Name: whole-mount immunofluorescence staining, confocal imaging and 3d reconstruction of the sinoatrial and atrioventricular node in the mouse
Uploaded: 2020-12-22T15:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 16 s
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この研究は、中国奨学金評議会(CSC、R.Xia)、ドイツ心臓血管研究センター(DZHK、81X2600255からS.クラウス、81Z0600206からS.カエブ)、コロナ財団(S199/10079/2019からS.クラウス)、SFB 914(プロジェクトZ01から石川-アンカーホールドとS.マスバーグ、プロジェクトA10からC.シュルツ)、心血管疾患に関するERA-NET(ERA-CVD、01KL1910からS.クラウス)、ハインリッヒアンドロッテミュールフェンツル財団(S.クラウス)によってサポートされました。資金提供者は原稿の準備に何の役割も果たしていませんでした。

動物の世話とすべての実験手順は、ミュンヘン大学の動物管理および倫理委員会のガイドラインに従って実施され、マウスで行われたすべての手順は、ドイツのミュンヘンのバイエルン州政府によって承認されました(ROB-55.2-2532.Vet_02-16-106、ROB-55.2-2532.Vet_02-19-86)。C57BL6/Jマウスはジャクソン研究所から購入した。
注: 図1 は、実験に必要な機器を示しています。 図2 は、肉眼的心臓解剖学的構造の図を示す。 図3 は、成体マウスの心臓におけるSANとAVNの位置を示しています。 図4 は、共焦点顕微鏡にロードされた準備されたサンプルを示しています。
1. 事前準備
<ol><li>10 mLの16%ホルムアルデヒド溶液を30 mLのPBSで希釈することにより、4%ホルムアルデヒド溶液(4%PFA)を調製します。</li>
	<li>15gおよび30gのショ糖粉末をそれぞれ100mLのPBSに溶解することにより、15%スクロース溶液および30%スクロース溶液を調製する。ショ糖粉末が完全に溶解した後、4°Cで保存する前に0.2μmシリンジフィルターを使用して溶液をろ過します。</li>
	<li>3%〜4%のアガロースゲルを準備し、3 gまたは4 gのアガロース粉末と100 mLの1x TAE(50x TAEストック溶液から希釈)をビーカーに加えます。ビーカーをマグネチックスターラーに置き、アガロースが完全に溶解するまで煮ます。</li>
	<li>直径100 mmのペトリ皿に30 mLのアガロースゲル(3%-4%)を静かに注いで解剖皿を準備します。ペトリ皿を室温でベンチに置いて冷まして固めます。</li>
	<li>表1に示すレシピに従ってブロッキング液及び洗浄液を調製する。使用日に調製したすべての溶液を調製する。長期保管はお勧めしません。</li>
	<li>抗体溶液を冷(4°C)1x PBSで希釈して調製し、希釈液を光から保護し(アルミホイルを巻き付けるなど)、希釈液を使用するまで氷上に保ちます。インキュベーションの直前に抗体を希釈する。希釈した抗体を室温で放置することは避けてください。 注:適切な抗体希釈は、従来の免疫蛍光染色を実行して、同等の組織サンプルでテストする必要があります。ここでは、厚さ10 μmで切断した凍結切片を染色して抗体を試験した。</li>
</ol>2.臓器摘出と組織の準備
<ol><li>マウスをイソフルラン気化器に接続されたインキュベーションチャンバーに入れて麻酔します。気化器を4〜5%のイソフルラン(それぞれ96〜95%の酸素)を供給するように設定します。 注:完全な麻酔は、マウスが背中に置かれるまでチャンバーを静かに転がすことによる姿勢反応の喪失と反射の修正によって確認されます。</li>
	<li>マウスを手術台の上で仰臥位にします。マウスの鼻を、イソフルラン気化器に接続されたインナーチューブを備えた修正ベイン回路に接続された麻酔マスクに入れます。麻酔を維持するには、酸素中に1〜2%のイソフルランを1 L / minの流量で使用します。.マスクの外管を介してマウスから余分な麻酔蒸気を取り除き、余分な麻酔ガスを吸収する活性炭のキャニスターを通して吸い込みます。</li>
	<li>完全麻酔が達成されたら、鎮痛のためにフェンタニルを注射します(0.1 μg / 25 g体重i.p.)。</li>
	<li>つま先のつまみ反射が検出されない場合は、虹彩はさみを使用してジュグルムから結合まで明確に切り込み、毛皮と皮膚を取り除きます。虹彩ハサミを使用して肋骨の下を左から右に切り、腹部を慎重に開きます。</li>
	<li>湾曲した鉗子を使用して剣状骨を少し生き、臓器を傷つけることなく横隔膜を左から右に切断できるようにします。虹彩ハサミを使用して両側の内側腋窩線で胸郭を切り、頭蓋骨をひっくり返し、心臓にアクセスできるようにします。</li>
	<li>虹彩ハサミを使用して横隔膜のレベルで下大静脈と下行胸部大動脈を切断します。頂点の領域に27 Gの針で心臓を穿刺し、針を左心室(LV)に慎重に押し込みます。5〜10 mLの氷冷PBSをLVに静かに注入して、心臓に灌流します。 注意: 心臓の色が赤から灰色に変わり、PBSとの灌流が成功したことを示します。</li>
	<li>ピンセットを使用して心臓の頂点を慎重に持ち上げ、大きな血管を切断して心臓を取り外すことができます。</li>
	<li>上大静脈(SVC)への損傷を避けるために、心臓からできるだけ離れた大きな動脈と静脈を切断して心臓を切除します。SVCは後の処理時に重要なランドマークとして機能するため、保存してください。</li>
	<li>心臓除去後、イソフルラン気化器をオフにします。</li>
	<li>解剖顕微鏡下で氷冷PBSで満たされた解剖皿に心臓を入れます。心臓の左右と前後を決定したら、心臓の前を皿の底にして心臓を回します(後方にある大きな血管を露出させるため)。</li>
	<li>解剖皿の下部にあるアガロースに、頂点と左心房付属器(LAA)に小さなピンを入れて、心臓を固定します(図2A)。細いピンセットとはさみを使用して、SVCと下大静脈(IVC)の周囲の非心臓組織(肺、脂肪、心膜など)を注意深く取り除き、空洞間領域を露出させます(図3A)。</li>
	<li>マイクロハサミで心室と心房の間の溝を平行に切断することにより、心室の大部分を取り除きます。プレキシグラスリングへの後の負荷のために心室組織のごく一部を保存します。</li>
	<li>固定および脱水のために、サンプル(心房、SVC、IVCを含む)を4%PFAに4°Cで一晩入れます。</li>
	<li>翌日、心臓を15%スクロース溶液に移し、4°Cで24時間反応させる。</li>
	<li>翌日、心臓を30%ショ糖溶液に移し、4°Cで24時間反応させた。 注:ステップ2.13、2.14、および2.15の固定と脱水では、サンプルをさらに攪拌または揺さぶることなく4°Cに放置します。</li>
</ol>3. ホールマウント免疫蛍光染色
<ol><li>PBSで希釈した1%Triton X-100で心臓を洗浄し、ブロッキング溶液(表1)で4°Cで一晩ブロックして透過処理します。</li>
	<li>心臓を1.5 mLチューブに入れ、ブロッキング溶液で希釈したウサギ抗マウスコネキシン-43(希釈率1:200)およびラット抗マウスHCN4(希釈率1:200)抗体とともに4°Cで7日間インキュベートします。 注:データシートをオリエンテーションとして使用する前に、一次抗体の最適濃度をテストする必要があります。一次抗原の宿主種が他の抗原と異なる限り、このステップで目的の他の抗原も染色することができます。Triton X-100の濃度が高いほど、10の前に実証されたように、より効率的な抗体染色を得るのに役立つ可能性がありますが、濃度は個別に決定される場合があります。</li>
	<li>7日後、ピペットを使用して一次抗体を含む溶液を取り除き、1%Triton X-100溶液で心臓を3回洗浄します(オービタルシェーカーで室温で1時間ずつ)。</li>
	<li>洗浄後、心臓=Alexa Fluor 488ヤギ抗ラットIgG(希釈1:200)およびAlexa Fluor 647ヤギ抗ウサギIgG(希釈1:200)で4°Cで7日間インキュベートします。</li>
	<li>7日後、ピペットを使用して二次抗体を含むすべての溶液を除去します。次いで、洗浄液(表1)を用いて心臓を3回洗浄する(オービタルシェーカー上で室温で1時間ずつ)。</li>
	<li>核を染色するには、心臓をDAPI溶液(10 μg/mL)で4°Cで一晩インキュベートします。</li>
	<li>翌日、洗浄液で心臓を3回洗浄します(オービタルシェーカーで室温で1時間ずつ)。 注:ステップ3.1、3.2、3.4、および3.6でのブロッキング、透過処理、抗体インキュベーション、およびDAPI染色では、サンプルを4°Cの定常状態のままにし、攪拌は必要ありません。染色された組織は、4°Cの洗浄液で完全に覆われ、共焦点顕微鏡でイメージングされるまで数日間光から保護することができました。</li>
</ol>4. 共焦点顕微鏡
<ol><li>プレキシグラスリングを準備し、プラスチシンで満たします(図1)。プラスチシンの中央には、心臓に負荷をかけるための小さな溝が中央に形成されています。平らなイメージング面を取得しやすく、ステップ4.4でサンプルとカバーガラスの間のスペースを調整して気泡を避けるために、浅い溝を作ります。</li>
	<li>SANとAVNの両方のイメージングに同じ心臓サンプルを順番に使用します。SANイメージングの場合は心臓に直接負荷をかけますが、AVNイメージングの場合は前にマイクロダイセクションを実行します。<ol><li>SANイメージング<ol><li>解剖学的ランドマークによってSANを識別します:それは雌洞間領域(上大静脈と下大静脈の間の領域)内の心臓の背側に位置しています。クリスタ終末(CT)は、SANとRAAの間の筋です。</li>
			<li>心臓の後ろを上に向けて、心臓を粘土の溝に入れます。心臓にPBSを追加して、心臓がPBSで完全に覆われるまで、空洞内のすべての空気を置換します(通常、数滴のPBSで十分です)。</li>
			<li>解剖顕微鏡下で、RAA、LAA、および左心室の残りの部分を粘土にそっと押し込み、心臓を固定します。騎兵隊間領域全体とクリスタターミナルがはっきりと見えることを確認してください(粘土で覆われていない)。撮像される領域を 図3Aに示します。</li>
		</ol></li>
		<li>AVNイメージング<ol><li>SANのイメージングが終了したら、同じサンプルを再回収し、その後AVNイメージングに使用します。AVNマイクロダイセクションの場合は、心臓=を解剖顕微鏡下の解剖皿に置きます。</li>
			<li>右側を上に向けて心臓を向けます(右心室の残りの部分を含む)。LV自由壁の残りの部分(現在は下部にあります)にピンを通して、組織を固定します(図2B)。</li>
			<li>残りのRVフリーウォールを三尖弁と上大静脈を通して上向きに切り取ります。次に、RVとRAを裏返して、心室中隔と心房中隔を露出させます。(図3B) 注:冠状静脈洞(CS)は、AVNを局在化できるコッホの三角形を見つけることが重要な解剖学的ランドマークであるため、損傷しないように注意してください。CSは心臓の後側の左房室溝を横方向に走り、CS開口部は心房中隔の下部分のIVCと三尖弁の間にあります(図3A およびB)。</li>
			<li>右心房の心内膜表面に見られ、三尖弁(TV)の中隔リーフレットのヒンジラインで前方に縁取られ、後方にトダロの腱で囲まれているコッホの三角形を特定します。基部は冠状静脈洞の開口部によって形成される(図3B)。これはAVNイメージングのターゲット領域であるため、はっきりと見える必要があります。</li>
			<li>コッホの三角形がはっきりと露出している(つまり、粘土で覆われていない)状態で、プレキシグラスリング内の粘土の溝に心臓を移します。コッホ三角形の周りの組織を粘土にそっと押し込み、サンプルを固定します。心臓にPBSを追加して、心臓がPBSで完全に覆われるまで、空洞内のすべての空気を置換します(通常、数滴のPBSで十分です)。</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
	<li>プレキシグラスリングの端にシリコンを塗布して、粘土で満たされたプレキシグラスリング内にロードされたハートをカバースリップで覆うことができるようにします。</li>
	<li>プラスチシンの裏側をそっと押してPBSの一部を絞り出し、イメージング領域内の気泡を避けながら心臓をカバーガラスに取り付けます。 注意: 粘土の裏側を押すときに、関心のある領域が折りたたまれて覆われていないことを確認してください。サンプルの過圧縮のない平坦なイメージング面は、解剖学的構造を保存し、サンプルの適切な共焦点イメージングに必要です。SANの場合、騎兵隊間領域が明確に露出していることを確認することが重要です。AVNの場合、コッホの三角形は完全に露出している必要があります。</li>
	<li>ホールマウント染色サンプルを逆さまにして共焦点顕微鏡のプラットフォームに置きます。カバースリップに取り付けられた露出したSAN/AVNは、顕微鏡プラットフォームの底面にあります(図4)。 注意: 画像を撮影するには、Airyscanユニットを搭載したカールツァイスLSM800とソフトウェアZEN 2.3 SP1ブラックを使用します。</li>
	<li>プレート「BP420-480 + LP605」を選択して、Alexa Fluor 647結合抗HCN4の励起を行います。マスターゲインを650〜750の範囲で変化させます。</li>
	<li>タイルスキャン機能を使用して、SANおよびAVNリージョン全体のオーバービューイメージを取得します。次に、HCN4陽性領域をクリックして、スキャンする対象領域の周囲を概観画像に正方形を追加して選択します。</li>
	<li>共焦点顕微鏡の残りのチャンネル(Alexa Fluor 488とDAPI)のプレートやマスターゲインなどのパラメーターを確認し、手順4.6の説明に従って設定します。</li>
	<li>サンプルの上から下にフォーカスをゆっくりと調整して、サンプル全体をプレビューし、Zスタック範囲の 最初 と 最後 を設定します。光学サンプルの厚さに基づいてZスタックの最適な間隔を設定します。20倍の対物レンズを使用し、Zスタックの間隔として0.8〜1μmを使用します。</li>
	<li>すべてのパラメータが適切に設定されたら、SANとAVNの領域全体をスキャンします。</li>
	<li>ソフトウェア(Imarisバージョン8.4.2など)を使用して画像の3D再構築を実行します。<ol><li>画像処理の選択 |バックグラウンドの汚れを除去するためのベースライン減算。</li>
		<li>選択したチャネルと処理対象領域の設定でサーフェスの作成を選択します。</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
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著者は、利益相反がないことを宣言します。

心臓の解剖学は伝統的に薄い組織学的切片を使用して研究されてきました11。ただし、これらの方法は伝導システムの3次元構造を保持しないため、2D情報のみを提供します。ここで説明するホールマウント免疫蛍光染色プロトコルは、これらの制限を克服することを可能にし、SANおよびAVNイメージングに日常的に使用することができます。
パラフィン包埋、切片化、抗原賦活化を必要とする従来の免疫組織化学などの標準的な方法と比較して、ホールマウント法は、SANおよびAVNの正確な3D局在と形態に対処し、組織の形態が最小限の組織脱水と物理的破裂でかなり保存されるため、周囲組織との関係を調べるのに有利です。また、免疫反応性(すなわち、組織抗原に対する抗体の結合)も高度に維持される。
プラスチシン12,13を充填したプラスチックリングマウントホルダーを用いて、共焦点顕微鏡の実用的なサンプル行列法を確立した。プラスチシンは、組織の大きさに合わせて個々に調整することができるので理想的であり、組織を過度に圧迫することなく組織を確実に保持するのに十分な硬さである。最も重要なことは、蛍光性ではなく、自己蛍光バックグラウンドを回避し、したがって使用する抗体の蛍光シグナルを妨害しないことです。
共焦点レーザー走査型顕微鏡(LSM-Zeiss)とAiryscan検出器を使用しましたが、これは高品質の画像を取得する上で明確な利点を提供できます。広視野イメージング顕微鏡を使用すると、組織レベルの情報しか提供できず、細胞の分解能が不足しています。さらに、広視野顕微鏡は高いバックグラウンドのリスクを伴います14。共焦点LSMにAiryscan検出器を使用することにより、従来の1つのピンホールおよび検出器共焦点イメージングシステム15と比較して、改善された分解能および信号対雑音比(SNR)を取得することができる。
SANとAVNの形状と位置は3D再構成として提示され、3D再構成から派生した追加の仮想断面平面は組織学的切片の解釈を強化できますが、従来の組織学では解剖学的構造の2D評価しかできず、小さいながらも関連性のある構造が検出されないという固有のリスクがあります。さらに、3D再構成は、経壁上および無傷の微小環境内で関心のある解剖学的構造、例えば心臓を神経支配する内因性自律神経網16を調べる機会を提供する。ホールマウントin situ染色と3D再構成により、細胞環境だけでなく、特定の細胞タイプとその向きを調べることができます。さらに、領域および細胞型特異的タンパク質発現を可視化することができ、ウェスタンブロットおよびプロテオミクス解析をさらにサポートする可能性があります17。
SANおよびAVNは、イオンチャネルおよびコネキシンの異なる発現パターンを有する心臓内の特殊な構造であり、信頼性の高い同定に使用できる10、18。過分極活性化環状ヌクレオチド依存性陽イオンチャネル(HCN)は、ペースメーカー細胞における拡張期脱分極を確立するため、伝導系内で特異的に発現され、HCN4がマウスの主要なアイソフォームである19。研究によると、HCN4は、SANおよびAVN11,20全体で検出可能で安定に発現するHCNアイソフォームの1つです。コネキシンは隣接する細胞を直接接続し、細胞から細胞へのイオンの通過を可能にします。したがって、それらは心臓21を通る電気インパルスの伝導に不可欠である。コネキシンの発現パターンは心臓の異なる領域間で異なり、Cx43はSANとAVN22を除く心臓のほぼすべての部分で見つかった最も豊富なアイソフォームです。抗HCN4抗体および抗CX43抗体による特定の関心領域の曝露を可能にするマイクロダイセクションと、共焦点画像の3次元再構成のためのインシリコアプローチを組み合わせることで、SANおよびAVNを確実に識別し、SAN/AVN形態および周辺組織との相互作用を包括的に調査することができます。
SANとAVNは、特定の抗体で染色した後、簡単に区別できる場合があります。ただし、SANとAVNを解剖学的ランドマークで特定するには、正しいマイクロダイセクションを実行する前に、ある程度の練習が必要です。
上記のプロトコルを使用して、他の多くの抗原も適用することができる。このプロトコルは、灌流固定組織と浸漬固定組織の両方でも良好に機能します。ただし、抗原が過剰固定されると特定の抗体は免疫反応性が低下するため、最適な固定のためにインキュベーション時間を調整できます。ホールマウント染色アプローチでは、一次抗体と二次抗体のインキュベーションに7日かかるため、サンプルを適切な量の抗体含有溶液に完全に沈めることが重要です。各抗体の希釈比は、実験前にテストする必要があります。最適な染色のために、無関係な組織はすべて除去する必要があります。プロトコルでは、特に標的抗原がグローバルに発現している場合、周囲の(無関係な)組織も抗体に結合する可能性があるため、より良い配向のために心室の小さな部分のみを保存し、周囲の脂肪組織と肺静脈をすべて除去しました。
ホールマウントin situ染色、共焦点イメージング、3D再構成は、さまざまな分野の研究者にとって非常に貴重で強力な技術です。ただし、この方法にはいくつかの制限もあります。(i)共焦点顕微鏡など、すべての施設で一般的に利用できるわけではない特殊な機器が必要です。(ii)前述のように、SANやAVNなどの特殊な解剖構造だけでなく、共焦点イメージングやポストイメージング処理のマイクロダイセクションには、集中的な練習と経験豊富な人員が必要です。(iii)この方法の成功は、使用される抗体の品質に大きく依存するため、場合によっては非常に困難な場合があります。また、(iv)3D再構成は達成が困難な場合があり、手順を最適化するために集中的なトラブルシューティングが必要になる場合があります。たとえば、間隔が離れすぎたセクションはギャップを残し、解剖学的構造の適切な3D再構築ができない可能性があるため、画像取得中に最適な間隔を設定する必要があります。セクションが近すぎると、過度の照明によるオーバーサンプリングやブリーチが発生し、1つの画像を完成させるのに長い時間がかかる可能性があります。最後に、(v)共焦点顕微鏡の主な制限はイメージング深度であり、サンプルの厚さが共焦点顕微鏡の最大動作深度を超えると、それ以上の蛍光色素を検出できません。

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/t/62058">Whole-Mount Immunofluorescence Staining, Confocal Imaging and 3D Reconstruction of the Sinoatrial and Atrioventricular Node in the Mouse</a>. The Authors section was updated from:
Ruibing Xia1,2,3 
Julia Vlcek1,2 
Julia Bauer1,2,3 
Stefan K&#228;&#228;b1,3 
Hellen Ishikawa-Ankerhold1,2 
Dominic Adam van den Heuvel1,2 
Christian Schulz1,2,3 
Steffen Massberg1,2,3 
Sebastian Clauss1,2,3 
1University Hospital Munich, Department of Medicine I, Ludwig Maximilian University Munich 
2Walter Brendel Center of Experimental Medicine, Ludwig Maximilian University Munich 
3German Center for Cardiovascular Research (DZHK), Partner Site Munich, Munich Heart Alliance
to:
Ruibing Xia1,2,3 
Julia Vlcek1,2 
Julia Bauer1,2,3 
Stefan K&#228;&#228;b1,3 
Hellen Ishikawa-Ankerhold1,2 
Dominic Adam van den Heuvel1,2 
Christian Schulz1,2,3 
Steffen Massberg1,2,3 
Sebastian Clauss1,2,3 
1University Hospital Munich, Department of Medicine I, Ludwig Maximilians University (LMU) Munich 
2Institute of Surgical Research at the Walter Brendel Center of Experimental Medicine, University Hospital Munich, Ludwig Maximilians University (LMU) Munich 
3German Center for Cardiovascular Research (DZHK), Partner Site Munich, Munich Heart Alliance

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/t/62058">Whole-Mount Immunofluorescence Staining, Confocal Imaging and 3D Reconstruction of the Sinoatrial and Atrioventricular Node in the Mouse</a>. The Authors section was updated.

Erratum: Whole-Mount Immunofluorescence Staining, Confocal Imaging and 3D Reconstruction of the Sinoatrial and Atrioventricular Node in the Mouse

不整脈は何百万人もの人々に影響を与える一般的な病気であり、世界中で重大な罹患率と死亡率の原因となっています。心臓ペースメーカーの開発など、治療と予防の大幅な進歩にもかかわらず、主に基礎疾患メカニズムに関する知識が非常に限られているため、不整脈の治療は依然として困難です1,2,3。不整脈の正常な電気生理学と病態生理学の両方をよりよく理解することは、将来の新規で革新的で因果関係のある治療戦略の開発に役立つ可能性があります。また、不整脈形成を包括的に研究するためには、マウスが電気生理学研究で広く用いられているため、マウスなどの動物モデルにおいて特異的な心臓伝導系を局在化・可視化することが重要です。
心臓伝導系の主要部分は、特殊なペースメーカー細胞で電気インパルスが発生する洞房結節(SAN)と、心房と心室の間の唯一の電気的接続である房室結節(AVN)です4。SANとAVNの電気生理学的特性が変化するたびに、洞不全症候群や房室ブロックなどの不整脈が発生し、血行力学的悪化、失神、さらには死に至る可能性があり、電気生理学と不整脈形成におけるSANとAVNの両方の本質的な役割を強調しています5。
SANまたはAVNに関する包括的な研究では、理想的には生理学的環境内で、両方の構造の正確な位置特定と視覚化が必要です。しかし、作業心筋内のサイズと位置が小さいため、肉眼的にはっきりと見える構造を確立することなく、SANとAVNの解剖学と電気生理学を研究することは困難です。解剖学的ランドマークを使用して、SAN および AVN6、7、8 を含むリージョンを大まかに識別できます。簡単に言えば、SANは筋クリスタターミナル(CT)に隣接する右心房の騎骨間領域に位置し、AVNは三尖弁、冠状静脈洞の口、およびトダロの腱によって確立されたコッホの三角形内に位置する。これまで、これらの解剖学的ランドマークは、主にSANとAVNを個々の構造として(従来の組織学などによって)局在化、除去、および研究するために使用されていました。しかし、SANとAVNの複雑な電気生理学(例えば、作動心筋の隣接細胞の調節効果)をよりよく理解するためには、生理学的3D環境内の伝導系を研究する必要があります。
ホールマウント免疫蛍光染色は、周囲の組織の完全性を維持しながら、 その場で 解剖学的構造を研究するために使用される方法です9。共焦点顕微鏡と画像解析ソフトウェアを利用して、SANおよびAVNは、これらの領域に特異的に発現するイオンチャネルを標的とする蛍光標識抗体で視覚化できます。
このプロトコルでは、SANおよびAVN顕微鏡の局在化と可視化のために確立されたホールマウント染色法を実行するために必要な手順について説明します。具体的には、このプロトコルは、(1)解剖学的ランドマークによってSANおよびAVNを局在化して、染色および顕微鏡分析のためにこれらのサンプルを準備する方法(2)参照マーカーHCN4およびCx43のホールマウント免疫蛍光染色を実行する方法(3)共焦点顕微鏡用のSANおよびAVNサンプルを調製する方法(4)SANおよびAVNの共焦点イメージングを実行する方法を説明する。また、このプロトコルを変更して、周囲の働く心筋または自律神経線維などの非筋細胞の追加染色を含めて、心臓内の心臓伝導系の徹底的な調査を可能にする方法についても説明します。

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Anesthesia&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane vaporizer system&amp;nbsp;</td><td>Hugo Sachs Elektronik</td><td>34-0458, 34-1030, 73-4911, 34-0415, 73-4910</td><td>Includes an induction chamber, a gas evacuation unit and charcoal filters</td></tr><tr><td>Modified Bain circuit</td><td>Hugo Sachs Elektronik</td><td>73-4860</td><td>Includes an anesthesia mask for mice</td></tr><tr><td>Surgical Platform</td><td>Kent Scientific</td><td>SURGI-M</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;&lt;em&gt;In vivo&lt;/em&gt; instrumentation&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fine forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Iris scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14084-08</td><td></td></tr><tr><td>Spring scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>91500-09</td><td></td></tr><tr><td>Tissue forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11051-10</td><td></td></tr><tr><td>Tissue pins</td><td>Fine Science Tools</td><td>26007-01</td><td>Could use 27G needles as a substitute</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;General lab instruments&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Orbital shaker</td><td>Sunlab</td><td>D-8040</td><td></td></tr><tr><td>Magnetic stirrer</td><td>IKA&amp;nbsp;</td><td>RH basic</td><td></td></tr><tr><td>Pipette,volume 10 &amp;micro;L, 100 &amp;micro;L, 1000 &amp;micro;L</td><td>Eppendorf</td><td>Z683884-1EA</td><td></td></tr><tr><td>Microscopes</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dissection stereo- zoom microscope&amp;nbsp;</td><td>VWR</td><td>10836-004</td><td></td></tr><tr><td>Laser Scanning Confocal microscope</td><td>Zeiss</td><td>LSM 800</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Software&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Imaris 8.4.2</td><td>Oxford instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ZEN 2.3 SP1 black</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;General Lab Material&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>0.2 &amp;micro;m syringe filter</td><td>Sartorius</td><td>17597</td><td></td></tr><tr><td>100 mm petri dish</td><td>Falcon</td><td>351029</td><td></td></tr><tr><td>27G needle</td><td>BD Microlance 3</td><td>300635</td><td></td></tr><tr><td>50 ml Polypropylene conical Tube</td><td>Falcon</td><td>352070</td><td></td></tr><tr><td>5ml Syringe</td><td>Braun</td><td>4606108V</td><td></td></tr><tr><td>Cover slips</td><td>Thermo Scientific</td><td>7632160</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf Tubes</td><td>Eppendorf</td><td>30121872</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Chemicals&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>0.5 M EDTA</td><td>Sigma</td><td>20-158</td><td>Components of TEA</td></tr><tr><td>16% Formaldehyde Solution</td><td>Thermo Scientific&amp;nbsp;</td><td>28908</td><td>use as a 4% solution&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Acetic acid</td><td>Merck</td><td>100063</td><td>Components of TEA</td></tr><tr><td>Agarose</td><td>Biozym</td><td>850070</td><td></td></tr><tr><td>Bovine Serum Albumin</td><td>Sigma</td><td>A2153-100G</td><td></td></tr><tr><td>DPBS (1X) Dulbecco&#039;s Phosphate Buffered Saline</td><td>Gibco</td><td>14190-094</td><td></td></tr><tr><td>Normal goat serum</td><td>Sigma</td><td>NS02L</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Sigma</td><td>S1888-1kg</td><td></td></tr><tr><td>Tris-base</td><td>Roche</td><td>TRIS-RO</td><td>Components of TEA</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma</td><td>T8787-250ml</td><td>Diluted to 1% in PBS</td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Sigma</td><td>P2287-500ml</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Drugs&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fentanyl 0.5&amp;nbsp;mg/10&amp;nbsp;mL</td><td>Braun Melsungen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane 1 mL/mL</td><td>Cp-pharma</td><td>31303</td><td></td></tr><tr><td>Oxygen 5 L</td><td>Linde</td><td>2020175</td><td>Includes a pressure regulator</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Antibodies&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Goat anti-Rabbit IgG Alexa Fluor&amp;nbsp;488&amp;nbsp;</td><td>Cell Signaling Technology</td><td>#4412</td><td>diluted to 1:200</td></tr><tr><td>Goat anti-Rat IgG Alexa Fluor 647</td><td>Invitrogen</td><td>#A-21247</td><td>diluted to 1:200</td></tr><tr><td>Hoechst 33342, Trihydrochloride, Trihydrate (DAPI)</td><td>Invitrogen</td><td>H3570</td><td>diluted to 1:1000</td></tr><tr><td>Rabbit Anti-Connexin-43</td><td>Sigma</td><td>C6219</td><td>diluted to 1:200</td></tr><tr><td>Rat anti-HCN4 (SHG 1E5)</td><td>Invitrogen</td><td>MA3-903</td><td>diluted to 1:200</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Other&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plexiglass ring</td><td></td><td></td><td>Self-designed and 3D printed</td></tr><tr><td>Plasticine</td><td>Cernit</td><td>49655005</td><td></td></tr><tr><td>Silikonpasten, Baysilone</td><td>VWR</td><td>291-1220</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Animals&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mouse, C57BL/6</td><td>The Jackson Laboratory</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

whole-mount immunofluorescence staining, confocal imaging and 3d reconstruction of the sinoatrial and atrioventricular node in the mouse

洞房結節(SAN)のペースメーカー細胞によって生理学的に生成された電気信号は、房室結節(AVN)を含む伝導系を介して伝導され、心臓全体の興奮と収縮を可能にします。SANまたはAVNのいずれかの機能不全は不整脈を引き起こし、電気生理学および不整脈形成におけるそれらの基本的な役割を示しています。マウスモデルは不整脈の研究に広く使用されていますが、SANとAVNの具体的な調査は依然として困難です。
SANはクリスタターミナルと上大静脈の接合部に位置し、AVNは冠状静脈洞の開口部、三尖弁輪、およびトダロの腱によって形成されるコッホの三角形の頂点に位置する。しかし、サイズが小さいため、従来の組織学による可視化は依然として困難であり、3D環境内でのSANおよびAVNの研究はできません。
ここでは、標識マウスSANおよびAVNの局所可視化を可能にするホールマウント免疫蛍光法について説明します。 ホールマウント免疫蛍光染色は、手動切片を必要とせずに、組織のより小さな切片を対象としています。この目的のために、マウスの心臓を解剖し、不要な組織を取り除き、続いて固定、透過処理および遮断する。次に、SANおよびAVN内の伝導系の細胞を抗HCN4抗体で染色します。共焦点レーザー走査型顕微鏡と画像処理により、リンパ節細胞と作動心筋細胞を区別し、SANとAVNを明確に局在化することができます。さらに、追加の抗体を組み合わせて、神経線維などの他の細胞型も標識することができます。
従来の免疫組織学と比較して、ホールマウント免疫蛍光染色は心臓伝導系の解剖学的完全性を維持し、AVNの調査を可能にします。特に、それらの解剖学的構造および周囲の作業心筋および非筋細胞との相互作用にそうである。

上記で概説したプロトコルを使用することにより、SANとAVNの両方の共焦点顕微鏡イメージングを確実に実行できます。HCN4を標的とする蛍光抗体を用いた伝導系の特異的染色、およびCx43を標的とする蛍光抗体を用いた作動心筋の染色により、無傷の解剖学的構造内のSAN(図5、ビデオ1)およびAVN(図6、ビデオ2)を明確に同定することができます。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62058/62058fig01.jpg"> 図1:解剖用器具とプレキシグラスリングホルダー。A.プラスチシンで満たされたプレキシグラスリング(赤い矢印は、心臓に負荷をかけるために中央に形成された溝を示しています)。 B.アガロースゲルを含む解剖ペトリ皿。 C.春はさみ。 D.アイリスはさみ。 E.湾曲した鉗子。 F.細かい鉗子。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/62058/62058fig01large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62058/62058fig02.jpg"> 図2:肉眼的心臓解剖学的構造の図。 A.いいえ。 SANマイクロダイセクションの概略図。ピンは、頂点と左心房付属器(LAA)を介して適用されます。SAN は赤い破線の円で示されます。 イ. AVNマイクロダイセクションの概略図。ピンは、LVフリーウォールの残りの部分(現在は下部にあります)を通過します。AVNは赤い破線の円で示されます。SVC、上大静脈;IVC、下大静脈;CS、冠状静脈洞;LAA、左心房付属器;RAA、右心房付属器;PA、肺動脈;PV、肺静脈;LV、左心室;IVS、心室中隔;IAS、心房中隔;OF、楕円形の窩。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/62058/62058fig02large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62058/62058fig03.jpg"> 図3:成体マウスの心臓におけるSANとAVNの位置。 A.いいえ。 成体マウス心臓における洞房結節(SAN)の位置。心の奥からの眺め。SAN の位置は、騎兵隊間領域内の赤い破線(黒い破線)で示されます。SVC、上大静脈;IVC、下大静脈;CS、冠状静脈洞;LAA、左心房付属器;RAA、右心房付属器;PV、肺静脈;CT、クリスタターミナルリス;LV、左心室;RV、右心室。 イ. 成体マウス心臓における房室結節(AVN)の位置。右から見る。AVN(赤い破線の円)は、膜中隔の下部近くのコッホの三角形(白い破線の三角形)の頂点にあります。コッホの三角形は、トダロの腱(TT、緑色の破線)、三尖弁(TV、青い破線)、および冠状動脈洞の開口部(CS、黄色の破線)によって形成されます。SVC、上大静脈;IVC、下大静脈;IVS、心室中隔;OF、楕円形の窩。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/62058/62058fig03large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62058/62058fig04.jpg"> 図4:共焦点顕微鏡にロードされた準備されたサンプル。 A.いいえ。 共焦点顕微鏡用に調製したサンプル(赤い矢印)をプラスチシン(黒い矢印)でプレキシグラスリングに取り付けました。下からの眺め。 イ. 共焦点顕微鏡(逆顕微鏡)のプラットフォームに逆さまにロードされたサンプルが取り付けられたプレキシグラスリング。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/62058/62058fig04large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62058/62058fig05.jpg"> 図 5.抗HCN4(赤色)およびCx43(白色)抗体で染色したC57BL6/JマウスにおけるSANの共焦点顕微鏡イメージングの再構成。ある。 破線の領域は、上大静脈と下大静脈の間の騎兵間領域に沿って配置されたSANを描写します。 イ. パネル A.C からのインレイの倍率。パネルB.RAA、右心房付属器の3D再構成;RA、右心房;SAN、洞房結節。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/62058/62058fig05large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62058/62058fig06.jpg"> 図 6.抗HCN4(赤色)およびCx43(白色)抗体で染色したC57BL6/JマウスにおけるAVNの共焦点顕微鏡イメージングの再構成。ある。 破線の領域は AVN を示します。 パネル A.C からのインレイの倍率。パネルB.IVS、心室中隔の3D再建;IAS、心房中隔;AVN、房室結節。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/62058/62058fig06large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62058/62058fig07.jpg"> 図 7.ネガティブコントロール画像。ある。 SANのネガティブコントロールホールマウント染色。破線の円は、解剖学的ランドマークによって確認されたSAN領域を示しています。 イ. セカンド抗体のみによるSANのネガティブコントロール染色。 ウ. SANのDAPI染色。 D.AVN のネガティブコントロールホールマウント染色。破線の円は、解剖学的ランドマークによって確認されたAVN領域を示しました。 E. セカンド抗体のみによるAVNの陰性対照染色。 F. AVNのDAPI染色。 RAA、右心房付属器;RA、右心房;SVC、上大静脈;IVS、心室中隔;IAS、心房中隔; <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/62058/62058fig07large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>
ビデオ1:SANの3D再構築 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/62058/3D_reconstruction_SAN_HCN4_Cx43_Airyscan%20Processing_Stitch.avi" target="_blank">このビデオをダウンロードするには、ここをクリックしてください。</a>
ビデオ2:AVNの3D再構築<a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/62058/3D_reconstuction_AVN_Cx43_HCN4-Airyscan%20Processing_Stitch.avi" target="_blank">このビデオをダウンロードするには、ここをクリックしてください。</a> 
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>化合物</td>
			<td>最終濃度</td>
			<td colspan="2">gまたはmL / 100 mLが必要</td>
		</tr><tr><td colspan="4">固定ソリューション</td>
		</tr><tr><td>ホルムアルデヒド(16%)</td>
			<td>4%</td>
			<td colspan="2">25ミリリットル</td>
		</tr><tr><td>PBS (1x)</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">75ミリリットル</td>
		</tr><tr><td colspan="4">1%トリトン溶液</td>
		</tr><tr><td>トリトンX100</td>
			<td>1%</td>
			<td colspan="2">1ミリリットル</td>
		</tr><tr><td>ティッカー</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">99ミリリットル</td>
		</tr><tr><td colspan="4">ブロッキングソリューション</td>
		</tr><tr><td>トリトンX-100</td>
			<td>1%</td>
			<td colspan="2">1ミリリットル</td>
		</tr><tr><td>ティッカー</td>
			<td>0.50%</td>
			<td colspan="2">0.5 グラム</td>
		</tr><tr><td>通常のヤギ血清</td>
			<td>20%</td>
			<td colspan="2">20ミリリットル</td>
		</tr><tr><td>PBS (1x)</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">89ミリリットル</td>
		</tr><tr><td colspan="4">洗浄液</td>
		</tr><tr><td>トゥイーン20</td>
			<td>0.10%</td>
			<td colspan="2">0.1ミリリットル</td>
		</tr><tr><td>ティッカー</td>
			<td>0.50%</td>
			<td colspan="2">0.5 グラム</td>
		</tr><tr><td>PBS (1x)</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">99.9ミリリットル</td>
		</tr><tr><td colspan="4">TAE (50x)</td>
		</tr><tr><td>トリスベース</td>
			<td>24.20%</td>
			<td colspan="2">24.2 グラム</td>
		</tr><tr><td>100%酢酸</td>
			<td>5.71%</td>
			<td colspan="2">5.71 ミリリットル</td>
		</tr><tr><td>0.5メートル EDTA</td>
			<td>0.05メートル</td>
			<td colspan="2">10ミリリットル</td>
		</tr><tr><td>dH2O</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">100mLまで追加</td>
		</tr></tbody></table>表 1.

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Whole-Mount Immunofluorescence Staining, Confocal Imaging and 3D Reconstruction of the Sinoatrial and Atrioventricular Node in the Mouse

マウス心臓の洞房結節(SAN)と房室結節(AVN)のホールマウント免疫蛍光染色のための段階的なプロトコルを提供します。

マウスの洞房結節と房室結節のホールマウント免疫蛍光染色、共焦点イメージング、3D再構成

The electrical signal physiologically generated by pacemaker cells in the sinoatrial node (SAN) is conducted through the conduction system, which includes ...

whole-mount-immunofluorescence-staining-confocal-imaging-3d

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

5.3K ビュー.  Ludwig Maximilians University (LMU) Munich. マウス心臓の洞房結節(SAN)と房室結節(AVN)のホールマウント免疫蛍光染色のための段階的なプロトコルを提供します。

ビデオ: Whole-Mount Immunofluorescence Staining, Confocal Imaging and 3D Reconstruction of the Sinoatrial and Atrioventricular Node in the Mouse

Analysis of Cardiomyocyte Development using Immunofluorescence in Embryonic Mouse Heart

During heart development, the generation of myocardial-specific structural and functional units including sarcomeres, contractile myofibrils, intercalated discs, and costameres requires the coordinated assembly of multiple components in time and space. Disruption in assembly of these components leads to developmental heart defects. Immunofluorescent staining techniques are used commonly in cultured cardiomyocytes to probe myofibril maturation, but this ex vivo approach is limited by the extent to which myocytes will fully differentiate in culture, lack of normal in vivo mechanical inputs, and absence of endocardial cues. Application of immunofluorescence techniques to the study of developing mouse heart is desirable but more technically challenging, and methods often lack sufficient sensitivity and resolution to visualize sarcomeres in the early stages of heart development. Here, we describe a robust and reproducible method to co-immunostain multiple proteins or to co-visualize a fluorescent protein with immunofluorescent staining in the embryonic mouse heart and use this method to analyze developing myofibrils, intercalated discs, and costameres. This method can be further applied to assess cardiomyocyte structural changes caused by mutations that lead to developmental heart defects.

Mutations that lead to congenital heart defects benefit from in vivo investigation of cardiac structure during development, but high-resolution structural studies in the mouse embryonic heart are technically challenging. Here we present a robust immunofluorescence and image analysis method to assess cardiomyocyte-specific structures in the developing mouse heart.

胚性マウスの心臓に免疫蛍光を用いて、心筋細胞の開発の分析

During heart development, the generation of myocardial-specific structural and functional units including sarcomeres, contractile myofibrils, intercalated ...

発生生物学

Quantitative Whole-mount Immunofluorescence Analysis of Cardiac Progenitor Populations in Mouse Embryos

The use of ever-advancing imaging techniques has contributed broadly to our increased understanding of embryonic development. Pre-implantation development and organogenesis are two areas of research that have benefitted greatly from these advances, due to the high quality of data that can be obtained directly from imaging pre-implantation embryos or ex vivo organs. While pre-implantation embryos have yielded data with especially high spatial resolution, later stages have been less amenable to three-dimensional reconstruction. Obtaining high-quality 3D or volumetric data for known embryonic structures in combination with fate mapping or genetic lineage tracing will allow for a more comprehensive analysis of the morphogenetic events taking place during embryogenesis.
This protocol describes a whole-mount immunofluorescence approach that allows for the labeling, visualization, and quantification of progenitor cell populations within the developing cardiac crescent, a key structure formed during heart development. The approach is designed in such a way that both cell- and tissue-level information can be obtained. Using confocal microscopy and image processing, this protocol allows for three-dimensional spatial reconstruction of the cardiac crescent, thereby providing the ability to analyze the localization and organization of specific progenitor populations during this critical phase of heart development. Importantly, the use of reference antibodies allows for successive masking of the cardiac crescent and subsequent quantitative measurements of areas within the crescent. This protocol will not only enable a detailed examination of early heart development, but with adaptations should be applicable to most organ systems in the gastrula to early somite stage mouse embryo.

Here, we describe a protocol for whole mount immunofluorescence and image-based quantitative volumetric analysis of early stage mouse embryos. We present this technique as a powerful approach to qualitatively and quantitatively assess cardiac structures during development, and propose that it may be widely adaptable to other organ systems.

マウス胚における心臓前駆細胞集団の定量的ホール マウント免疫染色解析

The use of ever-advancing imaging techniques has contributed broadly to our increased understanding of embryonic development. Pre-implantation development ...

Light-sheet Fluorescence Microscopy for the Study of the Murine Heart

Light-sheet fluorescence microscopy has been widely used for rapid image acquisition with a high axial resolution from micrometer to millimeter scale. Traditional light-sheet techniques involve the use of a single illumination beam directed orthogonally at sample tissue. Images of large samples that are produced using a single illumination beam contain stripes or artifacts and suffer from a reduced resolution due to the scattering and absorption of light by the tissue. This study uses a dual-sided illumination beam and a simplified CLARITY optical clearing technique for the murine heart. These techniques allow for deeper imaging by removing lipids from the heart and produce a large field of imaging, greater than 10 x 10 x 10 mm3. As a result, this strategy enables us to quantify the ventricular dimensions, track the cardiac lineage, and localize the spatial distribution of cardiac-specific proteins and ion-channels from the post-natal to adult mouse hearts with sufficient contrast and resolution.

This study uses a dual-sided illumination light-sheet fluorescence microscopy (LSFM) technique combined with optical clearing to study the murine heart.

マウス心臓の研究のための光シート蛍光顕微鏡

Light-sheet fluorescence microscopy has been widely used for rapid image acquisition with a high axial resolution from micrometer to millimeter scale. ...

生物工学

Electrophysiological Assessment of Murine Atria with High-Resolution Optical Mapping

Recent genome-wide association studies targeting atrial fibrillation (AF) have indicated a strong association between the genotype and electrophysiological phenotype in the atria. That encourages us to utilize a genetically-engineered mouse model to elucidate the mechanism of AF. However, it is difficult to evaluate the electrophysiological properties in murine atria due to their small size. This protocol describes the electrophysiological evaluation of atria using an optical mapping system with a high temporal and spatial resolution in Langendorff perfused murine hearts. The optical mapping system is assembled with dual high-speed complementary metal oxide semiconductor cameras and high magnification objective lenses, to detect the fluorescence of a voltage-sensitive dye and Ca2+ indicator. To focus on the assessment of murine atria, optical mapping is performed with an area of 2 mm &#215; 2 mm or 10 mm x 10 mm, with a 100 &#215; 100 resolution (20 &#181;m/pixel or 100 &#181;m/pixel) and sampling rate of up to 10 kHz (0.1 ms) at maximum. A 1-French size quadripolar electrode pacing catheter is placed into the right atrium through the superior vena cava avoiding any mechanical damage to the atrium, and pacing stimulation is delivered through the catheter. An electrophysiological study is performed with programmed stimulation including constant pacing, burst pacing, and up to triple extrastimuli pacing. Under a spontaneous or pacing rhythm, the optical mapping recorded the action potential duration, activation map, conduction velocity, and Ca2+ transient individually in the right and left atria. In addition, the programmed stimulation also determines the inducibility of atrial tachyarrhythmias. Precise activation mapping is performed to identify the propagation of the excitation in the atrium during an induced atrial tachyarrhythmia. Optical mapping with a specialized setting enables a thorough electrophysiological evaluation of the atrium in murine pathological models.

This protocol describes the electrophysiological evaluation of murine atria utilizing an optical mapping system with a high temporal and spatial resolution, including dual recordings of the membrane voltage and Ca2+ transient under programmed stimulation through a specialized electrode catheter.

高解像度光学マッピングとマウスの心房の電気生理学的評価

Recent genome-wide association studies targeting atrial fibrillation (AF) have indicated a strong association between the genotype and ...

医学

包括的な心臓イメージングのためのライトシート顕微鏡検査と組織透明化

Light-Sheet Imaging to Reveal Cardiac Structure in Rodent Hearts

Light-sheet microscopy (LSM) plays a pivotal role in comprehending the intricate three-dimensional (3D) structure of the heart, providing crucial insights into fundamental cardiac physiology and pathologic responses. We hereby delve into the development and implementation of the LSM technique to elucidate the micro-architecture of the heart in mouse models. The methodology integrates a customized LSM system with tissue clearing techniques, mitigating light scattering within cardiac tissues for volumetric imaging. The combination of conventional LSM with image stitching and multiview deconvolution approaches allows for the capture of the entire heart. To address the inherent trade-off between axial resolution and field of view (FOV), we further introduce an axially swept light-sheet microscopy (ASLM) method to minimize out-of-focus light and uniformly illuminate the heart across the propagation direction. In the meanwhile, tissue clearing methods such as iDISCO enhance light penetration, facilitating the visualization of deep structures and ensuring a comprehensive examination of the myocardium throughout the entire heart. The combination of the proposed LSM and tissue clearing methods presents a promising platform for researchers in resolving cardiac structures in rodent hearts, holding great potential for the understanding of cardiac morphogenesis and remodeling.

著者スポットライト:げっ歯類の心臓の心筋構造を調査するためのカスタマイズされたライトシートイメージング

The protocol utilizes advanced light-sheet microscopy along with adapted tissue clearing methods to investigate intricate cardiac structures in rodent hearts, holding great potential for the understanding of cardiac morphogenesis and remodeling.

げっ歯類の心臓の構造を明らかにするためのライトシートイメージング

Light-sheet microscopy (LSM) plays a pivotal role in comprehending the intricate three-dimensional (3D) structure of the heart, providing crucial insights ...

Methods for the Isolation, Culture, and Functional Characterization of Sinoatrial Node Myocytes from Adult Mice

Sinoatrial node myocytes (SAMs) act as the natural pacemakers of the heart, initiating each heart beat by generating spontaneous action potentials (APs). These pacemaker APs reflect the coordinated activity of numerous membrane currents and intracellular calcium cycling. However the precise mechanisms that drive spontaneous pacemaker activity in SAMs remain elusive. Acutely isolated SAMs are an essential preparation for experiments to dissect the molecular basis of cardiac pacemaking. However, the indistinct anatomy, complex microdissection, and finicky enzymatic digestion conditions have prevented widespread use of acutely isolated SAMs. In addition, methods were not available until recently to permit longer-term culture of SAMs for protein expression studies. Here we provide a step-by-step protocol and video demonstration for the isolation of SAMs from adult mice. A method is also demonstrated for maintaining adult mouse SAMs in vitro and for expression of exogenous proteins via adenoviral infection. Acutely isolated and cultured SAMs prepared via these methods are suitable for a variety of electrophysiological and imaging studies.

Methods are demonstrated for the isolation of sinoatrial node myocytes (SAMs) from adult mice for patch clamp electrophysiology or imaging studies. Isolated cells can be used directly or can be maintained in culture to permit expression of proteins of interest, such as genetically encoded reporters.

成体マウスから洞房結節筋細胞の単離、培養、および機能解析のための方法

Sinoatrial node myocytes (SAMs) act as the natural pacemakers of the heart, initiating each heart beat by generating spontaneous action potentials (APs). ...

生物学

High-resolution Optical Mapping of the Mouse Sino-atrial Node

Sino-atrial node (SAN) dysfunctions and associated complications constitute important causes of morbidity in patients with cardiac diseases. The development of novel pharmacological therapies to cure these patients relies on the thorough understanding of both normal physiology and pathophysiology of the SAN. Among the studies of cardiac pacemaking, the mouse SAN is widely used due to its feasibility for modifications in the expression of different genes that encode SAN ion channels or calcium handling proteins. Emerging evidence from electrophysiological and histological studies has also proved the representativeness and similarity of the mouse SAN structure and functions to larger mammals, including the presence of specialized conduction pathways from the SAN to the atrium and a complex pacemakers' hierarchy within the SAN. Recently, the technique of optical mapping has greatly facilitated the exploration and investigation of the origin of excitation and conduction within and from the mouse SAN, which in turn has extended the understanding of the SAN and benefited clinical treatments of SAN dysfunction associated diseases. In this manuscript, we have described in detail how to perform the optical mapping of the mouse SAN from the intact, Langendorff-perfused heart and from the isolated atrial preparation. This protocol is a useful tool to enhance the understanding of mouse SAN physiology and pathophysiology.

Here, we present a protocol for optical mapping of electrical activity from the mouse right atrium and especially the sino-atrial node, at a high spatial and temporal resolution.

マウス洞房結節の高分解能光学マッピング

Sino-atrial node (SAN) dysfunctions and associated complications constitute important causes of morbidity in patients with cardiac diseases. The ...

マウスの肺静脈の心筋構造の解明

Microdissection and Immunofluorescence Staining of Myocardial Sleeves in Murine Pulmonary Veins

Pulmonary veins (PVs) are the major source of ectopic beats in atrial arrhythmias and play a crucial role in the development and progression of atrial fibrillation (AF). PVs contain myocardial sleeves (MS) composed of cardiomyocytes. MS are implicated in the initiation and maintenance of AF, as they preserve similarities to the cardiac working myocardium, including the ability to generate ectopic electrical impulses. Rodents are widely used and may represent excellent animal models to study the pulmonary vein myocardium since cardiomyocytes are widely present all over the vessel wall. However, precise microdissection and preparation of murine PVs is challenging due to the small organ size and intricate anatomy.
We demonstrate a microscopy-guided microdissection protocol for isolating the murine left atrium (LA) together with the PVs. Immunofluorescence staining using cardiac Troponin-T (cTNT) and connexin 43 (Cx43) antibodies is performed to visualize the LA and PVs in full length. Imaging at 10x and 40x magnification provides a comprehensive view of the PV structure as well as detailed insights into the myocardial architecture, particularly highlighting the presence of connexin 43 within the MS.

著者スポットライト:種を超えた心房細動研究のためのトランスレーショナルモデルの開発 

This protocol demonstrates microscopy-guided isolation and immunofluorescence staining of murine pulmonary veins. We prepare tissue samples containing the left atrium, pulmonary veins, and the corresponding lungs and stain them for cardiac Troponin T and Connexin 43.

マウス肺静脈における心筋スリーブの微小解剖および免疫蛍光染色

Pulmonary veins (PVs) are the major source of ectopic beats in atrial arrhythmias and play a crucial role in the development and progression of atrial ...

マウスの洞房結節と房室結節のホールマウント免疫蛍光染色、共焦点イメージング、3D再構成

要約

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胚性マウスの心臓に免疫蛍光を用いて、心筋細胞の開発の分析

マウス胚における心臓前駆細胞集団の定量的ホールマウント免疫染色解析

マウス心臓の研究のための光シート蛍光顕微鏡

高解像度光学マッピングとマウスの心房の電気生理学的評価

げっ歯類の心臓の構造を明らかにするためのライトシートイメージング

げっ歯類の心臓の構造を明らかにするためのライトシートイメージング

げっ歯類の心臓の構造を明らかにするためのライトシートイメージング

成体マウスから洞房結節筋細胞の単離、培養、および機能解析のための方法

マウス洞房結節の高分解能光学マッピング

マウス肺静脈における心筋スリーブの微小解剖および免疫蛍光染色

マウスの洞房結節と房室結節のホールマウント免疫蛍光染色、共焦点イメージング、3D再構成

要約

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胚性マウスの心臓に免疫蛍光を用いて、心筋細胞の開発の分析

マウス胚における心臓前駆細胞集団の定量的ホール マウント免疫染色解析

マウス心臓の研究のための光シート蛍光顕微鏡

高解像度光学マッピングとマウスの心房の電気生理学的評価

げっ歯類の心臓の構造を明らかにするためのライトシートイメージング

げっ歯類の心臓の構造を明らかにするためのライトシートイメージング

げっ歯類の心臓の構造を明らかにするためのライトシートイメージング

成体マウスから洞房結節筋細胞の単離、培養、および機能解析のための方法

マウス洞房結節の高分解能光学マッピング

マウス肺静脈における心筋スリーブの微小解剖および免疫蛍光染色

マウス胚における心臓前駆細胞集団の定量的ホールマウント免疫染色解析