The work was in part funded by UK Medical Research Council project grant G0601253 to G.S.B. and R.W.B.

마우스 사후 조직 수확은 윤리적 인 방법을 승인 사용해야합니다. 영국에서는 자궁 경부 탈구는 성인 마우스 (영국 동물의 상장 일정 1 방법 (과학적 절차) 법, 1986 년 유럽 지침 63분의 2,010 / EU)에 대한 정부 승인 방법이다. 이 법안은 검토하고 다음 프로토콜에 사용 된 모든 절차를 승인 한 동물 복지와 윤리 심의위원회에 의해 애버딘 대학에서 로컬로 적용됩니다. 참고 :이 방법은 은행 등에보고 된 연구에 사용되었다 (7). 전기 생리학 1. 준비 귀 <ol><li> 박리 전에, 이러한 Liley의 (1956) 등의 표준 생리 식염수를 준비하고, 90 % O 2 / 5 % CO 2로 포화. 의 NaHCO3 (12)의 KCl (4), KH 2 PO 4 (1), 염화나트륨 (138.8)의 MgCl 2 (1), CaCl2를 (2) 포도당 : Liley의 식염수 (MM)이 구성되는(11). </li><li> 인도적 귀 근처의 두개골에 손상을주지 않고 성인 마우스를 안락사. 여기에서 우리는 C57 / Bl6J 및 MF1 마우스를 사용하지만 표준 실험실 마우스 변형을 사용할 수있다. 이상적으로는, 전기 기록 큰 쥐 라벨링 덜 안정로서 스티 릴 색소 표지와 결합 될 경우 &lt;25g있는 마우스를 사용하여 종종 제한 접하는 영역에서 발견된다. </li><li> 큰 가위 또는 뼈 가위로 머리를 제거합니다. </li><li> 스테레오 해부 현미경의 무대에서 (50cm 일반적으로 편리) 넓은 바닥 해부 접시에 가스실 Liley의에서 머리 지느러미 측면을 놓습니다. 정기적으로 (~ 10 분) 수문 또는 가스실 식염수 머리를 잠수함. </li><li> 조심스럽게 절개와 외부 청각 (外耳道) (EAM)의 연골을 노출, springbow 위 및 3 집게로 외부 귀 (귓바퀴)의베이스에 피부를 구분합니다. 그들은 F 등장으로 삼차의 가지 (하악 부문, MDV)과 큰 귀의 신경을 식별롬 연골베이스를 통해 하악 관절 및 프로젝트의 홈에서 두개골은 각각 오목 (전방)과 볼록 (후방) 귓바퀴 피부의 측면을 신경을 분포시키다합니다. </li><li> 두개골 근처 식별 곳 턱과 유양 돌기 프로세스 사이의 홈에있는 두 개의 신경 분기 종료합니다. 부드럽게 떨어져 두개골의 날개를 잡아 당겨 자신의 길이를 극대화하고 가능한 두개골에 가까운 신경을 잘라. </li><li> 분할 신경의 말초 그루터기 않도록주의를 복용하고 제거 귀 기지에서 조밀 한 털 가죽의 양을 최소화 springbow 가위로 머리에서 날개를 제거합니다. </li><li> 유연한 실리콘 고무 (PDMS) 가스실 Liley의 유체로 채워진; 라이닝 접시에 날개를 전송할 수 있습니다. 그 좁은 (전방 가장) 지점을 분할하여 EAM을 엽니 다. 신중하게 ~ 6-8 규칙적으로 이격 아주 좋은 (~ 0.2 mm 직경) 곤충 핀 가장자리에 날개, 전방 피부 (오목)에 PDMS에 이르기까지 측과 핀을 평평하게. </li><li> 렘완전히 날개의 후방 측면의 피부를 비켜 부분적으로 앞쪽에 피부가 그대로 남아 보장, # 3 포셉과 무딘 절개에 의한 날개 연골을 제거합니다. </li><li> 미세 곤충 핀의 포인트로 부드럽게 피부와 EAM의 연골 사이에 후방 등장 MDV의 가지 (보통 2) 확장, # 3 집게로 파악. 자신의 컷 끝이 아닌 신경 줄기 자신을 인접한 결합 조직을 찌르는, 최고의 가능한 곤충 핀에 PDMS 이러한 핀. </li><li> 조심스럽게 당겨 초과 또는 절단 손상을 방지, 주변 주변의 결합 조직의 대부분을 제거합니다. </li></ol> 2. 전기 생리 녹화 설정 <ol><li> 에 (기록 1-2 흡입 전극 근처의 귀 바닥에있는 청소 신경을 배치 (~ 귀 당 6-8) 가장자리 주위에 미세 곤충 핀 기록 챔버의 PDMS 늘어선베이스에 날개 피부를 고정 신경)과 구약을그녀 무관심 전극 (차동 증폭기 중립 신호를 제공하도록,도 7 참조). </li><li> 기록 전극 용 신중 개구 두 신경의 결합 두께에 대한 개구부의 내경과 일치하므로 가능한 한 가능한 한 큰 길이뿐만 잘 맞. </li><li> 실리콘 고무 튜브와 타 단부에 부착 된 2 mL의 주사기로부터 부드럽게 흡인 전극에 신경을 그린다. 신경이 똑바로하지 접히거나 두 배로 있는지 확인. </li><li> 단단히 신경 주위 개구부를 밀봉하는 마개를 형성하기 위해 결합 조직 또는 지방 조직을 그리 강한 흡입하여 높은 전기 저항 / 임피던스 착용감을 개발한다. </li><li> (이 모세관 작용에 의해 채워질 수 있습니다) 필요한 경우 흡입에 의해 식염수 다른 (무관심) 전극을 입력합니다. </li><li> 식염수와 신경 연락을 기록 전극의 내부 구멍에 동일한 기록 와이어 (실버 또는 백금)를 배치(녹음) 또는 전극의 축소, 화재 연마 엔드 (무관심). 각 전극은 두 개의 코어 차폐 케이블의 다른 코어에 개별적으로 납땜된다. 욕으로 욕조 (접지) 전극은 (Ag / AgCl을 펠렛)을 배치하고, 기록 전극에 연결된 두 심선의 화면에 접지. </li><li> 오실로스코프 화면에 차동 증폭기, 필터 (대역 통과 0.2-2 kHz에서) 볼의 개별 채널로 두 전극에서 전기적 활성도를 공급. 채널 A (기록)을 확인하고 채널 B는 (무관심) 전기 노이즈 수준은 비슷. 이 단계는 두 전극이 균형 전에 채널 A의 정상 자발적인 활동 전위를 볼 수 없을 수있다. </li><li> 기록 (채널 A) 또는 중립 (채널 B) 전극의 임피던스를 증가시켜 전극의 배경 잡음의 차이를 해소. 두 전극에 더 유륜 (지방) 결합 조직을 흡입하여이 작업을 수행, 및 /또는 50 mL의 주사기에 큰 흡인력을인가. <ol><li> 이런 식으로 &#39;균형&#39;하면, (AB) 기록을 차동과 날개의 여백에 머리카락을 쓰다듬어 자발적인 행동 추적에서 전위 (APS) 또는 때를 찾기 위해 다시 전환. 일반적으로 단단한 (높은 저항) 시일 두에서보다 동일한 임피던스 - 활동이 (스파이크)이 표시되어 있지 않으면, 기록 전극의 신경 꽉 끼 우고 무관심 전극의 유륜 결합 조직을 재 점검 전극수록. 신호 : 잡음 비율 : 연습으로, 이것은 좋은 품질 (1&gt; 2)을 달성 할 것이다. </li></ol></li><li> 컴퓨터에서 실행되는 실험실 인터페이스 및 전기 생리학 소프트웨어를 통해 electroneurogram을 기록합니다. 스파이크의 오디오 출력은 매우 유용하고, 오디오 증폭기 및 관련된 오디오 스피커를 통해 neurogram를 공급함으로써 달성 될 수있다. 단지 화이트 N의 부재에 의해 식별 된 기준 잡음 (위가되도록 임계 값을 조정OISE) &#39;쉿&#39;. </li><li> 진피와 모공의 기반을 노출 ~ 5mm × 5 mm의 창을 열고, 조심스럽게, 약물 또는 피침 형 말단에 형광 스티 릴 염료 액세스를 높이 날개 마진 근처의 하위 피부 지방 층을 벗겨하려면 (그림 1A, B ). </li><li> (해당되는 경우, 단지 생성 된 윈도우의 수준에서) 나란히 놓이는 피부 층 사이에 명확한 식염수 채워진 간격을두고, 최고의 마진에 지방이 해제 된 귀 피부의 ~ 1mm의 배를 다시 핀. 부드럽게 스트로크 피부를 건드리지 않고, 핀 또는 접지 된 미세 집게로 접힌 가장자리를 따라 돌출 머리카락, 오디오 출력에서​​ 오실로스코프와 특징에 최대 AP 출력의 영역 &#39;클릭&#39;과 &#39;팝&#39;을 찾습니다. </li></ol> 3. 녹화 자극-유발 활동 전위 <ol><li> 기계적 자극 프로브를 위치 - cerami에 부착 된 화재 연마 10cm 붕 규산염 미세 유리C의 압전 액츄에이터 - 그래서 운동은 피부 배와 평행하다. 그것은 머리가 아니라 피부에 닿을 수 있도록, 배 팁을 피부에서 약 0.5 mm를 놓습니다. 천천히 머리카락을 편향 관찰 /를 급상승을 듣고 수동 프로브 팁을 이동하여 효과적인 자극을 확인합니다. </li><li> (변위에게 200 ~ 500 μm의 프로브., 5 Hz의 정현파에 매 10 초를 예를 들어 3 초) 1-3 머리카락의 기계적 자극을 구동하는 소프트웨어를 사용하여 신경의 자극-유발 반응을 기록한다. </li><li> 10 초 간격으로 여러 개의 동일한 기계적 자극 열차를 제공합니다. 다음 실험 프로토콜 (10 초 30 초에서 예를 들어 드롭 반복 속도)에 따라 자극의 빈도를 줄일 수, 반복성에 대한 프로브 위치를 최적화합니다. </li><li> 고주파 노이즈 진폭과 최대의 AP ~ 25 %의 2 배 ~로 설정하는 간단한 임계 값을 사용하여 AP-같은 활동 등을 구별하기 위해 소프트웨어를 사용합니다. </li><li> 임계 값으로 교차하는 AP를 계산생성 된 액세스 포인트의 주파수 특성을 정량화하는 &#39;이벤트&#39;. </li></ol> N- (3-triethylammoniumpropyl) -4- (4- (디 부틸) 스티 릴) 피리 디늄 브로마이드 라벨과 결합 4. 녹화 자극-유발 발사 <ol><li> 자극 유발 심성 점화 말단 표지에 스티 릴 색소의 영향을 조사하기 위해, 입욕 용액 선택의 스티 릴 색소의 적절한 농도를 추가 전기 기록을 계속. </li><li> 필요한 노출 시간 (일반적으로 적어도 30 분) 후, 모낭을 볼 준비를 준비한다. 고정 핀을 제거하여 피변 전개 및 단말 표시를 나타 내기 위해 클리어 피부 영역을 노출. </li><li> 식염수 3 완전 변경, 염료 무료 식염수로 외부 염료를 씻어. </li><li> 가장 영구적 인 염료 오염 노출 / 외부 막으로부터 침출 할 수 있도록 10 ~ 15 분 동안 가스실 염료 무료 식염수의 최종 변화에 품어. </li><li> 금속 이온 봉쇄 제 (sulfobutylated 베타 - 사이클로 덱스트린, 1 ㎜, 5 분) 식염수와 세포막에 남아있는 비 내면화 염료를 제거합니다. </li><li> 수직 표면 형광 현미경의 스테이지에 기록 챔버로 이동하고, 스테이지 / 슬라이드 이동기구와, 챔버와 결합. </li><li> 스티 릴 염료 여기 광으로 적합한 제조 방법을 밝히는. 뿌리 라벨 (그림 1)을 관찰하기 위해 10X 또는 25X 형광 현미경 목표를 사용합니다. </li></ol>

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Soc. 21 (PC22), (2010).</li><li>Li, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+functional+organization+of+cutaneous+low-threshold+mechanosensory+neurons.">The functional organization of cutaneous low-threshold mechanosensory neurons.</a> Cell. 147 (7), 1615-1627 (2011).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

여기서는 빠르게 절개 할 수있는 비교적 간단한 제제를 개발 낮은 모발 밀도 모낭 소수의 비교적 선택적 기계적 자극을 허용한다. 그것은 기계적 자극 모낭, 정의 된 전기 생리 반응으로, 즉 영상 여포를 시각화 응용 프로그램을 염색 할 수있는 응답을 포함하여 전기 생리 레코딩 및 라이브 셀 형광 이미징을위한 쉽게 액세스 할 수 있습니다. 우리가하지 않은 반면,이 시스템은 하나의 단위 (하나의 감각 축삭) 기록에 대한 감각 신경을 하위 분할 및 감각 터미널 끝나는 형태를 시각화 대상 GFP 표현을 사용하여 쉽게 의무 보인다. 우리는 내재화를 형광 막 스티 pridinium 염료 (7)의 방출 특성을 조사하기 위해 귀 피부 제제를 사용하고, 기술은 원래 국소 vesic을 연구 개발시냅스 터미널 8 르 막 재활용. 시냅스에서, 영상도 쉽게 식별 단말기 8,9의 응답을 동시에 전기 생리 녹화와 결합된다. 우리가 먼저 염료는 mechanosensory 엔딩 (10)에 의해 내면화 된 기록이 초기 연구했다. 문화 및 달팽이관의 유모 세포의 감각 뉴런를 들어, 스티 릴 피리 디늄 염료에 의한 표시의 대부분은 다음 11, 12를 차단하려면 mechanosensory 채널을 통과하는 염료를 포함하는 것으로 보인다. 염료는 세포 내 세포막을 라벨,이 라벨은 되돌릴 수 없습니다. 그러나, 유모 세포에 기계적으로 13,14 자극되지 않은 완전히 차별화 된 차 감각 신경 근육 스핀들 (15)의 IA 엔딩으로 현장에서 단말기, 여기에 7 피침 엔딩에,에 스티 릴 염료 라벨은 막 세포 내 이입을 반영하는 것으로 보인다 라벨은 가역적이며, mechanosensory 입술을 차단하지 않기 때문에7,15,16을 ponses. 이 엔딩에 채널을 투과하여 일부 염료 국제화가 완전히 배제 할 수는 없지만, 현장에서 차별화 된 터미널에서 라벨의 대다수는 재활용 소포와 국제화에 의해이라고 염료 배양 동안 계속 발사와 라벨의 가역성에서 분명하다 막. 따라서, 이러한 간단한 방법은 용이하게 생체 조직에서 mechanosensory 단말의 다양한 기능의 조합 전기적 및 광학적 모니터링을 위해 사용된다. 가장 실용적인 기술과 마찬가지로, 재현성 반복과 연습이 필요합니다. 요점 일부 가치가 특별한주의를 설명한다. 해부 기록 세션을 통해, 제조가 계속 완전히 95 % O 2 / 5 % CO 2로 포화 식염수로 관류하도록하여 조직 생존 및 생존을 극대화. 어, 모공이 과정에서 변위되지 않는 머리를 확인무형 문화 유산은 감각 엔딩 발사를 자극 할 것이다. 어느 제제로부터 떨어진 미세 튜브와 기관 욕 통해 연속 층류 관류 시스템 또는 신중 버블 가스를 사용하거나 신중 항상 식염수 표면 아래 제조 유지 솔루션마다 20-30 분 리프레시. 흡입 기록 전극은 일반적으로 세포 내 기록에 사용되는 날카로운 전극 붕규산 피펫을 수정함으로써 제조된다. 첫째, 신중하게 분젠 버너 화염에 아주 짧은 (&lt;1 초) 노출에 의해 신경 및 화재 - 폴란드어에 맞게 적절한 내부 직경을주는 #로 3 집게를 날카로운 팁을 끊다 (2.4 및 2.5 참조). 기록 좋은 신호대 잡음비를 얻기 위해서는, 이들 두 전극의 온 저항 (내성)을 최대화하고 균등 쌍방 것이 필수적이다. 상기 두 전극에 다음에 주목하여이 작업을 수행합니다. 기록 전극의 경우, 내부 직경은 신경을위한 꼭 맞는 및 NE의 최대 길이를 확보RVE는 기록 전극로 흡입된다. 효과적으로 전극의 끝 부분을 밀봉하는 신경 주위의 결합 조직을 사용하려고합니다. 대안 적으로 또는 부가 적으로, 신경 옆에서 지방 조직의 적절한 크기, 테이퍼 부분의 좁은 끝을 그린다. 이어서, 튜브에 부착 된 50 mL의 주사기와 ~ 1 분 동안 강력한 흡입을인가함으로써 전극 팁 플러그. 잘 밀봉 된 팁의 경우, 강한 흡입을 적용하는 것은 단순히 플러그의 효율성을 강화하고 더 많은 액체 또는 신경에​​ 그릴 수 없습니다. 신경 손상을 방지하기 위해, 그러나, 결합 조직이 주변의 재료와 EAM 연골에 압축에서 신경 쿠션되어 있는지 확인합니다. 무관심 전극 최대한 가깝게 기록 전극의 저항 / 임피던스를 모방한다. 이 심하게 불 연마 실제로 실링없이 가능한 한 작은 구멍에 팁의 도움된다. 상기 저항이 필요한 경우, adipo와 무관 전극의 단부를 연결SE 결합 조직, 기록 전극 전술 한 바와 같이. electroceramic는 공간적 시간적, 기계적인 변위를 통해 정교한 제어 할 수 있습니다. 높은 온도는 그들을 파괴, 너무 뜨거워 솔더를 사용하지 않는 - 그러나, 전기 연결을주의하십시오. 금속로드 에폭시 접착제를 사용하거나 공급 업체에서 권장하는 전문가 푸시 맞는 소켓을 사용합니다. 이 모두를 단단히 잡고 전기 연결을 설정합니다. 표준 에폭시 수지와의 electroceramic에 유리 자극 프로브를 연결합니다. 불 닦으 표준 10cm의 끝이 조직 손상의 위험을 최소화하기 위해 전기 생리 학적 기록 패치 나 날카로운 전극 제조에 사용되는 1.5 mm 직경의 보로 실리케이트 유리 모세관 튜브를 X. 단일 모낭의 자극이 필요한 경우, 화재 - 폴란드어 팁은 하나의 머리에 맞게, 그리고 개방 조리개 내부에 하나의 머리를 가진 프로브를 배치합니다. 이것은 하나의 머리 위에 정교한 제어 할 수 있습니다. 스티 DY에 대한전자 표시는, 그것이 어린 동물 조직에서 일반적으로 더 균일하다. 그것은 왜 완전히 명확하지 않다, 그러나 이것은 가능성이 젊은 조직에서 적은 기계적 외상 및보다 효과적인 깊은 조직 제거를 반영한​​다. 모낭의 기초 위에 놓인 거품 층 닮은 발포 폴리스티렌 제거에 철저해야합니다. 이것은 신경 얼기 층과 연관된 피침 단말기 위험을 제거하지만, 너무 격렬 피하기. 거의 또는 전혀 전기 모낭의 움직임에 응답하고, 스티 릴 염료 프로그램이있는 경우 (오렌지색 / 노란색) 대신 피침 말단보다 모발의베이스의 구별자가 형광과, (황색 / 백색) 피지선의 주된 표시 리드 오버 열정적 인 여유는 기본 조직을 손상했다. 마지막으로, 이미징 전에 염료 킬레이트 제를 사용하는 것은 매우 최종 이미지의 이미지 콘트라스트과 품질을 향상시킵니다. 이 기술은 추가 연구의 범위에서 유용 할 수있다. 이 공동자민련 후보 채널에 대한 선택적 약물 리간드와 준비를 배양하거나 유전자 삭제 등의 채널을 마우스 선을 선별하여, 스트레치 유발 반응에 대한 책임이있는 mechanosensory 채널 (들)에 대한 심사, 예를 들어, 등이 있습니다. 후자 인해 Npy2r 링크 GFP 발현 17 예, 마우스 라인에서 유전자 조작에 터미널 형태의 변경의 형광 평가와 결합 될 수있다. 마지막 예는 SLV 매출의 조절의 효과를 검사하여 이러한 피침 터미널에서 시냅스 같은 소포의 역할 (SLV는) 7을 조사 할 수있다 (칼슘, 마그네슘을, latrotoxin, 글루타메이트 수용체 리간드) 스트레치 유발 반응과 스티 릴 염료 흡수에 /해제. 따라서,이 새로운 기술은 mechansensory 신경 과학 연구의 잠재적 흥미로운 도로의 범위를 엽니 다.

감각 축삭의 피침 형 단자는 포유 동물의 모낭은 머리카락 샤프트 상피 주위 벼랑을 형성 지배하는. 그 목적은 서라운드 모발의 기계적 변위를 검출하는 것이다. 그들은 빠른 속도로 천천히 주로 머리의 움직임에 반응하여 활동의 짧은 버스트를 생성 엔딩 적응의 혼합이다. 이동도 계속 변위의 존재 멈출 때 활동 매우 빨리 중단. 여기에서 우리는 구조의 상관 관계 연구를위한이 쥐의 날개 모델의 개발을 설명하고 피침 형 단말기에서 작동합니다. 귓바퀴는이 엔딩 연구를위한 많은 유리한 기능을 가지고 있습니다. 첫째, 날개는 모공과 터미널에 대한 접근을 방해하는 사이에 피부 기본적으로 두 개의 층이 조금 다른 조직으로, 백투백 나란히 놓이는이다. 피부 때문에 힘든 결합 조직의 최소한의 금액에 매우 얇고 쉽게 해부하다. 신경 분포가 쉽게 접근하고 식별 할 수 있습니다. 머리 follicl 동안ES는 상대적으로 드문 드문 기계적으로 모공의 개인 또는 소규모 그룹의 자극을 용이하게 분산되어 존재한다. 얇은 기본 피부 층은 약리학 적 약물 및 염료와 신경 단자에 좋은 접근성을 제공합니다. 이것은 형광 현미경을 이용하여 촬영 연구에 특히 적합한다. 이미징은 어느 생활 터미널에서, 또는 고정 및 추가 조직 학적 처리 후이 될 수 있습니다. mechanosensory 뉴런의 반응은 모낭은 전통적으로 고립 된 피부 준비 3,4에, 조금 적게, 1, 2 코털 (vibrissae) 설치류에서 공부 한 지배하는. 다음은 모발 주변의 신경 말단에서 mechanosensory 생리학의 일반 원칙에 대해 우리가 많이 가르쳤다. vibrissal 준비는 단일 모낭의 움직임을 통해 정교한 제어 할 수 있습니다. 그러나 vibrissal 같이 복잡성으로 인해 출력을 해독하기가 어려울 수있다여포는 해부학 적으로 별개의 mechanosensory 결말 (5)의 적어도 8 가지 유형을 포함하고 특정 전기 생리 반응에 이러한 형태 학적 유형의 일치는 여전히 논쟁의 문제이다. 마우스 피부 / 복재 신경 제제는 주로 터치 통증 반응을 조사하기 위해 면도 한 상태에서 사용된다. 이러한 준비 모낭의 신경 분포는 덜 복잡하지만 모낭의 밀도, 플러스 등의 근접 6 세 가지 뿌리 유형 (가드, 송곳 / auchene 및 지그재그 머리카락)의 존재는, 특정 응답을 공부 의미 단일 모낭이나 결말의 하나의 유형은 다시 도전하고있다. 또한,이 제제는 복잡한 해부을 포함한다. 마지막 vibrissal 및 기타 피부 제제 모두에서, 제제는 아직 살아있는 생체 상태 관련된 결말을 시각화하기 어렵다. 따라서, 조직 절편은 GFP 발현 마우스 라인도 필요합니다. 교류 직류vely, 이러한 면역에 대한 고정 및 / 또는 항체 배양 등의 추가 면역 학적 / 조직 학적 처리가 필요합니다. 따라서 우리는 날개 준비를 개발하고 모낭의 구 심성의 제한된 인구에서 전기 녹음을 만들기 위해 그것을 사용하고 막 사이클링 스티 릴 피리 디늄 염료의 흡수에 의해 입증이 피침 엔딩에서 발생 보여왔다. 마지막으로, 염료는 mechanotransduction 채널을 차단하지 나타내는 기계적 감성을 방해하지 않는 것으로 나타났다. 간단한 자극 프로토콜 분석의 결과가 도시되어있다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1435">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">PDMS - Sylgard 184</td>
			<td style="width:111px;">Dow Corning</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:989px;">Flexible, inert, translucent solid silicone polymer.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">No. 3 Dumont forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11231-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Austerlitz Insect pins</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>26002-10</td>
			<td>Very fine pins to attach pinna preparation securely to the PDMS with minimal damage.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">AC Differential Preamplifier</td>
			<td>Digitimer</td>
			<td>Neurolog NL104A</td>
			<td>Amplifying the size of the incoming afferent electroneurogram. Differential recording minimises the extraneous electrical noise and baseline drift.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High/Low-pass Filter</td>
			<td>Digitimer</td>
			<td>Neurolog NL125</td>
			<td>Signal conditioning, by reducing extraneous electrical noise to ensure best signal to noise ratio.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Spike Trigger</td>
			<td>Digitimer</td>
			<td>Neurolog NL201</td>
			<td>Sets the event detector threshold and displays it on the oscilloscope. This shows the action potential detection efficacy.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Audio Amplifier &#38; speakers</td>
			<td>Digitimer</td>
			<td>Neurolog NL120S</td>
			<td>Useful audio monitoring for the presencec of electrical firing of the sensory endings while adjusting the mechanical stimulation preparation down the microscope&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Oscilloscope</td>
			<td>Digitimer</td>
			<td>PM3380A</td>
			<td>We use this old model but any standard oscilloscope will suffice.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Piezo electroceramic&#160; wafer</td>
			<td>Morgan Electroceramics, Southampton UK</td>
			<td>PZT507</td>
			<td>Electrophysiology/computer interface</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Piezo electroceramic&#160; powersupply</td>
			<td>Home made</td>
			<td></td>
			<td>0-200V DC output to drive the ceramic wafer displacement, with variable electronic control of output via recording/stimulation software and computer interface. We use Spike2 software and 1401micro computer interface.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Electrophysiology Software</td>
			<td>Cambridge Electronic Design (CED)</td>
			<td>Spike2 v7</td>
			<td>Electrophysiology recording, stimulation and data analysis software</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Laboratory interface</td>
			<td>Cambridge Electronic Design (CED)</td>
			<td>1401 micro</td>
			<td>Electrophysiology interface, between the amplifier/filters and the computer. It inputs the electroneurogram and also drives the electroceramic movement.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">FM1-43/Synaptogreen C4</td>
			<td>Biotium/Cambridge Bioscience</td>
			<td>BT70020</td>
			<td>Fluorescent membrane probe that reversibly partitions into the outer leaflet of cell membranes. Used predominantly for monitoring vesicle membrane endo-/exocytosis.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Advasep 7</td>
			<td>Biotium/Cambridge Bioscience</td>
			<td>BT70029</td>
			<td>A sulfonated b-cyclodextrin derivative that chelates FM1-43 (&#38; other styryl pyridinium dyes) out of the exposed membranes, leaving internalised dye to be seen more clearly by lowering the background labelling/fluorescence.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Retiga Exi Fast 1394</td>
			<td>Qimaging</td>
			<td></td>
			<td>Monochrome, cooled CCD camera - basic model</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Volocity 3D Image Analysis Software</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>Volocity 6.3</td>
			<td>Image capture and analysis software.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

combined recording of mechanically stimulated afferent output and nerve terminal labelling in mouse hair follicle lanceolate endings

신규 해부 및 녹화 기술은 마우스 날개에 머리카락의 기계적인 변위에 의해 유발 모니터링 구 심성 발사에 대해 설명한다. 이 기술은 매우 경제적이고 용이 가장 흔히 전기 생리학 실험실에서 발견 또는 쉽게 구입할 재료로 수행된다. 해부는 독점 소프트웨어에 의해 제어되는 일반 electroceramic 웨이퍼에서 제공하는 기계적인 변위, 간단하고 빠르다. 동일한 소프트웨어는 또한 기록하고 electroneurogram 출력을 분석한다. 유발 된 신경 활동의 기록은, 화재 연마 표준 유리 미소 전극에 접속 된 상용 차동 증폭기 통해서이다. 유용한 정보는 제조, 자극과 기록 품질을 최적화하기위한 촬영 조건의 품질을 개선하기 위해 주어진다. 시스템은 물론 모낭의 방어벽 엔딩 피침 단자의 전기 생리 학적 및 광학적 특성을 분석에 적합자신의 약리 및 / 또는 유전자 조작의 결과. 스티 릴 피리 디늄 중요한 염료 기계적 자극 및 라벨과 전기적으로 기록을 조합의 예를 설명한다.

서브 피하 지방 조직은 모낭을 노출하기 위해 제거와 전기 생리 학적 기록 장치는,도 1a에 도시된다. 이 노출 된 부분의 일부는도 1b에 시야 조명의 높은 배율에서 도시된다. 이 지역에서 다시 자체에 날개 마진을 접는 것은 표피 표면을 노출합니다. 이는도 1C 색소 노출 다시 펼친 위치에 여유를 반환 한 후, 여포 자극 것을 보여준다 무딘 프로브 (도시하지 않음). 기계적 자극에 대한 이상적인 상황에서 수평으로 돌출 스크롤의 가장자리에 머리카락을 위치 결정 이 위치에서 스티 릴 피리 디늄 염료로 표지되었다. 제제는 일반적으로 Electroneurograms 심지어 가장 큰 크기의 AP를 포함하는 유리 섬유 프로브의 이동을 강요의 부재 (도 2a에 계속 AP 활성을 보여 <str옹&gt; I-III). 활동은 매우 평평 자극의 기간 사이의 간격에 대한 자기 상관으로, 어떤 구조 나 등장의 조짐을 보이고 없으며, 약 10 ~ 20 충동 / ​​초 ( &#39;스파이크&#39;추적)의 비율로 발생합니다. 5 Hz의 동안, 모간 100 μm의 기계적 자극, 전체 출력은 통상적으로 20 내지 50 자극 / 초 또는 정현파주기 당 4-10으로 상승한다. 사이클 히스토그램의 건설은 다음의 답변 ( &#39;위상 잠금&#39;소위) 강한 유입을 보여준다 (그림 2Bi-III)). 응답이 잠겨있는 파형의 위상이 운동하는 시점에서 즉, 자신의 위치에 진동 프로브 그것을 접촉 머리를 좌우하지만 이것은 아주 반복합니다. 간단한 임계 값 검출 (A에서 neurogram 트레이스를 가로 지르는 수평 라인은 (ⅰ-III))이 분석에 사용되었다. 그러나, 기록 소프트웨어 기능은 종종보다 복잡한 방식으로 사용될 수있다스파이크의 크기와 모양의 특징을 구별. 이 후, 의사 - 단일 단위 기록 분석이 수행 될 수 있도록 이러한 특성에 의해 특정 심성 섬유의 응답을 분리 할 수​​있다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/53854/53854fig1.jpg" /> 그림 1 :. 전기 생리 녹화 배치 및 N- (3-triethylammoniumpropyl는) -4- (4- (디 부틸) 스티 릴) 헤어 난포 수입 성의 피침 엔딩의 피리 디늄 브로마이드 라벨링은 (A) 날개 준비가 날개를 나타내는 전기 생리학 실험 설정 배향 신경의 위치에, 기록 전극과 지방 조직의 제거 후 모낭 신경 분포의 노출 영역. (B) 여러 모낭은 진피 아래 위에있는 지방 조직의 허가 지역의 명 시야 조명에서 볼 수 있습니다. 어두운는 일반적으로 bilobed, 모양은 피지선 있습니다. ( <st룽&gt; C) 스티 릴 염료 N- (3-triethylammoniumpropyl) -4- (4- (디 부틸) 스티 릴) 피리 디늄 브로마이드 및 표면 형광 현미경에 의한 기계적 자극 후 군데로 표시된 두 개의 피침 엔딩을 보여주는 B의 박스 영역)의 확대보기 . 7에서 허가. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53854/53854fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/53854/53854fig2.jpg" /> 그림 2 : 마우스 피나에서 녹음 (A) 자극 - 유발 활동. 표준 Liley의 생리 식염수에 귓바퀴에서 연속 neurograms에서 활동의 3 가지 실험에서 촬영 (AI-III) 예. 각 레코드는 5 초 부분 콘텐츠로의 정현파 변위 3 초 기간을 포함 녹화 시작 후 약 5 분을 도시머리 샤프트​​의 몰 수. 기계적 자극은 보통 1-2 시간 동안 지속 연속 녹화 전반에 걸쳐 매 30 초 반복 하였다. 커스텀 스크립트 파일은 수평 커서 (스파이크)에 의해 설정된 임계 값뿐만 아니라, 각각의 정현파주기 (기간)의 개시를 넘어 개별 이벤트를 표시. (AIV) 정현파 변위의 명령 신호. 의 (B) 분석 급상승 활동을 자극은-유발. 3 ° 쓰레기통에 (BI-III) 사이클 히스토그램 유리 프로브 헤어 샤프트의 5 Hz의 정현파 변위에 의한 기계적 자극에 대한 추정 피침 엔딩의 응답을 보여, (인공 지능 - ⅲ) 각각 neurogram 샘플로 구성. 기계적 프로브의 시작 위치에 대한 상대적인 위치에 따라,주기의 다른 단계에서 표시된 위상 잠금 참고. (BIV) 표준화 프로브 변위 정현파; 실제 크기는 약 100이었다1;. m <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53854/53854fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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Combined Recording of Mechanically Stimulated Afferent Output and Nerve Terminal Labelling in Mouse Hair Follicle Lanceolate Endings

A simple and novel technique for recording afferent discharge due to mechanical stimulation of lanceolate terminals of palisade endings innervating mouse ear skin hair follicles is presented.

마우스 헤어 난포 피침 엔딩에서 기계적으로 자극 된 수입 성의 산출과 신경 터미널 라벨의 결합 기록

A novel dissection and recording technique is described for monitoring afferent firing evoked by mechanical displacement of hairs in the mouse pinna. The ...

combined-recording-mechanically-stimulated-afferent-output-nerve

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

7.4K 조회수.  University of Aberdeen. A simple and novel technique for recording afferent discharge due to mechanical stimulation of lanceolate terminals of palisade endings innervating mouse ear skin hair follicles is presented.

비디오: Combined Recording of Mechanically Stimulated Afferent Output and Nerve Terminal Labelling in Mouse Hair Follicle Lanceolate Endings

Postsynaptic Recordings at Afferent Dendrites Contacting Cochlear Inner Hair Cells: Monitoring Multivesicular Release at a Ribbon Synapse

The afferent synapse between the inner hair cell (IHC) and the auditory nerve fiber provides an electrophysiologically accessible site for recording the postsynaptic activity of a single ribbon synapse 1-4. Ribbon synapses of sensory cells release neurotransmitter continuously, the rate of which is modulated in response to graded changes in IHC membrane potential 5. Ribbon synapses have been shown to operate by multivesicular release, where multiple vesicles can be released simultaneously to evoke excitatory postsynaptic currents (EPSCs) of varying amplitudes 1, 4, 6-11. Neither the role of the presynaptic ribbon, nor the mechanism underlying multivesicular release is currently well understood.
The IHC is innervated by 10-20 auditory nerve fibers, and every fiber contacts the IHC with a unmyelinated single ending to form a single ribbon synapse. The small size of the afferent boutons contacting IHCs (approximately 1 &mu;m in diameter) enables recordings with exceptional temporal resolution to be made. Furthermore, the technique can be adapted to record from both pre- and postsynaptic cells simultaneously, allowing the transfer function at the synapse to be studied directly 2. This method therefore provides a means by which fundamental aspects of neurotransmission can be studied, from multivesicular release to the elusive function of the ribbon in sensory cells.

Whole-cell patch-clamp recordings from auditory nerve fiber dendrites at the inner hair cell ribbon synapse in the mammalian cochlea.

달팽이 내부 세포에 문의 수입 성의 Dendrites에서 Postsynaptic 레코딩 : 리본 시냅스에서 모니터링 Multivesicular 릴리스

The afferent synapse between the inner hair cell (IHC) and the auditory nerve fiber provides an electrophysiologically accessible site for recording the ...

연구

신경과학

In Vivo Two-Photon Microscopy of Single Nerve Endings in Skin

Nerve endings in skin are involved in physiological processes such as sensing1 as well as in pathological processes such as neuropathic pain2. Their close-to-surface positioning facilitates microscopic imaging of skin nerve endings in living intact animal. Using multiphoton microscopy, it is possible to obtain fine images overcoming the problem of strong light scattering of the skin tissue. Reporter transgenic mice that express EYFP under the control of Thy-1 promoter in neurons (including periphery sensory neurons) are well suited for the longitudinal studies of individual nerve endings over extended periods of time up to several months or even life-long. Furthermore, using the same femtosecond laser as for the imaging, it is possible to produce highly selective lesions of nerve fibers for the studies of the nerve fiber restructuring. Here, we present a simple and reliable protocol for longitudinal multiphoton in vivo imaging and laser-based microsurgery on mouse skin nerve endings.

In Vivo Two-Photon Microscopy of Single Nerve Endings in Skin

The protocol for dynamic longitudinal imaging and selective laser lesion of nerve endings in reporter transgenic mice is presented.&#160;

피부의 단일 신경 종말의 생체 두 광자 현미경에서

Nerve endings in skin are involved in physiological processes such as sensing1 as well as in pathological processes such as neuropathic pain2. Their ...

Flat Mount Imaging of Mouse Skin and Its Application to the Analysis of Hair Follicle Patterning and Sensory Axon Morphology

Skin is a highly heterogeneous tissue. Intra-dermal structures include hair follicles, arrector pili muscles, epidermal specializations (such as Merkel cell clusters), sebaceous glands, nerves and nerve endings, and capillaries. The spatial arrangement of these structures is tightly controlled on a microscopic scale - as seen, for example, in the orderly arrangement of cell types within a single hair follicle - and on a macroscopic scale - as seen by the nearly identical orientations of thousands of hair follicles within a local region of skin. Visualizing these structures without physically sectioning the skin is possible because of the 2-dimensional geometry of this organ. In this protocol, we show that mouse skin can be dissected, fixed, permeabilized, stained, and clarified as an intact two dimensional object, a flat mount. The protocol allows for easy visualization of skin structures in their entirety through the full thickness of large areas of skin by optical sectioning and reconstruction. Images of these structures can also be integrated with information about position and orientation relative to the body axes.

Mammalian skin contains a diverse array of structures - such as hair follicles and nerve endings - that exhibit distinctive patterns of spatial organization. Analyzing skin as a flat mount takes advantage of the 2-dimensional geometry of this tissue to produce full-thickness high-resolution images of skin structures.

마우스의 피부와 모낭 패터닝 및 감각 축삭 형태학의 분석에의 응용의 평면 마운트 이미징

Skin is a highly heterogeneous tissue. Intra-dermal structures include hair follicles, arrector pili muscles, epidermal specializations (such as Merkel ...

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to monitor the disease course in the follow-up period. Changes in the VEP parameters closely correlate with pathological damage in the optic nerve. This protocol provides a detailed description about the rodent model of optic nerve microinjection, in which a partial demyelination lesion is produced in the optic nerve. VEP recording techniques are also discussed. Using skull implanted electrodes, we are able to acquire reproducible intra-session and between-session VEP traces. VEPs can be recorded on individual animals over a period of time to assess the functional changes in the optic nerve longitudinally. The optic nerve demyelination model, in conjunction with the VEP recording protocol, provides a tool to investigate the disease processes associated with demyelination and remyelination, and can potentially be employed to evaluate the effects of new remyelinating drugs or neuroprotective therapies.

Focal demyelination is induced in the optic nerve using lysolecithin microinjection. Visual evoked potentials are recorded via skull electrodes implanted over the visual cortex to examine the signal conduction along the visual pathway in vivo. This protocol details the surgical procedures underlying electrode implantation and optic nerve microinjection.

실험 시신경의 탈수 초화의 쥐 모델에서 시각 유발 전위 기록

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

Optical Monitoring of Living Nerve Terminal Labeling in Hair Follicle Lanceolate Endings of the Ex Vivo Mouse Ear Skin

A novel dissection and recording technique is described for optical monitoring staining and de-staining of lanceolate terminals surrounding hair follicles in the skin of the mouse pinna. The preparation is simple and relatively fast, reliably yielding extensive regions of multiple labeled units of living nerve terminals to study uptake and release of styryl pyridinium dyes extensively used in studies of vesicle recycling. Subdividing the preparations before labeling allows test vs. control comparisons in the same ear from a single individual. Helpful tips are given for improving the quality of the preparation, the labeling and the imaging parameters. This new system is suitable for assaying pharmacologically and mechanically-induced uptake and release of these vital dyes in lanceolate terminals in both wild-type and genetically modified animals. Examples of modulatory influences on labeling intensity are given.

Optical Monitoring of Living Nerve Terminal Labeling in Hair Follicle Lanceolate Endings of the Ex Vivo Mouse Ear Skin

Here we describe a novel preparation for imaging live lanceolate sensory terminals of palisade endings that innervate mouse ear skin hair follicles during staining and destaining with styryl pyridinium dyes.

의 헤어 난포 피침 엔딩에서 생활 신경 터미널 라벨의 광학 모니터링<em&gt; 전의 VIVO</em&gt; 마우스 귀 피부

A novel dissection and recording technique is described for optical monitoring staining and de-staining of lanceolate terminals surrounding hair follicles ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

깨어 마우스의 신경 활성 물질의 Microiontophoretic 응용 프로그램과 결합하여 신경 활동의 세포 외 기록

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

In Vitro Recording of Mesenteric Afferent Nerve Activity in Mouse Jejunal and Colonic Segments

Afferent nerves not only convey information concerning normal physiology, but also signal disturbed homeostasis and pathophysiological processes of the different organ systems from the periphery towards the central nervous system. As such, the increased activity or &#39;sensitization&#39; of mesenteric afferent nerves has been allocated an important role in the pathophysiology of visceral hypersensitivity and abdominal pain syndromes.
Mesenteric afferent nerve activity can be measured in vitro in an isolated intestinal segment that is mounted in a purpose-built organ bath and from which the splanchnic nerve is isolated, allowing researchers to directly assess nerve activity adjacent to the gastrointestinal segment. Activity can be recorded at baseline in standardized conditions, during distension of the segment or following the addition of pharmacological compounds delivered intraluminally or serosally. This technique allows the researcher to easily study the effect of drugs targeting the peripheral nervous system in control specimens; besides, it provides crucial information on how neuronal activity is altered during disease. It should be noted however that measuring afferent neuronal firing activity only constitutes one relay station in the complex neuronal signaling cascade, and researchers should bear in mind not to overlook neuronal activity at other levels (e.g., dorsal root ganglia, spinal cord or central nervous system) in order to fully elucidate the complex neuronal physiology in health and disease.
Commonly used applications include the study of neuronal activity in response to the administration of lipopolysaccharide, and the study of afferent nerve activity in animal models of irritable bowel syndrome. In a more translational approach, the isolated mouse intestinal segment can be exposed to colonic supernatants from IBS patients. Furthermore, a modification of this technique has been recently shown to be applicable in human colonic specimens.

In Vitro Recording of Mesenteric Afferent Nerve Activity in Mouse Jejunal and Colonic Segments

Mesenteric afferent nerves convey information from the gastrointestinal tract towards the brain regarding normal homeostasis as well as pathophysiology. Gastrointestinal afferent nerve activity can be assessed by mounting isolated intestinal segments with attached afferent nerves into an organ bath, isolating the nerve, and assessing basal as well as stimulated activity.

마우스 Jejunal과 대장 세그먼트에서 장간막 구 심성 신경 활동의 생체 외 녹음에서

Afferent nerves not only convey information concerning normal physiology, but also signal disturbed homeostasis and pathophysiological processes of the ...

Loading a Calcium Dye into Frog Nerve Endings Through the Nerve Stump: Calcium Transient Registration in the Frog Neuromuscular Junction

One of the most feasible methods of measuring presynaptic calcium levels in presynaptic nerve terminals is optical recording. It is based on using calcium-sensitive fluorescent dyes that change their emission intensity or wavelength depending on the concentration of free calcium in the cell. There are several methods used to stain cells with calcium dyes. Most common are the processes of loading the dyes through a micropipette or pre-incubating with the acetoxymethyl ester forms of the dyes. However, these methods are not quite applicable to neuromuscular junctions (NMJs) due to methodological issues that arise. In this article, we present a method for loading a calcium-sensitive dye through the frog nerve stump of the frog nerve into the nerve endings. Since entry of external calcium into nerve terminals and the subsequent binding to the calcium dye occur within the millisecond time-scale, it is necessary to use a fast imaging system to record these interactions. Here, we describe a protocol for recording the calcium transient with a fast CCD camera.

Here, we describe a method for loading a calcium-sensitive dye through the frog nerve stump into the nerve endings. We also present a protocol for the recording and analysis of fast calcium transients in the peripheral nerve endings.

칼슘 염료를 개구부 신경 절편에 삽입하기 : 신경 개구부를 통해 개구리 신경 근육 계통에서 칼슘 과도 등록

One of the most feasible methods of measuring presynaptic calcium levels in presynaptic nerve terminals is optical recording. It is based on using ...

Auditory Brainstem Response and Outer Hair Cell Whole-cell Patch Clamp Recording in Postnatal Rats

The outer hair cell is one of the two types of sensory hair cells in the mammalian cochlea. They alter their cell length with the receptor potential to amplify the weak vibration of low-level sound signal. The morphology and electrophysiological property of outer hair cells (OHCs) develop in early postnatal ages. The maturation of outer hair cell may contribute to the development of the auditory system. However, the process of OHCs development is not well studied. This is partly because of the difficulty to measure their function by an electrophysiological approach. With the purpose of developing a simple method to address the above issue, here we describe a step-by-step protocol to study the function of OHCs in acutely dissociated cochlea from postnatal rats. With this method, we can evaluate the cochlear response to pure tone stimuli and examine the expression level and function of the motor protein prestin in OHCs. This method can also be used to investigate the inner hair cells (IHCs).

This protocol describes methods to record the auditory brainstem response from postnatal rat pups. To examine the functional development of outer hair cells, the experimental procedure of whole-cell patch clamp recording in isolated outer hair cells is described step-by-step.

청각 Brainstem 응답 및 출생 후 쥐에 외부 머리 세포 전체 셀 패치 클램프 기록

The outer hair cell is one of the two types of sensory hair cells in the mammalian cochlea. They alter their cell length with the receptor potential to ...

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

An increasing number of super-resolution microscopy techniques are helping to uncover the mechanisms that govern the nanoscale cellular world. Single-molecule imaging is gaining momentum as it provides exceptional access to the visualization of individual molecules in living cells. Here, we describe a technique that we developed to perform single-particle tracking photo-activated localization microscopy (sptPALM) in Drosophila larvae. Synaptic communication relies on key presynaptic proteins that act by docking, priming, and promoting the fusion of neurotransmitter-containing vesicles with the plasma membrane. A range of protein-protein and protein-lipid interactions tightly regulates these processes and the presynaptic proteins therefore exhibit changes in mobility associated with each of these key events. Investigating how mobility of these proteins correlates with their physiological function in an intact live animal is essential to understanding their precise mechanism of action. Extracting protein mobility with high resolution in vivo requires overcoming limitations such as optical transparency, accessibility, and penetration depth. We describe how photoconvertible fluorescent proteins tagged to the presynaptic protein Syntaxin-1A can be visualized via slight oblique illumination and tracked at the motor nerve terminal or along the motor neuron axon of the third instar Drosophila larva.

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

Here we illustrate how single molecule photo-activated localization microscopy can be carried out on the motor nerve terminal of a live Drosophila melanogaster third instar larva.