 하 고 효율적인 방법

Primary human keratinocytes isolated from fresh skin tissues and their expansion in vitro have been widely used for laboratory research and for clinical ...