이 연구는 NIH P20 GM109005 (ARA) 및 Translational Neuroscience IDeA 프로그램 상 P30 GM110702 센터의 파일럿 보조금에 의해 지원되었습니다.

실험은 UAMS 기관 동물 관리 및 사용위원회 (Institutional Animal Care and Use Committee)가 승인 한 윤리적 기준에 따라 수행되었습니다. 1. 동물과 5-Fu 주사 패러다임 <ol><li> 6 개월 된 수컷 C57Bl6 / J 야생형 마우스를 구입하여 1 살이 될 때까지 일정한 12 시간의 명암주기하에 보관하십시오. </li><li> 0.9 % 살균 식염수로 5 푸를 희석하십시오. 마우스 당 필요한 용량으로 60 mg / kg을 사용하십시오. </li><li> 5-Fu의 복강 내 주사를 주십시오 (3 주 동안 1 주일에 한 번). <ol><li> 매일 같은 시간에 복강 내 주사를합니다. 예를 들어, 0900-1200 시간. </li></ol></li><li> 동물을 안락사시키고 마지막 주입 후 30 일 동안 두뇌를 추출하십시오. </li></ol> 2. 안락사 절차 및 뇌 추출 <ol><li> 설치류를 억제하고 꼬리의 바닥을 잡아. 다른 한편으로, 엄지 또는 첫 번째 손가락을 th설치류 목의 바닥. 설치류의 목에 신속하게 압력을 가하고 꼬리를 잡고있는 다른 손이 뒤로 당기는 동안 앞으로 밉니다. </li><li> 한 손으로 설치류를 잡고 다른 한 손으로 대형 수술 가위를 잡으십시오. 두 블레이드 사이에 설치류의 목을 놓고 신속하게 머리를 참견하십시오. </li><li> 절단 된 마우스 헤드를 가져 와서 눈 위까지 두개골 위의 털을 다듬을 때 미세 가위를 사용하십시오. 그런 다음 가위 끝을 각 아이 소켓에 넣고 약간의 힘으로 가위를 닫으십시오. </li><li> 소용돌이를 사용하여 두개골을 소뇌의 좌우로 자른다. </li><li> 포셉을 사용하여 소뇌를 둘러싼 두개골 부분을 직접 들어 올리거나 떼어냅니다. </li><li> 두개골의 midsagittal 라인을 따라 잘라 봄 가위를 사용하십시오. </li><li> 포셉을 사용하여 두개골의 나머지 부분을 두뇌에서 들어 올리십시오. </li><li> 주걱과 프로브를 사용하여 두뇌를 원하는 용기에 넣으십시오. 스테인리스 사용teel 블레이드, midsagittal 비행기를 따라 각 뇌를 잘라. 오른쪽 반구에 다음 Golgi-Cox 방법을 수행합니다. </li></ol> 3. Golgi 염색 및 조직 준비 <ol><li> 갓 수확 한 반뇌를 10 mL 원뿔 튜브에 5 mL 염화 수은 기반 용액 (키트의 용액 A)에 담그십시오. 염화 수은 용액은 빛에 민감합니다. 호일로 튜브를 덮으십시오. 샘플을 실온에서 어둡게 보관하십시오. 참고 : 솔루션 A는 표에 나와있는 키트로 제공됩니다. 주의! 용액 A (염화 수은 용액이라고도 함)에는 중크롬산 칼륨, 염화 수은 및 크롬산 칼륨과 같은 독성 시약이 포함되어 있습니다. 보호 장갑을 착용하고 흄 후드에서 작업하십시오. </li><li> 1 일 후, 용액을 일시적인 용기 (예 : 대형 계량 보트)에 천천히 방울을 옮겨 생물학적 유해 폐기물 용기에 버리십시오. 두뇌 (원래 10 ML 원뿔 튜브에 여전히) 5 ML과염화 수은 용액에 넣고 샘플을 실온에서 13 일 더 어두운 곳으로 되돌립니다. </li><li> 증류수 또는 탈 이온수 (dH 2 O) 90 mL에 30 g의 함침 완충액을 넣는다. 6 잘 접시의 각 우물은 6.5 ML의 게시물 주입 버퍼, 하나의 우물 당 두뇌를 채우십시오 참고 : 사후 주입 버퍼는 표에 나와있는 키트에 들어 있습니다. <ol><li> 염화 수은 용액에서 (총) 14 일 후 dH 2 O로 조직을 헹구십시오. 그런 다음 post-impregnation buffer가있는 6-well plates로 옮깁니다. 호일로 판을 덮고 어두운 곳에서 실온에서 보관하십시오. </li></ol></li><li> 침지 1 일 후 사후 침투 완충액을 피펫 팅하고 신선한 사후 침투 완충액으로 갱신한다. 실온에서 어두운 곳에서 1 일 동안 보관하십시오. 필요한 경우 4 ° C에서 최대 1 개월 22 동안 보관하십시오. </li></ol> 4. 섹션 <ol><li> 뚜껑의 12- 웰 플레이트에 왼쪽에서 오른쪽으로 그리고 위에서 아래로 숫자가 오름차순으로 레이블을 붙입니다. </li><li> 전체 뇌를 절단하는 경우 뇌 당 2 ~ 3 개의 12- 웰 플레이트를 준비하십시오. <ol><li> 각 12 웰 플레이트 뚜껑의 상단에 분류 번호가 매겨진 뇌를 표시하십시오. </li><li> 각 플레이트의 각 우물에 1X PBS 2 ML 피펫. </li></ol></li><li> 스테이지를 설정하고 vibratome을 켜십시오. 조직에 충분한 1x PBS가 있는지 확인하십시오. <ol><li> 플라스틱 파라핀 필름 두 장을 자르고 두 번 접습니다. 시편 홀더 손잡이의 구멍에 올려 놓고 1x PBS가 카운터에 새어 나오지 않도록하십시오. </li><li> 시편 홀더의 티슈 블록에 테이프를 붙이고 시아 노 아크릴 레이트 접착제 접착제 (재료 표 참조)를 올려 놓으십시오. </li></ol></li><li> 6 - 웰 플레이트에서 두뇌를 제거하고 플라스틱이나 유리 접시에 놓습니다. 스테인리스 사용소뇌의 약 절반을 자르는 강철 양날 칼날. <ol><li> 소뇌를 꼬리로 자른다. 남아있는 소뇌 부분이 균일한지 확인하십시오. </li></ol></li><li> 즉시 접착제에 남은 소뇌의 평평한 표면을 놓으십시오. 참고 : 조직 (대뇌 피질)의 지느러미 부분은 블레이드에 대해 왼쪽이나 오른쪽을 향해야합니다. 이전에 부착 된 후각 구를 포함하고 있던 주둥이 끝은 위쪽을 향해야합니다. <ol><li> 접착제가 완전히 마르도록 적어도 몇 분 정도 기다리십시오. </li></ol></li><li> 두뇌를 고정시키고있는 접착제가 건조되는 동안 1x PBS를 시험편 배스에 붓습니다. 접착제가 마른 후에, 표본 홀더를 조직과 함께 시험편 배스에 넣으십시오. <ol><li> 조직 샘플이 완전히 덮여 있지 않으면 표본 욕조에 1x PBS를 더 붓습니다. </li></ol></li><li> vibratome의 블레이드 홀더에 날을 장착하고 천천히 l블레이드가 1x PBS에 완전히 잠길 때까지 블레이드를 시험편 배스에 넣으십시오. 조직 상단보다 약간 아래쪽에 올 때까지 블레이드를 계속 낮 춥니 다. </li><li> vibratome 속도를 7, 진폭을 6, 절단 각도를 12 °로 설정하십시오 (vibratome 모델의 재료 표 참조). 진동을 시작하고 200 μm 구간을 자릅니다 23 . <ol><li> 큰 그림 붓을 사용하여 조직 섹션을 표본 욕조에서 12 개의 웰 플레이트의 지정된 각 웰로 이동하십시오. </li></ol></li><li> 원하는 수의 조직 절편에 도달 할 때까지 조직 절개를 계속하십시오. </li></ol> 5. 포스트 염색법 <ol><li> 다음의 각 염색 단계 및 헹굼물마다 웰당 지시 된 용액 2 mL를 사용한다. 전동 피펫 필러 (물질 표 참조)를 사용하여 용액을 우물로 옮긴다. 용액을 적당한 곳으로 옮기고 적절한 쓰레기로 옮기려면 전송 피펫 (재료 표 참조)을 사용하십시오컨테이너. </li><li> 0.01M PBS-T로 30 분간 1 회 씻으십시오 (0.01 M PBS 1,000 mL에 세제 3.0 mL를 넣으십시오). </li><li> 사용 직전에 dH 2 O로 수산화 암모늄 용액 (주의) 3 : 5를 희석하십시오. 희석 된 수산화 암모늄 용액에서 19-21 분 동안 부분을 염색합니다. <ol><li> 감광성 수산화 암모늄 용액을 호일로 보호하십시오. 참고 : 용액 내의 수산화 암모늄은 ~ 10 % 농도이며 &quot;위험한&quot;것으로 분류됩니다. 수산화 암모늄 용액은 피부에 접촉하면 화상을 입을 수 있습니다. 흡입하면 호흡기도 자극을 유발할 수 있습니다. 보호 장갑을 착용하고 흄 후드에서 작업하십시오. </li></ol></li><li> 포스트 얼룩 버퍼 (500 ML dH 2 O에 시약 D 90g을 추가)에 섹션을 19 ~ 21 분 동안 얼룩. 포스트 염색 완충액은 빛에 민감합니다. 호일로 보호하십시오 22 . </li><li> 세 부분을 헹구십시오.0.01 M PBS-T를 5 ~ 10 분 세척 하였다. </li></ol> 6. 설치, 청소 및 덮음 <ol><li> 큰 붓으로 1 % 젤라틴 코팅 슬라이드에 섹션을 마운트하십시오. 실온에서 20-30 분 건조시키고 밤새 코플린 병에 넣으십시오. </li><li> Coplin 항아리에서 장갑을 낀 손으로 슬라이드를 꺼내 플라스틱 랙에 넣으십시오 (재료 표 참조). 플라스틱 랙을 100 % 에탄올이 들어있는 얼룩 접시 (재료 표 참조)에 넣습니다. 5 분 세 번 씻어서 탈수하십시오. </li><li> 99 % 크실렌으로 5 분씩 두 번 씻으십시오. 슬라이드를 유리 선반에 놓고 랙을 금속 손잡이가있는 크실렌이 들어있는 유리 얼룩이 진 접시에 내려 놓으십시오 (재료 표 참조). 참고 : 크실렌은 흡입하면 유해하며 피부에 닿으면 자극을 유발합니다. 그것은 액체 및 증기 상태에서 매우 가연성입니다. 보호 장갑을 착용하고 흄 후드에서 작업하십시오. </li><li> 슬라이드를 xyl에서 꺼냅니다.한 번에 하나씩 주입하고 약 0.25 mL의 장착 매체로 조직을 신속하게 덮습니다 (재료 표 참조). 그런 다음 슬라이드 커버를 잡고 미디어 위에 올려 놓습니다. <ol><li> 슬라이드 덮개 아래의 갇힌 기포를 페인트 브러시의 끝과 같이 뾰족한 물체로 가장자리로 밀어 넣으십시오. </li></ol></li><li> 햇빛이 비치지 않는 곳에 슬라이드를 놓고 2 ~ 3 일 동안 말리십시오. </li><li> 현미경을 사용하여 이미지를 수집하고 적절한 소프트웨어로 분석하십시오. </li></ol> 7. 이미지 스택 획득 <ol><li> 이미징 프로그램을 엽니 다 ( 재료 표 참조). 슬라이드를 현미경 스테이지에 올려 놓습니다. 프로그램 상단의 메뉴에서 &#39;수집&#39;을 클릭 한 다음 &#39;라이브 이미지&#39;를 클릭하십시오. </li><li> 현미경을 10X로 설정합니다. 특혜의 뉴런을 확인하고 빨간색 X처럼 나타나는 커서를 soma의 중심으로 가져옵니다. 참조 점을 설정하려면 왼쪽 버튼을 클릭하십시오. </li><li> 현미경을 40X로 설정하십시오. 프로그램 상단의 메뉴에서 &#39;이동&#39;을 클릭 한 다음 &#39;참조 점&#39;을 클릭하십시오. </li><li> 초점이 약간 벗어날 때까지 조직 위의 미세한 대상을 수동으로 스크롤하여 이미지 스택을 만듭니다. <ol><li> &quot;Image Acquisition&quot;제목 아래에서 프로그램의 오른쪽 하단에있는 &quot;Set Top&quot;을 클릭하십시오. </li><li> 약간 초점이 맞을 때까지 조직 아래로 살짝 스크롤 한 다음 &quot;Image Acquisition&quot;아래의 &quot;Set Bottom&quot;을 클릭하십시오. 그런 다음 &quot;이미지 스택 가져 오기&quot;를 클릭하십시오. </li></ol></li><li> 이미지 스택을 얻은 후에 나타나는 창에 원하는 이미지 파일 이름을 입력하십시오. &quot;MBF Ascii 파일&quot;로 저장하십시오. <ol><li> 메시지가 나타나면 파일 형식을 &quot;MBF JPEG2000 stack file&quot;로 선택한 다음 &quot;저장&quot;을 클릭하십시오. </li></ol></li></ol> 8. 신경 추적 <ol><li> 툴바에서r 메뉴 아래의 &quot;Contour Name&quot;상자를 클릭하십시오. 드롭 다운 메뉴에서 &quot;Soma&quot;를 선택하십시오. </li><li> soma를 수동으로 추적하십시오. 그런 다음 마우스 오른쪽 버튼을 클릭하고 추적이 완료되면 &quot;셀 본문 완료&quot;를 선택하십시오. </li><li> &quot;AutoNeuron&quot;을 선택하여 &quot;AutoNeuron Workflow&quot;라는 다른 탭을 불러옵니다. </li><li> &quot;구성 유형&quot;에서 &quot;새로 만들기&quot;를 선택하십시오. 매개 변수를 설정하고 &quot;다음 단계&quot;를 클릭하여 &quot;Soma Detection&quot;소제목을 불러옵니다. <ol><li> 매개 변수를 설정하려면 &quot;Brightfield&quot;를 선택하십시오. 다음으로, &quot;Max Process Diameter&quot;에서 &quot;Start Measuring&quot;을 클릭하십시오. 커서를 사용하여 수상 돌기의 바닥으로 가서 수동으로 직경을 설정하십시오. </li></ol></li><li> 사용자가 전체 이미지를 추적하도록 요청하는 창에서 &quot;예&quot;를 클릭하십시오. soma를 수동으로 추적하십시오. 클릭 한 다음 &quot;다음 단계&quot;를 클릭하여 &quot;시드 배치&quot;소제목을 불러옵니다. </li><li> &quot;Validate Seed&quot;를 클릭하십시오.&quot;다음&quot;을 클릭하여 &quot;Neuron Reconstruction&quot;소제목을 불러옵니다. </li><li> &quot;Neuron&quot;에서 &quot;Interactive&quot;를 클릭하십시오. 수상 돌기의 프로그램 방향을 따라 마우스 오른쪽 버튼을 클릭하여 프로그램에서 추적 한 강조 표시된 영역을 완료함으로써 대화식 추적을 수행하십시오. 모든 수상 돌기를 추적 한 후 &quot;다음 단계&quot;를 클릭하십시오. </li><li> 새 창이 나타나면 원하는 제목으로 새 구성을 저장하십시오. &#39;저장&#39;을 클릭하십시오. </li></ol> 9. 분석 <ol><li> 분석 프로그램을 엽니 다 (재료 표 참조). </li><li> 상단 메뉴에서 &quot;파일&quot;을 클릭 한 다음 &quot;데이터 파일 열기&quot;를 클릭하십시오. 원하는 파일을 선택하십시오. </li><li> 분석 소제목 아래에서 &quot;Sholl Analysis&quot;를 선택하십시오. </li><li> &quot;Sholl Analysis&quot;창에서 시작 반경을 10 μm로 설정하십시오. &quot;분석&quot;에서 &quot;수상 돌기&quot;및 &quot;지점 주문&quot;상자를 클릭하십시오. </li><li> 오른쪽 cl새로 열린 창을 클릭하고 &quot;Excel 내보내기&quot;를 클릭하십시오. &#39;저장&#39;을 클릭하십시오. </li><li> 분석 아래에서 &quot;Branched Structure Analysis&quot;를 클릭하십시오. &quot;가능한 모든 분석&quot;을 선택하십시오. </li><li> 새로 열린 창을 마우스 오른쪽 버튼으로 클릭하고 &quot;Excel 내보내기&quot; 24를 클릭하십시오. </li></ol>

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C., Ustunkaya, T., Singh Alvarado, J., Eroglu, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+Golgi+analysis+method+for+efficient+and+unbiased+classification+of+dendritic+spines.">Rapid Golgi analysis method for efficient and unbiased classification of dendritic spines.</a> PloS One. 9 (9), (2014).</li><li>Kaufmann, W. E., Moser, H. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dendritic+anomalies+in+disorders+associated+with+mental+retardation.">Dendritic anomalies in disorders associated with mental retardation.</a> Cerebral cortex. 10 (10), 981-991 (2000).</li><li>Kulkarni, V. A., Firestein, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+dendritic+tree+and+brain+disorders.">The dendritic tree and brain disorders.</a> Mol Cell Neurosci. 50 (1), 10-20 (2012).</li></ol>

저자는 경쟁적인 금전적 이해 관계가 없다고 선언합니다.

보다 현대적인 기술에 비해 Golgi-Cox 방법은 척추 형태를 검사하는 데 선호되는 몇 가지 장점이 있습니다. 1) 염색은 본질적으로 모든 조직에 사용할 수 있습니다. 2) 기본적인 광학 현미경 설정만으로 모든 것이 가능합니다. 3) Golgi-Cox 이미징은 공 촛점 영상보다 빠르다. 4) Golgi 염색 된 절편은 형광 라벨이 부착 된 샘플보다 몇 개월에서 몇 년 더 오래 실행 가능하다. 이러한 장점을 가지고 있어도 Golgi-Cox 방법에는 여전히 한계가 있습니다. 첫째, 전체 프로세스가 매우 시간 소모적이어서 몇 주간의 얼룩이 필요하고 이미지를 분석해야합니다. 이 프로토콜에서 볼 수 있듯이, A 절에서 14 일, B 절에서 1 일이 소요되기 전에 절편을 시작할 수 있습니다. 또한 절단, 포스트 염색 및 마운팅 작업은 두뇌 당 2-3 시간이 소요됩니다. 각 슬라이드는 청소 및 덮기 전에 1 일 동안 건조해야합니다. 그 후 시간의 양그것이 섹션에 개인에 따라 달라집니다 이미지 및 분석 소요됩니다. 둘째, 척추 분류의 차이로 인해 애널리스트의 데이터간에 일관성 문제가있을 수 있습니다 30 . 이러한 이유로 한 사람이 각 실험의 이미징 및 분석 부분을 수행하여 프로젝트 완료 시간을 더 연장하는 것이 좋습니다. 정확한 타이밍과주의가 필요한 Golgi-Cox 방법에는 몇 가지 중요한 단계가 있습니다. 절편을 수산화 암모늄 용액으로 염색 할 때 절편이 적어도 19 분 동안 용액에 남아 있어야하지만 21 분을 초과해서는 안된다. 섹션이 충분한 시간 동안 수산화 암모늄 용액에 없으면 적절하게 염색되지 않아 뉴런의 이미지가 잘 보이지 않게되어 분석하기가 어려워집니다. 섹션이 21 분 이상 수산화 암모늄 용액에 있으면 ov가 될 수 있습니다er-stained되어 개별 뉴런을 식별하기가 어렵습니다. 따라서 솔루션을 전환 할 때 연구원은 신속하게 이동해야합니다. 또 다른 중요한 단계는 섹션을 슬라이드 위로 옮기는 것입니다. 대형 페인트 브러시로 섹션을 이동하기 전에 슬라이드에 소량의 PBS-T를 먼저 추가하는 것이 가장 좋습니다. 이렇게하면 섹션을 쉽게 슬라이드 위에 배치하고 잠재적으로 분리 할 필요없이 조작 할 수 있습니다. 한 가지 더 중요한 단계는 섹션을 슬라이드에 놓은 다음 건조 단계입니다. 슬라이드가 실온에서 최소 20 분 동안 건조하지 않으면 탈수 단계에서 특정 섹션이 떨어질 가능성이 큽니다. 슬라이드가 30 분 이상 건조되면 탈수 단계에서 부서지기 쉬워 질 것입니다. 이 절차를 수행 할 때 문제가 될 수있는 특정 단계가 있습니다. 예를 들어, 전체 소뇌가 절단되어 스펙에 두뇌가 놓여지면이젠 홀더 및 절편을 사용하면 뇌가 완전히 절단되기 전에 뇌가 갈라져서 더 이상 사용할 수없는 섹션을 사용할 수 없게됩니다. 따라서 소뇌의 약 절반을 꼬리 만 자르는 것이 중요합니다. 섹션에 부정적인 영향을 줄 수있는 또 다른 단계는 vibratome 속도와 진폭입니다. 권장 설정은 각각 7 및 6 용이지만 절단시 특정 부분이 PBS에서 분해되거나 고르지 않게 나타날 수 있습니다. 이것을 교정하기 위해서, 섹션이 inact 및 even, 6-8 사이의 설정이 될 때까지 한 번에 하나씩 vibratome 속도 또는 진폭을 미세하게 조정하십시오. Golgi 염색을위한 상업용 키트가 있지만, 각 단계에 대한 정확한 세부 정보가 부족한 경우가 많습니다. 이 프로토콜을 사용하여 다른 실험실이 최소한의 문제 해결로 높은 품질로 조직을 확실하게 오염시킬 수 있도록하는 데 사용 된 모든 단계를 자세히보고합니다. 사용 된 재료는 대부분의 신경 과학 연구소에서 사용할 수 있습니다. 수상 돌기에서의 수차수지상 돌기 수의 변화와 변이는 수많은 신경 장애와 관련이 있습니다 31 . 또한, 수지상 수 arborization 이러한 섭동은 두뇌 32 화학 요법 부상의 중요한 형태학의 특징을 나타낼 수 있습니다 32 . 앞으로 우리는 5-Fu에 의해 유도 된 구조적 변화가 행동, 세포 및 분자 변화와 어떻게 관련이 있는지 조사 할 것입니다.

<html> Dendrites는 presynaptic 입력을 받아 처리하는 뉴런의 가장 큰 부분입니다 1 . 그들의 수지상 프로세스는 복잡한 기하학을 가지고 있는데, 근위부 가지가 원위부 가지보다 더 큰 직경을 가지고 있습니다. 수상 돌기가 발달함에 따라 돌기 arborization이라고하는 과정에서 다른 뉴런과 여러 연결을 형성합니다. 이 분기의 범위와 패턴은 수상 돌기가 적절하게 처리 할 수있는 시냅스 입력의 양을 결정합니다 2 . 수상 돌기 arborization은 활동 의존성 소성과 연결 회로의 적절한 개발을 위해 필요한 과정입니다. 확장, 후퇴, 분지 및 시냅스 생성은 내인성 유전 프로그램 및 외인성 요인으로부터의 영향을 포함하는 복잡한 과정이다. 해마 내의 신경성 수상 돌기의 형태 및 분지 변화는인지 및 기억 형성에 관련되어있다돌기 복잡성의 변화는 병리 생리학 및 행동 변화와 관련이있다 5. 이상은 X- 증후군 및 다운 증후군을 포함한 여러 질병 상태와 관련이있다. 수상 돌기 (dendritic spines)는 중추 신경계 내에서 흥분성 입력을받는 돌기 아버의 특화된 세포 내 구획입니다. 각 계통의 크기와 모양에 따라 3 가지 형태의 계통 분류가 있습니다. 1) 버섯 계통은 다른 계통보다 글루타메이트 수용체가 많은 복잡한 계피 밀도를 가지고 있습니다. 2) 줄기가없는 멍한 등뼈; 3) 길고 좁은 줄기와 구상 머리로 구성된 얇은 등뼈 8 . 돌기 척추 부피는 부분적으로 사용되어 얇은 척추가 일반적으로 더 작습니다 (0.01 μm 3 </sup&gt;)를 버섯 등뼈 (0.8 μm 3 )와 비교 9,10 . 등뼈는 성숙과 함께 안정됩니다. 예를 들어, 얇은 등뼈는 며칠 후에 수축되거나 버섯 등뼈로 발전합니다. 양자 택일로, 버섯 등뼈는 상대적으로 안정하고 오랜 기간 생존 할 수 있습니다. 연결 연결의 강도는 등뼈 및 / 또는 그들의 볼륨 11,12,13의 수를 기반으로 생각됩니다. 고전적인 Golgi 염색 방법과 그보다 현대적인 변형 모두 돌기의 척추 형태와 밀도를 검사하는데 유용합니다. Golgi 염색의 한 가지 독특한 측면은 무작위로 총 뉴런의 약 5 %를 얼룩이 지므로 개별 뉴런의 추적이 가능합니다 14 , 15 . 골지기의 정확한 메카니즘얼룩 개별 뉴런은 여전히 ​​알려져 있지 않습니다, 방법의 원리는은 크로메이트 (Ag 2 CrO 4 ) 16 , 17 의 결정화를 기반으로합니다. Golgi 방법에는 세 가지 주요 유형이 있습니다 : 빠른 골지, Golgi-Cox 및 Golgi-Kopsch 18 , 19 . 세 가지 방법 모두 몇 일에서 몇 달 동안 크롬 염에서 초기 인큐베이션 단계로 시작하지만 몇 가지 주요 차이점이 있습니다. 빠른 Golgi는 첫 번째 단계에서 오스뮴 tetroxide를 사용하는 반면, Golgi-Kopsch는 paraformaldehyde를 포함합니다. rapid-Golgi와 Golgi-Kopsch에서의 염색은 약 7 일 동안 1 ~ 2 % 질산은 용액에서 배양한다. Golgi-Cox 방법은 질산은 대신에 염화 수은과 중크롬산 칼륨을 사용하며 2 ~ 4 주간의 함침 시간이 있습니다. 그 다음 조직을 절편 화하고 희석 된 암모니아염료를 제거하기위한 사진 용 정착액이 뒤 따른다. 세 가지 유형 중에서 골지 - 콕스 (Golgi-Cox) 방법은 배경 간섭이없는 돌기 아버를 염색하는 데 가장 좋은 것으로 여겨지는데 부분적으로는 크리스탈 아티팩트가 조직 표면에 발생하지 않기 때문에 (빠른 골지 방법과 달리) 17 , 20 , 21 . 현재의 방법은 상업적 골지 염색 키트와 함께 제공되는 프로토콜의 약간의 변형이며 5-Fu의 비교적 적은 양이 수지상 형태 학적 특성 및 척추 밀도에 어떻게 영향을 미치는지 평가하기 위해 고안되었다. 획득 된 모든 데이터는 화학 요법 치료가 어떻게 신경 회로에 영향을 미치는지에 대한 더 많은 통찰력을 제공 할 수 있습니다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="758">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">superGolgi Kit&#160;</td>
			<td style="width:207px;">Bioenno Lifesciences</td>
			<td style="width:119px;">30100</td>
			<td style="width:216px;">&#160;Contains hazardous materials.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">PBS 10X powder concentrate</td>
			<td style="width:207px;">Fisher&#160;</td>
			<td style="width:119px;">BP665-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Triton X-100</td>
			<td style="width:207px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">9002-93-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Permount&#160;</td>
			<td style="width:207px;">Fisher&#160;</td>
			<td style="width:119px;">SP 15-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Slide cover&#160;</td>
			<td style="width:207px;">Fisher&#160;</td>
			<td style="width:119px;">12-546-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">7mL Transfer pipette&#160;</td>
			<td style="width:207px;">Globe Scientific&#160;</td>
			<td style="width:119px;">135030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">10 mL Falcon tubes&#160;</td>
			<td style="width:207px;">BD Biosciences&#160;</td>
			<td style="width:119px;">352099</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Foil&#160;</td>
			<td style="width:207px;">Fisher&#160;</td>
			<td style="width:119px;">01-213-105</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">12-well plate&#160;</td>
			<td style="width:207px;">BD Biosciences&#160;</td>
			<td style="width:119px;">353043</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">200 proof Ethanol&#160;</td>
			<td style="width:207px;">Pharmco-AAPER</td>
			<td style="width:119px;">111000200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Xylene&#160;</td>
			<td style="width:207px;">Acros Organics&#160;</td>
			<td style="width:119px;">1330-20-7</td>
			<td>Hazardous.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Permabond 200</td>
			<td style="width:207px;">Permabond LLC</td>
			<td style="width:119px;">GF2492</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">25 mL serological pipette</td>
			<td style="width:207px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">SIAL1489</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Parafilm</td>
			<td style="width:207px;">Midsci</td>
			<td style="width:119px;">HS234526C&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Vibratome&#160;</td>
			<td style="width:207px;">World Precision Instruments&#160;</td>
			<td style="width:119px;">NVSLM1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">C57Bl/6 Male Mice&#160;</td>
			<td style="width:207px;">The Jackson Laboratory&#160;</td>
			<td style="width:119px;">000664</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:216px;">Axio Imager 2</td>
			<td style="width:207px;">ZEISS</td>
			<td style="width:119px;">Multiple components, see website for details.&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">AxioCam MRc Camera</td>
			<td style="width:207px;">ZEISS</td>
			<td style="width:119px;">426508-9902-000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Staining Dish , Green</td>
			<td style="width:207px;">Tissue-Tek</td>
			<td>62541-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Staining Dish Set&#160;</td>
			<td style="width:207px;">Electron Microscopy Sciences&#160;</td>
			<td>70312-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Motorized Pipet Filler&#160;</td>
			<td style="width:207px;">Fisher&#160;</td>
			<td style="width:119px;">03-692-168</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Neurolucida&#160;</td>
			<td style="width:207px;">mbf Bioscience&#160;</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Neurolucida Explorer&#160;</td>
			<td style="width:207px;">mbf Bioscience&#160;</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Prism&#160;</td>
			<td style="width:207px;">GraphPad</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

assessment of hippocampal dendritic complexity in aged mice using the golgi-cox method

수상 돌기는 흥분성 시냅스를 포함하는 신경 돌기 샤프트의 돌기입니다. 해마 내의 신경성 수상 돌기의 형태 및 분지 변이는인지 및 기억 형성에 관여한다. Golgi 염색에 대한 몇 가지 접근법이 있으며, 모두 수지상 세포의 형태 학적 특성을 결정하고 명확한 배경을 생성하는데 유용합니다. 현재 Golgi-Cox 방법 (상업적 골지 염색 키트와 함께 제공되는 프로토콜의 약간의 변형)은 비교적 낮은 용량의 화학 요법 약물 인 5- 플루오로 우라실 (5-Fu)이 수지상 형태에 어떻게 영향을 미치는지 평가하기 위해 고안되었다 , 척추의 수 및 해마 안의 정강이 형성의 복잡성과 관련이 있습니다. 5-Fu는 수지상 복합체를 상당히 변조 시켰고, 해마 전역에서 척추 밀도를 영역 특이 적 방식으로 감소시켰다. 제시된 데이터는 Golgi 염색 방법이CA1, CA3 및 해마의 치아 이랑 (dentate gyrus)에서 성숙한 뉴런을 fectively 염색했다. 이 프로토콜은 각 단계의 세부 사항을보고하여 다른 연구자가 뇌 전체에 걸쳐 조직을 안정적으로 얼룩지게하고 고품질의 결과와 최소한의 문제 해결을 가능하게합니다.

수상 돌기 arborization에 5 -Fu 처리의 효력 및 Golgi 얼룩 두뇌 단면의 해마에있는 복합성은 상업적으로 이용 가능한 화상 진찰 소프트웨어를 사용하여 정량되고 추적되었다. 추적 후, 돌기 arborization, 척추 밀도 및 척추 형태학은 Sholl 분석 및 수지상 복합 지수 (DCI)를 사용하여 분석되었습니다. Sholl 분석은 수지상 세포 형태를 결정하는 데 사용할 수있는 정량 분석 ​​방법입니다 25 . 소마 (soma)부터 시작해서, 서로 10μm 떨어져있는 원들은 돌기 추적을 오버레이합니다. 수상 돌기의 길이는 돌기가 교차하는 원의 수에 의해 결정됩니다. 돌기 아버의 복잡성을 확인하는 방법 인 분기점 분석은 분기점의 총 수와 순서를 기반으로합니다. 분기점은 다음과 같이 정의됩니다.브랜치는 두 개의 하위 브랜치로 나뉩니다. 분기 순서는 분기가 나누는 횟수에 따라 복잡성을 측정 한 것입니다. 예를 들어 1 차 분기점은 원래의 수상 돌기가 soma에서부터 확장되는 반면 2 차 분기점은 분기가 2 개의 하위 분기로 분할되는 지점이됩니다. 분기점과 분기 순서를 모두 검토하여 수지상 아버의 복잡성 (분기점 수에 따라 다름)과 분기가 발생하는 지점 (더 작은 분기 순서는 소마에 더 가깝지만 더 큰 분기 순서는 더 soma에서 더) 결정될 수있다. 이 매개 변수는 DCI에 적용되었습니다. CA1과 CA3는 정점 부분과 기초 부분으로 나누어 져 독립적으로 분석되었다. DG에서 CA1 및 CA3 피라미드 뉴런 및 과립 뉴런의 수상 돌기가 분석되었다. 모든 뉴런은 fo각각의 실험 그룹은 다음과 같은 기준을 충족시켰다 : 1) 수상 돌기는 전체 길이에 걸쳐 진드기가 검고 일관성이 있고, 2) 수상 돌기가 눈에 띄게 보이며, 3) 각 신경 세포는 분석 중에 간섭을 방지하기에 충분한 공간을 가졌다. 28 . 그림 1 은 위의 기준을 충족하는 뉴런을 보여줍니다. 데이터는 평균 ± SEM으로 나타내었다. sham과 5-Fu 그룹 사이의 통계적 차이를 결정하기 위해, 쌍으로 된 양측 t -test가 사용되었다. 모든 통계 분석은 분석 소프트웨어 (물질 표 참조)를 사용하여 수행되었으며, p &lt;0.5는 유의 한 것으로 간주되었다. 5-Fu 치료와 Sholl 반경의 효과를 평가하기 위해 혼합 요인 분석 (ANOVA)이 사용되었습니다. Fisher LSD post-hoc 테스트는 적절한 경우 ANOVA 이후에 사용되었습니다. 두 CA<html> apical pyramidal dendrites의 경우, 5-Fu 치료 후 척추에 전반적인 감소가 있었다 ( p &lt;0.01, Fig 2 A ) 그리고 CA3 ( t = 7.54, p &lt;0.01; 5-Fu 처리가 CA1의 기초 등뼈 밀도에 유의 한 영향을 미치지는 않았지만 ( t = 1.79, p = 0.15; 그림 2B ), CA3 기저 피라미드 돌기 쪽이 현저하게 감소했다 ( t = 5.57, p &lt;0.05; B ). 또한, Fisher LSD post-hoc 테스트는 40-100 μm (피셔의 LSD, p &lt;0.001; 그림 2 C ) 및 130-160 μm (피셔의 LSD, p &lt;0.05)에서 CA1 근심 피라미드 dendrites의 돌기 arborization의 감소를 보여 주었다. 0.05;ig &quot;&gt;도 2에서 C ) 소염 처리 된 대조군과 비교하여 soma로부터 유사한 현상이 30-60㎛에서 CA1 기저 치상 돌기 (피셔의 LSD, p &lt;0.001; 도 2d) 및 70-110 μm 2 (피셔의 LSD, p &lt;0.05, 그림 2 D ) 소마에서 29 . CA3 첨두 피라미드 수상 돌기에 대해서는 5-Fu 처리 후 세분화 된 돌기 길이가 식염수 처리 대조군에 비해 유의 한 차이가 없었다 ( F (28,87) = 0.91, p = 0.59, 그림 3 C ). 그러나 CA3 기초 피라미드 수상 돌기의 경우, 5-Fu 처리와 식염수 처리 대조군 사이의 분절 수지상 길이에서 유의 한 차이가 있었다 ( F (25, 78) =1.85; p &lt;0.05; 그림 3 D ). 피셔의 LSD는 5-Fu 처리가 90-100 μm ( p &lt;0.01; 그림 3 D ), 70-80 μm 및 110-120 μm (피셔의 LSD, p &lt;0.05; 그림 3 D )에서 수상 돌기 수축을 감소시켰다. 멀리 soma에서 29 . 수상 돌기의 복잡성을 결정하기 위해 가지 순서 분석을 사용하여 5-Fu 처리 및 염분 처리 대조군을 비교 하였다. DG 내에서 가지 순서 분석은 각 처치와 가지 ( F (8, 36) = 25.61, p &lt;0.001; 그림 4 ) 사이에 유의 한 차이를 보였다. 이것은 피셔의 LSD를 사용하여 더 분석되었는데, 이는 4 번째 와 6 번째에 길이가 감소했다는 것을 나타냈다.5-Fu 치료 후 ( p &lt;0.001; 그림 4 ) 29 . <img alt="그림 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55696/55696fig1.jpg" /> 그림 1 : 이미징 및 추가 분석 기준을 나타내는 골지 스테인드 뉴런. Golgi 염색 후 세 가지 척추 유형 모두를 쉽게 볼 수 있습니다. 얼룩은 수상 돌기의 전체 길이에 걸쳐 일관되고 수상 돌기는 다른 뉴런과 격리되어 있습니다. 스케일 바, 5 μm. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55696/55696fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55696/55696fig2.jpg" /> 그림 2 : 골지 스 스테인드 n<html> eurons은 근위부 CA1에서 5-Fu 처리 군과 식염수 처리 군 사이의 척추 밀도에서 유의 한 차이를 보였으 나, 기초 CA1에서는 유의하지 않았다. 근위부와 기저부 모두에서 5-Fu 처리 군과 생리 식염 군 사이의 척추 길이에는 유의 한 차이가 있었다. ( a ) CA1 근위 피라미드 수상 돌기에서 5-Fu는 척추 밀도를 유의하게 감소시켰다. ( b ) 기초 수상 돌기에서 척추의 전체 밀도에는 유의 한 변화가 없었다. ( c ) Sholl 분석은 5-Fu 처리가 CA1 근위 피라미드 수상 돌기에서 체 모세포로부터 40-100 ㎛ 및 130-160 ㎛에서 수상 돌기 수축을 유의하게 감소 시켰다는 것을 밝혀냈다. ( d ) 기저 수상 돌기에서, 5-Fu 처리는 30-60 μm에서 수지상 arborization과 soma로부터 70-110 μm 떨어져 감소시켰다. 평균 ± SEM (n = 6). * p &lt;0.05; ** p &lt;0.01, ANOVA 29 .= &quot;https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55696/55696fig2large.jpg&quot;target = &quot;_ blank&quot;&gt;이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오. <img alt="그림 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55696/55696fig3.jpg" /> 그림 3 : Golgi 염색 된 뉴런은 정맥 및 기저부 CA3에서 5-Fu 처리 군과 염수 처리 군 사이의 척추 밀도에서 유의 한 차이를 보였다. 근위부 CA3에서는 5-Fu 처리 군과 식염수 처리 군 사이에서 척추 길이에 유의 한 차이가 있었지만, 기초 CA3에서는 그렇지 않았다. ( a ) CA3 첨두 피라미드 수상 돌기에서, 5-Fu는 척추 밀도를 상당히 감소시켰다. ( b ) 기초 돌기에서 5-Fu는 척추의 전체 밀도를 현저하게 감소시켰다. ( c ) CA 3 정점 영역에서 5-Fu 치료의 유의 한 효과는 없었다. ( d ) 기초 수상 돌기에서, 5-Fu treatment는 dendritic arborization을 soma로부터 70-120 μm 떨어져 감소시켰다. 평균 ± SEM (n = 6). *, p &lt;0.05; **, p &lt;0.01, ANOVA 29 . <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55696/55696fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55696/55696fig4.jpg" /> 그림 4 : DG 내의 Golgi 염색 된 뉴런은 5-Fu 치료 후 4 차 및 6 차 순서에서 생리 식염수 치료 그룹과 비교하여 길이가 감소한 것을 보여줍니다. CA1 해마 영역의 피라미드 뉴런에서 분지 순서 당 길이. 평균 ± SEM (n = 6). * p &lt;0.05; ** p &lt;0.01, ANOVA 29 . <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55696/55696fig4large.jpg" target="_blank">항변</a>이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

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Assessment of Hippocampal Dendritic Complexity in Aged Mice Using the Golgi-Cox Method

여기서 우리는 Golgi-Cox 프로토콜에 대해 자세히 설명합니다. 이 신뢰할 수있는 조직 얼룩 방법은 최소한의 문제 해결과 함께 해마 및 전체 뇌에 걸쳐 cytoarchitecture의 높은 품질 평가를 허용합니다.

골지 - 콕스 방법을 이용한 고령의 해마 상피 세포의 수지상 돌기 복잡성 평가

Dendritic spines are the protuberances from the neuronal dendritic shafts that contain&#160; excitatory synapses. The morphological and branching ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

14.9K 조회수.  University of Arkansas for Medical Sciences.  여기서 우리는 Golgi-Cox 프로토콜에 대해 자세히 설명합니다. 이 신뢰할 수있는 조직 얼룩 방법은 최소한의 문제 해결과 함께 해마 및 전체 뇌에 걸쳐 cytoarchitecture의 높은 품질 평가를 허용합니다. 

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Assessment of Motor Balance and Coordination in Mice using the Balance Beam

Brain injury, genetic manipulations, and pharmacological treatments can result in alterations of motor skills in mice. Fine motor coordination and balance can be assessed by the beam walking assay. The goal of this test is for the mouse to stay upright and walk across an elevated narrow beam to a safe platform. This test takes place over 3 consecutive days: 2 days of training and 1 day of testing. Performance on the beam is quantified by measuring the time it takes for the mouse to traverse the beam and the number of paw slips that occur in the process. Here we report the protocol used in our laboratory, and representative results from a cohort of C57BL/6 mice. This task is particularly useful for detecting subtle deficits in motor skills and balance that may not be detected by other motor tests, such as the Rotarod.

Deficits in fine motor coordination can be assessed with the balance beam test. Performance on the beam is quantified by the speed at which the beam is traversed and the number of times the mouse slips on the beam.

마우스에 모터 밸런스 조정의 평가는 밸런스 빔을 사용하여

Brain injury, genetic manipulations, and pharmacological treatments can result in alterations of motor skills in mice.  Fine motor coordination and ...

연구

신경과학

Assaying DNA Damage in Hippocampal Neurons Using the Comet Assay

A number of drugs target the DNA repair pathways and induce cell kill by creating DNA damage. Thus, processes to directly measure DNA damage have been extensively evaluated. Traditional methods are time consuming, expensive, resource intensive and require replicating cells. In contrast, the comet assay, a single cell gel electrophoresis assay, is a faster, non-invasive, inexpensive, direct and sensitive measure of DNA damage and repair. All forms of DNA damage as well as DNA repair can be visualized at the single cell level using this powerful technique.
	The principle underlying the comet assay is that intact DNA is highly ordered whereas DNA damage disrupts this organization. The damaged DNA seeps into the agarose matrix and when subjected to an electric field, the negatively charged DNA migrates towards the cathode which is positively charged. The large undamaged DNA strands are not able to migrate far from the nucleus. DNA damage creates smaller DNA fragments which travel farther than the intact DNA. Comet Assay, an image analysis software, measures and compares the overall fluorescent intensity of the DNA in the nucleus with DNA that has migrated out of the nucleus. Fluorescent signal from the migrated DNA is proportional to DNA damage. Longer brighter DNA tail signifies increased DNA damage. Some of the parameters that are measured are tail moment which is a measure of both the amount of DNA and distribution of DNA in the tail, tail length and percentage of DNA in the tail. This assay allows to measure DNA repair as well since resolution of DNA damage signifies repair has taken place. The limit of sensitivity is approximately 50 strand breaks per diploid mammalian cell 1,2. Cells treated with any DNA damaging agents, such as etoposide, may be used as a positive control. Thus the comet assay is a quick and effective procedure to measure DNA damage.

The comet assay is an efficient way of detecting single- and double-strand breaks, including alkali-labile sites and DNA-DNA/DNA-protein cross-links on the DNA in all cells including hippocampal neurons. The method takes advantage of the differential migration of DNA in an electric field due to differences in amount of DNA damage.

혜성 분석을 사용하여 Hippocampal 뉴런의 DNA 손상을 시금

A number of drugs target the DNA repair pathways and induce cell kill by creating DNA damage. Thus, processes to directly measure DNA damage have been ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

세미 그대로의 레이저 조명과 신경 활동의 Optogenetic 섭동<em&gt; 초파리</em모션&gt; 유충

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Visualizing the Effects of a Positive Early Experience, Tactile Stimulation, on Dendritic Morphology and Synaptic Connectivity with Golgi-Cox Staining

To generate longer-term changes in behavior, experiences must be producing stable changes in neuronal morphology and synaptic connectivity. Tactile stimulation is a positive early experience that mimics maternal licking and grooming in the rat. Exposing rat pups to this positive experience can be completed easily and cost-effectively by using highly accessible materials such as a household duster. Using a cross-litter design, pups are either stroked or left undisturbed, for 15 min, three times per day throughout the perinatal period. To measure the neuroplastic changes related to this positive early experience, Golgi-Cox staining of brain tissue is utilized. Owing to the fact that Golgi-Cox impregnation stains a discrete number of neurons rather than all of the cells, staining of the rodent brain with Golgi-Cox solution permits the visualization of entire neuronal elements, including the cell body, dendrites, axons, and dendritic spines. The staining procedure is carried out over several days and requires that the researcher pay close attention to detail. However, once staining is completed, the entire brain has been impregnated and can be preserved indefinitely for ongoing analysis. Therefore, Golgi-Cox staining is a valuable resource for studying experience-dependent plasticity.

This paper describes the procedures for tactile stimulation of rat pups and subsequent Golgi-Cox staining of neuronal morphology. Tactile stimulation is a positive experience that is administered in the perinatal period by stroking pups with a household duster. Golgi-cox staining is a reliable procedure permitting the visualization of entire neurons.

골지 콕스 염색과 돌기​​ 형태와 시냅스 연결에 대한 긍정적 인 초기 경험, 촉각 자극의 효과를 시각화

To generate longer-term changes in behavior, experiences must be producing stable changes in neuronal morphology and synaptic connectivity. Tactile ...

Fast Micro-iontophoresis of Glutamate and GABA: A Useful Tool to Investigate Synaptic Integration

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of the dendritic tree, which eventually leads to neuronal output of action potentials at the axon. The influence of diverse spatial and temporal parameters of specific synaptic input on neuronal output is currently under investigation, e.g. the distance-dependent attenuation of dendritic inputs, the location-dependent interaction of spatially segregated inputs, the influence of GABAergig inhibition on excitatory integration, linear and non-linear integration modes, and many more.
With fast micro-iontophoresis of glutamate and GABA it is possible to precisely investigate the spatial and temporal integration of glutamatergic excitation and GABAergic inhibition. Critical technical requirements are either a triggered fluorescent lamp, light-emitting diode (LED), or a two-photon scanning microscope to visualize dendritic branches without introducing significant photo-damage of the tissue. Furthermore, it is very important to have a micro-iontophoresis amplifier that allows for fast capacitance compensation of high resistance pipettes. Another crucial point is that no transmitter is involuntarily released by the pipette during the experiment.
Once established, this technique will give reliable and reproducible signals with a high neurotransmitter and location specificity. Compared to glutamate and GABA uncaging, fast iontophoresis allows using both transmitters at the same time but at very distant locations without limitation to the field of view. There are also advantages compared to focal electrical stimulation of axons: with micro-iontophoresis the location of the input site is definitely known and it is sure that only the neurotransmitter of interest is released. However it has to be considered that with micro-iontophoresis only the postsynapse is activated and presynaptic aspects of neurotransmitter release are not resolved. In this article we demonstrate how to set up micro-iontophoresis in brain slice experiments.

In this article we introduce fast micro-iontophoresis of neurotransmitters as a technique to investigate integration of postsynaptic signals with high spatial and temporal precision.

글루타민산 염과 GABA의 빠른 마이크로 이온 도입 : 시냅틱 통합을 조사하는 유용한 도구

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of ...

Imaging Dendritic Spines of Rat Primary Hippocampal Neurons using Structured Illumination Microscopy

Dendritic spines are protrusions emerging from the dendrite of a neuron and represent the primary postsynaptic targets of excitatory inputs in the brain. Technological advances have identified these structures as key elements in neuron connectivity and synaptic plasticity. The quantitative analysis of spine morphology using light microscopy remains an essential problem due to technical limitations associated with light's intrinsic refraction limit. Dendritic spines can be readily identified by confocal laser-scanning fluorescence microscopy. However, measuring subtle changes in the shape and size of spines is difficult because spine dimensions other than length are usually smaller than conventional optical resolution fixed by light microscopy's theoretical resolution limit of 200 nm.
Several recently developed super resolution techniques have been used to image cellular structures smaller than the 200 nm, including dendritic spines. These techniques are based on classical far-field operations and therefore allow the use of existing sample preparation methods and to image beyond the surface of a specimen. Described here is a working protocol to apply super resolution structured illumination microscopy (SIM) to the imaging of dendritic spines in primary hippocampal neuron cultures. Possible applications of SIM overlap with those of confocal microscopy. However, the two techniques present different applicability. SIM offers higher effective lateral resolution, while confocal microscopy, due to the usage of a physical pinhole, achieves resolution improvement at the expense of removal of out of focus light. In this protocol, primary neurons are cultured on glass coverslips using a standard protocol, transfected with DNA plasmids encoding fluorescent proteins and imaged using SIM. The whole protocol described herein takes approximately 2 weeks, because dendritic spines are imaged after 16-17 days in vitro, when dendritic development is optimal. After completion of the protocol, dendritic spines can be reconstructed in 3D from series of SIM image stacks using specialized software.

This article describes a working protocol to image dendritic spines from hippocampal neurons in vitro using Structured Illumination Microscopy (SIM). Super-resolution microscopy using SIM provides image resolution significantly beyond the light diffraction limit in all three spatial dimensions, allowing the imaging of individual dendritic spines with improved detail.

구조적 조명 현미경을 사용하여 쥐 차 해마 신경 세포의 돌기 쪽 이미징

Dendritic spines are protrusions emerging from the dendrite of a neuron and represent the primary postsynaptic targets of excitatory inputs in the brain. ...

Assessment of Vascular Regeneration in the CNS Using the Mouse Retina

The rodent retina is perhaps the most accessible mammalian system in which to investigate neurovascular interplay within the central nervous system (CNS). It is increasingly being recognized that several neurodegenerative diseases such as Alzheimer&#8217;s, multiple sclerosis, and amyotrophic lateral sclerosis present elements of vascular compromise. In addition, the most prominent causes of blindness in pediatric and working age populations (retinopathy of prematurity and diabetic retinopathy, respectively) are characterized by vascular degeneration and failure of physiological vascular regrowth. The aim of this technical paper is to provide a detailed protocol to study CNS vascular regeneration in the retina. The method can be employed to elucidate molecular mechanisms that lead to failure of vascular growth after ischemic injury. In addition, potential therapeutic modalities to accelerate and restore healthy vascular plexuses can be explored. Findings obtained using the described approach may provide therapeutic avenues for ischemic retinopathies such as that of diabetes or prematurity and possibly benefit other vascular disorders of the CNS.

The rodent retina has long been recognized as an accessible window to the brain. In this technical paper we provide a protocol that employs the mouse model of oxygen-induced retinopathy to study the mechanisms that lead to failure of vascular regeneration within the central nervous system after ischemic injury. The described system can also be harnessed to explore strategies to promote regrowth of functional blood vessels within the retina and CNS.

마우스 망막을 사용하여 중추 신경계의 혈관 재생의 평가

The rodent retina is perhaps the most accessible mammalian system in which to investigate neurovascular interplay within the central nervous system (CNS). ...

Assessment of Dendritic Arborization in the Dentate Gyrus of the Hippocampal Region in Mice

Dendritic arborization has been shown to be a reliable marker for examination of structural and functional integrity of neurons. Indeed, the complexity and extent of dendritic arborization correlates well with the synaptic plasticity in these cells. A reliable method for assessment of dendritic arborization is needed to characterize the deleterious effects of neurological disorders on these structures and to determine the effects of therapeutic interventions. However, quantification of these structures has proven to be a formidable task given their complex and dynamic nature. Fortunately, sophisticated imaging techniques can be paired with conventional staining methods to assess the state of dendritic arborization, providing a more reliable and expeditious means of assessment. Below is an example of how these imaging techniques were paired with staining methods to characterize the dendritic arborization in wild type mice. These complementary imaging methods can be used to qualitatively and quantitatively assess dendritic arborization that span a rather wide area within the hippocampal region.

We describe two methods for visualization and quantification of dendritic arborization in the hippocampus of mouse models: real-time and extended depth of field imaging. While the former method allows sophisticated topographical tracing and quantification of the extent of branching, the latter allows speedy visualization of the dendritic tree.

쥐의 해마 영역의 치아 이랑 (dentate gyrus)에서 수지상 Arborization의 평가

Dendritic arborization has been shown to be a reliable marker for examination of structural and functional integrity of neurons. Indeed, the complexity ...

A Simple and Inexpensive Method for Determining Cold Sensitivity and Adaptation in Mice

Cold hypersensitivity is a serious clinical problem, affecting a broad subset of patients and causing significant decreases in quality of life. The cold plantar assay allows the objective and inexpensive assessment of cold sensitivity in mice, and can quantify both analgesia and hypersensitivity. Mice are acclimated on a glass plate, and a compressed dry ice pellet is held against the glass surface underneath the hindpaw. The latency to withdrawal from the cooling glass is used as a measure of cold sensitivity.
Cold sensation is also important for survival in regions with seasonal temperature shifts, and in order to maintain sensitivity animals must be able to adjust their thermal response thresholds to match the ambient temperature. The Cold Plantar Assay (CPA) also allows the study of adaptation to changes in ambient temperature by testing the cold sensitivity of mice at temperatures ranging from 30 &#176;C to 5 &#176;C. Mice are acclimated as described above, but the glass plate is cooled to the desired starting temperature using aluminum boxes (or aluminum foil packets) filled with hot water, wet ice, or dry ice. The temperature of the plate is measured at the center using a filament T-type thermocouple probe. Once the plate has reached the desired starting temperature, the animals are tested as described above.
This assay allows testing of mice at temperatures ranging from innocuous to noxious. The CPA yields unambiguous and consistent behavioral responses in uninjured mice and can be used to quantify both hypersensitivity and analgesia. This protocol describes how to use the CPA to measure cold hypersensitivity, analgesia, and adaptation in mice.

The Cold Plantar Assay (CPA) measures cold responsiveness between 30 &#176;C and 5 &#176;C, and can also measure cold adaptation. This protocol describes how to use the CPA to measure cold hypersensitivity, analgesia, and adaptation in mice.

마우스에 콜드 민감도 및 적응을 결정하기위한 간단하고 저렴한 방법

Cold hypersensitivity is a serious clinical problem, affecting a broad subset of patients and causing significant decreases in quality of life.  The cold ...

Fluorescence and Bioluminescence Imaging of Subcellular Ca2+ in Aged Hippocampal Neurons

Susceptibility to neuron cell death associated to neurodegeneration and ischemia are exceedingly increased in the aged brain but mechanisms responsible are badly known. Excitotoxicity, a process believed to contribute to neuron damage induced by both insults, is mediated by activation of glutamate receptors that promotes Ca2+ influx and mitochondrial Ca2+ overload. A substantial change in intracellular Ca2+ homeostasis or remodeling of intracellular Ca2+ homeostasis may favor neuron damage in old neurons. For investigating Ca2+ remodeling in aging we have used live cell imaging in long-term cultures of rat hippocampal neurons that resemble in some aspects aged neurons in vivo. For this end, hippocampal cells are, in first place, freshly dispersed from new born rat hippocampi and plated on poli-D-lysine coated, glass coverslips. Then cultures are kept in controlled media for several days or several weeks for investigating young and old neurons, respectively. Second, cultured neurons are loaded with fura2 and subjected to measurements of cytosolic Ca2+ concentration using digital fluorescence ratio imaging. Third, cultured neurons are transfected with plasmids expressing a tandem of low-affinity aequorin and GFP targeted to mitochondria. After 24 hr, aequorin inside cells is reconstituted with coelenterazine and neurons are subjected to bioluminescence imaging for monitoring of mitochondrial Ca2+ concentration. This three-step procedure allows the monitoring of cytosolic and mitochondrial Ca2+ responses to relevant stimuli as for example the glutamate receptor agonist NMDA and compare whether these and other responses are influenced by aging. This procedure may yield new insights as to how aging influence cytosolic and mitochondrial Ca2+ responses to selected stimuli as well as the testing of selected drugs aimed at preventing neuron cell death in age-related diseases.

Fluorescence and Bioluminescence Imaging of Subcellular Ca2+ in Aged Hippocampal Neurons

Intracellular Ca2+ remodeling in aging may contribute to excitotoxicity and neuron damage, processes mediated by Ca2+ overload. We aimed at investigating Ca2+ remodeling in the aging brain using fluorescence and bioluminescence imaging of cytosolic and mitochondrial Ca2+ in long-term cultures of rat hippocampal neurons, a model of neuronal aging.

하는 세포 칼슘의 형광 및 생물 발광 영상<sup&gt; 2 +</sup&gt; 노인 해마 신경 세포에서

Susceptibility to neuron cell death associated to neurodegeneration and ischemia are exceedingly increased in the aged brain but mechanisms responsible ...