우리는 그림의 일부 돕는 호세 Burgert 감사합니다. 우리는 잉고 Selbach (및 그룹 &quot;Edelkrebsprojekt NRW&quot;) 실험 동물 연구실을 공급하기 위해 자신의 노력에 감사드립니다. 우리는 원고의 첫 번째 버전을 교정 안나 C. 슈나이더 감사합니다. 이 연구는 에미 뇌터 DFG 보조금 SM 206 / 3-1과 여성의 능력에 대한 쾰른 대학의 시작 기금에 의해 지원되었다.

이 절차는 해부 유럽 공동체위원회 (22)의 지령 ND 2010년 9월 (63분의 2,010 / EU)에 따른다. 1. 준비 <ol><li> 크기 ≥8 cm 남녀 가재, Pacifastacus의 leniusculus (다나)를 얻습니다. 동물은 매우 중요하고 복부와 복부 사지가 그대로 있는지 확인합니다. </li><li> 등딱지를 검사하는주의이 표피는 단단하고 견고한입니다. 사전 및 postmolt 동물 소프트 갑이 때문에 많은 매개 변수 변경 털갈이 과정에서 실험에 적합하지 않다 (예를 들면, 운동 활성의 감소). </li><li> , 해부하는 동안 사용되는 모든 도구 및 재료를 조립 달아 및 신경 코드의 desheathing 그림 2와 제공되는 보충 교재에 나와. </li></ol><img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig2highres.jpg" /> 그림 2 : <strong&gt; 재료 및 도구를 달아 및 신경 코드의 desheathing, 해부에 사용됩니다. (1) 얼음을 가득 큰 양동이; (2) 왕새우 식염수; (3) 염수 디스펜서; (4) 해부 현미경; (5) 해부 접시; (6) 강한 가위; (7) 집게 (8) 스프링 가위; 분명 실 가드 늘어서 (9) 페트리 접시; (10)의 고정 핀; (11) 감기 램프 소스. 2. 총 해부 <ol><li> 20 분 - 15 얼음에 동물을 마취. 이 방혈 단계와, 상기 표본이 절차 동안 가재 식염수로 세정 정기적해야 보낸 싱크대 랩 벤치 총 해부의 첫 번째 부분을 수행한다. </li><li> 동물의 복부 측면을 잡고 흉부 (그림 3-1)에 가까운 자신의 기지를 모두 발톱을 잘라 강력한 가위를 사용합니다. 왼쪽과 오른쪽 uropod (그림 3-2)를 제거합니다. </li><li> 검은 실 가드 늘어서 해부 접시에 동물의 복부 측면을 놓습니다. Eleva텔슨 (그림 4A)에서 복부를 아래에 얼음을 넣고 핀 테 두흉부. </li><li> 60 ml의 냉장 왕새우 식염수 ~와 식염수 디스펜서를 입력합니다. 발톱 개방 (그림 4B)를 통해 차가운 식염수로 가재를 관류. 과도한 염분은 uropods의 인하를 통해 오프 배출됩니다. 일어난 과다 출혈 동안 얼음으로 가재를 커버 </li><li> 단지 강한 가위 (도 5a)를 사용하여 동물의 눈 후부 절단 한 횡으로 동물을 참살. 그림 (b)에 나타낸 바와 같이 기본 관절 근처의 모든 걷고 다리를 제거합니다. </li><li> 두흉부의 나머지 부분에서 마지막 흉부 세그먼트와 복부를 분리합니다. 두 번째 도보 다리의 구멍에 가위의 끝을 삽입하고 반대편에 절단하여 두 번째 도보 다리의 레벨 (흉부 세그먼트 3)에서 첫 번째 컷을 확인합니다. (도 6A-1). </li><li> t을 통해 양측이 첫 번째 컷을 확장그는 (그림 6A-2) 두흉부. </li><li> 내부 장기의 일부 볼 수 있도록 열려있는 동물을 뒤집습니다. 시편의 앞쪽 부분에 눈에 띄는 소화선 (그림 6B-3)을 누르고 복강에서 생식 기관을 제거하기 위해 집게를 사용합니다. </li><li> 두흉부 (그림 6C)의 앞쪽 부분을 제거합니다. 나머지 흉부 (그림 6D-4)의 양면에, 아가미를 커버 등딱지의 측면 부분을 제거하는 측면 컷을 사용합니다. 아가미를 제거하고 차가운 식염수 표본을 씻어. </li><li> 그림 6E-5에 표시된대로 흉골 판의 전체 길이를 잘라 해부를 계속합니다. pleuron 및 swimmerets (그림 6E 빨간색 표시) 사이의 최대 수평 위치에서이 컷을 확인합니다. 같은 컷 반대편에 진행합니다. 차가운 식염수 표본을 씻어. </li><li> dissectio에서 나머지 해부을 수행N 현미경입니다. 검은 실 가드 늘어서하고 표본을 덮도록 왕새우 식염수로 채워진 해부 접시에 왕새우의 복부 복부 측면을 놓습니다. 참고 : 다음 단계 (2.12-4.8)는 오른 손잡이 실험자에 적용 방향 지시 사항이 포함되어 있습니다. 다음 단계 (2.12-6.8)에서는 차가운 생리 식염수, 등 간격으로 매 20-30 분 바닷가 식염수를 교체 건강한 신경 시스템을 유지하는 것이 중요하다. </li><li> 후방 텔슨에서와 전방 등딱지의 유적에서 곤충 핀 시편을 고정합니다. 왼쪽 텔슨 점과 테이블의 가장자리에 평행하도록 시험편을 놓는다. </li><li> 걷는 다리 구멍 (그림 7A)를 통해 잡아 표본을 엽니 다 (그림 7B 흰색 화살표)를 당겨 왼쪽 손에 거친 집게를 사용합니다. 그들의 복부 대형 2 배측 굴근 가닥 (도 7b-1, C-1)를 식별 및 컷도 7b에 도시 된 바와 같이 기초. </li><li> 지느러미 (심장)에서 내려 흉골 동맥 (그림 7C-2)를 식별하기 위해 복부, 4 번째 흉부 세그먼트에서. 이 복부 동맥을 형성, 신경 코드에서 프로젝트 전에이 동맥은 바로 신경 코드 (그림 7C-3) 위에 자리 잡고 있습니다. </li><li> 흉골 동맥을 가로로 쪼개다. 그림 7 (c)에서 알 수 있듯이, 가위 중 하나 블레이드를 사용하여, 먼저 동맥을 들어 올려 복부에 위치한 신경 코드가 표시되는 경우에만 잘라. </li><li> (오른쪽) 전방 지느러미 굴근을 수정합니다. 그들은 비전을 차단하지 않도록이 핀 최대 뻗어 위치에서 수행되어야하며, 시편 뻗어 상태를 유지합니다. 등쪽 근육 가닥 (그림 8-1을), 관련 신경과 최초의 복부 신경절, A1 및 A2를 고정 할 때 N1, N2, N3와 볼 (그림 8)입니다. </li><li> 사양을 잡고 왼쪽 손에 집게를 사용하여도보로 다리 중 하나 오프닝에서 imen. 다음 해부 전반에 걸쳐 단계 개방 시편을 유지하기 위해 부드럽게 잡아 당깁니다. </li><li> 신경 코드로부터 가장 먼 위치에 신경을 횡단면 N3. (그림 8-3). </li><li> 그림 8-4에서와 같이 복부 apodeme에 가까운 굴곡 근육을 잘라. 신경 코드 나 신경 N2 손상되지 않도록주의하십시오. </li><li> 단계 2.18 및 신경 N3 2.19와 A5에 남아있는 복부 신경절 A2의 굴근를 반복합니다. </li><li> 지난 복부 신경절에서, A6는 복부 apodeme에서 지느러미 굴근을 절감하고 시편은 그림 9와 같이 보일 것입니다. </li><li> A6 (그림 9-1)의 신경 흉골 플레이트 뒤쪽으로 절단하고 복부 부분 (그림 9-2)를 유지한다. 굴근 (그림 9-3)와 지느러미 부분을 폐기하십시오. 걷는 다리의 구멍을 통해 핀 전방 흉골 판을 수정,및 후방 A6에. </li></ol> 3. 미세 해부 <ol><li> 바로 입력 전방 부분과 테이블 &#39;가장자리쪽으로 후방 부분 현미경으로 시료를 놓습니다. </li><li> cephalothoracic sterna의 가장 앞쪽 부분을 제거하기 위해 그림 10A와 같이 집게를 사용합니다. 참고 : 흉부 신경과 관련된 신경이 부분적으로 다리 근육과 cephalothoracic sterna이 적용됩니다. cephalothoracic sterna 서로로부터 복부 신경 코드가있는 내측 캐비티로부터 보행 다리의 측 방향 위치 공동을 분리하는 골격을 형성한다. </li><li> 나머지 외골격도 10b에 표시된 구조 -1 B2 사이의 근육을 잘라. 잡아 복부 신경 코드 (그림 10C)의 앞쪽 끝을 들어 올려 집게를 사용합니다. 주 : 신경 선이 과정에서 손상 될 수 있으므로 NERV 발생을 방지전자 코드를 여러 번. </li><li> 신경 코드 (그림 10C-3)를 들어 올리고 옆으로 흉부 신경을 잘라. 피닝에 적합한 길이의이 신경을 유지합니다. 집게로웠다 신경의 체인의 압착 부분을 제거합니다 (그림 10C-4) T4 모든 조직 전방을 멀리 절단하여. </li><li> 왼쪽의 앞쪽 부분에 시편을 놓고 A1에 초점을 맞 춥니 다. 적당한 길이 (최대. 1cm)을 밖으로 달아위한에서 A1의 신경 N1과 N2를 잘라. </li><li> A2에 초점 신경 N1, N2,이 세그먼트의 N3 (그림 11)를 식별합니다. 복부 신경절 A2-A5의 신경 N1은 각 세그먼트 (그림 11A-1)에서 두 흉골 cuticular infoldings 사이에 거주하는 근육에 의해 보호됩니다. 후방 흉골 cuticular infolding 함께 한 컷을 확인합니다. 복부의 측면 가장자리에서 시작도 11a에 도시 된 바와 같이 중간 선을 향해 진행합니다. </li><li> 타겟 N1은 여전히​​ 코브이면조직과 빨간 근육 번들 가로 질러, 그림 11B (빨간색 화살표)에 표시하지만,이 때 앞쪽 흉골 cuticular infoldings 및 신경 N1 모두 (그림 11B-2). </li><li> 가능 (그림 11C-3)로 같은 말단 신경 N1을 잘라. 신경 N1 완전히 볼 수 있으며 전방 및 후방 분기 (그림 11C)에서 확인할 수 있습니다. </li><li> 반대측 신경 N1을 진행하고 먼저 신경절 (그림 11D)에 가까운 내측 시작, 후방 흉골 cuticular infolding을 따라 근육을 잘라. 신경이 여전히 조직이 적용되는 경우, 근육 번들 가로 질러, 이번에 전방 흉골 cuticular infoldings 및 신경 N1 모두가 비슷한 11B-2 그림. 같은 말단 가능한 신경 N1을 잘라. </li><li> 적당한 길이 (약. 0.5 cm) 핀 고정이 신경절의 신경 N2를 잘라. </li><li> 반복 A3-A5의 신경에 대한 3.7-3.11 단계를 반복합니다. </li><li> NER을 잘라같은 원심 가능 (그림 12A)와 같은 신경절 A6의 보이는 군. 이 신경절을 들어 올려 흉골 판에서 신경의 체인을 분리 시작 A6의 여러 신경 잡아 집게를 사용합니다. </li><li> 신경 코드를 해제하는 동안 그림 12B (흰색 화살표)에서 입증 된 바와 같이, 전방 방향으로 부드럽게 잡아 당깁니다. 개개의 신경이 해제됨에 따라, 신경 코드 (도 12C)의 측 복부에 부착 될 수 복부 동맥을 제거한다. 신경 코드가 완전히 격리 될 때까지이 (부드럽게) 컷 당겨 순서를 계속합니다. </li><li> 분명 실 가드 늘어서과 왕새우 식염수 (그림 12D) 가득 페트리 접시에 신경절의 절연 체인을 전송합니다. </li></ol> 4. 페트리 접시에 신경 코드 피닝 참고 : 신경 코드를 핀 (보충 참조) 스테인레스 스틸 와이어에서 잘라 작은 핀을 사용합니다. 집게로 끝나는에만 신경을 터치 squeez을하지 않습니다접속사 또는 신경 전자. <ol><li> 부드러운 스트레칭을 적용하는 동안, 직선 신경의 사슬을 핀입니다. </li><li> 위를 향 등의면 페트리 접시에 신경 코드 (그림 13, 검은 선)을 정렬합니다. 신경절의 복부 측면은 그 볼록 의해 식별 될 수있다; 몸 윗면은 평평하다. 측면에 흉부 신경을 핀입니다. 길이 방향 축을 따라 신경 코드를 스트레칭, A6의 신경을 계속합니다. </li><li> 신경 코드에 90 ° 각도로 A1의 신경을 핀입니다. </li><li> A2로 넘어 신경 코드 (도 1A)에 대하여 35~45 °의 각도로 신경 N2 핀. </li><li> . 그림 14에 설명 된대로 달아 전에 전방 및 후방 지점에 신경 N1을 분리 신경 N1의 후방 지점 집게 일쌍 전방으로 다른 손으로 집어 미세 집게 두 쌍을 사용합니다. 만 대부분의 선단부를 선택하는주의신경 가지들. 이제 조심스럽게 잡아 당겨서. </li><li> 신경 코드 (그림 1A)에 90 ° 각도로 신경 N1의 전방 지점을 핀입니다. 전방 N1 분기 및 신경 N2 사이에 신경 N1의 후방 지점을 핀입니다. </li><li> 신경 A3-A5의 신경의 단계 4.4-4.6를 반복합니다. 길이에 신경 코드 스트레치 그것뿐만 아니라 횡 방향 관념 동안. </li></ol> 5. 신경절을 Desheathing <ol><li> 실험자의 손은 항상 흔들림 방지하기 위해 안정적인 비행기에 쉬고하는 방식으로 준비를 놓습니다. desheath하기 위해서는 아래에서 신경절 신경 코드를 밝히는. </li><li> A5에 복부 신경절 A1에 초점을 맞 춥니 다. 신경절과 신경 N2 및 N3 (그림 15A 빨간색 화살표) 사이에 후부, 신경절 칼집을 통한 소정의 측면 컷을 만들기 위해 좋은 봄 가위를 사용합니다. </li><li> 매우 f를 사용하여 신경절 칼집을 선택도 15a-1에 나타낸 바와 같이 오프라인 집게와, 상기 시스 접속사 횡 방향으로 가로 질러 절단. 짜거나 가위로 신경 코드를 절단하지 않도록주의하십시오. </li><li> 아직도 잡고 집게가 신경절 (그림 15B-2, -3)의 측면 테두리를 따라 잘라 지속적으로 신경절 칼집을 해제합니다. 덮개를 제거합니다. 대안은 고정되어 있지만, 신경 코드가 압착되지 않는 그런 방법으로 접속사의 양측에 Pin. </li><li> 반복 A5 모든 복부 신경절 A1에 대한 5.2-5.4 단계를 반복합니다. </li><li> 흉부 신경절과 유사한 방식으로 신경절 A6를 Desheathe. 신경절에 A6 시작 전방을 desheathe 후방 방향으로 진행하기 위해. 신경절의 체인의 후단에 A6의 신경절 칼집을 핀입니다. </li></ol> 모터 뉴런 6. 세포 외 녹음 <ol><li> 내가 보여 세포 외 녹음에 사용되는 모든 도구 및 재료를 조립N 그림 16B와 보충 교재에 나와. 녹화 설정의 개요는도 16a에 도시된다. 앰프는 이전의 기록에 적어도 30 분 동안 워밍업 할 수 있도록,이 실험 (그림 16C)에 사용 된 모든 전자 기기를 시작합니다. 컴퓨터를 켜고 레코딩 소프트웨어를 시작합니다. </li><li> 현미경 테이블에 신경절의 체인을 놓고 아래에서 조명. 신경절 (도 17A 및 B) 상기 표적 신경과 가까운 위치에서 상기 기준 전극에 근접하지만, 실 가드 측에 기록 전극을 삽입한다. 기록 전극 (그림 17C) 주위 대상 신경을 구부리고. </li><li> 전극과 신경 사이의 접촉을 보장하고 측면 (F의 igure 17D)에 핀, 약간 신경을 스트레칭. 점토를 이용하여 현미경 테이블 전극 케이블을 고정하므로 원하는 위치에 유지. </li><li> 사용바셀린 (둥근 팁) 20 게이지 바늘로 채워진 주사기 (도 17E-3) 입욕 용액으로부터 표적 신경 차단. 우선, 기록 전극의 주위에 약간의 실 가드 바셀린을 한 덩어리. 결과는 기록 전극 (도 17E-4)의 근방을 덮는 실 가드 바셀린의 층이다. 바로이 계층에 공기 방울을 신경에 가볍게 두드 피하기 않도록주의하십시오. </li><li> 식염수 (도 17F)의 액면까지의 모든면에서 바세린 기록 전극 봉쇄. </li><li> 누구의 활동을 모니터링해야 모든 대상 신경에 대해이 절차를 반복합니다. </li><li> 녹음을 시작합니다. 연속적 또는 프리 갭 획득 모드 5 kHz의 샘플링 레이트를 사용한다. 다음 매개 변수에 세포 외 앰프를 설정하고, (신호 1,000 배를 증폭 수집 소프트웨어 설정이 증폭 매개 변수를 포함하는데주의를 기울여야) 1000 얻기2,000 Hz에서 (하이 컷) 300 헤르츠 (Hz 로우 컷)의 다 대역 통과 필터 범위. </li></ol>

<ol><li>Hughes, G. M., Wiersma, C. A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Co-Ordination+of+Swimmeret+Movements+in+the+Crayfish%2C+Procambarus-Clarkii+%28Girard%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Biol%22%5BJournal%5D)">The Co-Ordination of Swimmeret Movements in the Crayfish, Procambarus-Clarkii (Girard).</a> J Exp Biol. 37 (4), 657-670 (1960).</li>
<li>Mulloney, B., Smarandache, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fifty+Years+of+CPGs%3A+Two+Neuroethological+Papers+that+Shaped+the+Course+of+Neuroscience%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Behav+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Fifty Years of CPGs: Two Neuroethological Papers that Shaped the Course of Neuroscience.</a> Front Behav Neurosci. 4, 45(2010).</li>
<li>Murchison, D., Chrachri, A., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Separate+Local+Pattern-Generating+Circuit+Controls+the+Movements+of+Each+Swimmeret+in+Crayfish%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophys%22%5BJournal%5D)">A Separate Local Pattern-Generating Circuit Controls the Movements of Each Swimmeret in Crayfish.</a> J Neurophys. 70 (6), 2620-2631 (1993).</li>
<li>Mulloney, B., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+organization+of+crayfish+abdominal+ganglia.+III.+Swimmeret+motor+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Functional organization of crayfish abdominal ganglia. III. Swimmeret motor neurons.</a> J Comp Neurol. 419 (2), 233-243 (2000).</li>
<li>Davis, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lobster+Righting+Responses+and+Their+Neural+Control%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+R+Soc+Ser+B-Bio%22%5BJournal%5D)">Lobster Righting Responses and Their Neural Control.</a> Proc R Soc Ser B-Bio. 170 (1021), 435-456 (1968).</li>
<li>Mulloney, B., Smarandache-Wellmann, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurobiology+of+the+crustacean+swimmeret+system%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Neurobiology of the crustacean swimmeret system.</a> Prog Neurobiol. 96 (2), 242-267 (2012).</li>
<li>Huxley, T. H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHuxley%2C+TH+%22The+crayfish%3A+An+introduction+to+the+study+of+zoology%22">The crayfish: An introduction to the study of zoology</a>. , MIT Press. Cambridge, MA. (1980).</li>
<li>Smarandache-Wellmann, C., Weller, C., Wright, T. M., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Five+types+of+nonspiking+interneurons+in+local+pattern-generating+circuits+of+the+crayfish+swimmeret+system%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophys%22%5BJournal%5D)">Five types of nonspiking interneurons in local pattern-generating circuits of the crayfish swimmeret system.</a> J Neurophys. 110 (2), 344-357 (2013).</li>
<li>Skinner, F. K., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intersegmental+coordination+of+limb+movements+during+locomotion%3A+mathematical+models+predict+circuits+that+drive+swimmeret+beating%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Intersegmental coordination of limb movements during locomotion: mathematical models predict circuits that drive swimmeret beating.</a> J Neurosci. 18 (10), 3831-3842 (1998).</li>
<li>Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((During+fictive+locomotion%2C+graded+synaptic+currents+drive+bursts+of+impulses+in+swimmeret+motor+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">During fictive locomotion, graded synaptic currents drive bursts of impulses in swimmeret motor neurons.</a> J Neurosci. 23 (13), 5953-5962 (2003).</li>
<li>Smarandache-Wellmann, C., Grätsch, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+coordination+in+distributed+neural+circuits%3A+Encoding+coordinating+information%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of coordination in distributed neural circuits: Encoding coordinating information.</a> J Neurosci. 34 (16), 5627-5639 (2014).</li>
<li>Mulloney, B., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+commissural+interneurons+integrate+information+from+intersegmental+coordinating+interneurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Local commissural interneurons integrate information from intersegmental coordinating interneurons.</a> J Comp Neurol. 466 (3), 366-376 (2003).</li>
<li>Mulloney, B., Harness, P. I., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bursts+of+information%3A+Coordinating+interneurons+encode+multiple+parameters+of+a+periodic+motor+pattern%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophys%22%5BJournal%5D)">Bursts of information: Coordinating interneurons encode multiple parameters of a periodic motor pattern.</a> J Neurophys. 95 (2), 850-861 (2006).</li>
<li>Smarandache, C., Hall, W. M., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coordination+of+Rhythmic+Motor+Activity+by+Gradients+of+Synaptic+Strength+in+a+Neural+Circuit+That+Couples+Modular+Neural+Oscillators%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Coordination of Rhythmic Motor Activity by Gradients of Synaptic Strength in a Neural Circuit That Couples Modular Neural Oscillators.</a> J Neurosci. 29 (29), 9351-9360 (2009).</li>
<li>Smarandache-Wellmann, C., Weller, C., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+Coordination+in+Distributed+Neural+Circuits%3A+Decoding+and+Integration+of+Coordinating+Information%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of Coordination in Distributed Neural Circuits: Decoding and Integration of Coordinating Information.</a> J Neurosci. 34 (3), 793-803 (2014).</li>
<li>Chrachri, A., Neil, D., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((State-Dependent+Responses+of+2+Motor+Systems+in+the+Crayfish%2C+Pacifastacus+leniusculus%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol+A%22%5BJournal%5D)">State-Dependent Responses of 2 Motor Systems in the Crayfish, Pacifastacus leniusculus.</a> J Comp Physiol A. 175 (3), 371-380 (1994).</li>
<li>Chrachri, A., Neil, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interaction+and+Synchronization+between+2+Abdominal+Motor+Systems+in+Crayfish%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophys%22%5BJournal%5D)">Interaction and Synchronization between 2 Abdominal Motor Systems in Crayfish.</a> J Neurophys. 69 (5), 1373-1383 (1993).</li>
<li>Skinner, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Structure+of+the+4th+Abdominal-Ganglion+of+the+Crayfish%2C+Procambarus-Clarki+%28Girard%29+II.+Synaptic+Neuropils%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">The Structure of the 4th Abdominal-Ganglion of the Crayfish, Procambarus-Clarki (Girard) II. Synaptic Neuropils.</a> J Comp Neurol. 234 (2), 182-191 (1985).</li>
<li>Skinner, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Structure+of+the+4th+Abdominal-Ganglion+of+the+Crayfish%2C+Procambarus-Clarki+%28Girard%29+I.+Tracts+in+the+Ganglionic+Core%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">The Structure of the 4th Abdominal-Ganglion of the Crayfish, Procambarus-Clarki (Girard) I. Tracts in the Ganglionic Core.</a> J Comp Neurol. 234 (2), 168-181 (1985).</li>
<li>Mulloney, B., Tschuluun, N., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Architectonics+of+crayfish+ganglia%5BTitle%5D)+AND+%22Microsc+Res+Techniq%22%5BJournal%5D)">Architectonics of crayfish ganglia.</a> Microsc Res Techniq. 60 (3), 253-265 (2003).</li>
<li>Braun, G., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cholinergic+modulation+of+the+swimmeret+motor+system+in+crayfish%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophys%22%5BJournal%5D)">Cholinergic modulation of the swimmeret motor system in crayfish.</a> J Neurophys. 70 (6), 2391-2398 (1993).</li>
<li>Davis, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motoneuron+Morphology+and+Synaptic+Contacts+-+Determination+by+Intracellular+Dye+Injection%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Motoneuron Morphology and Synaptic Contacts - Determination by Intracellular Dye Injection.</a> Science. 168 (3937), 1358-1360 (1970).</li>
<li>Altman, J. S., Tyrer, N. M. Filling Selected Neurons with Cobalt through Cut Axons. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAltman%2C+JS+%22Neuroanatomical+Techniques%22">Neuroanatomical Techniques</a>. Strausfeld, N. J., Miller, T. A. , Springer. New York, NY. 373-402 (1980).</li>
</ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

<html> 가재의 해부학 및 복부 신경절 이전에 5, 18, ​​19, 20을 설명되었지만 그것은 중요한 신경의 절단을 방지하기 위해 절개 전에 급 숙지 권장된다. 그것은 고립 된 신경 코드의 저하를 방지하기 위해 23 ° C 이하의 온도에서 준비를 유지하는 것이 중요합니다. 이 용액을 차가운 입욕 가재 염수 매 20-30 분 여분으로 쉽게 달성 될 수있다. 이러한 상황에서 신경절 체인은 최대 12 시간 동안 전기 생리 학적 실험을 위해 사용될 수있다. 때때로 swimmeret 운동 신경이 비활성화되어 더 자연 파열 활동을 보여주지. 콜린성 작용제 카바 콜은 이들 제제의 붕괴 활성을 유도하는 데 사용된다. 차가운 왕새우 식염수에 용해, 1-3 μM의 카바 콜의 목욕 응용 프로그램은 swimmeret 리듬 (21)을 활성화하기에 충분하다. &quot;ove_content&gt; 허구 운동과이 시스템에 기록 팔다리 특히 코디 리듬 활성 및 코디 세포 성질에 대한 많은 정보를 제공한다.이 시스템에서의 연결 요소는 로컬 미소 8-10 식별 추가적으로 아르 조정 네트워크는 셀룰러 세부 11,14,15 알려져있다. 세포 외 녹음을 수행 실험에서 도출 결과는 이미 수학적 모델 및 로봇 공학에 대한 예측을 할 수 있습니다. 모든 swimmeret 신경 돌기는 측면 Neuropil 내에서 분기 및 세포 내이 수상 돌기에서 기록 할 수 있습니다 보여줍니다. 도 20에서, PS 모터 뉴런의 세포 내 기록이 도시되어있다. 1 M KAC + 0.1 M의 KCl (35 사이의 전극 저항 - 45 MΩ)로 채워진이 날카로운 미소 전극 (보충 참조) 측면 Neuropil 위에 배치됩니다. 진동 막 전위 w로전극이 신경 N1의베이스 부근 삽입되면 PS 및 RS 운동 뉴런의 수지상에서 엘 스파이크 기록 할 수있다. 도 21에 도시 된 바와 같이, 세포 내에서 각각의 뉴런 (예를 들면, 운동 뉴런) 얼룩, 날카로운 미세 추가적으로 1 M KAC + 0.1 M KCl을 중에 용해 형광 색소 (예를 들어, 1 % 덱스 트란 텍사스 레드, 참조 보조제)로 채워 져야한다. 2 Hz에서 250 ms의 기간에 1 nA의 펄스 편광, 이온 토 포레 시스에 의해 세포 내 운동 신경을 채우려면 적어도 10 분 동안 적용됩니다. 양으로 대전 된 염료 펄스를 탈분극과 음으로 하전 된 염료 사용하기에 과분극 펄스를 사용합니다. 긴 채우기 강한 레이블 신경 세포에서 발생합니다. 시각화를위한 신경 코드, 탈수 고정, 22를 장착해야합니다. 운동 뉴런의 풀을 염색하기위한 한 방법은 신경 N1에서 backfills을 사용하는 것이다 (도 22) (4), (23). PS 모터 뉴런의 풀을 백필 신경 N1의 후방 지점 주위에 바셀린의 잘 놓습니다. RS 모터의 풀을 염색하는 것은 물론이 신경 N1의 전방 지점에 배치 뉴런. 잘 왕새우 식염수 DDH 2 O.로 대체 그런 다음 잘 안쪽이 신경을 절감하고 실온에서 DDH 2 O (RT)에서 15 분 정도 둡니다. 또는 5 % NiCl 2 - - 석유 젤리 (DDH 2 O에 용해) 솔루션과 가까운 우물 그 후, 5 %의 CoCl2 중 하나와 우물에서 DDH 2 O를 교체합니다. 샘플은 4 ° C에서 최소 15 시간 동안 배양 할 필요가있다. , 우물을 열고 염료를 제거하고 식염수로 샘플을 3 회 씻어. 실온에서 20 분 동안 후드, Dithiooxamid 페트리 접시에 매 10 ml의 가재 식염수 (100 %를 EtOH 포화 용액) 10 방울과 니켈 2 + 또는 공동 2 + 이온을 침전. 니켈은 2 + - 이온은 파란색 니켈 (SCH)과 공동 2 +에 침전됩니다 </suP&gt; 오렌지의 CoS에 -ions. 신경 코드는 탈수, 고정 및 카메라를 구비 한 광학 현미경 표지화 된 세포의 이미지를 획득하기 위해 내부에 장착해야한다.

왕새우 swimmerets는 자세 제어의 기능을 수행하고, 동물이 앞으로 수영 리듬 때 이길 자신의 굴 또는 암컷이 알 5, 6 탄산 가스를 환기 시키십시오. 신호 가재, Pacifastacus의 leniusculus의 swimmerets을, 다섯 번째 두 번째에서 쌍으로 발생 복부 (7)의 각 측면에 하나의 다리와 복부 세그먼트. 중추 신경계 손상은 동물뿐만 아니라 절연 신경 코드 준비 swimmeret 운동 자체를 구동 모터 두둑 리듬에 생성한다. 더 감각 피드백 또는 내림차순 입력되는 현재 존재하지 않는 경우 생성 된 리듬 모터 패턴은 허구 식 이동 (1, 2)라고한다. swimmeret 시스템에서는이 모터 패턴이 그대로 동물에서 측정 swimmerets의 활성에서 어떤 파라미터에서 다르지 않다. 각 swimmeret의 움직임의 위치는 하나의 C로 제한되는 미세 회로에 의해 구동hemiganglion 1 orresponding -. 3 각 저항기에서 다섯 식별 비 요동 치고의 interneurons를 포함하는 패턴 생성 커널이있다. 그들은 기능적 것을 특징으로 할 수 있습니다 동력 행정의 억제제 (IPS) 또는 Return 키 스트로크의 억제제 (IRS) 8. 자신의 교류 활동이 상호 억제 (9)에 의해 구동 오히려 이러한 IPS와 국세청의 interneurons는 내생 발진기 없습니다. 이들의 interneurons 직접 swimmeret 운동 뉴런을 억제하기 때문에, 상기 교류 PS-RS 운동은 열을 발생한다. 운동력은 그러나, 또한 다른 독립 미소의 코디 활성의 생성을 필요로하지 않지만. swimmeret 시스템에서 이러한 조정은 사지가 정확한 시간에 활성화되어 있도록 보장하는 조정 저항기에 의해 설정됩니다. 이 마이크로는 각 세그먼트 11 ~ 15 세 확인 된 신경 세포에 의해 만들어집니다. 이 프로토콜은 일 제공E는 처음 단계별 해부 가이드 신경절 (A6 T4에,도 1)의 체인을 분리. 우리는 고립 된 복부 신경 코드를 고정하고 각 신경절을 desheathe하는 방법을 보여줍니다. 이 격리 신경계 대비, swimmeret 운동을 담당하는 신경 세포 전기 생리 및 형태 학적 실험에 사용하기위한 준비가되어 있습니다. 이 프로토콜의 두번째 부분은 모터 swimmeret 패턴의 주요 특징을 설명한다. 이 세포 외로 레코드에 대한 단계별 가이드를 swimmeret 운동 뉴런의 활동을 포함한다. RS의 운동 신경의 축색 돌기 (axon)은 PS 모터 신경의 축색 돌기 (axon)가 같은 신경의 후방 지점을 통해 (그림 1) 프로젝트 동안, 신경 N1의 전방 지점을 통해 프로젝트 4. 따라서 그들의 활동은 차동 핀 전극이 지점에서 녹음 할 수 있습니다. <img alt="그림 1" fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig1highres.jpg" width="200" /><br/&gt; 그림 1 : 복부 신경절 6 (A6)과 T4의 개략도에 흉부 신경절 4 (T4)에서 고립 신경계 :. 흉부 신경절 4; T5 : 흉부 신경절 5; A1, A2 ... A6 복부 신경절 1, 복부 신경절이 ... 복부 신경절 (6); N1 : 신경 N1; N2 : 신경 N2; N3 : 신경 N3; PS : 파워 스트로크; RS : 리턴 스트로크. 방향 약어 : A = 전방; P = 후방. 이 해부 절차 및 시연 전기 생리학 기술 학부 학생들을위한 편리하고 생리 학생 실용적인 교육 과정을 보완 할 수있다. 신경절 절연 체인 신경계 기능, 조정, 또는 swimmeret 미세 회로 (6)의 변조뿐 아니라 운동 (16) (17) 적응 행동의 신경 조절을 연구하기 위해 다수의 실험에 사용되었다. 가재 swimmeret 시스템은 이와 같이 방대한드립니다 흥미로운 교육 또는 t의모든 가재와 허구 모터 패턴의 세포 외 기록의 복부 신경 코드의 절개로 시작하는 기회를 비가.

<table><tbody><tr><td>4-channel extracellular amplifier: MA 102&amp;nbsp;</td><td>Amplifier</td><td>Elektroniklabor, Zoologie, Universit&amp;auml;t zu K&amp;ouml;ln, Germany</td><td></td></tr><tr><td>air-table</td><td></td><td>Technical Manufacturing Corporation&lt;br/&gt; (TMC) a unit of AMETEK Ultra Precision Technologies, Peabody, MA, USA</td><td>63-534</td></tr><tr><td>Axon Digidata 1440A</td><td>Digitizer</td><td>Axon Instruments, Molecular Devices Design, Union City, CA</td><td>DD1440A</td></tr><tr><td>big bucket&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Clampex &amp;amp; Clampfit</td><td>pClamp 10, recording and analysis software</td><td>Molecular Devices Design, Union City, CA</td><td>pClamps 10 Standard</td></tr><tr><td>cold lamp source</td><td>with flexible light guide (fiber optic bundle)&amp;nbsp;</td><td>Euromex microscopes holland, Arnhem, BD</td><td>LE.5211 &amp;amp; LE.5235</td></tr><tr><td>computer and monitor</td><td>equipped with recording software</td><td></td><td></td></tr><tr><td>container and pipette for liquid waste&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>crayfish saline&amp;nbsp;</td><td>contains (in mM): 5.4 KCl, 2.6 MgCl2, 13.5 CaCl2, and 195 NaCl, buffered with 10mM Tris base and 4.7mM maleic acid; aerated for 3 hours. Adjust at pH of 7.4.&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>dextran, Texas Red (3000MW, lysine fixable)</td><td>fluorescent dye, lysine fixable</td><td>Life Technologies GmbH, Darmstadt, Germany</td><td>D3328</td></tr><tr><td>dissection dish&amp;nbsp;</td><td>(l x w x h) 15x7x5 cm; linned with black silicone</td><td></td><td></td></tr><tr><td>faraday cage</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>fixing pins</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>forceps (biology, Dumont #5)</td><td>Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX</td><td>Fine Science Tools (FST), Germany</td><td>11252-20</td></tr><tr><td>forceps (biology, Dumont #55)</td><td>Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX</td><td>Fine Science Tools (FST), Germany</td><td>11255-20</td></tr><tr><td>forceps (electronic, Dumont #5)</td><td>Forceps: Standard, tip 0.1 x 0.06 mm, length 11cm, INOX</td><td>Fine Science Tools (FST), Germany</td><td>11251-20</td></tr><tr><td>intracellular electrode</td><td>Borosilicate glass capillaries (outer/inner diameter: 1mm/0.5mm), with filament</td><td>Sutter Instruments, Novato, CA</td><td>BF100-50-10</td></tr><tr><td>Leica S8 Apo StereoZoom</td><td>Dissection Microscope&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; Zoom 1x - 8x</td><td>Leica, Germany</td><td>10446298</td></tr><tr><td>microscope table</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>mirror</td><td>to illuminate preparation from below</td><td></td><td></td></tr><tr><td>modeling clay</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Olympus SZ61</td><td>Dissection Microscope&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; Zoom 0.67x - 4.5x</td><td>Olympus, Germany</td><td></td></tr><tr><td>petri dish&amp;nbsp;</td><td>94 x 16 mm; lined with clear silicone</td><td>Greiner bio-one, Germany</td><td>633180</td></tr><tr><td>ring scissors</td><td>ThoughCut, cutting edge: sharp/blunt, straight: 13cm</td><td>Fine Science Tools (FST), Germany</td><td>14054-13</td></tr><tr><td>spring scissors or alternative: Vannas spring scissors</td><td>cutting edge: 8 mm, tip diameter: 0.2mm, straight: 10cm or cutting edge 2.5 mm, tip diameter 0.075 mm, straight: 8cm</td><td>Fine Science Tools (FST), Germany</td><td>15024-10 or&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; 15000-08</td></tr><tr><td>student Vannas&amp;nbsp; spring scissors or alternative:&amp;nbsp; Moria Spring Scissors</td><td>cutting edge: 5mm, tip diameter: 0.35mm, straight: 9cm or cutting edge: 5mm, tip diameter 0,1 mm, straight: 8 cm</td><td>Fine Science Tools (FST), Germany</td><td>91500-09 or&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; 15396-00</td></tr><tr><td>sylgard</td><td>184 Silicone Elastomer Base and Curing Agent; for black sylgard add activated carbon</td><td>Dow Corning, Midland, MI, USA</td><td></td></tr><tr><td>syringe filled with petroleum jelly and equipped with a 20 gauche needle with rounded tip</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

the swimmeret system of crayfish: a practical guide for the dissection of the nerve cord and extracellular recordings of the motor pattern

여기에서 우리는 왕새우 복부 신경 코드의 해부를 보여줍니다. 제제는 지난 흉부 신경절 (T4, T5) 및 복부 신경절 쇄 (A1 내지 A6)을 포함한다. swimmeret 시스템 : 신경절이 체인 pleopods (swimmerets)의 운동을 구동 코디 중추 신경계 (CNS)의 일부를 포함한다. 그것은 가재의 각 swimmeret이 리듬 교류 활동 1-3를 생성 독자적 패턴 생성 커널에 의해 구동되는 다섯 년 이상으로 알려져있다. 운동 뉴런 swimmeret 각 근육의 해부학 적 및 기능적으로 구별되는 4 개의 집단에 분포를 포함한다. 하나는 swimmeret의 후퇴 (전원 뇌졸중, PS)에 대한 책임이 있습니다. 다른 하나는 swimmeret의 길게 끌기 (귀국일 스트로크, RS)를 구동한다. swimmeret 시스템의 운동 뉴런은 생체 내에서 자연적으로 기록 된 패턴과 동일하다 허구 모터 패턴을 생성 할 수있다 </EM&gt; 1. 이 보고서의 목적은 리듬을 생성하는 네트워크와 학생들의 실제적인 실험 과정에 대한 독립적 인 초소형의 조정을 공부 재미 있고 편리한 모델 시스템을 소개하는 것입니다. 제공하는 프로토콜은 신경의 절연 체인의 달아 신경을 desheathing와 격리 신경 시스템에서 세포 외로 swimmerets 허구 모터 패턴을 기록, 왕새우의 복부 신경 코드의 해부에 대한 단계별 지침이 포함되어 있습니다. 또한, 우리는 수상 돌기에서 세포 내 기록 swimmeret 신경 세포의 활동을 모니터 할 수 있습니다. 여기에서 우리는 간단히 이러한 기술을 설명하고 몇 가지 예를 제공합니다. 또한, swimmeret 뉴런의 형태는 다양한 염색 기술을 사용하여 평가할 수있다. 여기에서 우리는 염료 가득 뉴런과 swimmeret 운동 신경의 풀 backfills (이온 토 포레 시스에 의해) 세포의 예를 제공합니다. 우리가 실험실에서우리는 세포 수준에서 미세 회로 사이의 허구 운동, 중추 신경계의 활동에 대한 감각 피드백의 효과 및 조정의 기본 기능을 연구하기 위해이 준비를 사용합니다.

RS 및 PS 번 신경절의 운동 신경 세포에서 동시 녹화,이 운동 신경 풀 교류 활성은, 허구 식 이동 패턴을 나타내는 (도 18)를 모니터링 할 수있다. <img alt="그림 18" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig18highres.jpg" /> 그림 18 : 하나의 신경절 및 차등 핀 전극의 배치의 개략도 세포 외 RS 모터 뉴런의 기록 (상단 트레이스) 및 PS 모터 뉴런 (낮은 추적).. PS 5 운동 신경 동측 PS 2의 세포 외 PS 활동은 swimmeret 시스템 (그림 19A)의 마디 사이 조정의 흥미로운 측면을 강조한다. 첫 번째 &lt;, 활동은 항상 A5 (그림 19A, 4 번째 추적)에서 PS 버스트로 시작하고 여기 파 (전방 방향으로 전파강한&gt; 그림 19A, 녹색 선). 둘째, 각 세그먼트 (다음 버스트의 시작에 하나의 버스트의 시작에서 측정 시간) 기간은 상수 (그림 19A, 시안 화살표)가 남아있다. 이렇게 한 다음 한 신경절에서의 정보 흐름은 그대로이고, 실험 조건은 변화하지 않기 때문에, 사실이다. 다른 준비에서 또는 다른 실험 조건에 따라 기간과 버스트 지속 시간은 실질적으로 달라질 수 있습니다 : 0.25의 기간에서 1 초에. 다른 제조법이 이들 파라미터를 비교하기 위하여, 그들은 정규화 위상 히스토그램 (도 19B)에 그래프로 할 필요가있다. 이는 모터 패턴의 제 흥미로운 양태를 보여준다 : 세그먼트 사이의 위상 지연, 마디 사이의 지연은, 일정한 리듬의 주파수와 무관 남아있다. 위상의 히스토그램을 계산하기 위해, 다음과 같은 측정 및 계산 nece 아르ssary : 우선, 기준 추적이 선택되어야한다. 보통 우리는 MS에서 (예를 들어, PS 5) 참조 여러 세그먼트 (그림 19A) 그 때는 걸쳐 기록 된 swimmeret 리듬주기를 측정의 위상 히스토그램 (시간이 0 인)으로 (가장 후방 신경절의 PS 추적을 사용 ) 하나 PS 다섯 버스트 (시간 0 초부터 리듬, 다음 PS 다섯 버스트 (도 19A, 시안 화살표) 가까이하고이 사이클을 시작으로도 19A, 오렌지 점선), MS의 대기 시간 (측정 PS는 다른 신경의 각 버스트의) PS 5 버스트 (시간 0) 및 시작 (버스트 발병, 그림 19A와 B, 주황색 화살표)과 끝의 시작 사이에 (), 그림 19A와 B 보라색 화살표를 오프셋 . 따라서 위상 발병을 계산하고 각각의 대기 시간이 동시 기간으로 분할된다 버스트 오프셋합니다. 이러한 측정은 숫자 V가 발생합니다도 19B에 도시 된 바와 같이 0과 1 사이 alues ​​마지막 위상 히스토그램이 값을 플롯. 그 결과 위상 히스토그램 (그림 19B)은 각 세그먼트에서 버스트 PS의 듀티 사이클에 대한 정보가 포함되어 있습니다. 그리고 이웃 세그먼트 사이 0.25 ~의 마디 사이 위상 지연이 명확하게 볼 수 있습니다. <img alt="그림 19" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig19highres.jpg" /> 도 19 (A)의 전극 배치 및 위상 히스토그램 필요한 PS 2. (B) 측정 및 계산 동측 PS (5)의 세포 외 기록의 개략도. 연속 10 버스트 (N = 10)에서 계산 된 위상 히스토그램 ~ 0.25의 마디 사이 위상 지연을 보여줍니다. 고급 실험자를 들어, 운동 뉴런의 수상 돌기에서 날카로운 미소 전극과 세포 내 기록은 유용 할 수 있습니다. 막 전위개인의 세포 내 기록 PS 모터 뉴런 동일한 hemiganglion 모든 PS 모터 뉴런의 세포 외 기록 활성 위상의 진동 (도 20, 패널 회색)을 나타낸다. 다르게는, RS의 운동 뉴런의 interneurons 또는 동일한 방식으로 세포 내에 기록 될 수있다 (데이터는 보이지 않음). <img alt="그림 20" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig20highres.jpg" /> 그림 20 :. 전극 배치의 도식은 하나의 세포 내 기록 PS 모터 뉴런 (상단 트레이스)의 막 전위는 세포 외 기록 PS 활동 (하단 추적)과 상 (회색 패널)에 진동한다. 세포 내 기록 뉴런 (의 interneurons 또는 운동 신경)의 식별을 위해, 세포는 날카로운 미소 전극과 이온 토 포레 시스를 (설명 참조)를 사용하여 충전 염료가 될 수 있습니다. 그림 21에서 두 세포 내에서 작성 염료 PS 모터 뉴런이 표시됩니다. 그들의 복부 세포체신경 N1의 기지로 후방에 위치하고 있습니다. 측면 Neuropil (그림 21A와 B-3) 내 차 신경 돌기 전방 프로젝트 (그림 21B-2) 분기; swimmeret 근육 (그림 21B-4)에 신경 N1의 후방 지점을 통해 축삭 프로젝트. <img alt="그림 21" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig21highres.jpg" /> 도표 21 : 복부 신경절의 (A) 도식 (B) 두 세포 내 스테인드 PS 모터 뉴런.. (1) 세포체; (2) 주요 신경 돌기; 횡 neuropil에서 분기 (3) 수지상; (4) 신경 N1의 후방 지점을 통해 프로젝트를 축색 돌기; 바 = 100 μm의. 적은 고급 실험자, 또는 복부 신경절의 형태를 연구하고자하는 사람들을 위해, 신경 N1을 통해 PS 및 RS 모터 신경 풀에서 backfills, 재미있는 운동입니다. 그림 2에서(2), RS와 하나의 hemiganglion PS 모터 뉴런은 각각 공동 2+ (RS) 및 Ni 2+ 이온 (PS)으로 염색 하였다. PS 모터 뉴런의 세포체는 신경 N1 (그림 22-1)의 기지로 후방에 위치하고 있습니다. RS 모터 뉴런의 모든 세포체는 신경 N1 (그림 22-2)의베이스에 전방에 위치하고 있습니다. <img alt="그림 22" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig22highres.jpg" /> 그림 22 : 전방 (오렌지, 공동 2+)과 후방 (파란색, 니켈 2+) 신경 N1의 지점에서 Backfills (1) PS 모터 뉴런의 세포체;. RS의 운동 뉴런 (2) 세포체. 바 = 100 μm의. <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig3highres.jpg" /> 그림 3 : 제거 발톱 (1) uropods (2). 레드 라인 (1)과 (2)는 상처의 위치를​​ 나타냅니다. 바 = 5cm. 그림 4 :. (A) 동물 텔슨에서 복부 측면까지 고정 및 고정 (B) 가재는 차가운 식염수 발톱 구멍을 통해하여 죽인됩니다. 바 = 5cm. <img alt="그림 5" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig5highres.jpg" /> 그림 5 : (A) 참수 걷는 다리의 (B) 제거. 레드 라인은 상처의 위치를​​ 나타냅니다. 바 = 1cm. <img alt="그림 6" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig6highres.jpg" /> 도 6 (A, B, C 및 D) 및 전방 두흉부의 측면 부분의 제거. 측면을 따라 복부의 E. 오프닝.적색 선은 (1), (2), (4), (5)의 절단 위치를 나타낸다. (3) 소화 선. 빨간색 화살표는 이미 열려 복강을 가리 킵니다. 바 = 1cm. <img alt="그림 7" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig7highres.jpg" /> 도 7은, (A) 시료 보행 다리 (적색 화살표)의 개구에 잡고있다 시험편가 개방되는 동안 (B) 등쪽 근육 가닥 (1)으로 횡단한다.. 흰색 화살표는 흉골 플레이트가 당겨지는 방향을 나타낸다. 흉골 동맥 (2), 신경 코드로 복강 (C) 개요 (3). <img alt="그림 8" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig8highres.jpg" /> 그림 8 : 고정 등의 근육 가닥 (1)와 왕새우 복부의 가로보기 및 흉골 동맥 (2); 적색 선 (3) 및 (4)의 절단 위치를 나타낸다. 바= 5mm. <img alt="그림 9" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig9highres.jpg" /> 그림 9 : 지느러미와 복부의 복부 부분이 서로 분리되어 (1) 레드 라인이 절단의 위치를 나타냅니다.. 복부 신경 코드와 흉골 판 (2); 복부 (3)의 일부를 지느러미. <img alt="그림 10" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig10highres.jpg" /> 그림 10 :.. (A) 집게의 위치가 전방 cephalothoracic sterna를 제거하는 (B) 레드 라인 (1)과 (2) 여기서 나머지 cephalothoracic sterna 사이의 근육을 절단하는 표시 (C) 흉부 신경이에 가로로되어있다 적색 선 (3) 주위의 조직으로부터 흉부 신경절을 차단. 레드 라인 (4)은 T3와 T4 사이의 컷을 나타냅니다. 바 = 5mm. 그림 11 : (A와 B) A2에서 흉골 판보기. 신경 N1은 후방 흉골 cuticular infolding (1) 전방에 흉골 cuticular infoldings (B 2) 모두에 따라 컷 조직으로부터 격리됩니다. 격리 된 신경 N1와 (C) A2 주변 지역의 높은 배율. ( 비슷한 인하와 함께 반대편에 신경 N1의 D) 분리. 적색 라인 (2) 및 (3)의 절단 위치를 나타낸다; (1) 전방 및 흉골 cuticular infoldings 후부; 바 = 5mm. <img alt="그림 12" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig12highres.jpg" /> 도 12 (A 및 B) A6이 조직으로부터 격리되어 신경 코드 A6의 신경에서 해제 될 수있다 (C). </strong&gt; 복부 복부 동맥 복부 신경절의 모든 연결이 가로로되어있다. (D) 절연 신경 코드는 분명 실 가드 늘어선 페트리 접시에 옮겨 식염수로 채워진. 레드 라인은 상처의 위치를​​ 나타냅니다. 바 = 5mm. <img alt="그림 13" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig13highres.jpg" /> 그림 13 :. 신경 코드의 지느러미와 복부 측면 (검은 선) 중 하나 신경절 식별의 측면보기. 바 = 5mm <img alt="그림 14" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig14highres.jpg" /> 그림 14 :. N1은 후방 지점 바 = 5mm에서 분리 된 신경의 전방 지점. <img alt="그림 15" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig15highres.jpg" /> 그림 15 : 접속사 (빨간색 화살표)의 외피를 통해 첫 번째 작은 컷의 복부 신경절 (A) 위치의 desheathing에 대한 방향은 신경절에 측면과 후방에 위치. 상기 결합 시쓰 통해 후속 컷 (1). (B) 적색 라인 (1)과 (2)의 신경절 테두리를 따라 횡 절단을 표시 적색 라인으로 표시된다. 칼집 그 다음은 신경절에서 가져온 할 수 있습니다. 바 = 1mm. <img alt="그림 16" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig16highres.jpg" /> 그림 16 :. 녹화 설정의 (A) 개요 (B) 재료 및 세포 외 녹음에 필요한 도구를 제공합니다. 전기 생리 녹음에 필요한 C. 장비. (1) 냉 램프 소스; (2) 패러데이 케이지; (3) 스테레오 현미경; (4) 공기 테이블; (5) 현미경 테이블; (6) 거울; (7) 시차 핀 전극; (8) 주사기 석유 가득젤리; (9) 점토; (10) 집게; (11) 액체 폐기물 처리; (12) 디지타이저; (13) 외 증폭기; (14) 컴퓨터, 레코딩 소프트웨어와 모니터를 장착. <img alt="그림 17" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig17highres.jpg" /> 도 17 : (A 및 B) (1) 및 기준 (2)의 전극 핀의 위치를 기록. (C와 D) N1이 기록 전극 주위 벤드 신경의 후방 지점입니다. 기록 전극의 E. 기본 (4) 석유 젤리 격리됩니다. F. 전체 기록 전극은 목욕 솔루션에서 석유 젤리 격리됩니다. 석유 젤리 가득 (3) 야구. 바 = 2mm.

Watch this Scientific Journal Video about The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern at JoVE.com

The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern

Here we describe the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. We also demonstrate an electrophysiological technique to record fictive locomotion from swimmeret motor neurons.

왕새우의 Swimmeret 시스템 : 신경 코드 및 모터 패턴의 세포 외 녹음의 해부를위한 실무 가이드

Here we demonstrate the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. The preparation comprises the last two thoracic ganglia (T4, T5) and the chain of ...

the-swimmeret-system-crayfish-practical-guide-for-dissection-nerve

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.0K 조회수.  University of Cologne. Here we describe the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. We also demonstrate an electrophysiological technique to record fictive locomotion from swimmeret motor neurons. 

비디오: The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern

Physiological Recordings of High and Low Output NMJs on the Crayfish Leg Extensor Muscle

We explain in detail how to expose and conduct electrophysiological recordings of synaptic responses for high (phasic) and low (tonic) output motor neurons innervating the extensor muscle in the walking leg of a crayfish. Distinct differences are present in the physiology and morphology of the phasic and tonic nerve terminals. The tonic axon contains many more mitochondria, enabling it to take a vital stain more intensely than the phasic axon. The tonic terminals have varicosities, and the phasic terminal is filiform. The tonic terminals are low in synaptic efficacy but show dramatic facilitated responses. In contrast, the phasic terminals are high in quantal efficacy but show synaptic depression with high frequency stimulation. The quantal output is measured with a focal macropatch electrode placed directly over the visualized nerve terminals. Both phasic and tonic terminals innervate the same muscle fibers, which suggests that inherent differences in the neurons, rather than differential retrograde feedback from the muscle, account for the morphological and physiological differentiation.

This article demonstrates how to conduct electrophysiological recordings of synaptic responses on the extensor muscle in the walking leg of a crayfish and how the nerve terminals are visualized to show the gross morphological differences of high- and low-output nerve terminals.

크레이 레그 신근 근육에 높은 및 낮은 출력 NMJs의 생리 레코딩

We explain in detail how to expose and conduct electrophysiological recordings of synaptic responses for high (phasic) and low (tonic) output motor ...

연구

신경과학

Membrane Potentials, Synaptic Responses, Neuronal Circuitry, Neuromodulation and Muscle Histology Using the Crayfish: Student Laboratory Exercises

The purpose of this report is to help develop an understanding of the effects caused by ion gradients across a biological membrane. Two aspects that influence a cell's membrane potential and which we address in these experiments are: (1) Ion concentration of K+ on the outside of the membrane, and (2) the permeability of the membrane to specific ions. The crayfish abdominal extensor muscles are in groupings with some being tonic (slow) and others phasic (fast) in their biochemical and physiological phenotypes, as well as in their structure; the motor neurons that innervate these muscles are correspondingly different in functional characteristics. We use these muscles as well as the superficial, tonic abdominal flexor muscle to demonstrate properties in synaptic transmission. In addition, we introduce a sensory-CNS-motor neuron-muscle circuit to demonstrate the effect of cuticular sensory stimulation as well as the influence of neuromodulators on certain aspects of the circuit. With the techniques obtained in this exercise, one can begin to answer many questions remaining in other experimental preparations as well as in physiological applications related to medicine and health. We have demonstrated the usefulness of model invertebrate preparations to address fundamental questions pertinent to all animals.

The experiments demonstrate an easy approach for students to gain experience in examining muscle structure, synaptic responses, the effects of ion gradients and permeability on membrane potentials. Also, a sensory-CNS-motor-muscle circuit is presented to show a means to test effects of compounds on a neuronal circuit.

멤브레인 후보, 시냅틱 응답,의 연결 회로, Neuromodulation과 크레이를 사용하여 근육 조직학 : 학생 실험실 연습

The purpose of this report is to help develop an understanding of the effects caused by ion gradients across a biological membrane. Two aspects that ...

Muscle Receptor Organs in the Crayfish Abdomen: A Student Laboratory Exercise in Proprioception 

The primary purpose of this experiment is to demonstrate primary sensory neurons conveying information of joint movements and positions as proprioceptive information for an animal. An additional objective of this experiment is to learn anatomy of the preparation by staining, dissection and viewing of neurons and sensory structures under a dissecting microscope. This is performed by using basic neurophysiological equipment to record the electrical activity from a joint receptor organ and staining techniques. The muscle receptor organ (MRO) system in the crayfish is analogous to the intrafusal muscle spindle in mammals, which aids in serving as a comparative model that is more readily accessible for electrophysiological recordings. In addition, these are identifiable sensory neurons among preparations. The preparation is viable in a minimal saline for hours which is amenable for student laboratory exercises. The MRO is also susceptible to neuromodulation which encourages intriguing questions in the sites of modulatory action and integration of dynamic signals of movements and static position along with a gain that can be changed in the system.

Muscle Receptor Organs in the Crayfish Abdomen: A Student Laboratory Exercise in Proprioception

The primary purpose of this experiment is to understand how primary sensory neurons convey information of joint movements and positions as proprioceptive information for an animal. An additional objective of this report is present the anatomy of the preparation by dissection and viewing of neurons under a dissecting microscope.

크레이 피쉬 복부 근육 수용체 기관 : Proprioception에서 학생 실험실 연습

The primary purpose of this experiment is to demonstrate primary sensory neurons conveying information of joint movements and positions as proprioceptive ...

Electrophysiological Methods for Recording Synaptic Potentials from the NMJ of Drosophila Larvae

In this video, we describe the electrophysiological methods for recording synaptic transmission at the neuromuscular junction (NMJ) of Drosophila larva. The larval neuromuscular system is a model synapse for the study of synaptic physiology and neurotransmission, and is a valuable research tool that has defined genetics and is accessible to experimental manipulation. Larvae can be dissected to expose the body wall musculature, central nervous system, and peripheral nerves. The muscles of Drosophila and their innervation pattern are well characterized and muscles are easy to access for intracellular recording. Individual muscles can be identified by their location and orientation within the 8 abdominal segments, each with 30 muscles arranged in a pattern that is repeated in segments A2 - A7. Dissected drosophila larvae are thin and individual muscles and bundles of motor neuron axons can be visualized by transillumination1. Transgenic constructs can be used to label target cells for visual identification or for manipulating gene products in specific tissues. In larvae, excitatory junction potentials (EJP&#8217;s) are generated in response to vesicular release of glutamate from the motoneurons at the synapse. In dissected larvae, the EJP can be recorded in the muscle with an intracellular electrode. Action potentials can be artificially evoked in motor neurons that have been cut posterior to the ventral ganglion, drawn into a glass pipette by gentle suction and stimulated with an electrode. These motor neurons have distinct firing thresholds when stimulated, and when they fire simultaneously, they generate a response in the muscle. Signals transmitted across the NMJ synapse can be recorded in the muscles that the motor neurons innervate. The EJP&#8217;s and minature excitatory junction potentials (mEJP&#8217;s) are seen as changes in membrane potential. Electrophysiological responses are recorded at room temperature in modified minimal hemolymph-like solution2 (HL3) that contains 5 mM Mg2+ and 1.5 mM Ca2+. Changes in the amplitude of evoked EJP&#8217;s can indicate differences in synaptic function and structure. Digitized recordings are analyzed for EJP amplitude, mEJP frequency and amplitude, and quantal content.

Here we describe electrophysiological methods for measuring synaptic transmission at the neuromuscular junction of Drosophila larva. Evoked release is initiated artificially by stimulating the motor neuron axons, and transmission through the NMJ can be measured by the postsynaptic response evoked in the muscle.

Drosophila의 애벌레의 NMJ에서 시냅틱 후보를 녹음 Electrophysiological 방법

In this video, we describe the electrophysiological methods for recording synaptic transmission at the neuromuscular junction (NMJ) of Drosophila larva. ...

생물학

Recordings of Neural Circuit Activation in Freely Behaving Animals

The relationship between patterns of neural activity and corresponding behavioral expression is difficult to establish in unrestrained animals. Traditional non-invasive methods require at least partially restrained research subjects, and they only allow identification of large numbers of simultaneously activated neurons. On the other hand, small ensembles of neurons or individual neurons can only be measured using single-cell recordings obtained from largely reduced preparations. Since the expression of natural behavior is limited in restrained and dissected animals, the underlying neural mechanisms that control such behavior are difficult to identify. 
Here, I present a non-invasive physiological technique that allows measuring neural circuit activation in freely behaving animals. Using a pair of wire electrodes inside a water-filled chamber, the bath electrodes record neural and muscular field potentials generated by juvenile crayfish during natural or experimentally evoked escape responses. The primary escape responses of crayfish are mediated by three different types of tail-flips which move the animals away from the point of stimulation. Each type of tail-flip is controlled by its own neural circuit; the two fastest and most powerful escape responses require activation of different sets of large &#8220;command&#8221; neurons. In combination with behavioral observations, the bath electrode recordings allow unambiguous identification of these neurons and the associated neural circuits. Thus activity of neural circuitry underlying naturally occurring behavior can be measured in unrestrained animals and in different behavioral contexts.

Non-invasive measurements of neural activity patterns in freely behaving animals are obtained by combining neurophysiological recordings with high speed videography.

자유롭게 동물 행동의 신경 회로 활성화의 기록

The relationship between patterns of neural activity and corresponding behavioral expression is difficult to establish in unrestrained animals. ...

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.
This extracellular technique has advantages. First, extracellular electrodes can stimulate and record neurons through the sheath5, so it does not need to be removed. Thus, neurons will be healthier in extracellular experiments than in intracellular ones. Second, if ganglia are rotated by appropriate pinning of the sheath, extracellular electrodes can access neurons on both sides of the ganglion, which makes it easier and more efficient to identify multiple neurons in the same preparation. Third, extracellular electrodes do not need to penetrate cells, and thus can be easily moved back and forth among neurons, causing less damage to them. This is especially useful when one tries to record multiple neurons during repeating motor patterns that may only persist for minutes. Fourth, extracellular electrodes are more flexible than intracellular ones during muscle movements. Intracellular electrodes may pull out and damage neurons during muscle contractions. In contrast, since extracellular electrodes are gently pressed onto the sheath above neurons, they usually stay above the same neuron during muscle contractions, and thus can be used in more intact preparations.
To uniquely identify motor neurons for a motor pool (in particular, the I1/I3 muscle in Aplysia) using extracellular electrodes, one can use features that do not require intracellular measurements as criteria: soma size and location, axonal projection, and muscle innervation4,6,7. For the particular motor pool used to illustrate the technique, we recorded from buccal nerves 2 and 3 to measure axonal projections, and measured the contraction forces of the I1/I3 muscle to determine the pattern of muscle innervation for the individual motor neurons.
We demonstrate the complete process of first identifying motor neurons using muscle innervation, then characterizing their timing during motor patterns, creating a simplified diagnostic method for rapid identification. The simplified and more rapid diagnostic method is superior for more intact preparations, e.g. in the suspended buccal mass preparation8 or in vivo9. This process can also be applied in other motor pools10,11,12 in Aplysia or in other animal systems2,3,13,14.

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.

Extracellularly의 근육 모터 풀에 모터 뉴런을 확인<em&gt; Aplysia californica</em

In animals with large  identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using  intracellular techniques1,2,3,4. Recently,  we developed ...

Neural Circuit Recording from an Intact Cockroach Nervous System

The cockroach ventral nerve cord preparation is a tractable system for neuroethology experiments, neural network modeling, and testing the physiological effects of insecticides. This article describes the scope of cockroach sensory modalities that can be used to assay how an insect nervous system responds to environmental perturbations. Emphasis here is on the escape behavior mediated by cerci to giant fiber transmission in Periplaneta americana. This in situ preparation requires only moderate dissecting skill and electrophysiological expertise to generate reproducible recordings of neuronal activity. Peptides or other chemical reagents can then be applied directly to the nervous system in solution with the physiological saline. Insecticides could also be administered prior to dissection and the escape circuit can serve as a proxy for the excitable state of the central nervous system. In this context the assays described herein would also be useful to researchers interested in limb regeneration and the evolution of nervous system development for which P. americana is an established model organism.

This article describes the cockroach ventral nerve cord dissection and extracellular recordings from the cercal nerve and connectives. Evoked responses are generated by electrical stimulation of the cercal nerve or direct mechanical stimulation of the cerci.

신경 회로 녹화 본래대로 바퀴벌레 신경계에서

The cockroach ventral nerve cord preparation is a tractable system for neuroethology experiments, neural network modeling, and testing the physiological ...

Measures of Heart and Ventilatory Rates in Freely Moving Crayfish

The fear, flight or fight response serves as the fundamental physiological basis for examining an organism's awareness of its environment under an impending predator attack.  Although it is not known whether invertebrates posses an autonomic nervous system identical to that of vertebrates, evidence shows invertebrates have a  sympathetic-like  response to regulate the internal environment and ready the organism to act behaviorally to a given stimuli.  Furthermore, this physiological response can be feasibly measured and it acts as a biological index for the animal's internal state.  Measurements of the physiological response can be directly related to internal and external stressors through changes in the central nervous system controlled coordination of the cardio-vascular and respiratory systems.   More specifically, monitoring heart and ventilation rates provide quantifiable measures of the stress response not always behaviorally observed. Crayfish are good model organisms for heart and ventilatory rate measurements due to the feasibility of recording, as well as the rich history known of the morphology of the crayfish, dating back to Huxley in 1888, and the well-studied typical behaviors.

Invertebrates show an autonomic sympathetic-like response similar to that described for vertebrates. The coordination of the cardio-vascular and ventilatory systems allows for measurement of a biological index in which to assess an organism internal state.

자유롭게 크레이 피쉬 이동에 마음을 Ventilatory 요금 대책

The fear, flight or fight response serves as the fundamental physiological basis for examining an organism's awareness of its environment under an ...

Historical View and Physiology Demonstration at the NMJ of the Crayfish Opener Muscle

Here we present some of the key important discoveries made with the opener neuromuscular (NMJ) preparation of crustaceans and illustrate that there is still much to learn from this model preparation. In understanding the history one can appreciate why even today this NMJ still offers a rich playground to address questions regarding pre- and post-synaptic function and plasticity. The viability and ease of access to the terminal for intracellular as well as extracellular electrophysiology and imaging are significant advantages. The mechanisms behind the modulation of vesicular kinetics and fusion within the high- and low-output terminals are begging for investigation. The preparation also offers a testable model system for computational assessments and manipulations to examine key variables in theoretical models of synaptic function, for example calcium dynamics during short-term facilitation. The synaptic complexity of active zone and statistical nature of quantal release is also an open area for future investigation both experimentally and computationally.

The opener muscle of the crayfish leg is presented for its historical importance and experimental versatility in muscle phenotype, synaptic physiology and plasticity.

크레이 피쉬 오프너 근육의 NMJ에서 역사보기 및 생리학 시범

Here we present some of the key important discoveries made with the opener neuromuscular (NMJ) preparation of crustaceans and illustrate that there is ...

Proprioception and Tension Receptors in Crab Limbs: Student Laboratory Exercises

The primary purpose of these procedures is to demonstrate for teaching and research purposes how to record the activity of living primary sensory neurons responsible for proprioception as they are detecting joint position and movement, and muscle tension. Electrical activity from crustacean proprioceptors and tension receptors is recorded by basic neurophysiological instrumentation, and a transducer is used to simultaneously measure force that is generated by stimulating a motor nerve. In addition, we demonstrate how to stain the neurons for a quick assessment of their anatomical arrangement or for permanent fixation. Staining reveals anatomical organization that is representative of chordotonal organs in most crustaceans. Comparing the tension nerve responses to the proprioceptive responses is an effective teaching tool in determining how these sensory neurons are defined functionally and how the anatomy is correlated to the function. Three staining techniques are presented allowing researchers and instructors to choose a method that is ideal for their laboratory.

Physiological and anatomical techniques are demonstrated to address function and structure for joint proprioceptors and muscle tension receptors in crustacean walking limbs.

게 사지에서 고유 감각과 긴장 수용체 : 학생 실험실 연습

The primary purpose of these procedures is to demonstrate for teaching and research purposes how to record the activity of living primary sensory neurons ...