我々は、有用な議論をカタリーナCoskerとステファニーCourchesneに感謝します。

試薬の調製<ol><li> コラーゲンコーティング ：オーブンでコラーゲンコートp35の組織培養プレートと場所37℃で分周器を給脂する前に2日間C。コラーゲンの最終濃度は0.001 N塩酸で希釈した0.71 mg / mlのになっているはず。その後、プレート当たり混合物を1 mlを加える。 </li><li> グリースローダー ：グリースローダーを埋めるために、60mlの注射器が最初にコーニングの真空グリースを封入する必要があります。グリースローダーを埋めるために注射器を使用して、45分間オートクレーブしてホイルに包んでと。 </li><li> テフロン仕切り ：分周器をそれぞれの実験後に再使用することができますが、最初の適切に洗浄する必要があります。プレートから分周器を取り外す、2日間硫酸の残りのグリースと場所のすべてをふき取ってください。酸から削除した後、水3X、20分間沸騰とリンス、、20分間ガラスP100ペトリ皿とオートクレーブ内の場所を乾燥することができます。 </li><li> N2 -メチルセルロース ：メチルセルロースの1.5グラムを秤量し、500ミリリットル瓶に入れます。攪拌棒を追加し、乾燥した上で20分間オ​​ートクレーブ（この時点から、すべての作業は無菌でなければならない）。次に、無血清培地（N 2）、500 MLSを追加し、それが溶けるまで寒い部屋でかき混ぜる。 -20℃で50mLのconicalsと凍結に分注し-20℃で作業用ストック、1mLのチューブに50 mLのconicalsの一分注して凍結するための</li><li> DRGメディア ：DMEM、5％熱不活化ウマ血清、及び1％ペニシリンストレプトマイシン。 </li><li> 100ng/mlのDRGNメディア：両方の神経成長因子（NGF）及び脳由来神経栄養因子（BDNF）の株式の濃度は1mg/mLです。 DRGのメディアへのニューロトロフィン1:10,000のそれぞれを希釈する。培養物はNGF単独で成長させることができる、これは文化の中で生き残るニューロンの補数を変更します。 注 ：必要なときは、（シトシンアラビノシド）AraCの濃度が1uMと0.3uMの最終濃度で使用されている。これは、シュワン細胞や他のグリア細胞の成長を抑制します。 </li><li> 10ng/mL DRGNメディア ：DRGのメディアで100ng/mlのDRGNメディア（1:10）希釈。 <img src="/files/ftp_upload/old/951_2008_10_27_6/951_Figure-01.png" alt="図1" width="392" height="294" /> セットアップに必要な図1。ツール </li></ol>コンパートメントチャンバーのセットアップ（解剖前に1〜2日、このプロセスを開始する） <ol><li>外側への動きとコラーゲンコーティングしたp35の皿の中央にスクラッチを行う。 </li><li>スクラッチの真ん中でN2 -メチルセルロースの30ul場所。分周器が油を塗ったされるまで、脇に料理を設定します。 </li><li>グリースのローダに23ゲージルアースタブアダプタを取り付けます。グリップテフロンの90 °の角度止血のペアで分周器とは、顕微鏡下で上向きに分周器とそれを寝かせて。グリースは、それぞれの時間は、アダプタが新しい出発点に置かれているグリースの連続的なラインが存在するようにアダプタが前のステップからグリースに挿入されていることを確認すると分周器をトレース（図を参照）。グリスが全体の分周器に適用されるとN2 -メチルセルロースは、中央の区画を超えているので、上下逆さまに準備したp35の料理のいずれかをオンにして置きます。ピンセットで皿の底を下に押してください。四隅（&quot;X&quot;によって図に示されている左上、右下、右上、左下、）で分周器の内側に押してください。 <img src="/files/ftp_upload/old/951_2008_10_9_2/951_Figure-02.png" alt="図2" width="171" height="183" /> 図2：分周器を給脂する手順 注 ：これは、グリースが料理と完全なシールを作るが、過剰な圧力が付加されている場合、軸索は側の区画にまたがることがないようにしっかりと十分に押すことが重要です。 、止血を拾うそれを裏返して分周器をアンクランプ。最後に、しっかりと中間のコンパートメントの底部に焦点を当てて顕微鏡下に取り付けられた分圧器を使って皿を置く。グリースのローダーで、細胞が中央コンパートメント内に配置されると、彼らが漏れないことができるように小さな障壁（0.25 cm）を行う。 </li><li>複数の文化、サイド区画のそれぞれの場所のDRGのメディアと細胞が維持されるのインキュベーター内で場所を設定した後。文化は数時間放置し、漏れをチェックすることができます。メディアが真ん中のコンパートメントに流出している場合には、文化は使用不能です。 注 ：いくつかが漏れになるので最初にこのテクニックを学ぶとき、それは、実験に必要な数よりも多くの文化を設定することが重要です。 <img src="/files/ftp_upload/old/951_2008_10_9_3/951_Figure-03.png" alt="図3" width="254" height="191" /> 図3：&quot;グッドVS漏れ&quot;文化 </li></ol>コンパートメントの文化の維持DRGニューロン<ol><li> 1日目 ：100ng/mlのDRGNメディア+ AraCのある側のコンパートメントにDRGメディアを交換してください。解剖を行い、中央の区画（100,000セル）にセルを追加。 </li><li> 2日目 ：メディアセンターのコンパートメントを持つグリースの障壁と交換流体を介して流れるまで、テフロンの分周器の外側に10ng/mLメディア+ AraCのを追加。 </li><li> 3日目 ：10ng/mL DRGNはAraCのを省略してAraCのとサラウンドを省略100ng/mlのDRGNする側のコンパートメントでメディアを交換してください。 </li><li> 6日目 ：1ng/mL + AraCのとDRGメディア+ AraCのあるサラウンドにサイドコンパートメント内のメディアを交換してください。 </li><li> 9日目 ：実験のために使用して下さい。 <img src="/files/ftp_upload/old/951_2008_10_9_5/951_Figure-04.png" alt="図4" width="267" height="148" /> 図4：細胞体と軸索遠位のIHC画像 注：メディアを変更する場合、それは各サイド区画の上部から液体を吸引することが重要です。また、唯一のサラウンドから、中間のコンパートメント自体からメディアを変更していない、そして中央にグリスの障壁を越えて、流れてみましょうね。 </li></ol>

<ol>
	<li>Campenot, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Independent+Control+of+the+Local+Environment+of+Somas+and+Neurites.">Independent Control of the Local Environment of Somas and Neurites.</a> Methods in Enzymology. 58, 302-307 (1979).</li><li>Watson, F. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurotrophins+use+the+Erk5+pathway+to+mediate+a+retrograde+survival+response.">Neurotrophins use the Erk5 pathway to mediate a retrograde survival response.</a> Nature Neuroscience. 4, 981-988 (2001).</li><li>Heerssen, H. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynein+motors+transport+activated+Trks+to+promote+survival+of+target-dependent+neurons.">Dynein motors transport activated Trks to promote survival of target-dependent neurons.</a> Nature Neuroscience. 7, 596-603 (2004).</li><li>Taylor, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microfluidic+culture+platform+for+CNS+axonal+injury,+regeneration+and+transport.">A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport.</a> Nature Methods. 2, 599-605 (2006).</li><li>Park, J. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+culture+platform+for+neuroscience+research.">Microfluidic culture platform for neuroscience research.</a> Nat Protoc. 4, 2128-2136 (2006).</li><li>Ure, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retrograde+transport+and+steady-state+distribution+of+125I-nerve+growth+factor+in+rat+sympathetic+neurons+in+compartmented+cultures.">Retrograde transport and steady-state distribution of 125I-nerve growth factor in rat sympathetic neurons in compartmented cultures.</a> J Neuroscience. 4, 1282-1290 (1997).</li></ol>

このビデオでは、我々は培養DRGニューロンにおける使用のためにコンパートメント室を準備し、維持する方法を示している。正しく行えば、このシステムは、ニューロトロフィンは、長い軸索を介して通知されるメカニズムを研究するために、軸索から細胞体を分離することができます。コンパートメントの間に流体分離があるので、それは他のコンパートメントが影響を受けることなく、一区画の選択的な刺激や治療が可能になります。コンパートメントチャンバー培養は上頚神経節から交感神経ニューロン、網膜神経節ニューロン、および皮質ニューロンを含む他の細胞型をサポートできます。ニューロトロフィンのシグナル伝達の空間的な理解は、神経変性疾患の治療に新たな洞察を提供することがあります。アルツハイマー病、ハンチントン病や運動ニューロン病を含むいくつかの神経変性疾患は、軸索輸送の欠陥に関連付けられています。最近の研究では、マイクロ流体チャンバーの代わりにこれらのコンパートメントチャンバーを使用している。 4,5マイクロ流体チャンバーは、画像解析のためのいくつかの利点があります。 先行研究では、軸索と細胞体のコンパートメント1,3,6の間の拡散を防ぐために、これらの培養物の能力をテストしている。これは簡単にだけ一区画にトリパンブルーなどの色素の低濃度を加えることによってテストされ、染料の拡散を探すことができます。 24時間以内可視ほとんど、またはまったく拡散があるはずです。

<table><tbody><tr><td>collagen</td><td>Reagent</td><td>BD Biosciences</td><td>354249</td><td></td></tr><tr><td>N2-methylcellulose 400CPS</td><td>Reagent</td><td>Sel-Win Chemicals</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Teflon divider</td><td>Other</td><td>Tyler Research</td><td>CAMP10</td><td>many other types of dividers are available</td></tr><tr><td>Pin rake</td><td>Tool</td><td>Tyler Research</td><td>Camp-PR</td><td></td></tr><tr><td>Grease loader</td><td>Tool</td><td>Tyler Research</td><td>Camp-GLSS</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Reagent</td><td>Fisher Scientific</td><td>MT10017CV</td><td></td></tr><tr><td>NGF</td><td>Reagent</td><td>PeproTech Inc</td><td>450-01</td><td></td></tr><tr><td>BDNF</td><td>Reagent</td><td>PeproTech Inc</td><td>450-02</td><td></td></tr><tr><td>High vacuum grease</td><td>Reagent</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-635-5D</td><td></td></tr><tr><td>AraC</td><td>Reagent</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C-1768</td><td></td></tr><tr><td>23 gauge luer stub adapter</td><td>Tool</td><td>Fisher Scientific</td><td>427565</td><td></td></tr><tr><td>90&amp;#x00B0; angle hemostats</td><td>Tool</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-7035</td><td></td></tr></tbody></table>

preparation and maintenance of dorsal root ganglia neurons in compartmented cultures

ニューロンは、遠くのターゲット由来の成長因子がニューロンの生存と機能に必要な標的組織を、支配するために細胞体から削除されている軸索のプロセスを拡張します。ニューロトロフィンは、特に感覚神経の神経支配の生存と分化を維持することが義務付けられていますが、これらの標的由来神経栄養因子は神経支配ニューロンの細胞体への通信方法の質問は、30年以上にわたり活発な研究分野となっている。ニューロトロフィンのシグナルが細胞体に到達する方法の最も一般的に受け入れられているモデルは、シグナルが軸索に沿って逆行性にこの信号を運ぶエンドソームことを提案している。逆行性輸送を研究するために、培養系は、もともと細胞体がそれらの軸索から隔離されているロバートCampenot、によって考案されました。培養感覚ニューロンの反復するターゲット由来神経栄養因子のin vivoで、次のリリースで発生するニューロンの端末の選択刺激のためにこれらのコンパートメントチャンバーの準備のテクニック。長距離微小管依存性の逆行輸送を必要とする逆行性シグナル伝達事象は、神経変性疾患の治療のために重要な意味を持っている。

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Preparation and Maintenance of Dorsal Root Ganglia Neurons in Compartmented Cultures

ここでは、後根神経節の培養感覚ニューロンについてはコンパートメント室を準備し、維持するテクニックについて説明します。

コンパートメント文化の後根神経節ニューロンの準備とメンテナンス

Neurons extend axonal processes that are far removed from the cell body to innervate target tissues, where target-derived growth factors are required for ...

preparation-maintenance-dorsal-root-ganglia-neurons-compartmented

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

22.3K ビュー.  Dana Farber Cancer Institute. ここでは、後根神経節の培養感覚ニューロンについてはコンパートメント室を準備し、維持するテクニックについて説明します。

ビデオ: Preparation and Maintenance of Dorsal Root Ganglia Neurons in Compartmented Cultures

Real-Time Monitoring of Human Glioma Cell Migration on Dorsal Root Ganglion Axon-Oligodendrocyte Co-Cultures

Glioblastoma is one of the most aggressive human cancers due to extensive cellular heterogeneity and the migration properties of hGCs. In order to better understand the molecular mechanisms underlying glioma cell migration, an ability to study the interaction between hGCs and axons within the tumor microenvironment is essential. In order to model this cellular interaction, we developed a mixed culture system consisting of hGCs and dorsal root ganglia (DRG) axon-oligodendrocyte co-cultures. DRG cultures were selected because they can be isolated efficiently and can form the long, extensive projections which are ideal for migration studies of this nature. Purified rat oligodendrocytes were then added on purified rat DRG axons and induced to myelinate. After confirming the formation of compact myelin, hGCs were finally added to the co-culture and their interactions with DRG axons and oligodendrocytes was monitored in real-time using time-lapse microscopy. Under these conditions, hGCs form tumor-like aggregate structures that express GFAP and Ki67, migrate along both myelinated and non-myelinated axonal tracks and interact with these axons through the formation of pseudopodia. Our ex vivo co-culture system can be used to identify novel cellular and molecular mechanisms of hGC migration and could potentially be used for in vitro drug efficacy testing.

Here we present an ex-vivo mixed monolayer culture system for the study of human glioma cell (hGC) migration in real-time. This model provides the ability to observe interactions between hGCs and both myelinated and non-myelinated axons within a compartmentalized chamber.

後根神経節軸軸索-オリゴデンドロサイト共培養におけるヒトグリオーマ細胞移動のリアルタイムモニタリング

Glioblastoma is one of the most aggressive human cancers due to extensive cellular heterogeneity and the migration properties of hGCs. In order to better ...

がん研究

Genetic Study of Axon Regeneration with Cultured Adult Dorsal Root Ganglion Neurons

It is well known that mature neurons in the central nervous system (CNS) cannot regenerate their axons after injuries due to diminished intrinsic ability to support axon growth and a hostile environment in the mature CNS1,2. In contrast, mature neurons in the peripheral nervous system (PNS) regenerate readily after injuries3. Adult dorsal root ganglion (DRG) neurons are well known to regenerate robustly after peripheral nerve injuries. Each DRG neuron grows one axon from the cell soma, which branches into two axonal branches: a peripheral branch innervating peripheral targets and a central branch extending into the spinal cord. Injury of the DRG peripheral axons results in substantial axon regeneration, whereas central axons in the spinal cord regenerate poorly after the injury. However, if the peripheral axonal injury occurs prior to the spinal cord injury (a process called the conditioning lesion), regeneration of central axons is greatly improved4. Moreover, the central axons of DRG neurons share the same hostile environment as descending corticospinal axons in the spinal cord. Together, it is hypothesized that the molecular mechanisms controlling axon regeneration of adult DRG neurons can be harnessed to enhance CNS axon regeneration. As a result, adult DRG neurons are now widely used as a model system to study regenerative axon growth5-7.
Here we describe a method of adult DRG neuron culture that can be used for genetic study of axon regeneration in vitro. In this model adult DRG neurons are genetically manipulated via electroporation-mediated gene transfection6,8. By transfecting neurons with DNA plasmid or si/shRNA, this approach enables both gain- and loss-of-function experiments to investigate the role of any gene-of-interest in axon growth from adult DRG neurons. When neurons are transfected with si/shRNA, the targeted endogenous protein is usually depleted after 3-4 days in culture, during which time robust axon growth has already occurred, making the loss-of-function studies less effective. To solve this problem, the method described here includes a re-suspension and re-plating step after transfection, which allows axons to re-grow from neurons in the absence of the targeted protein. Finally, we provide an example of using this in vitro model to study the role of an axon regeneration-associated gene, c-Jun, in mediating axon growth from adult DRG neurons9.

An in vitro model for genetic study of axon regeneration using cultured adult mouse dorsal root ganglion neurons is described. The method includes a re-suspension/re-plating step to allow axon re-growth from neurons undergoing genetic manipulation. This approach is especially useful for loss-of-function studies of axon regeneration using RNAi-based protein knockdown.

培養大人の背根神経節ニューロンの軸索再生の遺伝学的研究

It is well known that mature neurons in the central nervous system (CNS) cannot regenerate their axons after injuries due to diminished intrinsic ability ...

神経科学

An Approach to Enhance Alignment and Myelination of Dorsal Root Ganglion Neurons

Axon regeneration is a chaotic process due largely to unorganized axon alignment. Therefore, in order for a sufficient number of regenerated axons to bridge the lesion site, properly organized axonal alignment is required. Since demyelination after nerve injury strongly impairs the conductive capacity of surviving axons, remyelination is critical for successful functioning of regenerated nerves. Previously, we demonstrated that mesenchymal stem cells (MSCs) aligned on a pre-stretch induced anisotropic surface because the cells can sense a larger effective stiffness in the stretched direction than in the perpendicular direction. We also showed that an anisotropic surface arising from a mechanical pre-stretched surface similarly affects alignment, as well as growth and myelination of axons. Here, we provide a detailed protocol for preparing a pre-stretched anisotropic surface, the isolation and culture of dorsal root ganglion (DRG) neurons on a pre-stretched surface, and show the myelination behavior of a co-culture of DRG neurons with Schwann cells (SCs) on a pre-stretched surface.

This protocol describes the isolation of dorsal root ganglion (DRG) neurons isolated from rats and the culture of DRG neurons on a static pre-stretched cell culture system to enhance axon alignment, with subsequent co-culture of Schwann Cells (SCs) to promote myelination.

後根神経節ニューロンのアライメントや髄鞘形成を強化するためのアプローチ

Axon regeneration is a chaotic process due largely to unorganized axon alignment. Therefore, in order for a sufficient number of regenerated axons to ...

Dorsal Root Ganglia Isolation and Primary Culture to Study Neurotransmitter Release

Dorsal root ganglia (DRG) contain cell bodies of sensory neurons. This type of neuron is pseudo-unipolar, with two axons that innervate peripheral tissues, such as skin, muscle and visceral organs, as well as the spinal dorsal horn of the central nervous system. Sensory neurons transmit somatic sensation, including touch, pain, thermal, and proprioceptive sensations. Therefore, DRG primary cultures are widely used to study the cellular mechanisms of nociception, physiological functions of sensory neurons, and neural development. The cultured neurons can be applied in studies involving electrophysiology, signal transduction, neurotransmitter release, or calcium imaging. With DRG primary cultures, scientists may culture dissociated DRG neurons to monitor biochemical changes in single or multiple cells, overcoming many of the limitations associated with in vivo experiments. Compared to commercially available DRG-hybridoma cell lines or immortalized DRG neuronal cell lines, the composition and properties of the primary cells are much more similar to sensory neurons in tissue. However, due to the limited number of cultured DRG primary cells that can be isolated from a single animal, it is difficult to perform high-throughput screens for drug targeting studies. In the current article, procedures for DRG collection and culture are described. In addition, we demonstrate the treatment of cultured DRG cells with an agonist of neuropeptide FF receptor type 2 (NPFFR2) to induce the release of peptide neurotransmitters (calcitonin gene-related peptide (CRGP) and substance P (SP)).

Dorsal root ganglia (DRG) primary cultures are frequently used to study physiological functions or pathology-related events in sensory neurons. Here, we demonstrate the use of lumbar DRG cultures to detect the release of neurotransmitters after neuropeptide FF receptor type 2 stimulation with a selective agonist.

伝達物質の放出を勉強する後根神経節細胞の分離と培養

Dorsal root ganglia (DRG) contain cell bodies of sensory neurons. This type of neuron is pseudo-unipolar, with two axons that innervate peripheral ...

DRG培養における神経過敏症の研究のための高度なIn Vitroモデル

Harvesting, Embedding, and Culturing Dorsal Root Ganglia in Multi-compartment Devices to Study Peripheral Neuronal Features

The most common peripheral neuronal feature of pain is a lowered stimulation threshold or hypersensitivity of terminal nerves from the dorsal root ganglia (DRG). One proposed cause of this hypersensitivity is associated with the interaction between immune cells in the peripheral tissue and neurons. In vitro models have provided foundational knowledge in understanding how these mechanisms result in nociceptor hypersensitivity. However, in vitro models face the challenge of translating efficacy to humans. To address this challenge, a physiologically and anatomically relevant in vitro model has been developed for the culture of intact dorsal root ganglia (DRGs) in three isolated compartments in a 48-well plate. Primary DRGs are harvested from adult Sprague Dawley rats after humane euthanasia. Excess nerve roots are trimmed, and the DRG is cut into appropriate sizes for culture. DRGs are then grown in natural hydrogels, enabling robust growth in all compartments. This multi-compartment system offers anatomically relevant isolation of the DRG cell bodies from neurites, physiologically relevant cell types, and mechanical properties to study the interactions between neural and immune cells. Thus, this culture platform provides a valuable tool for investigating treatment isolation strategies, ultimately leading to an improved screening approach for predicting pain.

著者スポットライト:慢性疼痛治療の有効性を高めるためのInvitroおよびInvivoモデル(英語)

This protocol provides a technique to harvest and culture explanted dorsal root ganglion (DRG) from adult Sprague Dawley rats in a multi-compartment (MC) device.

末梢神経細胞の特徴を研究するためのマルチコンパートメントデバイスにおける後根神経節の採取、埋め込み、および培養

The most common peripheral neuronal feature of pain is a lowered stimulation threshold or hypersensitivity of terminal nerves from the dorsal root ganglia ...

生物工学

Co-Culture of Schwann Cells with DRG Neurons on a Pre-Stretched Membrane

Source: Liu, C., et al. <a href="https://app-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/54085">An Approach to Enhance Alignment and Myelination of Dorsal Root Ganglion Neurons.</a> J. Vis. Exp. (2016).
The video demonstrates the co-culturing of dorsal root ganglion (DRG) neurons with Schwann cells. DRG neurons are first grown on a pre-stretched membrane for aligned axon growth. Schwann cells are then introduced, which attach to the axons, insulating them and promoting neural cell survival and function.

プレストレッチメンブレン上でのシュワン細胞とDRGニューロンの共培養

1. Culture of dorsal root ganglion (DRG) on Pre-stretched Surface

	Preparation of Pre-stretched Anisotropic Surface
	
		Mix a 10:1 solution of base and ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

神経細胞培養技術

共培養と相互作用の研究

Co-culturing of a Dorsal Root Ganglion Explant with Schwann Cells for Neuron Myelination

Source: Blusch, A. et al., <a href="https://app-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/64768">In Vitro Myelination of Peripheral Axons in a Coculture of Rat Dorsal Root Ganglion Explants and Schwann Cells.</a> J. Vis. Exp. (2023)
This video demonstrates the coculturing model of a dorsal root ganglion explant and Schwann cells. In coculture conditions, ascorbic acid promotes the differentiation of Schwann cells into myelinating forms. Myelinating Schwann cells wrap the axons multiple times to create a myelin sheath, which is essential for nerve function.

ニューロン髄鞘形成のための背根神経節外植片とシュワン細胞の共培養

All procedures involving animal samples have been reviewed and approved by the appropriate animal ethical review committee. 
1. Schwann cell culture

	...

A Technique for Harvesting and Dissociating Dorsal Root Ganglia for Neuronal Cultures

Source: de Luca, A. C., et al., <a href="https://app-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/52543">Dorsal Root Ganglia Neurons and Differentiated Adipose-derived Stem Cells: An In Vitro Co-culture Model to Study Peripheral Nerve Regeneration.</a> J. Vis. Exp. (2015).
This video demonstrates a method for harvesting neurons from the dorsal root ganglia (DRG). DRG from a rat&#39;s spinal column is isolated, treated with enzymes, and then mechanically dissociated to obtain a single-cell suspension. The neurons are separated from glial cells using density gradient centrifugation and cultured in a growth medium.

神経細胞培養のための背根神経節の採取と解離の技術

All procedures involving sample collection have been performed in accordance with the institute&#39;s IRB guidelines.
1. Experimental Set-up

	Prior to ...

コンパートメント文化の後根神経節ニューロンの準備とメンテナンス

要約

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後根神経節軸軸索-オリゴデンドロサイト共培養におけるヒトグリオーマ細胞移動のリアルタイムモニタリング

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末梢神経細胞の特徴を研究するためのマルチコンパートメントデバイスにおける後根神経節の採取、埋め込み、および培養

末梢神経細胞の特徴を研究するためのマルチコンパートメントデバイスにおける後根神経節の採取、埋め込み、および培養

末梢神経細胞の特徴を研究するためのマルチコンパートメントデバイスにおける後根神経節の採取、埋め込み、および培養

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