이 작품은 MRC에서 교부금에 의해 지원되었다.

1. 교미하고 알을 수집 <ol><li> 여성과 남성 medaka 쉽게 항문과 등 지느러미 지느러미의 크기와 모양에 의해 구별 수 있습니다. 수컷의 항문 지느러미는 암컷의에 비해 크고 평행 사변형 모양입니다. 여성 항문 지느러미는 작고 삼각형 모양. 남성 지느러미 지느러미는 지난 두 광선 사이에 명확하게 보이는 깊은 노치 있습니다. </li><li> Medaka 매일 40 달걀을 쌓아 그들은 탱크에 식물에서 하차 제외됩니다 전에 medaka의 여자는 몇 시간 동안 부착 필라멘트에 의해 자신의 뱃속에서 클러스터된 계란을 수행합니다. </li><li> 여자는 그물에 잡힌 한 손으로 양쪽에서 부드럽게 안쪽 개최하실 수 있습니다. 달걀은 부드럽게 다른 손 검지로 배꼽에서 조롱 수 있습니다. 여성은 다음 탱크에 제공될 수 있습니다. 계란은 뭉툭한 포셉 또는 손가락으로 배아 미디어 가득한 6cm 페트리 접시로 전송해야합니다. </li><li> 그들이 작은 짝짓기 상자에 보관하는 경우 Medaka 쌍이 거의 싸움을하지 않습니다. 그들이 먹이와 계란이 몇 달 동안 매일 같은 쌍의에서 수집한 수 수 있도록 그러므로, 그들은 물의 흐름과 작은 탱크에 보관하실 수 있습니다. </li><li> 그것은 배란이 medaka 여성의 일상 발생 이후 여성의 물고기, 남성없이 보관하지 않아야하는 것이 중요합니다. 그렇지 않으면, 암컷이 알을를 제공하고 몸이 될 수 없습니다. </li></ol> 2. 청소 배아 <ol><li> 전송 9cm 페트리 접시의 뚜껑에 배치 사포로 유리 피펫 (p2000 그릿 크기, 방수)으로 달걀을 클러스터를 해제한. 초과 매체를 제거하지만 배아의 건조 방지하는 등 충분한 볼륨이 남아 있는지 확인합니다. </li><li> 부드럽게 최소한의 압력을 적용하여 chorion의 외부 표면 머리카락의 일부를 제거하는 주변 45-60초에 대한 모래 종이의 표면에 손가락 평행을 유지, 집게손가락을 사용하는 사포에 배아를 롤. 이주의가 서로 아래 배아를 분쇄의 위험을 최소화합니다 한번에 5-7 배아 이상 올리지 말아요. </li><li> 배아 매체의 신선한 요리로 청소 배아를 전송합니다. </li></ol> 3. microinjection 동안 배아를 개최 아가로 오스 플레이트 만들기 태아도 1.5 % 아가로 오스의 플렉시 글라스의 금형 (그림 1)로 만든 주사하는 동안 골짜기에서 개최됩니다. 아가로 오스의 농도는 정상적으로 배아를 개최하는 것이 중요합니다. <ol><li> 첫째, 아가로 오스의 프레임은 플렉시 글라스의 금형을 개최합니다. 9cm 페트리 접시에 0.5cm 깊이로 물에 1.5 % 아가로 오스를 붓고 그것이 완전히 굳은 때까지 기다리십시오. 금형의 크기보다 큰 단지 아가로 오스의 영역을 잘라 버릴거야. </li><li> 자른 영역을 기입도 거품이 갇혀없고 아가로 오스는 굳은 때까지 기다릴되도록 금형을 배치 1.5 % 아가로 오스 하거라. 이 아가로 오스 플레이트는 solidifaction 속도를 냉장고에 저장할 수 있습니다. </li><li> 계란을 가질 골짜기를 창조하는 곰팡이를 제거합니다. 필요한 ° C까지 4 금형, 표지 및 저장 젖어 정도로 배아 매체를 추가합니다. <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig1.jpg" alt="그림 1" /> 그림 1. microinjection을 위해 아가로 오스 플레이트의 골짜기를 준비하는 데 사용되는 사용자 정의 만든 금형의 도식. </li></ol> 4. medaka의 배아의 Microinjection medaka에서 DNA, RNA, morpholino의 oligonucleotides 및 추적 염료는 64 세포 단계의 배아가 아닌 zebrafish에서와 노른자로 1의 세포질에 chorion 통해 microinjected 수 있습니다. 세포질은 rhodamine - dextran이 기술을 개발하는 것이 좋습니다 같은 염료를 주사하여 연습, 작고 medaka에 덜 볼 수 있기 때문에. 추적으로 페놀 레드의 추가도 주사의 확인을 허용하도록합니다. medaka의 배아를 둘러싼 chorion 힘든이므로, 짧은, 강하고 넓은 주입 바늘은 (그림 2)이 필요합니다. 필라멘트 함유 유리 모세관에서 강력한 넓은 주사 바늘을 준비합니다. <ol><li> 추적으로 페놀 레드 주입 솔루션을 준비하고 Eppendorf microloader와 다시에서 바늘에 그것을로드합니다. 공기 펌프 주입기에 바늘을 연결합니다. </li><li> 계란은 한 세포 단계에서 삽입하는 배입니다 가능한 한 빨리 수집하고 클러스터를 해제한해야합니다. 더 많은 배아는 세포 분열을 중지 얼음 (아니 30 분 이상)에 그들을 저장하여 주입 수 있습니다. <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig2.jpg" alt="그림 2" /> 그림 2. medaka 및 zebrafish 바늘의 비교. MF 니들의 끝 (상단) 짧고 medaka의 배아를 둘러싼 어려운 chorion를 펑쳐링에 대한 강력한 따라서 넓은됩니다. </li><li> 아가로 오스 접시에 달걀을 전송하고 포셉와 골짜기에서 그들을 맞춥니다. 그냥 주사하기 전에 한 세포 세포질의 세포막이 일 치인 수 있도록 다섯 계란은 회전한다수직 전자 바늘. 한 세포의 세포질은 densest 기름 방울로 계란의 측면에 반대 작은 기름 방울의 찾아볼 수없는 영역에 대한보고 찾을 수 있습니다. 확인된 지역은 측면에서 보면 세포질를 확인하실 수 있습니다. </li><li> 바늘 가까이 계란을 넣으십시오. 부드럽게 chorion에 바늘의 팁을 만지거나 microforceps (그림 3)을 사용하여 바늘의 끝부분을 엽니다. 주입 물질의 소량이 밖으로 흐름을 볼 수 있습니다. </li><li> chorion의 바늘 내부의 팁을 곳으로 chorion 통해 찔린. 도 역류가 힘든 chorion (분사 압력 개최 압력과 500 700hPA 80 - 100hPA의 설정)을 통해 주사시 높은 압력으로 인해 발생하지 않도록하기 위해 상대적으로 높은 것으로 인젝터의 개최 압력을 조정합니다. </li><li> 급격히 그 막 파고하여 세포질에 바늘의 끝부분을 삽입합니다. 난황에 바늘의 팁을 삽입하지 마십시오. zebrafish 달리, 노른자에 주입 물질이 세포질로 전송되지 않습니다. 때 세포질의 경계가 흐려 반면 (그림 4) 노른자에 주입하면 주입 액체는 뚜렷한 경계가있다. 때때로 바늘은 아가로 오스 / 파편에 의해 차단 될 수 있습니다. 집게는 터치 / rebreak 바늘의 끝 부분과 막힌를 제거하는 데 사용할 수 있습니다. 바늘은 주사하는 동안 어느 시점 나면, 버블링은 배아 매체를 보여줄 것입니다 당신이 주입하는 물질이 손실됩니다. 주사는 아가로 오스 채널을 따라 아래로 위로부터하고 금형에 걸쳐 왼쪽에서 오른쪽으로 체계적으로 진행되어야합니다. </li><li> 주입 배아가 배아 매체를 포함하는 깨끗한 접시에 전송하고 적절한 온도에서 개발해야합니다. <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig3.jpg" alt="그림 3" /> 그림 3. 전에 주사로 바늘 끝 속보. 1 : 가까운 배아의 chorion에 바늘의 끝을 이동, 2 : chorion를 터치하고 팁을 깨고 부드럽게 뒤로하고 앞으로 바늘을 이동, 3 주입 물질의 작은 크기는 바늘의 끝이 밖으로 흐름이 파손을 확인하면 팁니다. </li></ol> 5. 대표 결과 <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig4.jpg" alt="그림 4" /> 그림 4. 주입 medaka의 배아 대표 이미지. 패널 A는 한 세포 단계의 배아 medaka의 세포질에 rhodamine - dextran의 정확한 주입의 대표 이미지를 보여줍니다. 패널 B는 한 세포 단계의 배아 medaka의 난황에 rhodamine - dextran의 잘못 주입의 대표 이미지를 보여줍니다. 패널 C와 D는 약 30시간 후 분사에서 A와 B 각각 패널에서 배아를 보여줍니다. EM : 배아, 앞쪽에는 C와 D와보기가 지느러미는 패널에서 위쪽으로있다. 염료가 잘못 난황에 주입되면서 패널 D에있는 배 (胚)의 시신이 붉은되지 않습니다. B와 D의 화살표는 rhodamine - dextran가 뚜렷한 원형 경계를 참고 난황에 잘못 주입 나타냅니다. 에서 점선은 A와 B는 한 세포의 세포질의 개요를 나타냅니다, 볼 측면입니다.

<ol>
	<li>Furutani-Seiki, M., Sasado, T., Morinaga, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+systematic+genome-wide+screen+for+mutations+affecting+organogenesis+in+Medaka,+Oryzias+latipes.">A systematic genome-wide screen for mutations affecting organogenesis in Medaka, Oryzias latipes.</a> Mech Dev. 121, 647-658 (2004).</li><li>Furutani-Seiki, M., Wittbrodt, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Medaka+and+zebrafish,+an+evolutionary+twin+study.">Medaka and zebrafish, an evolutionary twin study.</a> Mech. Dev. 121, 629-6237 (2004).</li></ol>

이 비디오에서는, 우리는 한 세포 단계의 배아로 medaka 셀 추적, mRNA, DNA 또는 방지 감지 oligonucleotide 주입하는 방법을 보여줍니다. 이 기술은 우리가 실시간으로 인 - 생체내 다양한 발달 과정을 공부하고있었습니다. 그것이 내실수이 과정과 이후의 상세한 분석은 크게 척추 organogenesis 및 기본 세포 생물학 우리의 이해를 향상시킬 가능성이있다. 이러한 지식에 대한 중요한, 그리고 재생 의학의 치료 응용 프로그램을 얻을 수 있습니다.

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		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>4" fine net</td>
<td>Tools</td>
<td>J &amp; K Aquatics Ltd.</td>
<td>MD001</td>
<td>Used to capture fish during egg harvesting.</td>
</tr>
<tr>
<td>Embryo medium</td>
<td>Reagent</td>
<td>Made in-house</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>200ml 50X stock solution, 1ml 1%methyleneblue in H2O/10 liter RO water (50X stock solution: NaCl 14.7g, KCl 0.6g, CaCl2 2H2O 2.4g, MgSO4 7H2O 4.0g/1 litre RO water.</td>
</tr>
<tr>
<td>Fine waterproof sandpaper - p2000 grit size </td>
<td>Tools</td>
<td>Hermes Abrasives Ltd.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Very fine grit size for rolling/cleaning embryos with chorions.</td>
</tr>
<tr>
<td>Borosilicate glass capillaries</td>
<td>Tool</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>GC100-10F</td>
<td>For making microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Micropipette puller</td>
<td>Equipment</td>
<td>Narishige scientific instrument lab</td>
<td>Model PP-830</td>
<td>For making microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Eppendorf microloader</td>
<td>Tool</td>
<td>Eppendorf</td>
<td>5242956.003</td>
<td>For loading microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Microinjector apparatus </td>
<td>Equipment</td>
<td>Eppendorf</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Model 5242.</td>
</tr>
<tr>
<td>Micromanipulator</td>
<td>Equipment</td>
<td>Narishige</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Model MN151.</td>
</tr>
<tr>
<td>Agarose injection plate</td>
<td>Tools</td>
<td>Made in-house</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>For holding embryos during injection.</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

microinjection of medaka embryos for use as a model genetic organism

이 비디오에서는, 우리는 한 세포 단계의 배아로 medaka microinjection의 기법을 보여줍니다. Medaka는 유전자와 embryological 모두 분석이 가능하고 게놈 차원의 표현형 기반 돌연변이 화면이 zebrafish 및 마우스에서와 같이 1, 실시되었다하는 척추 모델 생물 중 하나입니다 작은 달걀 - 누워있는 민물고기이다. medaka와 zebrafish 사이의 관련 유전자의 기능 중복의 발산 따라서 단일 종 2 medaka 및 zebrafish는 척추 게놈 기능의 유전자 해부에 대한 보완으로 식별할 아르 소설 phenotypes의 신분을 수 있습니다. 배아 투명하고 외부 개발 medaka 생선을 활용하려면, microinjection은 만들기위한 지나친 표현하고 두드리는 다운 관심의 유전자와 DNAs에 대한 상표 세포, mRNAs 또는 방지 감지 oligonucleotides에 대한 휴대 추적기를 삽입하는 필수적인 기술이다 형질 라인.

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Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism

Medaka 및 zebrafish는 척추 게놈 기능의 유전자 해부에 대한 보완하고 있습니다. 이 프로토콜은 medaka의 배아에 성공 microinjection, 실험실에서 medaka와 zebrafish를 사용하여 embryological 및 유전자 분석을위한 중요한 기술에 대한 핵심 포인트를 강조 표시합니다.

모델 생물체 유전자로 사용하기 위해 Medaka의 태아의 Microinjection

In this video, we demonstrate the technique of microinjection into one-cell stage medaka embryos. Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows ...

microinjection-of-medaka-embryos-for-use-as-a-model-genetic-organism

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

25.6K 조회수.  University of Bath. Medaka 및 zebrafish는 척추 게놈 기능의 유전자 해부에 대한 보완하고 있습니다. 이 프로토콜은 medaka의 배아에 성공 microinjection, 실험실에서 medaka와 zebrafish를 사용하여 embryological 및 유전자 분석을위한 중요한 기술에 대한 핵심 포인트를 강조 표시합니다.

비디오: Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism

Microinjection of A. aegypti Embryos to Obtain Transgenic Mosquitoes

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever.  The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever. The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

트렌스 제닉 모기를 구하는 A. aegypti의 태아의 Microinjection

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue ...

연구

생물학

Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo (New Culture)

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  the formation and patterning of brain, neural tube, somite and heart primordia. Applications of chick embryo culture include electroporation of DNA or RNA constructs in order to analyze gene function, grafts of growth factor coated beads such as FGFs and BMPs , as well as whole mount in situ hybridization and immunohistochemistry. This video demonstrates the different steps in chick embryo culture; First, the embryo is explanted in saline. Then, the embryo is centered on a glass ring. The membranes surrounding the embryo are lifted along the walls of the ring. The ring is then placed in a culture dish containing a pool of albumine. The culture dish is sealed and placed in a humid chamber, where the embryo is cultured for up to 24 hrs. Finally, the embryo is removed from the ring, fixed and processed for further applications. A troubleshooting guide is also presented.

Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo New Culture

This video demonstrates New culture, a method by which chick embryos are cultured outside the egg for up to 24 hr. This method enables one to study early development (primitive streak to 14 som.), a period corresponding to E7-9 in mouse. Applications of this technique include electroporation, in situ hybridization and immunohistochemistry.

조기 칙 태아 예 생체내 (새로운 문화)의 문화에 대한 방법

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ...

Double Whole Mount in situ Hybridization of Early Chick Embryos

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  gene expression in brain, neural tube, somite and heart primordia formation. This video demonstrates the different steps in 2-color whole mount in situ hybridization; First, the embryo is dissected from the egg and fixed in paraformaldehyde. Second, the embryo is processed for prehybridization. The embryo is then hybridized with two different probes, one coupled to DIG, and one coupled to FITC.  Following overnight hybridization, the embryo is incubated with DIG coupled antibody. Color reaction for DIG substrate is performed, and the region of interest appears blue. The embryo is then incubated with FITC coupled antibody. The embryo is processed for color reaction with FITC, and the region of interest appears red. Finally, the embryo is fixed and processed for phtograph and sectioning. A troubleshooting guide is also presented.

This video demonstrates 2-color whole mount in situ hybridization, a method by which the spatial and temporal expression pattern of 2 different genes can be visualized in young chick embryos. This method was originally introduced by David Wilkinson, Domingos Henrique, Phil Ingham and David Ish -Horowicz.

조기 칙 태아의 현장 하이브리드화에서 더블 전체 산

Method for Whole Mount Antibody Staining in Chick

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying antibody expression in developing brain, neural tube and somite. This video demonstrates the different steps in whole-mount antibody staining using HRP conjugated secondary antibodies; First, the embryo is dissected from the egg and fixed in paraformaldehyde. Second, endogenous peroxidase is inactivated; The embryo is then exposed to primary antibody. After several washes, the embryo is incubated with secondary antibody conjugated to HRP. Peroxidase activity is revealed using reaction with diaminobenzidine substrate. Finally, the embryo is fixed and processed for photography and sectioning. The advantage of this method over the use of fluorescent antibodies is that embryos can be processed for wax sectioning, thus enabling the study of antigen sites in cross section. This method was originally introduced by Jane Dodd and Tom Jessell 1.

This video demonstrates whole mount immunohistochemistry, a method by which the spatial and temporal expression pattern of an antigen can be visualized in young chick embryos. This method was originally introduced by Jane Dodd and Tom Jessell.

칙의 전체 마운트 항체 스테 이닝을위한 방법

Assay for Neural Induction in the Chick Embryo

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying the formation and initial patterning of the nervous system. This video demonstrates how to graft organizer tissue into a host, a method by which Hensen s node (the organizer in the chick embryo) is grafted to a host competent ectoderm. The organizer graft instructs overlying na ve tissue to adopt a neural fate via neural inducing signals. This mechanism is referred to as neural induction, and constitutes the initial step in the formation of brain and spinal cord in amniotes. This method is essentially used for the characterization of putative neural inducing molecules in chick. This video demonstrates the different steps in the assay for neural induction; First, the donnor embryo is explanted and pinned on a dish. Then, the host embryo is prepared for New culture. The graft is excised and transplanted to the host area pellucida margin. The host is cultured for 18-22 hrs. The assembly is fixed and processed for further applications (e.g. in situ hybridization). This method was originally devised by Waddington 1,2 and Gallera 3,4.

Neural induction is the first step in the formation of the brain. It is a mechanism by which Hensen's node (organizer), instructs adjacent tissue to adopt a neural fate, i.e. to give rise to the nervous system. This video demonstrates an assay for neural induction in chick embryo.

칙의 배아에서 신경 유도에 대한 분석

Use of Rotorod as a Method for the Qualitative Analysis of Walking in Rat

High speed videoanalysis of the details of movement can provide a source of information about qualitative aspects of walking movements. When walking on a rotorod, animals remain in approximately the same place making repetitive movements of stepping. Thus the task provides a rich source of information on the details of foot stepping movements. Subjects were hemi-Parkinson analogue rats, produced by injection of 6-hydroxydopamine (6-OHDA) into the right nigrostriatal bundle to deplete nigrostriatal dopamine (DA). The present report provides a video analysis illustration of animals previously were filmed from frontal, lateral, and posterior views as they walked (15). Rating scales and frame-by-frame replay of the video records of stepping behavior indicated that the hemi-Parkinson rats were chronically impaired in posture and limb use contralateral to the DA-depletion. The contralateral limbs participated less in initiating and sustaining propulsion than the ipsilateral limbs. These deficits secondary to unilateral DA-depletion show that the rotorod provides a use task for the analysis of stepping movements.

The rotorod test is used to assess motor status in the walking movement of hemi-Parkinson analogue rats.

쥐에서 도보의 질적 분석 방법으로 Rotorod의 사용

High speed videoanalysis of the details of movement can provide a source of information about qualitative aspects of walking movements. When walking on a ...

Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic oligonucleotides with antisense complementarity to target RNAs, can be added to the embryo to reduce the expression of a particular gene product.  Conversely, processed mRNA can be added to the embryo to increase levels of a gene product.  The vehicle for adding either mRNA or morpholino to an embryo is microinjection.  Microinjection is efficient and rapid, allowing for the injection of hundreds of embryos per hour.  This video shows all the steps involved in microinjection.  Briefly, eggs are collected immediately after being laid and lined up against a microscope slide in a Petri dish.  Next, a fine-tipped needle loaded with injection material is connected to a microinjector and an air source, and the microinjector controls are adjusted to produce a desirable injection volume.  Finally, the needle is plunged into the embryo's yolk and the morpholino or mRNA is expelled.

This video shows how morpholino or mRNA can be injected into zebrafish embryos at the one-cell stage to decrease or increase the level of specific gene products during subsequent development.

유전자 기능을 분석 Zebrafish 배아들 중 Microinjection

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic ...

Genetic Studies of Human DNA Repair Proteins Using Yeast as a Model System 

Understanding the roles of human DNA repair proteins in genetic pathways is a formidable challenge to many researchers. Genetic studies in mammalian systems have been limited due to the lack of readily available tools including defined mutant genetic cell lines, regulatory expression systems, and appropriate selectable markers. To circumvent these difficulties, model genetic systems in lower eukaryotes have become an attractive choice for the study of functionally conserved DNA repair proteins and pathways. We have developed a model yeast system to study the poorly defined genetic functions of the Werner syndrome helicase-nuclease (WRN) in nucleic acid metabolism. Cellular phenotypes associated with defined genetic mutant backgrounds can be investigated to clarify the cellular and molecular functions of WRN through its catalytic activities and protein interactions. The human WRN gene and associated variants, cloned into DNA plasmids for expression in yeast, can be placed under the control of a regulatory plasmid element. The expression construct can then be transformed into the appropriate yeast mutant background, and genetic function assayed by a variety of methodologies. Using this approach, we determined that WRN, like its related RecQ family members BLM and Sgs1, operates in a Top3-dependent pathway that is likely to be important for genomic stability. This is described in our recent publication [1] at <a href="http://www.impactaging.com">www.impactaging.com</a>. Detailed methods of specific assays for genetic complementation studies in yeast are provided in this paper.

Genetic Studies of Human DNA Repair Proteins Using Yeast as a Model System

Genetic studies in yeast can be employed to investigate the molecular and cellular functions of human genes in cellular DNA metabolism. Methods are described for the genetic characterization of the human WRN gene product defective in the premature aging disorder Werner syndrome in functionally conserved pathways using yeast as a tractable model system.

인간의 DNA 수리 단백질의 유전자 연구는 모델 시스템으로 효모를 사용하여

Understanding the roles of human DNA repair proteins in genetic pathways is a formidable challenge to many researchers.  Genetic studies in mammalian ...

Dechorionation of Medaka Embryos and Cell Transplantation for the Generation of Chimeras

Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows both genetic and embryological analyses and is one of the three vertebrate model organisms in which genome-wide phenotype-driven mutant screens were carried out 1. Divergence of functional overlap of related genes between medaka and zebrafish allows identification of novel phenotypes that are unidentifiable in a single species 2, thus medaka and zebrafish are complementary for genetic dissection of the vertebrate genome functions. Manipulation of medaka embryos, such as dechorionation, mounting embryos for imaging and cell transplantation, are key procedures to work on both medaka and zebrafish in a laboratory. Cell transplantation examines cell autonomy of medaka mutations. Chimeras are generated by transplanting labeled cells from donor embryos into unlabeled recipient embryos. Donor cells can be transplanted to specific areas of the recipient embryos based on the fate maps 3 so that clones from transplanted cells can be integrated in the tissue of interest during development. Due to the hard chorion and soft embryos, manipulation of medaka embryos is more involved than in zebrafish. In this video, we show detailed procedures to manipulate medaka embryos.

Due to the hard chorion and soft embryos, manipulation of medaka embryos is more involved than in zebrafish. This video shows step-by-step procedures for how to manipulate medaka embryos, including dechorionation, mounting in agarose for imaging and cell transplantation for the production of chimeras. These procedures are essential to use medaka and zebrafish in a laboratory to take full advantage of their complementary features for the genetic dissection of vertebrate genome functions.

Chimeras의 생성에 대한 Medaka의 태아 및 세포 이식의 Dechorionation

Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows both genetic and embryological analyses and is one of the three vertebrate model organisms in ...

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages as well as by the availability of genetic mutants and transgenic strains expressing a myriad of fusion proteins1-4. In addition, dynamic processes such as cell division can be viewed using fluorescently labeled reporter proteins. The study of mitosis can be facilitated through the use of time-lapse experiments in various systems including intact organisms; thus the early C. elegans embryo is well suited for this study. Presented here is a technique by which in vivo imaging of sub-cellular structures in response to anoxic (99.999% N2; &lt;2 ppm O2) stress is possible using a simple gas flow through setup on a high-powered microscope. A microincubation chamber is used in conjunction with nitrogen gas flow through and a spinning disc confocal microscope to create a controlled environment in which animals can be imaged in vivo. Using GFP-tagged gamma tubulin and histone, the dynamics and arrest of cell division can be monitored before, during and after exposure to an oxygen-deprived environment. The results of this technique are high resolution, detailed videos and images of cellular structures within blastomeres of embryos exposed to oxygen deprivation.

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Described here is an in vivo technique to image sub-cellular structures in animals exposed to anoxia using a gas flow through microincubation chamber in conjunction with a spinning disc confocal microscope. This method is straightforward and flexible enough to suit a variety of experimental parameters and model systems.

에 산소 결핍 유도 일시 중지 된 애니메이션을 시각화하기 위해 시간 경과에 현미경을 사용<em&gt; C. elegans</em&gt; 태아

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages ...