저자는 넉넉한 FOXG1 항체를 제공하기 위해 박사 Y. Sasai 감사드립니다. 이 작품은 코네티컷 줄기 세포 연구 기금 (08-SCB-UCHC- 022 및 11-SCB24)과 경직 하반신 마비 재단에 의해 지원되었다.

1. 인간 만능의 줄기 세포 응집체의 세대 (D1-D4) <ol><li> 인간 만능의 줄기 세포는 기본적인 섬유 아세포 성장 인자 (bFGF, 4 NG / ML)로 보충 hESC 매체의 존재에 마우스 배아 섬유 아세포 (MEF) 모이통에 배양되어 있습니다. 문화 5-7일 후, 식민지 큰하지만 여전히 undifferentiated 때, 그들은 다음 단계에 대한 준비가되어 있습니다. </li><li> 효소 솔루션 먼저 준비해야합니다. 50 ML 튜브에 DMEM/F12 중간에 1 MG / ML 농도에서 dispase (또는 collagenase)를 분해. 예열 할 때 다음 솔루션은 최적의 혼합 때문에, 10-15 분을위한 37 ° C 물 목욕으로 매체와 효소를 포함하는 관을 배치하고 Steriflip 필터를 사용하여 소독. </li><li> 세포에서 매체를 대기음, DMEM/F12과 함께 씻어,뿐만 아니라이 기능을 대기음. hESCs 기준 3 ~ 5 분 (iPSCs에 대해 최대 10 분)에 대한 보육의 각 우물과 장소에 dispase 1 ML을 추가합니다. 현미경으로 세포를 봐; 때가장자리가 약간 웅크 / 비트 어두운 모습, 셀은 다음 단계에 대한 준비가되어 있습니다. 이 3 분 후 세포를 확인하고이를 필요한 경우에 다시 넣어하는 것이 가장 좋습니다. 처음이 프로토콜을 사용하는 경우, 그것이 가능한 빨리 dispase에서 세포를 제거하는 것이 중요합니다 같은 시간에 세포의 한 판으로 시작하는 것이 가장 좋습니다. </li><li> 세포에서 dispase을 대기음. 부드럽게 (세포가이 단계에서 매우 취약하며 비교적 쉽게 판에서 올 것이다) dispase을 씻어하기 위해 각도에 DMEM/F12 매체의 1.5 ML를 추가합니다. DMEM/F12를 기음과 각도에 hESC 매체의 1.5 ML를 추가합니다. </li><li> 세포를 분리하고 헤어지고, (세로)의 하단 오른쪽 구석으로 10 ML 유리 피펫의 팁을 배치 잘 (셀을 터치)과 피펫을 이동 아래 - 위로 불을 지펴이 가까이에 있어야 계속 하향 스트로크합니다. 잘 반대편에 도달하면 수평 곤경에 반복ction. </li><li> 세포의 모든 정지에 한 번, 15 ML 튜브에 넣어 2 분 200 XG에서 그들을 원심 분리기. 관의 맨 ​​아래에있는 세포 펠렛이 있어야합니다. 펠렛 위에서 매체를 대기음. </li><li> 집계에 보관 활용해야 세포 배양 플라스크의 크기는 세포의 원래 수량에 따라 달라집니다. hESC 매체의 50 ML을 활용해야와 hESCs 6 우물 (1 판)를 들어, 하나의 비 조직 문화 T75 휴대용 술병을 취급. 37 단계 1.6에서 술병과 배양에 세포를 전송 ° C. </li><li> 세포 파편을 제거하기 위해 셀 매체와 병은 약 12​​ 시간 후에 교체해야합니다. 이 작업을 수행하려면 (2 분 200 XG) 아래로 세포를 스핀, 50 ML 튜브에 매체 / 셀의 모든을 배치하고, 기존의 매체를 대기음. 다음, 새로운 T75 플라스크에 세포와 장소에 신선한 hESC 매체 50 ML를 추가합니다. 세포는 다음이 동일한 절차 (5 일까지)에 따라 매일 공급 할 수 있습니다. </li></ol><ol><li> 50 ML 튜브에 세포 / 미디어를 전송, 200 X g에서 2 분 동안 세포를 원심 분리기. 다음, 표면에 뜨는을 대기음, 그리고 신경 유도 매체 (님)의 50 ML과 T75 플라스크 새로운 (취급하지 않는 조직 문화)에 세포를 전송합니다. </li><li> 세포 님에되면, 매체의 반이 매일 교체해야합니다. 집계는 몇 분 후에 자신의 50 ML 원뿔 튜브의 아래쪽 (더 원심 분리가 필요하지 않습니다)에 스며들게 곳을만큼 큰 수있게됩니다. 님 (D7-D8 총)에 2-3일 후, 셀 플레이트 준비가되어 있어야합니다. Laminin 또는 태아 소 혈청 (FBS)은 세포가 플레이트에 부착하기 위해 이용 될 수있다. </li><li> 조직 문화의 수는 각 집계가 다른 중 하나를 밟지 않고 여러 더 많은 일 동안 접시에 성장 할 수 있어야한다로 필요한 6 잘 플레이트는 세포의 밀도에 따라 달라집니다 취급. 평균 하나의 세포T75 플라스크는 세포의 가치가 6월 4일부터 6일까지에 대한 잘 접시를 얻을 수 있습니다. </li><li><ol class="ualpha"><li> laminin를 사용하는 경우, μg / ML 코트 6 잘 플레이트를 (~ 0.5 ML / 잘)에 10-20로 님에 희석. 6 - 잘 접시 (물론 당 ~ 20-30 집계)로 2-3 시간, 판 셀 집계에 코팅 한 후. 집계을 첨부 한 후 님의 1.5 ML를 추가합니다. </li><li> FBS를 사용하는 경우, 90 % 님와 10 % FBS (1.5 ML / 잘)의 혼합물을 준비하고 있습니다. 각도에 셀과 매체의 1.5 ML를 추가 부드럽게 집계를 확산 앞뒤로 판을 흔들하고, 세포 배양기에서 O / N를 첨부 할 수 있습니다. FBS를 제거하려면 다음과 아침 중간 (2 ML / 잘 님의)를 변경해야합니다. </li></ol></li><li> 도금되는의 하루 이틀 후, 각각의 집계는 monolayer를 형성 퍼져 것입니다. 며칠 내에서 이러한 세포의 대부분의 센터는 morphologically 원주 세포 (연장)과 비슷 표시됩니다. 이 기간 동안 매일 님을 변경할 수 있습니다. 일부 PSC 라인 (특별한통증이 iPSC), 덜 효율적으로 원주 세포를 형성 할 수 있습니다. 이 경우 2 단계 동안 BMP와 TGF 억제제 (Dorsomorphin 29, 2 μM에서 SB431542 19)의 추가가 도움이 될 수 있습니다. </li><li> 일 14-17 주변 주상 세포는 더 컴팩트 나타납니다. 때때로 이러한 세포 안으로 보이는 루멘과 산등성이 나 고리를 형성하고 있습니다. 주상 형태뿐만 아니라,이 단계에서 세포는 PAX6와 SOX1 12,26 등 neuroepithelial 마커를 표현한다. </li><li> 절연 시작하기 전에, 하나는 먼저 현재의 비 neuroepithelial 세포가 있는지 확인하기 위해 세포를 검사해야합니다. 목표 마커는 비 neuroepithelial 식민지를 나타 내기 위해 이용 될 수있다. 이러한 다음 피펫 팁과 그것들을 스크랩하여 제거 할 수 있습니다. </li></ol> 3. Telencephalic Progenitors의 세대 (D17-D24) <ol><li> 식민지의 센터가 neuroepithelial 세포를 포함하고, 식민지의 나머지 부분으로부터 격리해야합니다. 이것은 사용하여 수행 할 수 있습니다micropipette 및 살균 한 ML 필터링 피펫 팁. 압력의 작은 금액은 식민지의 중심 부분에 적용하면 일반적으로 매우 쉽게 해제 올렸 으니까요. 식민지의 바깥 부분은 물론 분리하게하지 않도록주의하십시오. 센터는 고집이 존재하고 자신이 떨어져 오지 않을 경우에는 멸균 동네에서 현미경으로 바늘을 사용하여을 절개하여 제거 할 수 있습니다. 15 ML 튜브에 식민지의 중심 부분을 전송하고 2 분에 대해 200 XG에 스핀. </li><li> 매체는 세포 오프 흡입해야합니다. (비타민 A, 1시 50분 제외) B27를 추가로 님의 10 ML을 포함 T25 휴대용 술병을 취급 세포의 가치를 두 플레이트는 다음 아닌 조직 문화로 전송 될 수 있습니다. 셀 중 하나 접시 당 매체의 5-10 ML을 사용합니다. </li><li> 세포는 다음과 같은 일을 볼 때, 그들은 모양과 같은 영역이 있어야합니다. 가 자주 주변 세포이기 때문에 그것은 새로운 플라스크 (님과 B27, 1시 50분의 존재에)에 셀을 전송 할 필요가 있습니다에 몰래 술병의 바닥에 부착된다. </li><li> neurospheres 그런 다음 B27 (1시 50분)를 보충 님을 사용하여 1 주일 동안 정지 배양해야합니다. 셀 지구력을 홍보하고 확산, 고리 AMP (CAMP, 1 μM)뿐만 아니라 인슐린 성장 인자 (IGF1, 10 NG / ML)하기 위해 정지 문화 중에 중간에 추가 할 수 있습니다. 이 시점에서, neurospheres이 telencephalic progenitors을 포함 (FOXG1 +) 및 단말 차별화를위한 coverslips에 도금 할 준비가 된 것입니다. </li></ol> 4. Telencephalic 뉴런 (D25 +)로 더 차별화 <ol><li><ol class="ualpha"><li> 세포를 도금에 대한 poly-ornithine/laminin 코팅 coverslips을 (24도 판)를 준비합니다. Coverslips 먼저 청소하고 계략-ornithine으로 코팅 (0.1에서 MG / ML, 37 ° C, O / N, 그리고 냉장고에 저장). 아르 폴리 - ornithine 코팅 : <ol><li> coverslips를 검사 :에 coverslips를 삽입비커는 질산을 포함하고 부드럽게 한 시간 동안 연기 후드에 흔들. , 질산을 쏟아 DI 물에 여러 번 헹구고, 적어도 15 분 동안 DI를 ​​흐르는 물에 coverslips 둡니다. 95 % 에탄올에 coverslips을 놓고 어느 RT 30 분 (바로 사용하는 경우) 또는 에탄올에 가게에 흔들. </li><li> 멸균 후드에서 6 잘 접시의 뚜껑에 살균 coverslips를 포함하는 50 ML 튜브의 내용을 부어. 소독 집게를 사용하여 한 번에 하나의 coverslip을 선택하고 단일에 잘 24 잘 접시의 올바른 설정합니다. 각 우물이 coverslip이 너무 반복합니다. </li><li> 그들은 완전히 건조 후 coverslips는 각 우물에 평면 타락 할 때까지, 접시를 누릅니다. 다음 각 coverslip에 100 μl 폴리 - ornithine을 (0.1 밀리그램 / 멸균 DH 2 O의 ML) 추가하고 번호판을 길러 37 번 O / N ° C. </li><li> 다음 날, 인큐베이터에서 접시를 제거하고이를 RT로 냉각 할 수 있습니다. (t의 가장자리에서 각 coverslip의 오프 폴리 - ornithine 대기음그는 coverslip)은 과정에 coverslips을 만지거나 긁히지 않게 확실하게. coverslips는 세척하기 전에 약 30 분 동안 건조 할 수 있습니다. </li><li> 잘 각각 1 ML 멸균 DH 2 O를 추가 10 분 동안 앉아 보자, 각도에서 물을 대기음. 이 페인트는 두 번 단계를 반복합니다. 접시가 완전히 건조 후, (휴가는 후드에 그냥 포함) 알루미늄 호일로 커버에 뚜껑을 배치하고, -20 ° C.에 저장 </li></ol></li><li><ol><li> laminin과 코트 coverslips을 위해, 만 coverslip 자체를 (터치 액체가주의되는 각 폴리 - ornithine 처리 coverslip에 신경 차별화 매체와 laminin (20 μg / ML의 최종 농도)의 혼합물 50 μl를 추가하고 안 불 해제). 첨부 파일의 셀을 준비하기 전에 1-2 시간에 37 ° C에서 그들을 품다. </li></ol></li></ol></li><li> 수집하고 15 ML 튜브에 2 분에 대해 200 XG에서 neurospheres을 원심 분리기. 표면에 뜨는을 대기음. </li> &lt;리&gt; <ol class="ualpha"><li> DMEM-F12로 세포를 씻어 다시 세포를 원심 분리기. neurospheres이 제대로이 너무 커서 첨부 할 수있는 경우,이 단계에서 Accutase과 dissociated 수 있습니다. </li><li> Accutase를 사용하는 경우는 : DMEM-F12로 세포를 세척 한 후 neurospheres는 Accutase을 (~ 2 ML)을 추가, 3 분 동안 37 ° C에서 셀을 잠복기에 의해 작은 클러스터에 dissociated 있습니다. 다음으로, 트립신 억제제 (~ 2 ML)의 동일한 금액을 추가하고 3 분 200 XG에서 세포를 원심 분리기. 세포는 다음 NDM에서 다시 정지 및 P200의 피펫을 사용하여 끊어해야합니다. 작은 클러스터 그런 다음 미리 코팅 coverslips에 도금 할 수 있습니다. </li></ol></li><li> 매체의 대부분을 대기음하고이를 선택하면 쉽게 될 수 있도록 매체의 몇 방울에 6cm 페트리 접시 위에 셀을 배치합니다. 각 미리 코팅 coverslip에 4-5 대한 neurospheres을 추가합니다. 먼저 laminin을 기음 할 필요는 없습니다. </li><li> neurospheres은 적어도 2-4 시간에 첨부 보자. 일단이잘 ttached 더 중간 (0.5 ML / coverslip)을 추가해야합니다. 그것은 신경 B27 (1시 50분)와 보충 차별화 매체, 캠프 (1 μM) 및 neurotrophic 요인 (BDNF, GDNF, 그리고 IGF, 모든 NG / ML 10시)로 구성해야합니다. 이 시점에서 매체의 절반은 매일 변경 될 수 있으며, 이러한 세포는 몇 달 동안 유지 될 수 있습니다. </li></ol>

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D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initial+patterning+of+the+central+nervous+system:+how+many+organizers.">Initial patterning of the central nervous system: how many organizers.</a> Nat. Rev. Neurosci. 2, 92-98 (2001).</li><li>Ma, L., Hu, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+embryonic+stem+cell-derived+GABA+neurons+correct+locomotion+deficits+in+quinolinic+acid-lesioned+mice.">Human embryonic stem cell-derived GABA neurons correct locomotion deficits in quinolinic acid-lesioned mice.</a> Cell Stem Cell. 10, 455-464 (2012).</li><li>Li, W., Wei, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+rat+and+human+induced+pluripotent+stem+cells+by+combining+genetic+reprogramming+and+chemical+inhibitors.">Generation of rat and human induced pluripotent stem cells by combining genetic reprogramming and chemical inhibitors.</a> Cell Stem Cell. 4, 16-19 (2009).</li><li>Lowry, W. E., Richter, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+human+induced+pluripotent+stem+cells+from+dermal+fibroblasts.">Generation of human induced pluripotent stem cells from dermal fibroblasts.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 2883-2888 (2008).</li><li>Dimos, J. T., Rodolfa, K. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induced+pluripotent+stem+cells+generated+from+patients+with+ALS+can+be+differentiated+into+motor+neurons.">Induced pluripotent stem cells generated from patients with ALS can be differentiated into motor neurons.</a> Science. 321, 1218-1221 (2008).</li><li>Ebert, A. D., Yu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induced+pluripotent+stem+cells+from+a+spinal+muscular+atrophy+patient.">Induced pluripotent stem cells from a spinal muscular atrophy patient.</a> Nature. 457, 277-280 (2009).</li><li>Lee, G., Papapetrou, E. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modelling+pathogenesis+and+treatment+of+familial+dysautonomia+using+patient-specific+iPSCs.">Modelling pathogenesis and treatment of familial dysautonomia using patient-specific iPSCs.</a> Nature. 461, 402-406 (2009).</li><li>Park, I. H., Arora, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disease-specific+induced+pluripotent+stem+cells.">Disease-specific induced pluripotent stem cells.</a> Cell. 134, 877-886 (2008).</li><li>Chamberlain, S. J., Chen, P. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induced+pluripotent+stem+cell+models+of+the+genomic+imprinting+disorders+Angelman+and+Prader-Willi+syndromes.">Induced pluripotent stem cell models of the genomic imprinting disorders Angelman and Prader-Willi syndromes.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 17668-17673 (2010).</li><li>Kiskinis, E., Eggan, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progress+toward+the+clinical+application+of+patient-specific+pluripotent+stem+cells.">Progress toward the clinical application of patient-specific pluripotent stem cells.</a> J. Clin. Invest. 120, 51-59 (2010).</li><li>Koch, P., Tamboli, I. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presenilin-1+L166P+mutant+human+pluripotent+stem+cell-derived+neurons+exhibit+partial+loss+of+gamma-secretase+activity+in+endogenous+amyloid-beta+generation.">Presenilin-1 L166P mutant human pluripotent stem cell-derived neurons exhibit partial loss of gamma-secretase activity in endogenous amyloid-beta generation.</a> Am. J. Pathol. 180, 2404-2416 (2012).</li><li>Walsh, R. M., Hochedlinger, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+Rett+syndrome+with+stem+cells.">Modeling Rett syndrome with stem cells.</a> Cell. 143, 499-500 (2010).</li><li>Egawa, N., Kitaoka, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drug+Screening+for+ALS+Using+Patient-Specific+Induced+Pluripotent+Stem+Cells.">Drug Screening for ALS Using Patient-Specific Induced Pluripotent Stem Cells.</a> Sci. Transl. Med. 4, (2012).</li><li>Kola, I., Landis, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Can+the+pharmaceutical+industry+reduce+attrition+rates.">Can the pharmaceutical industry reduce attrition rates.</a> Nature Reviews Drug Discovery. 3, 711-716 (2004).</li></ol>

제작자들은 더 경쟁 금융 이익이 없다는 점 선언합니다.

신경 분화 과정에서 몇 가지 중요한 단계가 있습니다. 그것은 그렇지 않으면 세포가 이미 비 neuronal 혈통이되는 방향으로 편향 될 수 있기 때문에 인간 PSCs이 만능 있는지 확인하는 것이 중요합니다. 이것은 같은 Oct4, Sox2, Nanog, 그리고 Tra-1-60 1-3로 pluripotency 마커에 대한 항체와 인간의 PSCs 얼룩으로 확인 할 수 있습니다. 인간 PSCs들을 passaging 후 잘 부착하지 않은 경우, ROCK 억제제 (Y27632)가 도움을 추가 할 수 있습니다. 자신의 세포를 만능를 유지에 문제가있는 경우, 몇 가지 잠재적 인 문제가 품질 / 밀도 MEF 세포뿐만 아니라, 일괄 배치에 변화가있을 수 있으므로 사용되는 KOSR의 많은입니다. MEF 피더 세포는 위의 프로토콜에 PSCs를 유지하는 데 사용 된 있지만,이 방법은 피더 - 무료 시스템을 사용하여 배양 아르 PSCs에 적용됩니다. 세포는 PSC의 응집체를 형성하도록 분류되는 때, 임 중요합니다몇 분은 자신의 dispase 노출 (모서리가 둥근 것). iPSCs의 가장자리가 (최대 10 분) ESCs (3-5 분)보다 일반적으로 더되기 전에 걸리는 시간의 길이입니다. 이것은 세포가이 부정적인 영향을 미치거나 심지어 세포를 죽일 수 있기 때문에 너무 오래 효소에 있지 않도록 한 번에 인간 PSCs의 한 판에 di​​spase를 추가 할 최적입니다. 세포 PSC의 통합 단계에있는 후 낮은 밀도의 세포를 유지하는 것이 중요합니다. PSC 합산은 도금 할 때 밀도도 매우 중요합니다. 이러한 세포는 앞으로 몇 일 동안 번호판의 확대와주의 사항들은 더 큰 성장 후가 터치하지 않도록주의해야한다. 첨부 파일 단계 (2.2) 동안,이 유전자 발현에 영향을 미칠 수로 세포 FBS에 오래 노출이되지 않도록하기 위해 필수적입니다. neuroepithelial 세포를 분리하기 전에, 좀 더 순수를 얻을하기 위해 비 neuronal 클러스터를 긁어도 중요합니다세포의 인구. 하나의 세포가 neuronal 계보 (Lineage)로가는 여부 특성을하고자 할 경우, 다양한 요소 Pax6 또는 Sox1 등을 바라 보았다 할 수 있습니다. Pax6는 신경 차별화 동안 약 10 일 켜지는, 그리고 Sox1 턴 차별화 12,26,30 후 이주하여 있습니다. 이 프로토콜은 신경 차별화의 선두에 돈이 recapitulates 인간 신경계의 개발 기간 동안 이루어 많은 단계를 있습니다. caudalizing 요소 (retinoic 산, 기본 FGF)를 사용하지 않고, neuroepithelial 세포는 효율적으로 neuroectoderm 세포 먼저 생체 개발 31 년 동안 뱃 부리 장식이있는 표현형을 획득와 동시에 telencephalic progenitors로 차별화. 이 telencephalic progenitors은 세포에게 27 dorsalizes 내생 Wnt 신호로 인해 등쪽 표현형을 가지고 있습니다. 이 시스템은 다음 glutamatergic 셀에 더 차별화 할 수 등쪽 progenitors를 생성s입니다. 이 세포 유형은 매우 중요하지만, 그것은 더이 시스템이 형성 할 수 있다는 유일한 세포 유형을 의미하는 것입니다 않습니다. 예를 들어, 쉬이 잇의 추가는 그들이 GABAergic 세포로 27,32를 차별화 할 수 있도록 셀을 ventralize하기 위해 표시되었습니다. 그것은 심지어이 hESC 파생 된 GABAergic 뉴런이 마우스에 이식하고 뇌 병변 32에 의한 전위의 결함을 수정 할 수 있다는 될 수 있다는 증명되었다. 이 문서에서 입증 된 프로토콜 stepwise 체크 포인트를지나 때문에 단지 개발과 상상력에 대한 우리의 이해에 의해 제한되어있는 인간의 신경 시스템 내에서 세포의 다양한 배열을 생성 할 수있는 도구를 제공합니다. PSCs 인간의 뉴런을 형성 할 수있는 능력은 기초 과학뿐만 아니라 임상 관점에서 모두 문 다수를 엽니 다. 사후 조직 소스가 제한되어 있고 인간 PSC 차별화는 연구자를 얻을 수 있습니다 반면 품질은 다를 수 있습니다함께 일하는 세포의 무제한과 일관성을 공급. 유도 만능 줄기 세포 (iPSC) 기술 1,3,33,34의 출현, 이제 다양한 질병 35-38 비롯하여 환자 섬유 아세포에서 hESC 같은 세포를 얻을 가능합니다. 우리 그룹 28뿐만 아니라 많은 다른 도시 된 바와 같이, iPSC에서 뉴런의 성공적인 세대가되었습니다 긴 질병과 개발을위한 인간 모델을 전적으로 한 사람에 대한 독특하고 유용한 도구가 될 것입니다. 또한, 여러 그룹 PSC-파생 뉴런이 질병 과정 36,37,39-42의 특정 측면을 모델링 할 수 있으며 따라서 치료 화합물에게 43 상영하기 위해 이용 될 수있는 것으로 나타났습니다. 이 때문에 특히 그들의 8 %가 44 임상 효과가 게재 된 경우에만 약으로 중추 신경계에 대한 후보 약물을 테스트 할 수있는 좋은 모델 시스템없이 권장합니다. 그러나,이 방법과 같은 다른 극적 일을 개선하는 데 도움이 수숫자입니다.

인간 배아 줄기 세포 (hESCs)와 유도 만능 줄기 세포 (iPSCs)를 포함한 인간 만능의 줄기 세포 (PSCs)는, 뉴런 1-3을 포함하여 몸의 모든 세포 유형을 생성 할 수있는 능력을 갖추고 있습니다. 인간 PSCs의 다양한 neuronal 하위 유형의 감독 차별화 재생 의료에서​​ 이러한 세포의 응용 프로그램에 대한 키를 보유하고 있습니다. 개발하는 동안 기능 neuronal 하위 유형의 세대는 신경 계통의 유도, rostro - 꼬리 축을 따라 지역 progenitors의 사양, 그리고 4,5 지역 progenitors에서 포스트 mitotic의 신경 세포 유형의 차별화를 포함하는 복잡한 과정이다. 2001 년부터 여러 시스템은 neuronal 하위 유형 6,7의 후속 세대를위한 플랫폼을 제공 hESCs에서 신경 계통을 생성하기 위해 설립되었습니다. 발달 원리, 이러한 척추 모터 뉴런 8-12, midbrain DOP 등 여러 신경 세포 유형에 따라aminergic의 뉴런 13-15, 그리고 신경 망막 세포는 16,17 효율적으로 인간의 PSCs에서 지정된되었습니다. 이것은 생체 개발하는 동안 이러한 신경 세포 유형의 사양에 중요한 중요한 morphogens을 적용하여 이루어졌다. 다른 프로토콜도 차별화 21 홍보하기 위해 같은 작은 분자 또는 다른 세포 유형 공동 배양하여 추가 요소 18-20를 사용하여 뉴런으로 hESCs의 분화를 촉진하기 위해 개발되었습니다. 인간의 네크로은 고도로 발달과 학습, 메모리 및인지 기능 22,23에 중요한 역할을 glutamatergic 뉴런을 포함한 여러 세포 유형을 포함합니다. 문화 glutamatergic 뉴런을 생성하는 첫 번째 단계는 telencephalic 전구 세포를 지정하는 것입니다. Yoshiki Sasai의 그룹은 먼저 혈청 무료 suspensio를 사용하여 마우스 ESCs (mESCs)에서 telencephalic 전구체의 지시 차별화를보고DKK1의 존재 (Wnt 신호를 억제하는)뿐만 아니라 LeftyA (결절 신호를 억제하는) 24의 N 문화. 그 후, 우리를 포함한 여러 그룹은 혈청 무료 매체 25-27에서 인간 PSCs에서 telencephalic 전구체의 사양을보고했습니다. 인간 PSCs에서 telencephalic 전구체의 생성 외인성 morphogens 이러한 전구체를 생성의 효율성의 사용 mESCs 26,27에서보다 훨씬 높은 요구하지 않습니다. 여기 잘 장의 그룹 (7)에 의해 설립 된 신경 유도를위한 화학적으로 정의 된 시스템이 설명되어 있습니다. 외인성 caudalizing 요소의 추가없이,이 프로토콜은 효율적으로 인간의 PSCs 27 일부터 telencephalic 전구체를 생성합니다. 이 progenitors 그런 다음 Wnt와 소닉 고슴도치 (쉬이 잇)의 신호를 조절하여 등쪽이나 복부 progenitors로 구분 될 수있다. 등쪽 progenitors 더 glutamatergic 뉴런 전자로 구분할 수fficiently 27. 또한,이 프로토콜은 또한 질병의 큰 배열에 대한 작업뿐만 아니라 잠재적 인 요법의 메커니즘을 탐구하기 위해 이용 될 수있는 환자 ​​특정 뉴런의 생성을 허용 인간의 iPSCs 28 일에서 glutamatergic 뉴런의 생성을 위해 잘 작동 . 또한, 우리의 시스템은 telencephalon에서 다양한 neuronal 유형의 개발과 사양을 탐험 할 수있는 플랫폼을 제공합니다.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Reagent</td>
			<td>Supplier</td>
			<td>Catalog #</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco's modified eagle medium with F12 nutrient mixture (DMEM/F12)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>11330-032</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Knockout Serum Replacer</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>10828-028</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-glutamine (200 mM)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>25030</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non Essential Amino Acids</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>1140-050</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-Mercaptoethanol (14.3 M)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M-7522</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neurobasal medium</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>21103-049</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N2</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>17502-048</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B27</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>12587-010</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H3149</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly-L-ornithine hydrobromide (polyornithine)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>116K5103</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laminin (human)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>L-6274</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laminin (mouse)</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>23017-015</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FBS</td>
			<td>Gemini</td>
			<td>100-106</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine serum albumin (BSA)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A-7906</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispase</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>17105-041</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>17104-019</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Accutase</td>
			<td>Innovative Cell Technologies</td>
			<td>AT104</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ROCK Inhibitor</td>
			<td>Stemgent</td>
			<td>04-0012</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SB431542</td>
			<td>Stemgent</td>
			<td>04-0010</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dorsomorphin</td>
			<td>Stemgent</td>
			<td>04-0024</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fibroblast growth factor 2 (FGF2, bFGF)</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>13256-029</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin inhibitor</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>17075</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.1% gelatin</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>ES-006-B</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foxg1 antibody</td>
			<td>Dr. Y. Sasai</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hoxb4 antibody (1:50)</td>
			<td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td>
			<td>I12</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pax6 antibody (1:5000)</td>
			<td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td>
			<td>PAX6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nkx2.1 antibody (1:200)</td>
			<td>Chemicon</td>
			<td>MAB5460</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tbr1 antibody (1:2000)</td>
			<td>Chemicon</td>
			<td>AB9616</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>vGLUT1 antibody (1:100)</td>
			<td>Synaptic Systems</td>
			<td>135302</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brain derived neurotrophic factor (BDNF)</td>
			<td>PrepoTech Inc.</td>
			<td>450-02</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glial derived neurotrophic factor (GDNF)</td>
			<td>PrepoTech Inc.</td>
			<td>450-10</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin growth factor 1 (IGF1)</td>
			<td>PrepoTech Inc.</td>
			<td>100-11</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cyclic AMP (cAMP)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D-0260</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sonic hedgehog (SHH)</td>
			<td>R&amp;D</td>
			<td>1845-SH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 ml tubes</td>
			<td>Becton Dickinson (BD)</td>
			<td>352098</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 ml tubes</td>
			<td>BD</td>
			<td>352097</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6 well plates</td>
			<td>BD</td>
			<td>353046</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24 well plates</td>
			<td>BD</td>
			<td>353047</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T25 flasks (untreated)</td>
			<td>BD</td>
			<td>353009</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T75 flasks (untreated)</td>
			<td>BD</td>
			<td>353133</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coverslips</td>
			<td>Chemiglass Life Sciences</td>
			<td>1760-012</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6 cm Petri dishes</td>
			<td>BD</td>
			<td>353004</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9'' glass pipetes</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>13-678-20D</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Steriflip filters (0.22 &mu;M)</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>SCGP00525</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stericup filters 1,000 ml (0.22 &mu;M)</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>SCGPU10RE</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phase contrast microscope (Observer A1)</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>R2625</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbon dioxide incubator (Hera Cell 150)</td>
			<td>Thermo Electron Corporation</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biosafety hood (Sterilgard III Advance)</td>
			<td>The Baker Company</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge (5702 R)</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the specification of telencephalic glutamatergic neurons from human pluripotent stem cells

여기 효율적으로 인간의 만능의 줄기 세포 (PSCs)에서 telencephalic glutamatergic 뉴런을 생성하기위한 stepwise 절차가 설명되어 있습니다. 차별화 과정은 세포가 정지 문화에 배치 할 때 응집체를 형성하도록 반올림 clumps에 인간 PSCs을 위반하여 시작됩니다. 집계 그 다음 자연 차별화 할 수 있도록하는 일 1-4에서 hESC 미디어에서 재배되어 있습니다. 이 기간 동안 세포는 세 세균 레이어의 될 수있는 능력을 갖추고 있습니다. 일 5-8에서 세포는 신경 계통으로 선택을 강요 신경 유도 매체에 배치되어 있습니다. 일 8 주변 셀은 6 잘 접시에 첨부되는 시간 neuroepithelial 세포 양식을하는 동안 차별화 할 수 있습니다. 이 neuroepithelial 세포는 하루에 17 격리 할 수​​ 있습니다. 그들은 coverslips에 도금 할 준비가 될 때까지 전지 그런 다음 neurospheres로 유지 될 수 있습니다. 어떤 caudalizing 요소없이 기본적인 매체를 사용하여 neuroepithelial 전지는 specifie 아르그리고 더 효율적으로 등쪽 telencephalic progenitors과 glutamatergic 뉴런으로 차별화 할 수 있습니다 telencephalic 전구체,에 D. 전반적으로, 우리의 시스템은 이러한 뉴런의 개발과 그 영향을 미치는 질병을 연구하는 연구자에 대한 인간의 glutamatergic 뉴런을 생성 할 수있는 도구를 제공합니다.

여기 프로토콜은 여러 중요한 단계를 telencephalic glutamatergic 뉴런에 인간 PSCs을 차별화 방법 : PSC 집계의 형성은 neuroepithelial 세포의 유도, telencephalic progenitors의 생성 및 telencephalic 뉴런에 해당 progenitors의 터미널 차별화 (그림 1)이 설명되어. 이 시스템은 telencephalic progenitors과 glutamatergic 뉴런의 생성에 강력하고 효율적이다. 예를 들어 (그림 2)으로 caudalizing 요소의 추가없이 hESCs는 신경 계통 27으로 차별화했다. 24일 게시물 차별화에 신경 전구체의 대부분은 FOXG1 (telencephalon에 의해 표현 전사 인자)에 대한 긍정적 인하지만 telencephalic progenitors이 성공적으로 (그림 2D) 생성 된 제안 HOXB4 (hindbrain와 척추 세포의 마커)을 위해 부정적이었다. 이 telencephalic progenitors P<html> 등쪽으로 PAX6의 표현 (등쪽 progenitors에 의해 표현 마커) (그림 2E)로 표시 표현형,하지만 NKX2.1 (복부 progenitors을위한 마커) (그림 2 층)을 ossess. 더 차별화 후,이 telencephalic 등쪽 progenitors은 glutamatergic 마커 TBR1 (약 80 %) 27에 대해 긍정적이었다 glutamatergic 뉴런로 차별화. TBR1에 대한 긍정적 인 물들 뉴런은 neuronal 마커 βIII-tubulin (그림 2G) 또는 미세 소관 - 관련 단백질 2 (MAP2, 그림 2H)에 대한 긍정적이었다. 이러한 세포는 또한 문화에 telencephalic glutamatergic 뉴런 (그림 2I)의 효율적 생성을 제안 기공을 갖는 glutamate의 수송 1 (vGLUT1), 성숙 glutamatergic 뉴런에 마커를 표명했다. highres.jpg &quot;SRC =&quot;/ files/ftp_upload/50321/50321fig1.jpg &quot;/&gt; 1 그림. neuronal 차별화 과정에 대한 개략적 인 일정. <img alt="그림 2" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/50321/50321fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50321/50321fig2.jpg" /> 그림 2. neuronal 차별화 동안 여러 중요한 단계에서 세포를 강조 이미지. (A) 인간 ESCs은 4 일 동안 배양 하였다. ESC 합산 (B)와 neuroepithelial 세포 (C)의 형성을 보여주는 단계 이미지. 24일에서 hESCs에서 차별화 후, NE 세포의 대부분이 FOXG1했다 +하지만 HOXB4 - (D). telencephalic progenitors (FOXG1는 +) PAX6 + (E)하지만 NKX2.1 했어요 - (F) 차별화 1 개월 후. 두 개의 추가 후coverslips에 셀을 차별화 주 (6 주 총), 대부분은 glutamatergic 마커 TBR1 (G, H)뿐만 아니라 neuronal 표시 βIII-tubulin (G) 및 MAP2 (H)에 대한 긍정적 인 얼룩이. 차별화 여덟 주 후, 세포는 성숙 glutamatergic 마커, vGLUT1 (I)에 대한 긍정적이었다. 스케일 바 : 100 μm (A), 50 μm (BI). (DI는 권한의 이전 출판 27 일부터 조정되었습니다.)

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The Specification of Telencephalic Glutamatergic Neurons from Human Pluripotent Stem Cells

이 절차는 인간의 개발 기간 동안 관찰 것과 유사한 대를 이동하여 telencephalic 뉴런을 산출. 세포는 자발적으로 차별화 할 수있는 신경 계통 기수를 밀어 요인에 노출되어 격리되며, 터미널 차별화과 성숙을 할 수 있도록 coverslips에 도금되어 있습니다.

인간 만능의 줄기 세포에서 Telencephalic Glutamatergic 뉴런의 사양

Here, a stepwise procedure for efficiently generating telencephalic glutamatergic neurons from human pluripotent stem cells (PSCs) has been described. The ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

10.9K 조회수.  The University of Connecticut Health Center. 이 절차는 인간의 개발 기간 동안 관찰 것과 유사한 대를 이동하여 telencephalic 뉴런을 산출. 세포는 자발적으로 차별화 할 수있는 신경 계통 기수를 밀어 요인에 노출되어 격리되며, 터미널 차별화과 성숙을 할 수 있도록 coverslips에 도금되어 있습니다.

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Generation of Neural Stem Cells from Discarded Human Fetal Cortical Tissue

Neural stem cells (NSCs) reside along the ventricular zone neuroepithelium during the development of the cortical plate. These early progenitors ultimately give rise to intermediate progenitors and later, the various neuronal and glial cell subtypes that form the cerebral cortex. The capacity to generate and expand human NSCs (so called neurospheres) from discarded normal fetal tissue provides a means with which to directly study the functional aspects of normal human NSC development 1-5. This approach can also be directed toward the generation of NSCs from known neurological disorders, thereby affording the opportunity to identify disease processes that alter progenitor proliferation, migration and differentiation 6-9. We have focused on identifying pathological mechanisms in human Down syndrome NSCs that might contribute to the accelerated Alzheimer's disease phenotype 10,11. Neither in vivo nor in vitro mouse models can replicate the identical repertoire of genes located on human chromosome 21. 
Here we use a simple and reliable method to isolate Down syndrome NSCs from aborted human fetal cortices and grow them in culture. The methodology provides specific aspects of harvesting the tissue, dissection with limited anatomical landmarks, cell sorting, plating and passaging of human NSCs. We also provide some basic protocols for inducing differentiation of human NSCs into more selective cell subtypes.

A simple and reliable method on isolation and culture of neural stem cells from discarded human fetal cortical tissue is described. Cultures derived from known human neurological disorders can be used for characterization of pathological cellular and molecular processes, as well as provide a platform to assess pharmacological efficacy.

폐기 인간 태아 두피 조직에서 신경 줄기 세포의 생성

Neural stem cells (NSCs) reside along the ventricular zone neuroepithelium during the development of the cortical plate. These early progenitors ...

연구

신경과학

Efficient Derivation of Human Neuronal Progenitors and Neurons from Pluripotent Human Embryonic Stem Cells with Small Molecule Induction

There is a large unfulfilled need for a clinically-suitable human neuronal cell source for repair or regeneration of the damaged central nervous system (CNS) structure and circuitry in today's healthcare industry. Cell-based therapies hold great promise to restore the lost nerve tissue and function for CNS disorders. However, cell therapies based on CNS-derived neural stem cells have encountered supply restriction and difficulty to use in the clinical setting due to their limited expansion ability in culture and failing plasticity after extensive passaging1-3. Despite some beneficial outcomes, the CNS-derived human neural stem cells (hNSCs) appear to exert their therapeutic effects primarily by their non-neuronal progenies through producing trophic and neuroprotective molecules to rescue the endogenous cells1-3. Alternatively, pluripotent human embryonic stem cells (hESCs) proffer cures for a wide range of neurological disorders by supplying the diversity of human neuronal cell types in the developing CNS for regeneration1,4-7. However, how to channel the wide differentiation potential of pluripotent hESCs efficiently and predictably to a desired phenotype has been a major challenge for both developmental study and clinical translation. Conventional approaches rely on multi-lineage inclination of pluripotent cells through spontaneous germ layer differentiation, resulting in inefficient and uncontrollable lineage-commitment that is often followed by phenotypic heterogeneity and instability, hence, a high risk of tumorigenicity7-10. In addition, undefined foreign/animal biological supplements and/or feeders that have typically been used for the isolation, expansion, and differentiation of hESCs may make direct use of such cell-specialized grafts in patients problematic11-13. To overcome these obstacles, we have resolved the elements of a defined culture system necessary and sufficient for sustaining the epiblast pluripotence of hESCs, serving as a platform for de novo derivation of clinically-suitable hESCs and effectively directing such hESCs uniformly towards clinically-relevant lineages by small molecules14 (please see a schematic in Fig. 1). Retinoic acid (RA) does not induce neuronal differentiation of undifferentiated hESCs maintained on feeders1, 14. And unlike mouse ESCs, treating hESC-differentiated embryoid bodies (EBs) only slightly increases the low yield of neurons1, 14, 15. However, after screening a variety of small molecules and growth factors, we found that such defined conditions rendered retinoic acid (RA) sufficient to induce the specification of neuroectoderm direct from pluripotent hESCs that further progressed to neuroblasts that generated human neuronal progenitors and neurons in the developing CNS with high efficiency (Fig. 2). We defined conditions for induction of neuroblasts direct from pluripotent hESCs without an intervening multi-lineage embryoid body stage, enabling well-controlled efficient derivation of a large supply of human neuronal cells across the spectrum of developmental stages for cell-based therapeutics.

We have established a protocol for induction of neuroblasts direct from pluripotent human embryonic stem cells maintained under defined conditions with small molecules, which enables derivation of a large supply of human neuronal progenitors and neuronal cell types in the developing CNS for neural repair.

작은 분자와 유도 Pluripotent 인간 배아 줄기 세포에서 인간의 연결을 Progenitors과 뉴런의 효율 유도

There is a large unfulfilled need for a clinically-suitable human neuronal cell source for repair or regeneration of the damaged central nervous system ...

Laser Capture Microdissection of Neurons from Differentiated Human Neuroprogenitor Cells in Culture

Neuroprogenitor cells (NPCs) isolated from the human fetal brain were expanded under proliferative conditions in the presence of epidermal growth factor (EGF) and fibroblast growth factor (FGF) to provide an abundant supply of cells. NPCs were differentiated in the presence of a new combination of nerve growth factor (NGF), brain-derived neurotrophic factor (BDNF), dibutyryl cAMP (DBC) and retinoic acid on dishes coated with poly-L-lysine and mouse laminin to obtain neuron-rich cultures. NPCs were also differentiated in the absence of neurotrophins, DBC and retinoic acid and in the presence of ciliary neurotrophic factor (CNTF) to yield astrocyte-rich cultures. Differentiated NPCs were characterized by immunofluorescence staining for a panel of neuronal markers including NeuN, synapsin, acetylcholinesterase, synaptophysin and GAP43. Glial fibrillary acidic protein (GFAP) and STAT3, astrocyte markers, were detected in 10-15% of differentiated NPCs. To facilitate cell-type specific molecular characterization, laser capture microdissection was performed to isolate neurons cultured on polyethylene naphthalate (PEN) membrane slides. The methods described in this study provide valuable tools to advance our understanding of the molecular mechanism of neurodegeneration.

Human neuroprogenitor cells (NPCs) were expanded under proliferating conditions. NPCs were differentiated into neuron-rich cultures in the presence of a combination of neurotrophins. Neuronal markers were detected by immunofluorescence staining. To isolate a pure population of neurons, NPCs were differentiated on PEN membrane slides and laser capture microdissection was performed.

문화의 차별화 된 인간 Neuroprogenitor 세포에서 신경 세포의 레이저 캡처 미세 절제

Neuroprogenitor cells (NPCs) isolated from the human fetal brain were expanded under proliferative conditions in the presence of epidermal growth factor ...

A cGMP-applicable Expansion Method for Aggregates of Human Neural Stem and Progenitor Cells Derived From Pluripotent Stem Cells or Fetal Brain Tissue

A cell expansion technique to amass large numbers of cells from a single specimen for research experiments and clinical trials would greatly benefit the stem cell community. Many current expansion methods are laborious and costly, and those involving complete dissociation may cause several stem and progenitor cell types to undergo differentiation or early senescence. To overcome these problems, we have developed an automated mechanical passaging method referred to as &#8220;chopping&#8221; that is simple and inexpensive. This technique avoids chemical or enzymatic dissociation into single cells and instead allows for the large-scale expansion of suspended, spheroid cultures that maintain constant cell/cell contact. The chopping method has primarily been used for fetal brain-derived neural progenitor cells or neurospheres, and has recently been published for use with neural stem cells derived from embryonic and induced pluripotent stem cells. The procedure involves seeding neurospheres onto a tissue culture Petri dish and subsequently passing a sharp, sterile blade through the cells effectively automating the tedious process of manually mechanically dissociating each sphere. Suspending cells in culture provides a favorable surface area-to-volume ratio; as over 500,000 cells can be grown within a single neurosphere of less than 0.5 mm in diameter. In one T175 flask, over 50 million cells can grow in suspension cultures compared to only 15 million in adherent cultures. Importantly, the chopping procedure has been used under current good manufacturing practice (cGMP), permitting mass quantity production of clinical-grade cell products.

This protocol describes a novel mechanical chopping method that allows the expansion of spherical neural stem and progenitor cell aggregates without dissociation to a single cell suspension.&#160; Maintaining cell/cell contact allows rapid and stable growth for over 40 passages.

인간의 신경의 집계의 cGMP-해당 확장 방법은 줄기 및 전구 세포는 다 능성 줄기 세포 또는 태아 뇌 조직에서 파생 된

A cell expansion technique to amass large numbers of cells from a single specimen for research experiments and clinical trials would greatly benefit the ...

Feeder-free Derivation of Neural Crest Progenitor Cells from Human Pluripotent Stem Cells

Human pluripotent stem cells (hPSCs) have great potential for studying human embryonic development, for modeling human diseases in the dish and as a source of transplantable cells for regenerative applications after disease or accidents. Neural crest (NC) cells are the precursors for a large variety of adult somatic cells, such as cells from the peripheral nervous system and glia, melanocytes and mesenchymal cells. They are a valuable source of cells to study aspects of human embryonic development, including cell fate specification and migration. Further differentiation of NC progenitor cells into terminally differentiated cell types offers the possibility to model human diseases in vitro, investigate disease mechanisms and generate cells for regenerative medicine. This article presents the adaptation of a currently available in vitro differentiation protocol for the derivation of NC cells from hPSCs. This new protocol requires 18 days of differentiation, is feeder-free, easily scalable and highly reproducible among human embryonic stem cell (hESC) lines as well as human induced pluripotent stem cell (hiPSC) lines. Both old and new protocols yield NC cells of equal identity.

Neural crest (NC) cells derived from human pluripotent stem cells (hPSC) have great potential for modeling human development and disease and for cell replacement therapies. Here, a feeder-free adaptation of the currently widely used in vitro differentiation protocol for the derivation of NC cells from hPSCs is presented.

인간 다 능성에서 신경 능선 세포의 전구 세포의 공급이없는 유도는 줄기 세포

Human pluripotent stem cells (hPSCs) have great potential for studying human embryonic development, for modeling human diseases in the dish and as a ...

Directed Dopaminergic Neuron Differentiation from Human Pluripotent Stem Cells

Dopaminergic (DA) neurons in the substantia nigra pars compacta (also known as A9 DA neurons) are the specific cell type that is lost in Parkinson&#8217;s disease (PD). There is great interest in deriving A9 DA neurons from human pluripotent stem cells (hPSCs) for regenerative cell replacement therapy for PD. During neural development, A9 DA neurons originate from the floor plate (FP) precursors located at the ventral midline of the central nervous system. Here, we optimized the culture conditions for the stepwise differentiation of hPSCs to A9 DA neurons, which mimics embryonic DA neuron development. In our protocol, we first describe the efficient generation of FP precursor cells from hPSCs using a small molecule method, and then convert the FP cells to A9 DA neurons, which could be maintained in vitro for several months. This efficient, repeatable and controllable protocol works well in human embryonic stem cells (hESCs) and human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) from normal persons and PD patients, in which one could derive A9 DA neurons to perform in vitro disease modeling and drug screening and in vivo cell transplantation therapy for PD.

We, based on knowledge from developmental biology and published research, developed an optimized protocol to efficiently generate A9 midbrain dopaminergic neurons from both human embryonic stem cells and human induced pluripotent stem cells, which would be useful for disease modeling and cell replacement therapy for Parkinson&#8217;s disease.

인간의 다 능성 줄기 세포에서 도파민 신경 세포의 분화를 감독

Dopaminergic (DA) neurons in the substantia nigra pars compacta  (also known as A9 DA neurons) are the specific cell type that is lost in ...

Simple Generation of a High Yield Culture of Induced Neurons from Human Adult Skin Fibroblasts

Induced neurons (iNs), the product of somatic cells directly converted to neurons, are a way to obtain patient-derived neurons from tissue that is easily accessible. Through this route, mature neurons can be obtained in a matter of a few weeks. Here, we describe a straightforward and rapid one-step protocol to obtain iNs from dermal fibroblasts obtained through biopsy samples from adult human donors. We explain each step of the process, including the maintenance of the dermal fibroblasts, the freezing procedure to build a stock of the cell line, seeding of the cells for reprogramming, as well as the culture conditions during the conversion process. In addition, we describe the preparation of glass coverslips for electrophysiological recordings, long-term coating conditions, and fluorescence activated cell sorting (FACS). We also illustrate examples of the results to be expected. The protocol described here is easy to perform and can be applied to human fibroblasts derived from human skin biopsies from patients with various different diagnoses and ages. This protocol generates a sufficient amount of iNs which can be used for a wide array of biomedical applications, including disease modeling, drug screening, and target validation.

Direct neuronal reprogramming generates neurons that maintain the age of the starting somatic cell. Here, we describe a single vector-based method to generate induced neurons from dermal fibroblasts obtained from adult human donors.

성인 인간 피부 섬유 아 세포에서 유도 된 신경의 고수익 문화의 간단한 세대

Induced neurons (iNs), the product of somatic cells directly converted to neurons, are a way to obtain patient-derived neurons from tissue that is easily ...

Method for High Speed Stretch Injury of Human Induced Pluripotent Stem Cell-derived Neurons in a 96-well Format

Traumatic brain injury (TBI) is a major clinical challenge with high morbidity and mortality. Despite decades of pre-clinical research, no proven therapies for TBI have been developed. This paper presents a novel method for pre-clinical neurotrauma research intended to complement existing pre-clinical models. It introduces human pathophysiology through the use of human induced pluripotent stem cell-derived neurons (hiPSCNs). It achieves loading pulse duration similar to the loading durations of clinical closed head impact injury. It employs a 96-well format that facilitates high throughput experiments and makes efficient use of expensive cells and culture reagents. Silicone membranes are first treated to remove neurotoxic uncured polymer and then bonded to commercial 96-well plate bodies to create stretchable 96-well plates. A custom-built device is used to indent some or all of the well bottoms from beneath, inducing equibiaxial mechanical strain that mechanically injures cells in culture in the wells. The relationship between indentation depth and mechanical strain is determined empirically using high speed videography of well bottoms during indentation. Cells, including hiPSCNs, can be cultured on these silicone membranes using modified versions of conventional cell culture protocols. Fluorescent microscopic images of cell cultures are acquired and analyzed after injury in a semi-automated fashion to quantify the level of injury in each well. The model presented is optimized for hiPSCNs but could in theory be applied to other cell types.

Here we present a method for a human in vitro model of stretch injury in a 96-well format on a timescale relevant to impact trauma. This includes methods for fabricating stretchable plates, quantifying the mechanical insult, culturing and injuring cells, imaging, and high content analysis to quantify injury.

인간의 고속 스트레치 부상에 대 한 방법 유도 만능 줄기 세포 유래 신경 96 잘 형식

Traumatic brain injury (TBI) is a major clinical challenge with high morbidity and mortality. Despite decades of pre-clinical research, no proven ...

Post-differentiation Replating of Human Pluripotent Stem Cell-derived Neurons for High-content Screening of Neuritogenesis and Synapse Maturation

Neurons differentiated in two-dimensional culture from human pluripotent stem-cell-derived neural progenitor cells (NPCs) represent a powerful model system to explore disease mechanisms and carry out high content screening (HCS) to interrogate compound libraries or identify gene mutation phenotypes. However, with human cells the transition from NPC to functional, mature neuron requires several weeks. Synapses typically start to form after 3 weeks of differentiation in monolayer culture, and several neuron-specific proteins, for example the later expressing pan-neuronal marker NeuN, or the layer 5/6 cerebral cortical neuron marker CTIP2, begin to express around 4-5 weeks post-differentiation. This lengthy differentiation time can be incompatible with optimal culture conditions used for small volume, multi-well HCS platforms. Among the many challenges are the need for well-adhered, uniformly distributed cells with minimal cell clustering, and culture procedures that foster long-term viability and functional synapse maturation. One approach is to differentiate neurons in a large volume format, then replate them at a later time point in HCS-compatible multi-wells. Some main challenges when using this replating approach concern reproducibility and cell viability, due to the stressful disruption of the dendritic and axonal network. Here we demonstrate a detailed and reliable procedure for enzymatically resuspending human induced pluripotent stem cell (hiPSC)-derived neurons after their differentiation for 4-8 weeks in a large-volume format, transferring them to 384-well microtiter plates, and culturing them for a further 1-3 weeks with excellent cell survival. This replating of human neurons not only allows the study of synapse assembly and maturation within two weeks from replating, but also enables studies of neurite regeneration and growth cone characteristics. We provide examples of scalable assays for neuritogenesis and synaptogenesis using a 384-well platform.

This protocol describes a detailed procedure for resuspending and culturing human stem cell derived neurons that were previously differentiated from neural progenitors in vitro for multiple weeks. The procedure facilitates imaging-based assays of neurites, synapses, and late-expressing neuronal markers in a format compatible with light microscopy and high-content screening.

신형성 및 시냅스 성숙의 고함량 스크리닝을 위한 인간 다능성 줄기 세포 유래 뉴런의 분화 후 리포팅

Neurons differentiated in two-dimensional culture from human pluripotent stem-cell-derived neural progenitor cells (NPCs) represent a powerful model ...

Conversion of Human Induced Pluripotent Stem Cells (iPSCs) into Functional Spinal and Cranial Motor Neurons Using PiggyBac Vectors

We describe here a method to obtain functional spinal and cranial motor neurons from human induced pluripotent stem cells (iPSCs). Direct conversion into motor neuron is obtained by ectopic expression of alternative modules of transcription factors, namely Ngn2, Isl1 and Lhx3 (NIL) or Ngn2, Isl1 and Phox2a (NIP). NIL and NIP specify, respectively, spinal and cranial motor neuron identity. Our protocol starts with the generation of modified iPSC lines in which NIL or NIP are stably integrated in the genome via a piggyBac transposon vector. Expression of the transgenes is then induced by doxycycline and leads, in 5 days, to the conversion of iPSCs into MN progenitors. Subsequent maturation, for 7 days, leads to homogeneous populations of spinal or cranial MNs. Our method holds several advantages over previous protocols: it is extremely rapid and simplified; it does not require viral infection or further MN isolation; it allows generating different MN subpopulations (spinal and cranial) with a remarkable degree of maturation, as demonstrated by the ability to fire trains of action potentials. Moreover, a large number of motor neurons can be obtained without purification from mixed populations. iPSC-derived spinal and cranial motor neurons can be used for in vitro modeling of Amyotrophic Lateral Sclerosis and other neurodegenerative diseases of the motor neuron. Homogeneous motor neuron populations might represent an important resource for cell type specific drug screenings.

Conversion of Human Induced Pluripotent Stem Cells iPSCs into Functional Spinal and Cranial Motor Neurons Using PiggyBac Vectors

This protocol allows rapid and efficient conversion of induced pluripotent stem cells into motor neurons with a spinal or cranial identity, by ectopic expression of transcription factors from inducible piggyBac vectors.

PiggyBac 벡터를 사용 하 여 기능적 척추 및 두개골 모터 뉴런으로의 인간 유도 만능 줄기 세포 (iPSCs)의 전환

We describe here a method to obtain functional spinal and cranial motor neurons from human induced pluripotent stem cells (iPSCs). Direct conversion into ...