권한 부여 : 5RO1GM086447-02.

1. 샘플 준비 <ol><li> 변형 JB281의 단일 식민지로 LB 미디어의 예방 [BW25113 / pJB042 (P 라크 : FtsZ-mEos2)]. 37 흔드는에서 하루 아침에 성장 ° C. </li><li> M9에 ​​문화 1:1,000 + 최소한의 미디어 [M9 소금, 0.4 % 포도당, 2 MM MgSO 4, 0.1 MM CaCl 2, 가상 아미노산과 비타민]를 희석 중순 로그 단계 (= 0.2-0.3 OD 600)로 성장 실온 (RT)에서 chloramphenicol (150 μg / ML)의 존재 인치 </li><li> 20 μM는 (주 # 1 참조) 2 시간에 IPTG와 문화를 유도. </li><li> 펠렛의 microcentrifuge (8,000 RPM, 1 분)의 문화와 M9 +의 동일한 볼륨에 resuspend, 반복. 두 번째 resuspension 후, 2 시간에 RT로 성장을 계속합니다. </li><li> 40 분 RT에서 PBS에 4 % paraformaldehyde (산도 = 7.4)로 유도 문화를 수정합니다. PBS의 동일한 볼륨에서 펠렛 문화와 resuspend, 반복. 영상 라이브 세포 경우, 동일한 볼륨으로 고정, 펠릿의 문화, resuspend을 건너 뛰M9의 - [M9 소금, 0.4 % 포도당, 2 MM MgSO 4, 0.1 MM CaCl 2, 가상 아미노산]; 반복. </li><li> resuspended 문화와 1시 10분 금 구슬을 희석. (단계 2.4 참조) 준비 이미징 챔버에 샘플을 적용합니다. </li></ol> [1] 참고 : 위의 유도 프로토콜 (단계 1.1-1.3)이 변형 JB281의 표현 시스템에 최적화되었습니다. 자세한 유도 조건은 관심의 다른 표현 시스템 또는 단백질에 따라 다를 수 있습니다. 2. 이미징 챔버의 조립 <ol><li> - M9의 3 % (w / V) 아가로 오스 솔루션을 확인하십시오. 40 분을위한 벤치 톱 열 블록에 70에서 아가로 오스 ° C를 녹여. 저장소가 최대 5 시간까지 50 ° C에서 아가로 오스을 누그러 뜨렸다. </li><li> 아래로 향한 전극과 이미징 챔버의 상단 반으로 깨끗한 microaqueduct 슬라이드를 놓습니다. 재관류 채널을 커버 할만큼 microaqueduct 슬라이드 아래 근육을 맞 춥니 다. </li><li> 유리의 중앙에 녹은 아가로 오스의 ~ 50 μl을 적용슬라이드. 깨끗하고 마른 coverslip 즉시 상단 아가로 오스 겔 비말. 겔 30 분 동안 RT에서 더욱 강화 할 수 있습니다. <ol><li> coverslips를 청소하려면 : 세라믹 홀더에 coverslips을 주선하고 아세톤, 에탄올과 유리 병에 1M 코의 온천을 돌려 20 분 동안 sonicate. DH 2 O.에서 하나의 sonication에 이어, 9 sonications의 총, 사이클을 세 번 반복 신선한 DH 2 O.에서 청소 coverslips를 저장 사용하기 전에, 필터 공기 건조 coverslips을 날려 요. </li></ol></li><li> 조심스럽게 microaqueduct 슬라이드에 젤 패드를두고, coverslip을 제거합니다. 바로 겔 패드의 상단에 세포 배양 샘플 1 μl (단계 1.6 참조)을 추가합니다. 솔루션은 젤 패드에 의해 흡수 될 수 있도록 ~ 2 분 기다리십시오. 새로운 깨끗하고 건조 coverslip으로 인기 젤 패드. 제조업체의 지침에 따라 전체 이미징 챔버를 조립. </li></ol> 3. 이미지 수집 <ol><li> 현미경, 카메라와 레이저를 켜십시오. MetaMorph 소프트를 엽니 다도자기 (분자 장치). </li><li> 이미지 경로에 적절한 여기 / 방출 필터 (그림 1)을 넣습니다. </li><li> 이에 따라 레이저 힘과 수집 설정을 설정합니다. <ol><li> 488 나노 미터 레이저 = 15 MW (참고 # 2 참조) </li><li> 561 나노 미터 레이저 = 75 MW </li><li> 405 나노 미터 레이저 = 2 MW ± 중립적 인 밀도 필터 (참고 # 3 참조) </li></ol></li><li> 보완 무대 어댑터를 통해 무대로 이미징 챔버를 잠급니다. </li><li> homogenously 세 레이저 조명하는 적절한 이미지 지역 (100x100 픽셀)을 지정합니다. </li><li> 세포와 인접 해 fiducial 마커 (금 구슬)하지만, 중복 둘을 포함하는 샘플 영역을 식별합니다. </li><li> coverslip에 가장 가까운 세포의 표면에 초점을 맞 춥니 다. 50 MS 통합 시간와 하나 brightfield 이미지를 획득하고 (그림 3Ai) 샘플에 초점을 맞추고에게 0.5 μm 이동합니다. </li><li> 488-N에서 여기와 앙상블 녹색 형광 이미지를 취득<html> m 레이저 50 MS 통합 시간 (그림 3Aii)를 사용하여. </li><li> 405 나노 미터와 561 나노 미터 레이저에서 연속 조명과 붉은 색 채널에 스트리밍 비디오를 획득. 고정 셀의 경우 50 밀리 프레임 속도가 1,000 프레임 ~ 10 % 상승 (ramp) 405-nm의 레이저 전원과 20,000 프레임 (~ 17 분 총)의 총 (참고 # 4 참조)에 사용됩니다. 라이브 세포를 들어, 10 MS 프레임 속도는 일정한 405-nm의 레이저 전원에서 3000 프레임 (~ 30의 총)의 총에 사용됩니다. </li><li> 셀의 아래쪽 표면에 다시 포커스를 이동하고 단계 3.7에서와 같이 다른 brightfield 이미지를 획득. </li></ol> [2] 참고 : 셀의 녹색 형광의 통합 강도가 셀에 표현 FtsZ-mEos2 분자의 총 수에 직접 비례합니다. 488 나노 미터의 여기 파워와 앙상블 형광 인수 설정은이 상대 FtsZ이 - mEos2 다른 셀의 표현 수준을 비교할 수 있도록 모든 셀에 대해 지속적으로 유지해야합니다. ontent &quot;&gt; [3]. 참고 : 고정 셀이 각각의 분자가 정확하게 식별 할 수 있도록 속도가 느린 활성화 속도를 달성하기 위해 장소에서 중립 밀도 (ND) 필터 (그림 1, 광학 구성 요소 # 5)으로 이미징되는 회절 - 제한된 공간에서 동시에 활성화되는 두 분자의 낮은 확률을 유지하면서 영상은 세포가 활성화 속도를 높이기 위해 사는 ND 필터가 제거됩니다. 빠른 속도가 살고있는 셀 이미징에 적용되는 총 획득 시간을 줄일 필요합니다, 따라서 시간에 Z-링을 &quot;동결&quot;과 셀 photodamage의 효과를 제한. [4] 참고 : 구입 한 프레임의 번호가 시스템에 대해 최적화되어 있으며 특정 세포 구조에 의존 한, 밀도를 라벨 인증 속도와 fluorophores의 전체 풀을 소진 여부는 분석에 중요합니다. 라이브 세포에서는 TI의 짧은 기간에 지역화의 충분한 수를 확보하는 것이 중요합니다내가 가능한 세포 구조의 움직임으로 인해 이미지의 흐리게을 방지합니다. 4. PALM 이미지 구축 <ol><li> 감지 된 각 영역의 중심 위치를 결정합니다. <ol><li> MATLAB (MathWorks, Inc의)로 이미지 스택을로드합니다. </li><li> 모든 fiducial 구슬을 제외 한 셀 주위 영역에 이미지 스택을 자르세요. </li><li> 배경 해발하지만, 평균 현장 강도 낮은 곳을 감지하기 위해 강도 임계 값을 선택합니다. 우리는 150 프레임 창을 사용하여 최대 강도의 실행중인 평균을 계산하여 실험을하는 동안 백그라운드 수준의 변화에​​ 대한 설명. 각 프레임에 대한 강도 기준 액은 다음 실행 평균 값에서 보정됩니다. </li><li> 각 프레임에서 각각의 임계 값을 뺍니다. 예비 곳이 임계치를 넘는 농도 든 세 인접 픽셀로 표시되어 있습니다. </li><li> 2 차원 Gaussia 각 예비 영역의 형광 강도에 맞게N 기능을 [수식 1] 비선형 최소 제곱 알고리즘 (그림 2)를 사용하여. 각 지점의 현지화 정밀도가 감지 광자의 총 개수 [수식 # 2]를 사용 계산됩니다. 현지화 정밀도을 가진 저조한 적합한 장소는 큰 20 나노 미터 (고정 셀) 또는 45 나노 미터 (라이브 세포) (참고 # 5 참조) 삭제됩니다. 중복 방사체로 인해 평균 강도의 두 배보다 큰 강도를 가진 곳은도 삭제됩니다. </li><li> 고정 세포를 들면, 중심 위치를 45 나노 미터 이내의 거리에 있습니다 모든 지점을 경시하여 동일한 분자의 반복 관찰을 제거 6 프레임 이하하여 앞서 다른 곳의. 라이브 세포를 들어, 모든 장소가 유지됩니다. </li></ol></li><li> fiducial 마커의 움직임을 사용하여 샘​​플 드리프트를 보정합니다. <ol><li> fiducial 마커 주위에 10x10 픽셀 영역 오려 내기. </li><li> 각 프레임에서 4.1.3에서 결정된 각각의 임계 값을 뺍니다. </li><li> 각 강도 프로필을 맞추기최소 제곱 피팅 알고리즘을 통해 프레임은 2 차원 가우스 모양을 가정. </li><li> 1 프레임에 상대적으로 중심 위치 사이의 변위를 계산합니다. </li></ol></li><li> 4.2 계산 적절한 샘플 드리프트와 4.1 식별 고유 한 각 분자의 중심 위치를 수정합니다. 3.7과 3.10에 인수 brightfield 이미지를 비교합니다. 세포 fiducial 마커에 상대적으로 이동 관찰하는 경우, 데이터는 밖으로 던져 수 있습니다. </li><li> 15x15 나노 미터 픽셀로 구성된 하나의 이미지에있는 모든 수정 된 중심 위치를 비교하십시오. 현지화 정밀 [수식 2]와 같은 표준 편차와 중심 위치에 중심 단위 지역, 2 차원 가우스 프로필로 각각의 독특한 분자 그리기. 픽셀의 강도가 해당 픽셀의 분자를 찾는 가능성 (그림 3Aiv)에 비례 확률 밀도지도에이 결과를 표시합니다. </li><li> 앙상블 이미지에 PALM 이미지를 비교. <ol><li> 정을 Replot4.4에서와 같이하지만, 150x150 nm의 픽셀 및 250 nm의와 같은 표준 편차와 비행기에 이드 위치. 이 3.8 (그림 3Aiii)에 인수 회절 - 제한된, 앙상블 이미지로 비교하는 데 사용할 수있는 회절 - 제한된 이미지를 모방 PALM 이미지를 생성합니다. </li><li> 감지 분자가 전체 인구의 대표임을 확인하려면 두 이미지가 유사한 형태의 구조를 보여 확인하기 위해 실험 앙상블 형광 이미지 (그림 3Aii 단계 3.8)으로 복원 앙상블 이미지 (그림 3Aiii 단계 4.5.1)를 비교 , 오리엔테이션 및 상대 강도. </li></ol></li></ol> [5] 참고 : 필요한 최소 현지화 정밀도는 주어진 샘플에 대한 모든 분자의 precisions를 모의하고 적절한 차단을 선택하여 각각의 이미징 방법에 대해 경험적으로 결정되었습니다. 5. PALM 이미지 분석 <ol><li> Z-링 Widt 측정H와 직경. <ol><li> 수 있도록 수직 방향 세포의 긴 축 (그림 4A)에 PALM 이미지를 회전합니다. </li><li> Z-링을 포함하는 세포 지역 오려 내기. </li><li> 세포의 긴 축을 따라 강도 프로필을 투영하여 누적 강도를 계산할 수 있습니다. </li><li> 가우스 분포에 강도 프로필을 맞 춥니 다. 링 너비가 된 가우스 분포의 전체 폭 반 최대 (FWHM) (그림 4B)로 정의됩니다. </li><li> 셀의 짧은 축을 따라 5.1.2의 누적 강도 프로파일을 프로젝트. 링 직경은 강도 프로파일 (그림 4C)의 전체 길이로 정의됩니다. </li></ol></li><li> (참고 # 6 참조) FtsZ 밀도를 음모를 꾸미고 있구나. <ol><li> (4.4)에서와 같이 중심 위치를 Replot하지만, 각각의 고유 한 분자가 1의 값을 부여하고 중심 위치에 해당하는 단일 픽셀에 할당되는 등의 가우스 프로필이없는. 각각의 이러한 방법으로, 강도픽셀은 픽셀에서 감지 분자의 총 수를 나타냅니다. 밀도 PALM 이미지는 윤곽 플롯 (그림 5E 호야)로 시각화 할 수 있습니다. </li></ol></li><li> 공간 해상도를 결정. <ol><li> 이론적으로 - 달성 공간 해상도 : 검색된 모든 분자의 평균 결정 현지화 정밀도를 사용하여 전체 샘플에 대한 대표 PSF를 생성하고 FWHM을 (수식 # 3) 계산합니다. </li><li> 실험적으로 - 달성 공간 해상도 : 같은 분자의 반복 관찰 사이의 평균 변위를 계산합니다. </li></ol></li></ol> [6] 참고 : 우리는 전지 / 유리 계면 위의 얇은 층 (~ 200 nm 정도)에 활성화 및 흥분을 제한하는 (티르-PALM, 그림 1, 5)의 총 내부 반사 PALM를 사용했습니다. 그래서 coverslip에 가장 가까운 막과 관련된 만 FtsZ 분자가 감지 될 것입니다.

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	<li>Buddelmeijer, N., Beckwith, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assembly+of+cell+division+proteins+at+the+E.+coli+cell+center.">Assembly of cell division proteins at the E. coli cell center.</a> Curr. Opin. Microbiol. 5, 553-557 (2002).</li><li>de Boer, P., Crossley, R., Rothfield, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+essential+bacterial+cell-division+protein+FtsZ+is+a+GTPase.">The essential bacterial cell-division protein FtsZ is a GTPase.</a> Nature. 359, 254-256 (1992).</li><li>Lutkenhaus, J. F., Wolf-Watz, H., Donachie, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+of+genes+in+the+ftsA-envA+region+of+the+Escherichia+coli+genetic+map+and+identification+of+a+new+fts+locus+(ftsZ).">Organization of genes in the ftsA-envA region of the Escherichia coli genetic map and identification of a new fts locus (ftsZ).</a> J. Bacteriol. 142, 615-620 (1980).</li><li>Bi, E. F., Lutkenhaus, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FtsZ+ring+structure+associated+with+division+in+Escherichia+coli.">FtsZ ring structure associated with division in Escherichia coli.</a> Nature. 354, 161-164 (1991).</li><li>Erickson, H. P., Taylor, D. W., Taylor, K. A., Bramhill, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacterial+cell+division+protein+FtsZ+assembles+into+protofilament+sheets+and+minirings,+structural+homologs+of+tubulin+polymers.">Bacterial cell division protein FtsZ assembles into protofilament sheets and minirings, structural homologs of tubulin polymers.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 93, 519-523 (1996).</li><li>Osawa, M., Anderson, D. E., Erickson, H. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reconstitution+of+contractile+FtsZ+rings+in+liposomes.">Reconstitution of contractile FtsZ rings in liposomes.</a> Science. 320, 792-794 (2008).</li><li>Li, Z., Trimble, M. J., Brun, Y. V., Jensen, G. 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Methods. 6, 131-133 (2009).</li><li>Fu, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In-vivo+FtsZ-ring+structure+revealed+by+Photoactivated+Localization+Microisocpy+(PALM).">In-vivo FtsZ-ring structure revealed by Photoactivated Localization Microisocpy (PALM).</a> Plos One. , (2010).</li><li>Huecas, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Energetics+and+geometry+of+FtsZ+polymers:+nucleated+self-assembly+of+single+protofilaments.">Energetics and geometry of FtsZ polymers: nucleated self-assembly of single protofilaments.</a> Biophys. J. , (2007).</li><li>Ma, X., Ehrhardt, D. W., Margolin, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Colocalization+of+cell+division+proteins+FtsZ+and+FtsA+to+cytoskeletal+structures+in+living+Escherichia+coli+cells+by+using+green+fluorescent+protein.">Colocalization of cell division proteins FtsZ and FtsA to cytoskeletal structures in living Escherichia coli cells by using green fluorescent protein.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 93, 12998-13003 (1996).</li><li>Dai, K., Lutkenhaus, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+proper+ratio+of+FtsZ+to+FtsA+is+required+for+cell+division+to+occur+in+Escherichia+coli.">The proper ratio of FtsZ to FtsA is required for cell division to occur in Escherichia coli.</a> J. Bacteriol. 174, 6145-6151 (1992).</li><li>Annibale, P., Vanni, S., Scarselli, M., Rothlisberger, U., Radenovic, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+clustering+artifacts+in+photoactivated+localization+microscopy.">Identification of clustering artifacts in photoactivated localization microscopy.</a> Nat. Meth. 8, 527-528 (2011).</li><li>Huang, B., Wang, W., Bates, M., Zhuang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+super-resolution+imaging+by+stochastic+optical+reconstruction+microscopy.">Three-dimensional super-resolution imaging by stochastic optical reconstruction microscopy.</a> Science. 319, 810-813 (2008).</li></ol>

관심 없음 충돌이 선언 없습니다.

PALM 이미지는 다른 방법으로 달성하기 어려운 목표 단백질 분자의 분포와 배열에 대한 자세한 분석을 수 있도록 분자 수와 세포 내 위치에 대한 정보가 들어 있습니다. 다음은 PALM 이미지의 생물학적 관련성을 유지하면서 정확한 정량적 정보를 추출하기 위해 이동해야합니다주의 사항을 설명합니다. 우리는 또한 최고의 라이브 대 고정 셀을 사용하여 얻을 수있는 정보를 탐색. 마지막으로, 우리는 세포 분열 기계에 대한 추가 슈퍼 해상도 정보를 얻기위한 수단을 제안. 위에서 설명한 방법은 다음과 같은 방식으로 정확한 PALM 이미지를 생산하기 위해 최적화되었습니다. 첫째, 우리는 특징이며 Z-고리 구조 (10)의 신뢰할 수있는 마커 역할을하도록 융합 단백질의 기능을 최적화. 모두 이상 및 이하 표현 결과부터 융합 단백질의 두 번째, 우리는 미세 조정 표현비정상 구조 형성 10,12,13 인치 셋째, 우리는 형광 photoblinking 속성을 14 일 기준으로 고유의 분자 결정 (단계 4.1.5)에 대한 임계 값을 선택했습니다. Photoblinking 독특한 분자의 결정을 복잡하게하고 무시하는 경우, 단일 분자의 overcounting로 연결됩니다. overcounting는 차원 측정에 영향을주지 않습니다 있지만 절대 밀도 측정을 증폭 않으며, 허위 클러스터의 모양을 만들 수 있습니다. 관심의 다른 단백질에이 방법을 적용 할 때 이러한 요소의 모든 신중하게 고려되어야합니다. 이미지에 대한 라이브 또는 고정 셀의 선택은 원하는 정보와 처리량에 따라 달라집니다. 라이브 셀 이미징은 지역화 (예 천천히 이동) 분자의 (30의) 빠르고 만 보고서입니다. 이 일반적으로 고정 된 세포가 모두 표시 분자에 관한 정보를 제공하면서 막 관련 만 분자가 라이브 세포에서 관찰을 뜻합니다. 라이브 셀 이미징 홍보ovides는 고해상도 구조 크기와 형태,하지만 개별 분자의 움직임으로 인해 정확한 분자 밀도 측정을 제공 할 수 없습니다. 고정 셀 이미지는이 모든 정보를 제공하지만 고유 분자를 식별 할 수 있도록 낮은 UV 활성화 수준을 요구할 수 있습니다. 이 확장 이미징 시간 (&gt; 15 분)에 연결됩니다. 또한, 고정은 구조 aberrations가 발생할 수 있습니다. 사용하는 입력되는 샘플 선택할 때 이러한 요소의 모든 균형을해야합니다. 우리가 설명했습니다 PALM 방법은 다른 변종, 세포주기 상태 및 성장 조건에서 비교 될 수있는 Z-링 구조의 슈퍼 해상도 자세한 내용을 제공합니다. 최근 기술 진보의 구현은 Z-링의 cytokinetic 메커니즘에 추가 통찰력을 제공 할 수 있습니다. 예를 들어, 검색 경로에 난시를 도입하면 광 설치 illust은 3 차원 기능을 (~ 100 nm의 Z-해상도)을 추가 할 수있는 가장 간단한 방법입니다그림 1 15주었습니다. 또한 동시에 같은 시간에 두 개 이상의 단백질의 이미지가 spectrally - 독특한 photoactivatable 형광 단백질의 급속한 출현과 현실적인 옵션이되고있다. 마지막으로, UV-독립적 인 방식으로 photoactivates 형광 단백질의 개발은 405 nm의 조명에 의해 유도 DNA 손상을 발생시키지 않고 단일 세포의 장기 모니터링을 허용합니다.

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약 / 재료의 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td><td> 코멘트 </td></tr><tr><td> 50 X 가상 아미노산 </td><td> 시그마 </td><td> M5550 </td><td></td></tr><tr><td> 가상 비타민 100 X </td><td> 시그마 </td><td> M6895 </td><td></td></tr><tr><td> IPTG </td><td> Mediatech </td><td> 46-102 - RF </td><td></td></tr><tr><td> 16 % Paraformaldehyde </td><td> 전자 Micrsocopy 과학 </td><td> 15710-S </td><td></td></tr><tr><td> SeaPlaque GTG 아가로 오스 </td><td> Lonzo </td><td> 50,111 </td><td></td></tr><tr><td> 50 나노 미터 골드 비즈 </td><td> 마이크로 - Nanospheres </td><td> 790113-010 &lt;/ TD&gt; <td></td></tr><tr><td> FCS2 이미징 상공 회의소 </td><td> Bioptechs </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 무대 어댑터 </td><td> ASI </td><td> I-3017 </td><td></td></tr><tr><td> 역 현미경 </td><td> 하늘 </td><td> IX71 </td><td></td></tr><tr><td> 1.45 NA, 60x 목표 </td><td> 하늘 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> IXON EMCCD 카메라 </td><td> ANDOR 기술 </td><td> DU897E </td><td></td></tr><tr><td> 488-nm의 사파이어 레이저 </td><td> 응집성의 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 561-nm의 사파이어 레이저 </td><td> 응집성의 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 405 - 나노 미터 CUBE 레이저 </td><td> 응집성의 </td><td></td><td></td>
 </tr>
 </tbody>
 </table>

super-resolution imaging of the bacterial division machinery

박테리아 세포 분열이 midcell 1,2에서 열 개 이상의 필수 단백질의 조율 조립이 필요합니다. 이 과정의 중심은 부문 계획 3,4에서 FtsZ 단백질의 링과 같은 suprastructure (Z-링)의 형성이다. Z-링은 여러 단일 좌초 FtsZ의 protofilaments로 구성되어 있으며, Z-링 안쪽에 protofilaments의 배열을 이해하는 것은 힘 발전기 5,6 등 Z-링 조립 및 기능의 메커니즘에 대한 통찰력을 제공 할 것입니다. 이 정보는 기존의 형광 현미경과 전자 현미경에 의한 전류 제한에 어려운 남아있다. 종래의 형광 현미경은 빛의 회절 한계 (~ 200 nm 정도)에 의한 Z-링의 고해상도 이미지를 제공 할 수 없습니다. 전자 cryotomographic 영상은 작은 C.에 FtsZ의 protofilaments을 분산 감지했습니다 crescentus 세포 7 만 같은 큰 전지에 적용하기 어려운대장균 또는 B. subtilis. 다음은 슈퍼 해상도 형광 현미경 방법의 응용 프로그램을 설명, Photoactivated 현지화 현미경 (PALM)는 양적 E.의 구조적 조직을 특징하는 대장균 Z-링 8. PALM 이미지가 모두 높은 공간 해상도 (~ 35 nm 정도) 및 대상 단백질의 모호 식별을 사용하려면 특정 레이블을 제공합니다. 우리는 405 nm의 9시에 활성화에 붉은 색 형광 (여기 = 561 nm의)에 녹색 형광 (여기 = 488 나노 미터)에서 전환 photoactivatable 형광 단백질 mEos2과 FtsZ을 표시. PALM의 실험이 진행되는 동안, 단일 FtsZ-mEos2 분자 stochastically 활성화되고 단일 분자의 해당 중심 위치는 &lt;20 나노 미터 정밀도로 결정됩니다. Z-링의 슈퍼 해상도 이미지가 검색된 모든 FtsZ - mEos2 분자의 중심 위치를 중첩에 의해 재건되어 있습니다. &lt;P 클래스 = &quot;jove_content&quot;&gt;이 방법을 사용하여, 우리는 Z-반지 ~ 100 nm의 고정 폭을 가지고 있으며 가로, 세로, 높이로 서로 겹쳐 FtsZ의 protofilaments의 느슨한 번들로 구성되어있는 것으로 나타났습니다. 이 데이터는 Z-링 (10)의 세포주기에 의존 변경의 추가 조사를위한 발판을 제공하고 관심을 다른 단백질에 적용 할 수 있습니다.

위에 설명 된 PALM 이미징 메서드에서 생성 된 Z-링의 2 차원, 슈퍼 해상도 렌더링은 그림 3Aiv에 도시. 아래에, 우리는 그들로부터 얻을 수 질적 및 양적 정보를 요약. 질적, 우리는 Z-반지 종래의 형광 이미지 (그림 3A-Dii와 IV를 비교)의 구별없는 여러 구성 (싱글 밴드 또는 나선형 아크) 채택 불규칙한 구조입니다 관찰했다. 다음과 같은 관찰은 특정 구조 구성을 표시하는 셀 인구의 비율을 결정하는 데 사용할 수 있습니다. 우리는 또한 양적 Z-링의 크기를 측정 할 수 있습니다. 링 폭과 직경을 결정하기위한 우리의 접근 방식은 단계 5.1에서 설명하고 그림 4에 설명되어 있습니다. 그림 4B에서 링 폭 나온했다113 나노 미터 (FWHM)으로 ermined. 이 값은 하나의 FtsZ의 protofilament (체외 EM 11을 기준으로 5-10 nm 정도)의 예상 폭보다 넓은입니다. 그림 4C에서 링의 직경은 1,050 nm의로 측정됩니다. 이 지름이 양적 세포 분열 동안 수축의 정도를 설명하는 데 사용할 수 있습니다. 또 다른 양적 접근은 정의 된 영역 내에 지역화 분자의 수를 계산하여 분자 밀도 계산하는 것입니다. 밀도 측정 분자는 구조에 포장하는 방법 단단히에 대한 정보를 제공합니다. 분자 밀도는 상대와 절대 조건 모두에서 설명 할 수 있습니다. 상대 밀도 (전체 세포 대 Z-링 분자의 예를 들어 일부)은 서로 다른 세포 지역으로 분자의 분포에 대한 정보를 제공합니다. 절대 밀도 측정은 PALM 이미지 (그림 3Aiv)가 실제로는 2D 투영 있다는 사실에 의해 복잡3D 객체의. 이 합병증을 회피하기 위해, 우리는 Z-링의 단일 측면에 감지 비행기를 제한 티르-PALM를 사용합니다. 그 결과 데이터는 그림 5E 호야에 도시된다. 해본 분자가 전체 FtsZ 인구의 하위 집합을 나타냅니다 때문에, 결정의 밀도는 실제 밀도가 낮은 한계입니다. Z-링의 티르 이미지에서 관찰 최대 밀도는 일부 섹션 protofilaments 10 달러를 중복 포함하는 것이 좋습니다. <img src="/files/ftp_upload/50048/50048fig1.jpg" alt="그림 1" /> 그림 1. 우리 현미경 설정의 단순화 된 도식. 세 레이저는 적절한 여기 파장여를 정확하게 제어 할 수 있습니다 MetaMorph에서 개발 된 사용자 지정 이미지 프로그램에 의해 제어됩니다. 밝은 회색 선이 방출 경로를 나타내며, 어두운 회색 라인은, 여기 광 경로를 나타냅니다. 총 내부 refle에 대한ction (티르) 현미경은 조절 플랫폼은 사건 각도를 변경할 수만큼의 빛 경로에 수직으로 번역되어 있습니다. <img src="/files/ftp_upload/50048/50048fig2.jpg" alt="그림 2" /> 그림 2. PALM 방법의 요약입니다. 처음에는 모든 FtsZ-mEos2 분자는 녹색 형광 상태에 있습니다. 405 및 561 레이저에 의한 지속적인 조명에 노출되면, 단일 분자는 stochastically 붉은 형광 상태로 변환됩니다. photobleaching 요금은 405 두의 능력과 561 레이저에 의해 결정되는 동안이 프로세스의 속도는 405 레이저의 힘에 의해 결정됩니다. 이상적으로, 활성화 및 photobleaching의 요금은 한 분자가 프레임 당 감지하는 방식으로 균형을 수 있습니다. 프레임의 충분한 수의 인수되면, 이미지가 단계 4.1에 설명 된대로 각 식별 자리를 맞는이 MATLAB에서 처리됩니다. 각 uniqUE 분자는 여기를 가상 빨간색으로 표시된 따라서 PALM 이미지를 생성 한 비행기 (단계 4.4) 도시된다. 빨간색으로 설명 프레임은 이전 프레임과 같은 분자에서 반복 지점을 포함하기로 결정되었으며, 따라서 PALM 이미지의 건설 중에 포함되지 않았습니다. <img src="/files/ftp_upload/50048/50048fig3.jpg" alt="그림 3" /> 그림 3. FtsZ - mEos2을 표현 (C와 D) 고정 (A와 B) 및 라이브 세포의 대표 이미지. 모든 셀은 개요 및 일반 모양은 brightfield 이미지 (I)에 시각화 할 수 있습니다. 앙상블 형광 이미지 (II)은 488 레이저 (단계 3.8)에서 여기로 획득 및 FtsZ-mEos2의 전체 풀의 분포를 나타냅니다 있습니다. PALM 데이터 (III, 단계 5.4)에서 복원 앙상블 이미지는 방법의 충실을위한 질적 검사를 제공합니다진정한 앙상블 구조의 표현입니다. 생성 PALM 이미지 (IV)는 모든 고유 FtsZ - mEos2 지역화의 합계이며, FtsZ-mEos2에 대한 확률 밀도지도를 나타냅니다. 셀 개요는 이미지 III 및 IV에있는 노란색 점선으로 표시됩니다. 셀 하나의 밴드 형태의 A와 C 쇼 FtsZ, 셀 B와 D는 회절 - 제한된 앙상블 이미지 (III)에 감지 된 나선형 아크 형태를 채택 FtsZ을 설명하면서. 스케일 바, 500 nm의. <img src="/files/ftp_upload/50048/50048fig4.jpg" alt="그림 4" /> 4 그림. Z-링 폭 (빨간색) 및 Z-링 직경 (녹색). B. 반지 폭의 개략적 인 표현을 보여주는 A. PALM 이미지는 (파란색 X의) 세포의 긴 축을 따라 함께 투영 강도 프로필을 맞는 계산됩니다 가우스 기능 (GRAY 라인) 및 다음 FWHM (빨간색 점선)를 결정. 여기서, 링 폭이 113 nm의 것으로 확인되었다. C. 링 직경이 처음 세포의 짧은 축을 따라 강도 프로필을 투영하고 제로 위의 강도 프로파일의 전체 길이 (녹색 점선)를 계산에 의해 결정됩니다. Z-링의 직경은 1,050 nm의 것으로 확인되었다. <img src="/files/ftp_upload/50048/50048fig5.jpg" alt="그림 5" /> 그림 5. 티르 - PALM은 분자의 정확한 계산 할 수 있습니다. 그림 3에서와 같이, brightfield 이미지 (A), 앙상블 형광 이미지 (B), 재건축 앙상블 형광 이미지 (C)와 PALM 이미지 (D)는 FtsZ-mEos2을 표현 특정 셀 설명되어 있습니다. D를 만드는 데 사용 같은 데이터는 분자 서재의 윤곽 플롯으로 replotted입니다E의 sity (픽셀 당 분자). 이 밀도 분석에서 FtsZ-mEos2는 픽셀 당 8 분자에 maximally있는 것으로 확인되었다. FtsZ의 protofilaments의 단일 층, 픽셀 당 10 개씩 5 분자의 최대 밀도를 초래할 수 있기 때문에 이 분석은 Z-링은 FtsZ의 protofilaments의 여러 층으로 구성되어 있습니다 것을 제안합니다.

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Super-resolution Imaging of the Bacterial Division Machinery

우리는 박테리아 FtsZ-링의 구조 조직, 세포 분열에 필수적인 장치에 꼽는 영상 방법 수퍼 해상도를 설명합니다. 이 방법은 photoactivated 현지화 현미경 (PALM) 이미지의 정량 분석​​에 기반을두고 있으며 다른 세균 cytoskeletal 단백질에 적용 할 수 있습니다.

세균 본부 기계의 슈퍼 해상도 이미징

Bacterial cell division requires the coordinated  assembly of more than ten essential proteins at midcell1,2. Central  to this process is the formation of ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

11.7K 조회수.  The Johns Hopkins University School of Medicine. 우리는 박테리아 FtsZ-링의 구조 조직, 세포 분열에 필수적인 장치에 꼽는 영상 방법 수퍼 해상도를 설명합니다. 이 방법은 photoactivated 현지화 현미경 (PALM) 이미지의 정량 분석​​에 기반을두고 있으며 다른 세균 cytoskeletal 단백질에 적용 할 수 있습니다.

비디오: Super-resolution Imaging of the Bacterial Division Machinery

Test Samples for Optimizing STORM Super-Resolution Microscopy

STORM is a recently developed super-resolution microscopy technique with up to 10 times better resolution than standard fluorescence microscopy techniques. However, as the image is acquired in a very different way than normal, by building up an image molecule-by-molecule, there are some significant challenges for users in trying to optimize their image acquisition. In order to aid this process and gain more insight into how STORM works we present the preparation of 3 test samples and the methodology of acquiring and processing STORM super-resolution images with typical resolutions of between 30-50 nm. By combining the test samples with the use of the freely available rainSTORM processing software it is possible to obtain a great deal of information about image quality and resolution. Using these metrics it is then possible to optimize the imaging procedure from the optics, to sample preparation, dye choice, buffer conditions, and image acquisition settings. We also show examples of some common problems that result in poor image quality, such as lateral drift, where the sample moves during image acquisition and density related problems resulting in the 'mislocalization' phenomenon.

We describe the preparation of three test samples and how they can be used to optimize and assess the performance of STORM microscopes. Using these examples we show how to acquire raw data and then process it to acquire super-resolution images in cells of approximately 30-50 nm resolution.

최적화 STORM 슈퍼 해상도 현미경에 대한 테스트 샘플

STORM is a recently developed super-resolution microscopy technique with up to 10 times better resolution than standard fluorescence microscopy ...

연구

생물학

Sample Preparation for Single Virion Atomic Force Microscopy and Super-resolution Fluorescence Imaging

Immobilization of virions to glass surfaces is a critical step in single virion imaging. Here we present a technique&#160;adopted from single molecule imaging assays which allows adhesion of single virions to glass surfaces with specificity. This preparation is based on grafting the surface of the glass with a mixture of PLL-g-PEG and PLL-g-PEG-Biotin, adding a layer of avidin, and finally creating virion anchors through attachment of biotinylated virus specific antibodies. We have applied this technique across a range of experiments including atomic force microscopy (AFM) and super-resolution fluorescence imaging. This sample preparation method results in a control adhesion of the virions to the surface.

The attachment of virions to a surface is a requirement for single virion imaging by Super-resolution fluorescence imaging or atomic force microscopy (AFM). Here we demonstrate a sample preparation method for controlled adhesion of virions to glass surfaces suitable for use in AFM and super-resolution fluorescence imaging.

단일 비리온 원자력 현미경 검사및 초분해성 형광 이미징을 위한 샘플 준비

Immobilization of virions to glass surfaces is a critical step in single virion imaging. Here we present a technique&#160;adopted from single molecule ...

Super-resolution Imaging of the Cytokinetic Z Ring in Live Bacteria Using Fast 3D-Structured Illumination Microscopy (f3D-SIM)

Imaging of biological samples using fluorescence microscopy has advanced substantially with new technologies to overcome the resolution barrier of the diffraction of light allowing super-resolution of live samples. There are currently three main types of super-resolution techniques &#8211; stimulated emission depletion (STED), single-molecule localization microscopy (including techniques such as PALM, STORM, and GDSIM), and structured illumination microscopy (SIM). While STED and single-molecule localization techniques show the largest increases in resolution, they have been slower to offer increased speeds of image acquisition. Three-dimensional SIM (3D-SIM) is a wide-field fluorescence microscopy technique that offers a number of advantages over both single-molecule localization and STED. Resolution is improved, with typical lateral and axial resolutions of 110 and 280 nm, respectively and depth of sampling of up to 30 &#181;m from the coverslip, allowing for imaging of whole cells. Recent advancements (fast 3D-SIM) in the technology increasing the capture rate of raw images allows for fast capture of biological processes occurring in seconds, while significantly reducing photo-toxicity and photobleaching. Here we describe the use of one such method to image bacterial cells harboring the fluorescently-labelled cytokinetic FtsZ protein to show how cells are analyzed and the type of unique information that this technique can provide.

Super-resolution Imaging of the Cytokinetic Z Ring in Live Bacteria Using Fast 3D-Structured Illumination Microscopy f3D-SIM

Spatiotemporal information about dynamic proteins inside live cells is crucial for understanding biology. A type of super-resolution microscopy called fast 3D-structured illumination microscopy (f3D-SIM) reveals unique information about the cytokinetic Z ring in bacteria: both its bead-like appearance and the rapid dynamics of FtsZ within the ring.

고속 3D 구조 조명 현미경을 사용하여 라이브 박테리아의 Cytokinetic Z 반지의 슈퍼 해상도 이미징 (F3D-SIM)

Imaging of biological samples using fluorescence microscopy has advanced substantially with new technologies to overcome the resolution barrier of the ...

Preparation, Imaging, and Quantification of Bacterial Surface Motility Assays

Bacterial surface motility, such as swarming, is commonly examined in the laboratory using plate assays that necessitate specific concentrations of agar and sometimes inclusion of specific nutrients in the growth medium. The preparation of such explicit media and surface growth conditions serves to provide the favorable conditions that allow not just bacterial growth but coordinated motility of bacteria over these surfaces within thin liquid films. Reproducibility of swarm plate and other surface motility plate assays can be a major challenge. Especially for more &#8220;temperate swarmers&#8221; that exhibit motility only within agar ranges of 0.4%-0.8% (wt/vol), minor changes in protocol or laboratory environment can greatly influence swarm assay results. &#8220;Wettability&#8221;, or water content at the liquid-solid-air interface of these plate assays, is often a key variable to be controlled. An additional challenge in assessing swarming is how to quantify observed differences between any two (or more) experiments. Here we detail a versatile two-phase protocol to prepare and image swarm assays. We include guidelines to circumvent the challenges commonly associated with swarm assay media preparation and quantification of data from these assays. We specifically demonstrate our method using bacteria that express fluorescent or bioluminescent genetic reporters like green fluorescent protein (GFP), luciferase (lux operon), or cellular stains to enable time-lapse optical imaging. We further demonstrate the ability of our method to track competing swarming species in the same experiment.

Swarming motility is influenced by physical and environmental factors. We describe a two-phase protocol and guidelines to circumvent the challenges commonly associated with swarm assay preparation and data collection. A macroscopic imaging technique is employed to obtain detailed information on swarm behavior that is not provided by current analysis techniques.

세균 표면 운동성 분석의 준비, 이미징 및 정량화

Bacterial surface motility, such as swarming, is commonly examined in the laboratory using plate assays that necessitate specific concentrations of agar ...

Three-dimensional Super Resolution Microscopy of F-actin Filaments by Interferometric PhotoActivated Localization Microscopy (iPALM)

Fluorescence microscopy enables direct visualization of specific biomolecules within cells. However, for conventional fluorescence microscopy, the spatial resolution is restricted by diffraction to ~ 200 nm within the image plane and &#62; 500 nm along the optical axis. As a result, fluorescence microscopy has long been severely limited in the observation of ultrastructural features within cells. The recent development of super resolution microscopy methods has overcome this limitation. In particular, the advent of photoswitchable fluorophores enables localization-based super resolution microscopy, which provides resolving power approaching the molecular-length scale. Here, we describe the application of a three-dimensional super resolution microscopy method based on single-molecule localization microscopy and multiphase interferometry, called interferometric PhotoActivated Localization Microscopy (iPALM). This method provides nearly isotropic resolution on the order of 20 nm in all three dimensions. Protocols for visualizing the filamentous actin cytoskeleton, including specimen preparation and operation of the iPALM instrument, are described here. These protocols are also readily adaptable and instructive for the study of other ultrastructural features in cells.

Three-dimensional Super Resolution Microscopy of F-actin Filaments by Interferometric PhotoActivated Localization Microscopy iPALM

We present a protocol for the application of interferometric PhotoActivated Localization Microscopy (iPALM), a 3-dimensional single-molecule localization super resolution microscopy method, to the imaging of the actin cytoskeleton in adherent mammalian cells. This approach allows light-based visualization of nanoscale structural features that would otherwise remain unresolved by conventional diffraction-limited optical microscopy.

입체 슈퍼의 간섭 광 활성화 현지화 현미경으로 F-액틴 필라멘트의 해상도 현미경 (iPALM)

Fluorescence microscopy enables direct visualization of specific biomolecules within cells. However, for conventional fluorescence microscopy, the spatial ...

Open-source Single-particle Analysis for Super-resolution Microscopy with VirusMapper

Super-resolution fluorescence microscopy is currently revolutionizing cell biology research. Its capacity to break the resolution limit of around 300 nm allows for the routine imaging of nanoscale biological complexes and processes. This increase in resolution also means that methods popular in electron microscopy, such as single-particle analysis, can readily be applied to super-resolution fluorescence microscopy. By combining this analytical approach with super-resolution optical imaging, it becomes possible to take advantage of the molecule-specific labeling capacity of fluorescence microscopy to generate structural maps of molecular elements within a metastable structure. To this end, we have developed a novel algorithm &#8212; VirusMapper &#8212; packaged as an easy-to-use, high-performance, and high-throughput ImageJ plugin. This article presents an in-depth guide to this software, showcasing its ability to uncover novel structural features in biological molecular complexes. Here, we present how to assemble compatible data and provide a step-by-step protocol on how to use this algorithm to apply single-particle analysis to super-resolution images.

This manuscript uses the Fiji-based open-source software package VirusMapper to apply single-particle analysis to super-resolution microscopy images in order to generate precise models of nanoscale structure.

VirusMapper 슈퍼 해상도 현미경을위한 오픈 소스 단일 입자 분석

Super-resolution fluorescence microscopy is currently revolutionizing cell biology research. Its capacity to break the resolution limit of around 300 nm ...

Ground State Depletion Super-resolution Imaging in Mammalian Cells

Advances in fluorescent microscopy and cell biology are intimately correlated, with the enhanced ability to visualize cellular events often leading to dramatic leaps in our understanding of how cells function. The development and availability of super-resolution microscopy has considerably extended the limits of optical resolution from ~250-20 nm. Biologists are no longer limited to describing molecular interactions in terms of colocalization within a diffraction limited area, rather it is now possible to visualize the dynamic interactions of individual molecules. Here, we outline a protocol for the visualization and quantification of cellular proteins by ground-state depletion microscopy&#160;for fixed cell imaging. We provide examples from two different membrane proteins, an element of the endoplasmic reticulum translocon, sec61&#946;, and a plasma membrane-localized voltage-gated L-type Ca2+ channel (CaV1.2). Discussed are the specific microscope parameters, fixation methods, photo-switching buffer formulation, and pitfalls and challenges of image processing.

This article outlines a protocol for the detection of one or more plasma and/or intracellular membrane proteins using Ground State Depletion (GSD) super-resolution microscopy in mammalian cells. Here, we discuss the benefits and considerations of using such approaches for the visualization and quantification of cellular proteins.

포유류 세포에 있는 바닥 상태 고갈 슈퍼 해상도 영상

Advances in fluorescent microscopy and cell biology are intimately correlated, with the enhanced ability to visualize cellular events often leading to ...

Application of High-speed Super-resolution SPEED Microscopy in Live Primary Cilium

The primary cilium is a microtubule-based protrusion on the surface of many eukaryotic cells and contains a unique complement of proteins that function critically in cell motility and signaling. Since cilia are incapable of synthesizing their own protein, nearly 200 unique ciliary proteins need to be trafficked between the cytosol and primary cilia. However, it is still a technical challenge to map three-dimensional (3D) locations of transport pathways for these proteins in live primary cilia due to the limitations of currently existing techniques. To conquer the challenge, recently we have developed and employed a high-speed virtual 3D super-resolution microscopy, termed single-point edge-excitation sub-diffraction (SPEED) microscopy, to determine the 3D spatial location of transport pathways for both cytosolic and membrane proteins in primary cilia of live cells. In this article, we will demonstrate the detailed setup of SPEED microscopy, the preparation of cells expressing fluorescence-protein-labeled ciliary proteins, the real-time single-molecule tracking of individual proteins in live cilium and the achievement of 3D spatial probability density maps of transport routes for ciliary proteins.

Recently we mapped the three-dimensional (3D) spatial locations of transport routes for various proteins translocating inside primary cilia in live cells. Here this paper details the experimental setup, the process of biological samples and the data analyses for the 3D super-resolution fluorescence imaging approach newly applied in live primary cilia.

The primary cilium is a microtubule-based protrusion on the surface of many eukaryotic cells and contains a unique complement of proteins that function ...

High-Accuracy Correction of 3D Chromatic Shifts in the Age of Super-Resolution Biological Imaging Using Chromagnon

Quantitative multicolor fluorescence microscopy relies on the careful spatial matching of color channels acquired at different wavelengths. Due to chromatic aberration and the imperfect alignment of cameras, images acquired in each channel may be shifted, and magnified, as well as rotated relative to each other in any of the three dimensions. With the classical calibration method, chromatic shifts are measured by multicolor beads attached to the surface of a coverslip, and a number of software are available to measure the chromatic shifts from such calibration samples. However, chromatic aberration can vary with depth, change with observation conditions and be induced by the biological sample itself, thus hindering determination of the true amount of chromatic shift in the sample of interest and across the volume. Correcting chromatic shifts at higher accuracy is particularly relevant for super-resolution microscopy where only slight chromatic shifts may affect quantitative analyses and alter the interpretation of multicolor images. We have developed an open-source software Chromagnon and accompanying methods to measure and correct 3D chromatic shifts in biological samples. Here we provide a detailed application protocol that includes special requirements for sample preparation, data acquisition, and software processing to measure chromatic shifts in biological samples of interest.

High-Accuracy Correction of 3D Chromatic Shifts in the Age of Super-Resolution Biological Imaging Using Chromagnon

Correction of chromatic shifts in three-dimensional (3D) multicolor fluorescence microscopy images is crucial for quantitative data analyses. This protocol is developed to measure and correct chromatic shifts in biological samples through acquisition of suitable reference images and processing with the open-source software, Chromagnon.

크로마뇽을 이용한 초분해능 생물학적 이미징 시대의 3D 색채 시프트의 고정밀 교정

Quantitative multicolor fluorescence microscopy relies on the careful spatial matching of color channels acquired at different wavelengths. Due to ...

Time-lapse Imaging of Bacterial Swarms and the Collective Stress Response

Swarming is a form of surface motility observed in many bacterial species including Pseudomonas aeruginosa and Escherichia coli. Here, dense populations of bacteria move over large distances in characteristic tendril-shaped communities over the course of hours. Swarming is sensitive to several factors including medium moisture, humidity, and nutrient content. In addition, the collective stress response, which is observed in P. aeruginosa that are stressed by antibiotics or bacteriophage (phage), repels swarms from approaching the area containing the stress. The methods described here address how to control the critical factors that affect swarming. We introduce a simple method to monitor swarming dynamics and the collective stress response with high temporal resolution using a flatbed document scanner, and describe how to compile and perform a quantitative analysis of swarms. This simple and cost-effective method provides precise and well-controlled quantification of swarming and may be extended to other types of plate-based growth assays and bacterial species.

We detail a simple method to produce high-resolution time-lapse movies of Pseudomonas aeruginosa swarms that respond to bacteriophage (phage) and antibiotic stress using a flatbed document scanner. This procedure is a fast and simple method for monitoring swarming dynamics and may be adapted to study the motility and growth of other bacterial species.

세균성 떼의 시간 경과 이미징 및 집단 스트레스 반응

Swarming is a form of surface motility observed in many bacterial species including Pseudomonas aeruginosa and Escherichia coli. Here, dense populations ...