著者は、成人外科と新生児のテクニックの学習に関連する彼の指導や議論のためのロチェスターの大学博士 Abdellatif Benraiss を認めたいと思います。著者はまた博士ジェームズ ・ ローダーデール脳定位固定装置のディスカッション用 UGA ではこの手法の方法論と研究大学の科学者 (円弧) 基盤の進歩の設定に関連を認めたいと思います、サポートと (NINDS 付与 F99NS105187-01 ・ R01NS097231-01 R01NS096176 02) 私たちの NIH のサポート。

すべての動物は、南カリフォルニア大学、ジョージア大学のアニマル ・ ケアのガイドライン プロトコルに従ってを使用します。妊娠中のダムと大人のための安楽死方法が承認されたプロトコルに基づいて行われて: 二酸化炭素の窒息、安楽死できるように二次的な方法として頚部転位が続きます。新生児の子犬は斬首で安楽死させた。
注意: 次のプロトコルには処理病原性ウイルスが含まれます。ウイルスを処理しながら、適切な予防措置を取られるべき。すべてのプロトコルは、使用する前に、適切な機関の委員会によって承認されなければなりません。
1. ジカの萌芽期の脳内接種
<ol><li>タイミング妊娠交尾 E0.5 として交配翌日の正午を検討してください。一日の終わりにマウスをペアリングし、交配時期のばらつきを減らすために早朝にプラグをチェックします。</li>
	<li>手術前にガラス針を準備します。針を引っ張ると 1/3 でその長さをカットし、細孔のサイズが 50-70 μ m の範囲チェック針先品質と破損のため万国実体写真の下まで水点滴とマイクロ ピペット グラインダーを使用して 45 ° の角度で研ぐ。</li>
	<li>氷の上に分注ウイルスを保ちます。手術の直前に準備されたガラス注射針に ZIKV 注入ミックスをロードします。ガス タイトな注射器 (50 μ L のボリューム)、ルアーロックの添付ファイル、およびチューブを組み立てるし、鉱物油とチューブで組み立てられた注射器を飽和させます。飽和、一度針を添付し、描画 〜 針に 6-7 μ ZIKV (〜 1 μ L、1.7 × 106 TCID50/mL)。</li>
	<li>(頭蓋内注射) を日 E14.5 胚または塩酸ケタミン (80-100 mg/kg) とキシラジン (5-10 mg/kg) 滅菌生理食塩水の溶液で希釈 (子宮内注射) を E10.5 胚で妊娠 c57bl/6 j または 129S1/SvImJ マウスを注入します。腹腔内に母親の麻酔を誘導します。また、必要に応じて監視イソフルラン イソフルラン吸入、廃ガス清掃、によって提供されると母親を麻酔します。ブプレノルフィン SR (0.5-1.0mg/kg) を皮下麻酔を誘発するを挿入します。</li>
	<li>ピンチ テストつま先先端または尾の母親は麻酔し、動物が承認した加熱パッド (100 x 200 2.5 mm の熱パッド) にそれらを仰臥位置き。つま先ピンチ鉗子は滅菌ではない、手術で組織を処理するは使用されません。また、つま先ピンチ逃避反射をテストする手袋をはめた手を使用する可能性があります。 注: は、最寄りの周術期加熱法の制度的獣医スタッフを参照してください。カバーは、この加熱パッドと動物の間置かれました。</li>
	<li>眼軟膏を目に追加します。</li>
	<li>腹部の表面を削るし、3 回ヨードとアルコール消毒します。代替のヨードとアルコール ワイプ;手術部位から円を描くように拭いてください。</li>
	<li>切開および器械の汚染を避けるため無菌布で手術部位の周囲の皮膚をおいましょう。 メモ: ドレープ オープニングは準備手術サイトより大きくできません。ドレープの開口部に、髪を見てはなりません。</li>
	<li>鉗子で彼女の腹部から母親の皮膚をつまみ、滅菌手術用ハサミで芯矢状線で 1 〜 1.5 cm ラインで下腹部をカットします。これは皮膚に切り取り、胚、現在公開されているので、腹腔内にさらにします。 注: 外科はさみ、皮膚と腹膜の層を切開する使用されます。滅菌器具や手袋は、各手術に使用されます。</li>
	<li>小さな滅菌ガーゼの中央にスリットを切り、外科的開口の上に適用されます。滅菌生理食塩水で水和物します。一度に 1 つの子宮角に焦点を当てよりも 4-5 胚を削除しないように注意して、滅菌ガーゼに残りの部分にスリットから胚を引き出します。</li>
	<li>前に、彼らは乾かないように接種を通して滅菌生理食塩水で胚をメタンハイド レートします。胚が注入されると子宮角内の場所の追跡。個々 の胚は、胚は子宮内で開発しながら位置を変更しないでください、このように個別の実験として扱われます。(子宮内注入用 1.15 を手順に進みます)。</li>
	<li>胎児の頭の下のへらをそっと置きます。頭と頭蓋骨の縫合を視覚化するランプとともに胚を照らします。 注: 無菌技術の後、滅菌手術用手袋や楽器など。後 (ランプ) などの非滅菌の項目を操作している、手袋は滅菌器具やエリアを処理する前に新しい滅菌手袋に置き換える必要があります。</li>
	<li>胚の頭まで (可視性のための頭部) の背後にあるランプと無料の指の両方を持つ胚を操作することによりヘッドの位置は、子宮の壁に直接プッシュされ、非利き手で開催。 注: は胚を位置決めの重要な部分、ほとんどの練習法です。あまりにも多くの指圧は、致死に至る胚膜を損傷することが、十分な圧力注入を困難にすることができます。</li>
	<li>ガイドとして頭蓋骨縫合線に沿って実行している血管を使用します。ZIKV ウイルスを注入 (〜 1 μ L、1.7 × 10 6/mL の TCID50 メキシコ分離 MEX1-44) 組み立てられた注射器と針で E14.5 胚脳の側脳室に。シャム注射としてメディア コントロールを使用します。</li>
	<li>妊娠の保持を高めるためには、卵巣の横にある 2 つの胚と上部膣 (図 1 a) の横にある 2 つの胚をウイルスの投与を避けます。全体的にみて、手術の時間が短縮され、胚の損失を防ぐためにリットル当たり以上 6 胚が注入されます。</li>
	<li>妊娠中のダムに戻し注入胚、腹部腔を埋める 〜 0.5 mL 滅菌生理食塩水。閉じるには、最初両方腹部腹膜筋を縫合し、4.0 滅菌縫合糸で外部の皮膚層を第二に縫合します。縫合; を使用することが望ましい。マウス咀嚼の縫合、創傷の裂開の可能性があります。</li>
	<li>部分的に必要な場合、非加熱の領域に脱出するマウスを許可するように加熱パッドで休んでケージにマウスを配置します。麻酔から回復 (1-2 時間) いる間、母親を監視します。個々 の実験によると時間は異なりますの手術後は、胚を開発します。</li>
	<li>
子宮内注入
	<ol>
<li>1 つの子宮角と胚、100 μ L ジカ (106 TCID50単位 100 μ L DMEM で中断) を注入する 1 mL 注射器および 27 G 針を使用またはコントロール中、子宮内の空間や胎盤の組織に。胚は、胚段階解離の注入されているに注意してください。詳細詳細18以前に公開された作品を参照してください。</li>
		<li>妊娠中のダムに戻し注入胚、腹部腔を埋める 〜 0.5 mL 滅菌生理食塩水。閉じるには、まず腹部の腹膜筋を縫合し、4.0 滅菌縫合糸で外部の皮膚層を第二に縫合します。縫合; を使用することが望ましい。マウス咀嚼の縫合、創傷の裂開の可能性があります。</li>
		<li>部分的に必要な場合、非加熱の領域に脱出するマウスを許可するように加熱パッドで休んでケージにマウスを配置します。麻酔から回復 (1-2 時間) いる間、母親を監視します。個々 の実験によると時間は異なりますの手術後は、胚を開発します。</li>
	</ol>
</li>
</ol>2 ジカの新生児脳内接種: P0 ・ P1
<ol><li>ガス タイトな注射器 (10 μ L のボリューム) と針が詰まっていないことを確認します。きれいにし、26 g 針で 20 mL 注射器 3 をロード テスト: 生理食塩水との 1 つ、70% エタノール、ソリューションをオフに空気で一つ。ウイルス注射用を使用した場合を 10% の漂白剤で殺菌します。</li>
	<li>氷の上のウイルスを保ちます。シリンジのデッド ボリュームを減らすために生理食塩水とそれを充填して注射器をロードし、0.75 μ L 注入材料から食塩を分離する空気を描画します。</li>
	<li>注入された子犬を温め加湿回復室を設定します。暖房のブロックを使用して、滅菌ガーゼで閉めコンテナー (空ヒント ボックス) などを置き、生理食塩水で湿らせます。注射を開始する前にそれを予熱します。</li>
	<li>ポンプおよびコント ローラーを含むマイクロインジェクターを設定します。特定の注射器のデバイスの種類コードを確認する (すなわち、10 μ L のシリンジは、デバイスの種類には"D")。注入の速度を決定します。</li>
	<li>手術のセットアップの近く生後 0 または 1 子犬 (P0 ・ P1) を収集します。ウイルスと注射器をロードします。70% で子犬のヘッド マウントを消毒エタノール。</li>
	<li>ガーゼの薄層で子犬をラップし、完全に麻酔状態を達成するために氷でそれらを埋めます。子犬は、cryoanesthetized 5 分子犬が応答なし尾/つま先ピンチを実行することによって十分に麻酔注入のことを確認してください。これは、約 15 分間の麻酔状態が得られます。</li>
	<li>ヘッド マウントに子犬を置いて、滅菌のヨウ素と、エタノールの頭の表面 (3 回)、それから滅菌ワイプで拭きます (イソプロパノール 70 %etoh)。</li>
	<li>黒のマーカーでラムダをマークし、脳定位固定装置を使用してラムダで座標を記録します。目とラムダの定位座標から始まりのラムダからエッジまでの距離測定は、(の場合は両方を注入、両半球) 目にラムダから 2/5 距離を計算します。</li>
	<li>注射部位の穴を作成する前に麻酔の深さを再確認します。26 ゲージの針を使用して、慎重に、表面的には、注射針用の開口部を作成する頭皮と頭蓋骨 (頭蓋骨は新生児で非常に柔らかい) 射出位置を穿刺します。</li>
	<li>パンクした場所に注射針を下げ、針が皮膚を破らだけ計算脳定位固定装置を用いた注射部位 (側脳室) の深さ 1 mm。</li>
	<li>針は、注入深さに下げている、一度プログラムを注入するマイクロインジェクター: 10 nL/s、1.5 分間かけて約 1 μ L 注入の割合でウイルスの 1 μ L (〜 1 μ l 3.4 × 105 TCID50/mL ZIKV)。</li>
	<li>注入が終了したとき、待機 30 秒し、針を撤回 (背側)、ネジを回転させることにより、0.5 mm 刻みで 30 を待っている各インクリメント後 s。 注: これは注入されたウイルスの漏れを低減します。</li>
	<li>多くのウイルスとは、針と注射器をすばやくロードどちらか削除されると、(別のウイルスまたはモック コントロールに読み込む別の注射器・針) またはあらかじめ加温加湿チャンバーにヘッド マウントから子犬を削除します。数分おきの子犬を監視すると、ゲージの回復。子犬をくずに置き換えます。</li>
</ol>3. 大人の脳内接種ジカの
<ol><li>麻酔を誘導する滅菌生理食塩水で希釈した塩酸ケタミン (80-100 mg/kg) とキシラジン 5 〜 10 mg/kg 腹腔内の成体を注入します。ブプレノルフィン SR (0.5-1.0mg/kg) を皮下麻酔を誘発するを挿入します。つま先/尾ピンチ マウスをその麻酔状態を確保し、その後手術中に頭部を固定する (加熱パッド) と脳定位固定装置でそれをマウントします。</li>
	<li>マウスの目の手術中に完全に乾くことを防ぐために目に眼軟膏を追加します。耳の初めに目の後ろに開始頭皮を剃る。ヨウ素と 70% の露出した皮膚の消毒エタノール 3 回。代替のヨードとアルコール ワイプ;手術部位から円を描くように拭いてください。</li>
	<li>皮膚を切開する前に麻酔の深さを再確認します。メスを使用して、前の公開滅菌場所に頭の芯矢状線に沿って 0.5 cm の切開を作ることが。注射部位から皮膚を同時に押しながら硬膜組織の頭蓋骨の表面をオフに綿の先端アプリケータ、圧延動きの使用します。</li>
	<li>前から始まって、手術ドリル ビットを合わせ、次の座標を使用して注入のサイトを識別: AP-0.50 mm、ML: ± 1.5 mm します。 コントロールのフットペダルを使って、ゆっくりと針の穴がクリアされるまでだけ骨をドリルとして頭蓋骨にドリル。</li>
	<li>マイクロインジェクター ポンプとガス タイトなシリンジ (10 μ L のボリューム)、定位のドリルを交換してください。食塩とウイルスとの間の小さな気泡を残して、描画 〜 ウイルスの 4-5 μ L。特定のシリンジ ボリューム (すなわち、10 μ L のボリュームのシリンジの D) のデバイス タイプのコードを決定します。DV に針を下げ: 脳表面から-1.50 mm。1 μ L のウイルスを注入するには、10 nL/秒、1.5 分間かけて約 1 μ L 注入のレートをプログラムします。</li>
	<li>注入が終了したとき、待機 30 の 30 を待って、0.5 mm 刻みで針を外し各回転の後の s。これは逆流と注入されたウイルスの漏れが減少します。</li>
	<li>Injection(s) が完了したときは、皮膚を緩めるし、露出の頭蓋骨を回復する鉗子を使用します。縫合頭皮 4.0 縫合糸を使用して、脳定位固定装置から、マウスを削除します。麻酔から必要な場合は、非加熱領域に脱出し、彼らは回復 (1-2 時間) を監視するマウスを許可する場所部分的加熱パッドの上に休んでケージ内マウス。</li>
</ol>

<ol>
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著者が明らかに何もありません。

脳の発達における ZIKV による被害の調査のため、新生児、胎児および成体の段階で、ZIKV の脳内接種法は、ここで説明しました。簡単である反面、研究者が研究の質と関係者の安全を確保できるように、いくつかの考慮事項があります。
DENV はフラビ ウイルス属の ZIKV に密接に関連します。DENV ない因果ヒトの小児脳疾患にリンクされています。DENV2 することができます正常に感染し、萌芽期接種法を用いた脳の発達で複製 (〜 1 μ L 3.4 x 10 の5 TCID50/mL) (図 2 D)。したがって、感染 Vero 細胞メディア (モック) に加え DENV 感染使えますネガティブ コントロールとして発展途上の脳に ZIKV 固有の病態を研究するために。ウイルス漏洩子宮内で、他の胚の不要な汚染になることができますを避けるために重要です。そのため、続く qRT PCR または TCID50 法それぞれの胚から脳組織を分離することによって感染し、感染していない個人を確認する必要です。染料は、視覚的に確認、注射は、染料自体の損傷が発生しないことを確認するのにウイルスの培地に添加があります。
マウス系統展示成長変動し、したがって P1 注入場所がマウス行ごとに確認する必要があります。注射部位を可視化する蛍光ビーズを用いた模擬新生児の注入を実行します。この予備調査は、注射が心室に達するか脳組織に余りに深く入るにお知らせいたします。理想的な結果を得るのための心室の蛍光ビーズの場所を識別するために注入後まもなく子犬を犠牲にすることができます。埋め込まれている一夜に子犬の頭全体を固定することができますと正確な注入の場所を観察する cryosectioned。油飽和注射器注入経験が必要ですし、シャム注射パラフィルム上に染料を用いた注入量が正確であることを確認する練習をお勧めします。
バイオ セーフティ対策、ウイルス研究室職員の偶発的な感染症を避けるためにこれらの研究で重要です。バイオ セーフティ承認しなければならない事前に施設で作業が完了されています。アメリカ合衆国センター疾病管理予防のためバイオ セーフティ レベル 2 (BSL2) 病原体 ZIKV と見なされます。作業のウイルスまたはウイルスが処理される領域での作業のすべての個人は、認識し、自らの研究機関のバイオ セーフティ プロトコルと馴染みはずです。すべてのツールおよび表面 ZIKV または DENV2 は、使用後のウイルス粒子の残りを破壊する 10% 漂白剤で消毒する必要があります。妊娠しているまたは妊娠しようとしている女性を ZIKV または DENV2 にさらされる研究領域と相互作用しないこと推奨します。組織学のために使用されるすべての組織は 4% で修正される分析のためウイルスを不活化する PFA。格納してウイルスの培養は、BSL2 作業用に指定されたフードの Vero 細胞で行われるべき。ストック ウイルスや組織の滴定は、TCID50 プロトコルを使用して定量化することができます。

小頭症は、新生児の頭の平均サイズより小さいによって特徴付けられる欠陥脳開発から生じる状態です。小頭症児発育遅延、発作、知的障害、難聴、視覚障害と運動と病気の重症度に応じて、他の間でのバランスの問題を含むことができる症状の範囲を示すと1,2,3が発生します。この条件は多因子遺伝、感染エージェントと小頭症4,5,6,7,8の原因にリンクされている環境要因と自然の中 9。2015-2016 ZIKV 発生前に 10,000 出生 8 子供たちは CDC10によるとアメリカ合衆国に小頭症と診断されました。上 2 月 1日st 2016 年の世界保健機構宣言ジカ小頭症診断母親11、ZIKV 感染症に関連付けられての警急の増加に伴い、国際的懸念の公衆衛生緊急事態 12。アメリカ合衆国の ZIKV 例を CDC から最近の研究アメリカから感染個体と ZIKV 感染した母親の 4% と比較して小頭症を開発する子供のための 20 の高められた危険で母体の ZIKV 感染の結果がで起因したことを示唆しています。小頭症11児。小頭症関連付けられているブラジルの ZIKV 感染症から妊娠中に先天性欠損症の率は感染した母親が、ラテン アメリカの他の要因が高められた危険に貢献するかもしれないことを示す赤ちゃんの 17% まで影響を受けていると報告されています。13私たち知っている、ZIKV の小頭症と病態を神経前駆細胞 (NPC) 人口7,8,14がことが、脳の開発の ZIKV の完全な病態。とらえどころのないままです。さらに ZIKV 感染に伴う脳異常の基礎となる疾患のメカニズムを調査する動物モデルを開発することが重要です。
直接、ZIKV が脳の発達に与える影響を調査するには、最初 ZIKV7日 14.5 (E14.5) 脳の脳内接種を用いたマウス モデルを開発しました。この段階は、人間の妊娠14の最初の学期末の代表と見なされますとして選ばれました。この萌芽期の脳内注入法と子犬が生後第 5 (P5) 日まで生き残ることができる (〜 1 μ L 106組織培養感染量 (TCID50/mL) × 1.7)。これらの出生後の子犬は、同様に脳室の拡大、神経細胞の損失、軸索の希薄、アストログリオーシス、ミクログリア活性化12,15など感染した人間の幼児にみられる表現型の範囲を示します。新生児マウス脳が比較的成熟し、妊娠中期16, 人間の脳の発達段階に似ているとマウスの脳の発達に産後の主要なコンポーネントが含まれています。後妊娠期感染症研究では、生後感染症法が説明もされています。P1 で ZIKV に感染した新生児は、13 日間投与後に生き残ることができます。血生まれ大人の段階の感染は以前17を使用する必要がマウスに記載されているインターフェロン (IFN) 規制要因 (IRF) トランスクリプション要因 IRF-3、-5、-7 トリプル ノックアウトひずみ。このプロトコルでは、成人のマウスモデルの抗ウイルス応答を無効にすることを回避するために intraventricularly ZIKV を接種の方法について説明します。これはマウスの免疫回避中、注入のこのルートは典型的な感染経路を直接模倣しません。この矛盾に対処するため、直接、実験者は頭蓋内のルートの代わりに ZIKV の子宮内感染を実行できます。以前の仕事18から採用、この胚性感染症プロトコルでこの手法を簡潔に説明が。
ジカ ウイルスの系統がこの手法で実装 MEX1 447,19メキシコの分離、アフリカを分離氏-766 1947年20で分離があります。ジカ MEX1 44 感染したネッタイシマカから 2016 年の 1 月にメキシコのチアパス州で分離された蚊。テキサス大学医学部ガルベストン (UTMB) でアクセス権を持つこのウイルスを得た。さらに、デング ウイルス血清型 2 (DENV2) の比較研究ではこの手法を使用して接種しました。DENV2、ひずみ S16803 (GenBank GU289914 シーケンス)、1974 年にタイからの患者検体から分離され、c6/36 細胞で継代されました。ウイルスは継代 Vero 細胞で二度世界参照センター新興ウイルスのアルボ ウイルス媒介能 (WRCEVA) マウス注入前に。これはこのテクニックが同様に動作することを示して ZIKV と脳の発達に影響を与える可能性があります他の発現の多様な分譲。

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Flexible Drive Shaft Drill Hanging Motor</td>
			<td>Leica</td>
			<td>39416001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse Stereotax</td>
			<td>Kopf</td>
			<td>04557R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro4 Microsyringe Pump Controller</td>
			<td>WPI</td>
			<td>SYS-MICRO4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UMP3 UltraMicroPump</td>
			<td>WPI</td>
			<td>UMP3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Modulamp</td>
			<td>Schott</td>
			<td>-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luer-lock tubing (19-gauge)</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>90619</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Melting Point Capillary</td>
			<td>Kimble</td>
			<td>34500-99</td>
			<td>Glass needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluoro-Max: Red Fluorescent Microspheres</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>R25</td>
			<td>No dilution; Use for practice injections</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 &#181;L, Model 1701 LT SYR</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>80001</td>
			<td>for embryonic inoculation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 &#181;L, Model 1701 RN SYR, Small Removable NDL, 26s ga, 2 in, point style 2</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>80030</td>
			<td>for neonate/adult</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 Ethilon Nylon Sutures</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mineral Oil</td>
			<td>VWR</td>
			<td>-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micropipette puller</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>P-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipette Grinder</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>EG-44</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fastgreen FCF Dye</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F7252</td>
			<td>inject with 0.5% Dye</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antibodies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flavivirus group antigen antibody</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>MAB10216</td>
			<td>ms IgG2a 1:400 (Figure 2, Figure 3)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pax6</td>
			<td>DBHB</td>
			<td>Pax6-s</td>
			<td>ms IgG1 1:20</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

establishing mouse models for zika virus-induced neurological disorders using intracerebral injection strategies: embryonic, neonatal, and adult

ジカ (ZIKV) は北、中央、南アメリカで現在流行フラビ ウイルスです。それは今、ZIKV が小頭症と他の脳の異常を引き起こす可能性が確立されます。しかし、発展途上の脳における ZIKV の発症メカニズムは不明のまま。脳内手術方法、正常と異常な脳の発達と脳の機能について質問に対処する神経科学の研究でよく使用されます。このプロトコルは、古典的な手術手技を利用し、マウス神経系におけるモデル ZIKV によるひと神経疾患を 1 つを許可する方法について説明します。直接脳接種ウイルス伝達の通常モードをモデル化しない、発展途上の脳の ZIKV 感染後結果に関しターゲットを絞った質問に調査官メソッドことができます。このプロトコルでは、ZIKV の脳室内投与の胎生期、新生児、および大人の段階について説明します。一度マスター、この方法は簡単で再現性のある手法を実行するいくつかの時間を取るだけであるになることができます。

胎生期脳の ZIKV 接種の注入方式の代表的なイメージが脳内注入 (図 1 a) を描いた図に示すように、子宮と胎盤注射 (図 1 b) を示す、妊娠中ダム方法、胚を閲覧、手術 (萌芽期接種プロトコル) を指向する必要があります。図 2 aは、E18.5 大脳皮質における ZIKV (MEX1-44) 感染 (緑フラビ ウイルス抗原に対する抗体と immunostained) を展示します。Pax6 (赤) は、皮質で Npc をラベル付けします。ZIKV は、E14.5 胚の脳に接種しました。私たちの成長曲線の分析は示す、ZIKV 組織サンプル7、TCID50 アッセイを用いた効率的にレプリケートし、公開された7として (図 2 b, 2 C)、発展途上の脳の成長します。図 2 Dは、萌芽期の接種法を用いた大脳皮質における DENV2 と成功の感染を示しています。DENV2 は、フラビ ウイルス抗原 (グリーン) に対する抗体を使用して検出されます。図 2E ZIKV (氏-766) のアフリカの血統の別の系統の感染を示しています。図 2 階ステージ E10.5 で ZIKV-アジア (MEX1-44) の代替ルート、胎盤接種のため代表的な感染を示しています。
図 3 aは、P0/1 子犬の ZIKV 接種の側脳室に注入の場所を識別するために使用されるランドマークを描いた図です。図 3 bは、P0/1 注入後 P13 大脳皮質で ZIKV (MEX1-44) 感染を示しています。ZIKV (MEX1-44) は、フラビ ウイルス抗原 (赤) に対する抗体を使用して検出されます。(赤) 注入の場所、および大人の側脳室注入成功の練習に使用していた蛍光ビーズを図 4に示します。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56486/56486fig1.jpg"> 図 1: ZIKV の萌芽期接種。(A) 図の角に沿って最も外側の胚および胚膣に隣接する注射を避けるために注意して、片側の子宮角の露出を表します。(B) 図 1 子宮角の露出を表す、胎盤と子宮内注入の場所を表します。これらのダイアグラムは、彼らの元の文書21から変更されています。<a href="https://cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56486/56486fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56486/56486fig2.jpg"> 図 2: E14.5 で ZIKV 萌芽期接種。(A) で E18.5 胎生期脳が感染している ZIKV アジア (MEX1-44) を発展途上の新皮質のすべてのレイヤーにわたって (スケール バーは 200 μ m)。神経前駆細胞は、Pax6 (赤) と ZIKV フラビ ウイルス抗原 (グリーン) を介してカルビンディン抗体です。(B) TCID50 ZIKV アジア (MEX1-44) と E14.5 で接種した生後日 3 (P3) 脳組織からの結果します。誤差範囲を示す 1 つの嘲笑および測定ごとに 1 つの ZIKV に感染した脳と 3 つの独立した測定の s.e.m. (* * *p < 0.0001、スチューデントの t 検定)7。(C) TCID50 結果感染した胎児の脳組織における ZIKV ウイルス血症の一般的な増加の成長曲線を記述します。誤差範囲を示す 1 つの嘲笑および測定ごとに 1 つの ZIKV アジア (MEX1-44) 感染した脳と 3 つの独立した測定の s.e.m.。分散分析 (ANOVA) は、開発が進む7ウイルス力価の大幅な増加を検出します。(D) デング ウイルス (DENV2) 感染の代表的な組織 (E14.5 胚接種 〜 3.4 x 10 の 1 μ L5 TCID50/mL、スケール バーは 200 um) (E) ZIKV ・ アフリカ (MR766) に代表的な組織 (スケール 200 μ m バー) が感染していると。(F) ZIKV アジア (MEX1-44) 感染胎盤注射戦略から代表的な組織 (スケール バーは 200 μ m)。すべてのイメージのヘキスト核を汚れ。これらの数字は、彼らの元の文書7から変更されています。<a href="https://cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56486/56486fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56486/56486fig3.jpg"> 図 3: ZIKV の P1 接種の代表組織。(A) 図は、P1 の子犬の側脳室に注入の場所を決定する方法を示します。(B) 代表的なコロナ凍結切片 immunostained 低フラビ ウイルス抗原の (左側では、スケール バーは 100 μ m)、高 (右側では、スケール バーは 50 μ m) P15 で ZIKV の P1 接種の倍率 (〜 1 μ l 3.4 × 105 TCID50/mL ZIKV)。ヘキスト核を汚れ。<a href="https://cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56486/56486fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56486/56486fig4.jpg"> 図 4: 大人ステージ側脳室内投与。注入の場所の成功を決定する手術直後後蛍光ビーズを注入したアダルト マウスは犠牲になった (スケール バーは 200 μ m)。矢状 cryosection ビーズをさらに汚す必要としない、セクショニングの直後に見なすことができます。ヘキスト核を汚れ。<a href="https://cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56486/56486fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。

Watch this Scientific Journal Video about Establishing Mouse Models for Zika Virus-induced Neurological Disorders Using Intracerebral Injection Strategies: Embryonic, Neonatal, and Adult at JoVE.com

Establishing Mouse Models for Zika Virus-induced Neurological Disorders Using Intracerebral Injection Strategies: Embryonic, Neonatal, and Adult

脳内注入戦略を使用してジカ ウイルス性神経疾患のマウスモデルの確立: 胎生期、新生児、およびアダルト

ここでマウスでジカ ウイルス小頭のモデルを確立するための手法について述べる。このプロトコルには、ジカの新生児、萌芽期、成人期の脳内接種法が含まれています。

The Zika virus (ZIKV) is a flavivirus currently endemic in North, Central, and South America. It is now established that the ZIKV can cause microcephaly ...

establishing-mouse-models-for-zika-virus-induced-neurological

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.5K ビュー.  University of Georgia. ここでマウスでジカ ウイルス小頭のモデルを確立するための手法について述べる。このプロトコルには、ジカの新生児、萌芽期、成人期の脳内接種法が含まれています。

ビデオ: Establishing Mouse Models for Zika Virus-induced Neurological Disorders Using Intracerebral Injection Strategies: Embryonic, Neonatal, and Adult

Establishing Intracranial Brain Tumor Xenografts With Subsequent Analysis of Tumor Growth and Response to Therapy using Bioluminescence Imaging

Transplantation models using human brain tumor cells have served an essential function in neuro-oncology research for many years. In the past, the most commonly used procedure for human tumor xenograft establishment consisted of the collection of cells from culture flasks, followed by the subcutaneous injection of the collected cells in immunocompromised mice. Whereas this approach still sees frequent use in many laboratories, there has been a significant shift in emphasis over the past decade towards orthotopic xenograft establishment, which, in the instance of brain tumors, requires tumor cell injection into appropriate neuroanatomical structures. Because intracranial xenograft establishment eliminates the ability to monitor tumor growth through direct measurement, such as by use of calipers, the shift in emphasis towards orthotopic brain tumor xenograft models has necessitated the utilization of non-invasive imaging for assessing tumor burden in host animals. Of the currently available imaging methods, bioluminescence monitoring is generally considered to offer the best combination of sensitivity, expediency, and cost. Here, we will demonstrate procedures for orthotopic brain tumor establishment, and for monitoring tumor growth and response to treatment when testing experimental therapies.

Luciferase-modified human brain tumor xenografts can be established intracranially in athymic mice, with subsequent monitoring of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging. In combination with survival analysis, bioluminescence monitoring is an essential research tool for pre-clinical testing of therapies being considered for treating brain tumors.

生物発光イメージングを使用して腫瘍の成長や治療に対する反応のその後の分析では頭蓋内脳の腫瘍異種移植片の確立

Transplantation models using human brain tumor cells have served an essential function in neuro-oncology research for many years. In the past, the most ...

神経科学

Establishing Embryonic Mouse Neural Stem Cell Culture Using the Neurosphere Assay

In mammalians, stem cells acts as a source of undifferentiated cells to maintain cell genesis and renewal in different tissues and organs during the life span of the animal. They can potentially replace cells that are lost in the aging process or in the process of injury and disease. The existence of neural stem cells (NSCs) was first described by Reynolds and Weiss (1992) in the adult mammalian central nervous system (CNS) using a novel serum&#8208;free culture system, the neurosphere assay (NSA). Using this assay, it is also feasible to isolate and expand NSCs from different regions of the embryonic CNS. These in vitro expanded NSCs are multipotent and can give rise to the three major cell types of the CNS. While the NSA seems relatively simple to perform, attention to the procedures demonstrated here is required in order to achieve reliable and consistent results. This video practically demonstrates NSA to generate and expand NSCs from embryonic day 14-mouse brain tissue and provides technical details so one can achieve reproducible neurosphere cultures. The procedure includes harvesting E14 mouse embryos, brain microdissection to harvest the ganglionic eminences, dissociation of the harvested tissue in NSC medium to gain a single cell suspension, and finally plating cells in NSA culture. After 5-7 days in culture, the resulting primary neurospheres are passaged to further expand the number of the NSCs for future experiments.

This video protocol demonstrates the application of the neurosphere assay for the isolation and expansion of neural stem cells from the ganglionic eminences of embryonic day 14-mouse brain.

ニューロスフェアのアッセイを使用してマウス胎児神経幹細胞培養の確立

In mammalians, stem cells acts as a source of undifferentiated cells to maintain cell genesis and renewal in different tissues and organs during the life ...

Cerebrovascular Casting of the Adult Mouse for 3D Imaging and Morphological Analysis

Vascular imaging is crucial in the clinical diagnosis and management of cerebrovascular diseases, such as brain arteriovenous malformations (BAVMs). Animal models are necessary for studying the etiopathology and potential therapies of cerebrovascular diseases. Imaging the vasculature in large animals is relatively easy. However, developing vessel imaging methods of murine brain disease models is desirable due to the cost and availability of genetically-modified mouse lines. Imaging the murine cerebral vascular tree is a challenge. In humans and larger animals, the gold standard for assessing the angioarchitecture at the macrovascular (conductance) level is x-ray catheter contrast-based angiography, a method not suited for small rodents.
In this article, we present a method of cerebrovascular casting that produces a durable skeleton of the entire vascular bed, including arteries, veins, and capillaries that may be analyzed using many different modalities. Complete casting of the microvessels of the mouse cerebrovasculature can be difficult; however, these challenges are addressed in this step-by-step protocol. Through intracardial perfusion of the vascular casting material, all vessels of the body are casted. The brain can then be removed and clarified using the organic solvent methyl salicylate. Three dimensional imaging of the brain blood vessels can be visualized simply and inexpensively with any conventional brightfield microscope or dissecting microscope. The casted cerebrovasculature can also be imaged and quantified using micro-computed tomography (micro-CT)1. In addition, after being imaged, the casted brain can be embedded in paraffin for histological analysis.
The benefit of this vascular casting method as compared to other techniques is its broad adaptation to various analytic tools, including brightfield microscopic analysis, CT scanning due to the radiopaque characteristic of the material, as well as histological and immunohistochemical analysis. This efficient use of tissue can save animal usage and reduce costs. We have recently demonstrated application of this method to visualize the irregular blood vessels in a mouse model of adult BAVM at a microscopic level2, and provide additional images of the malformed vessels imaged by micro-CT scan. Although this method has drawbacks and may not be ideal for all types of analyses, it is a simple, practical technique that can be easily learned and widely applied to vascular casting of blood vessels throughout the body.

In this article, we present a simple, practical technique for cerebrovascular casting that is easy to perform and can be utilized to image the vascular tree of the adult mouse brain.

3Dイメージングと形態素解析のための成体マウスの脳血管キャスティング

Vascular imaging is crucial in the clinical diagnosis and management of cerebrovascular diseases, such as brain arteriovenous malformations (BAVMs). ...

Dissection of Adult Mouse Utricle and Adenovirus-mediated Supporting-cell Infection

Hearing loss and balance disturbances are often caused by death of mechanosensory hair cells, which are the receptor cells of the inner ear. Since there is no cell line that satisfactorily represents mammalian hair cells, research on hair cells relies on primary organ cultures. The best-characterized in vitro model system of mature mammalian hair cells utilizes organ cultures of utricles from adult mice (Figure 1) 1-6. The utricle is a vestibular organ, and the hair cells of the utricle are similar in both structure and function to the hair cells in the auditory organ, the organ of Corti. The adult mouse utricle preparation represents a mature sensory epithelium for studies of the molecular signals that regulate the survival, homeostasis, and death of these cells.
Mammalian cochlear hair cells are terminally differentiated and are not regenerated when they are lost. In non-mammalian vertebrates, auditory or vestibular hair cell death is followed by robust regeneration which restores hearing and balance functions 7, 8. Hair cell regeneration is mediated by glia-like supporting cells, which contact the basolateral surfaces of hair cells in the sensory epithelium 9, 10. Supporting cells are also important mediators of hair cell survival and death 11. We have recently developed a technique for infection of supporting cells in cultured utricles using adenovirus. Using adenovirus type 5 (dE1/E3) to deliver a transgene containing GFP under the control of the CMV promoter, we find that adenovirus specifically and efficiently infects supporting cells. Supporting cell infection efficiency is approximately 25-50%, and hair cells are not infected (Figure 2). Importantly, we find that adenoviral infection of supporting cells does not result in toxicity to hair cells or supporting cells, as cell counts in Ad-GFP infected utricles are equivalent to those in non-infected utricles (Figure 3). Thus adenovirus-mediated gene expression in supporting cells of cultured utricles provides a powerful tool to study the roles of supporting cells as mediators of hair cell survival, death, and regeneration.

Mechanosensory hair cells are the receptor cells of the inner ear. The best-characterized in vitro model system of mature mammalian hair cells utilizes organ cultures of utricles from adult mice. We present the dissection of the adult mouse utricle, and we demonstrate adenovirus-mediated infection of supporting cells in cultured utricles.

成体マウスの卵形嚢とアデノウイルス媒介助演細胞感染の解剖

Hearing loss and balance disturbances are often caused by death of mechanosensory hair cells, which are the receptor cells of the inner ear.  Since there ...

Retrograde Loading of Nerves, Tracts, and Spinal Roots with Fluorescent Dyes

Retrograde labeling of neurons is a standard anatomical method1,2 that has also been used to load calcium and voltage-sensitive dyes into neurons3-6. Generally, the dyes are applied as solid crystals or by local pressure injection using glass pipettes. However, this can result in dilution of the dye and reduced labeling intensity, particularly when several hours are required for dye diffusion. Here we demonstrate a simple and low-cost technique for introducing fluorescent and ion-sensitive dyes into neurons using a polyethylene suction pipette filled with the dye solution. This method offers a reliable way for maintaining a high concentration of the dye in contact with axons throughout the loading procedure.

We describe a simple and low cost technique for introducing high concentration of fluorescent and calcium-sensitive dyes into neurons or any neuronal tract using a polyethylene suction pipette.

神経、地帯、および蛍光色素で脊髄根の逆行ローディング

Retrograde labeling of neurons is a standard anatomical method1,2 that has also been used to load calcium and voltage-sensitive dyes into neurons3-6. ...

Production of Lentiviral Vectors for Transducing Cells from the Central Nervous System

Efficient gene delivery in the central nervous system (CNS) is important in studying gene functions, modeling neurological diseases and developing therapeutic approaches. Lentiviral vectors are attractive tools in transduction of neurons and other cell types in CNS as they transduce both dividing and non-dividing cells, support sustained expression of transgenes, and have relatively large packaging capacity and low toxicity 1-3. Lentiviral vectors have been successfully used in transducing many neural cell types in vitro 4-6 and in animals 7-10.
Great efforts have been made to develop lentiviral vectors with improved biosafety and efficiency for gene delivery. The current third generation replication-defective and self-inactivating (SIN) lentiviral vectors are depicted in Figure 1. The required elements for vector packaging are split into four plasmids. In the lentiviral transfer plasmid, the U3 region in the 5' long terminal repeat (LTR) is replaced with a strong promoter from another virus. This modification allows the transcription of the vector sequence independent of HIV-1 Tat protein that is normally required for HIV gene expression 11. The packaging signal (&Psi;) is essential for encapsidation and the Rev-responsive element (RRE) is required for producing high titer vectors. The central polypurine tract (cPPT) is important for nuclear import of the vector DNA, a feature required for transducing non-dividing cells 12. In the 3' LTR, the cis-regulatory sequences are completely removed from the U3 region. This deletion is copied to 5' LTR after reverse transcription, resulting in transcriptional inactivation of both LTRs. Plasmid pMDLg/pRRE contains HIV-1 gag/pol genes, which provide structural proteins and reverse transcriptase. pRSV-Rev encodes Rev which binds to the RRE for efficient RNA export from the nucleus. pCMV-G encodes the vesicular stomatitis virus glycoprotein (VSV-G) that replaces HIV-1 Env. VSV-G expands the tropism of the vectors and allows concentration via ultracentrifugation 13. All the genes encoding the accessory proteins, including Vif, Vpr, Vpu, and Nef are excluded in the packaging system. The production and manipulation of lentiviral vectors should be carried out according to NIH guidelines for research involving recombinant DNA (<a href="http://oba.od.nih.gov/oba/rac/Guidelines/NIH_Guidelines.pdf" target="_blank">http://oba.od.nih.gov/oba/rac/Guidelines/NIH_Guidelines.pdf</a>). An approval from individual Institutional Biological and Chemical Safety Committee may be required before using lentiviral vectors. Lentiviral vectors are commonly produced by cotransfection of 293T cells with lentiviral transfer plasmid and the helper plasmids encoding the proteins required for vector packaging. Many lentiviral transfer plasmids and helper plasmids can be obtained from Addgene, a non-profit plasmid repository (<a href="http://www.addgene.org/" target="_blank">http://www.addgene.org/</a>). Some stable packaging cell lines have been developed, but these systems provide less flexibility and their packaging efficiency generally declines over time 14, 15. Commercially available transfection kits may support high efficiency of transfection 16, but they can be very expensive for large scale vector preparations. Calcium phosphate precipitation methods provide highly efficient transfection of 293T cells and thus provide a reliable and cost effective approach for lentiviral vector production.
In this protocol, we produce lentiviral vectors by cotransfection of 293T cells with four plasmids based on the calcium phosphate precipitation principle, followed by purification and concentration with ultracentrifugation through a 20% sucrose cushion. The vector titers are determined by fluorescence- activated cell sorting (FACS) analysis or by real time qPCR. The production and titration of lentiviral vectors in this protocol can be finished with 9 days. We provide an example of transducing these vectors into murine neocortical cultures containing both neurons and astrocytes. We demonstrate that lentiviral vectors support high efficiency of transduction and cell type-specific gene expression in primary cultured cells from CNS.

In this protocol we describe production, purification and titration of lentiviral vectors. We provide an example of lentiviral vector-mediated gene delivery in primary cultured neurons and astrocytes. Our methods may also apply to other cell types in vitro and in vivo.

中枢神経系から細胞を変換するためのレンチウイルスベクターの生産

Efficient gene delivery in the central nervous system (CNS) is important in studying gene functions, modeling neurological diseases and developing ...

Expansion of Embryonic and Adult Neural Stem Cells by In Utero Electroporation or Viral Stereotaxic Injection

Somatic stem cells can divide to generate additional stem cells (expansion) or more differentiated cell types (differentiation), which is fundamental for tissue formation during embryonic development and tissue homeostasis during adulthood 1. Currently, great efforts are invested towards controlling the switch of somatic stem cells from expansion to differentiation because this is thought to be fundamental for developing novel strategies for regenerative medicine 1,2. However, a major challenge in the study and use of somatic stem cell is that their expansion has been proven very difficult to control.
Here we describe a system that allows the control of neural stem/progenitor cell (altogether referred to as NSC) expansion in the mouse embryonic cortex or the adult hippocampus by manipulating the expression of the cdk4/cyclinD1 complex, a major regulator of the G1 phase of the cell cycle and somatic stem cell differentiation 3,4. Specifically, two different approaches are described by which the cdk4/cyclinD1 complex is overexpressed in NSC in vivo. By the first approach, overexpression of the cell cycle regulators is obtained by injecting plasmids encoding for cdk4/cyclinD1 in the lumen of the mouse telencephalon followed by in utero electroporation to deliver them to NSC of the lateral cortex, thus, triggering episomal expression of the transgenes 5-8. By the second approach, highly concentrated HIV-derived viruses are stereotaxically injected in the dentate gyrus of the adult mouse hippocampus, thus, triggering constitutive expression of the cell cycle regulators after integration of the viral construct in the genome of infected cells 9. Both approaches, whose basic principles were already described by other video protocols 10-14, were here optimized to i) reduce tissue damage, ii) target wide portions of very specific brain regions, iii) obtain high numbers of manipulated cells within each region, and iv) trigger high expression levels of the transgenes within each cell. Transient overexpression of the transgenes using the two approaches is obtained by different means i.e. by natural dilution of the electroporated plasmids due to cell division or tamoxifen administration in Cre-expressing NSC infected with viruses carrying cdk4/cyclinD1 flanked by loxP sites, respectively 9,15.
These methods provide a very powerful platform to acutely and tissue-specifically manipulate the expression of any gene in the mouse brain. In particular, by manipulating the expression of the cdk4/cyclinD1 complex, our system allows the temporal control of NSC expansion and their switch to differentiation, thus, ultimately increasing the number of neurons generated in the mammalian brain. Our approach may be critically important for basic research and using somatic stem cells for therapy of the mammalian central nervous system while providing a better understanding of i) stem cell contribution to tissue formation during development, ii) tissue homeostasis during adulthood, iii) the role of adult neurogenesis in cognitive functions, and perhaps, iv) better using somatic stem cells in models of neurodegenerative diseases.

Expansion of Embryonic and Adult Neural Stem Cells by In Utero Electroporation or Viral Stereotaxic Injection

Controlling the expansion of somatic stem cells is a major factor hampering their study and use in therapy. Here we describe a system to temporally control neural stem cells expansion during development and adulthood, which can be used to increase the number of neurons generated in the mouse brain.

によって胚および成体神経幹細胞の拡大<em&gt;子宮内</em&gt;エレクトロポレーションまたはウイルス定位注射

Somatic stem cells can divide to generate additional stem cells (expansion) or more differentiated cell types (differentiation), which is fundamental for ...

Progenitor-derived Oligodendrocyte Culture System from Human Fetal Brain

Differentiation of human neural progenitors into neuronal and glial cell types offers a model to study and compare molecular regulation of neural cell lineage development. In vitro expansion of neural progenitors from fetal CNS tissue has been well characterized. Despite the identification and isolation of glial progenitors from adult human sub-cortical white matter and development of various culture conditions to direct differentiation of fetal neural progenitors into myelin producing oligodendrocytes, acquiring sufficient human oligodendrocytes for in vitro experimentation remains difficult. Differentiation of galactocerebroside+ (GalC) and O4+ oligodendrocyte precursor or progenitor cells (OPC) from neural precursor cells has been reported using second trimester fetal brain. However, these cells do not proliferate in the absence of support cells including astrocytes and neurons, and are lost quickly over time in culture. The need remains for a culture system to produce cells of the oligodendrocyte lineage suitable for in vitro experimentation.
Culture of primary human oligodendrocytes could, for example, be a useful model to study the pathogenesis of neurotropic infectious agents like the human polyomavirus, JCV, that in vivo infects those cells. These cultured cells could also provide models of other demyelinating diseases of the central nervous system (CNS). Primary, human fetal brain-derived, multipotential neural progenitor cells proliferate in vitro while maintaining the capacity to differentiate into neurons (progenitor-derived neurons, PDN) and astrocytes (progenitor-derived astrocytes, PDA) This study shows that neural progenitors can be induced to differentiate through many of the stages of oligodendrocytic lineage development (progenitor-derived oligodendrocytes, PDO). We culture neural progenitor cells in DMEM-F12 serum-free media supplemented with basic fibroblast growth factor (bFGF), platelet derived growth factor (PDGF-AA), Sonic hedgehog (Shh), neurotrophic factor 3 (NT-3), N-2 and triiodothyronine (T3). The cultured cells are passaged at 2.5e6 cells per 75cm flasks approximately every seven days. Using these conditions, the majority of the cells in culture maintain a morphology characterized by few processes and express markers of pre-oligodendrocyte cells, such as A2B5 and O-4. When we remove the four growth factors (GF) (bFGF, PDGF-AA, Shh, NT-3) and add conditioned media from PDN, the cells start to acquire more processes and express markers specific of oligodendrocyte differentiation, such as GalC and myelin basic protein (MBP). We performed phenotypic characterization using multicolor flow cytometry to identify unique markers of oligodendrocyte.

Primary, human fetal brain-derived, multipotential progenitor cells proliferate in vitro while maintaining the capacity to differentiate into neurons and astrocytes. This work shows that neural progenitors can be induced to differentiate through stages of the oligodendrocytic lineage by conditioning with select growth factors.

ヒト胎児脳から由来オリゴデンドロサイト前駆細胞培養システム

Differentiation of human neural progenitors into neuronal and glial cell types offers a model to study and compare molecular regulation of neural cell ...

Deriving the Time Course of Glutamate Clearance with a Deconvolution Analysis of Astrocytic Transporter Currents

The highest density of glutamate transporters in the brain is found in astrocytes. Glutamate transporters couple the movement of glutamate across the membrane with the co-transport of 3 Na+ and 1 H+ and the counter-transport of 1 K+. The stoichiometric current generated by the transport process can be monitored with whole-cell patch-clamp recordings from astrocytes. The time course of the recorded current is shaped by the time course of the glutamate concentration profile to which astrocytes are exposed, the kinetics of glutamate transporters, and the passive electrotonic properties of astrocytic membranes. Here we describe the experimental and analytical methods that can be used to record glutamate transporter currents in astrocytes and isolate the time course of glutamate clearance from all other factors that shape the waveform of astrocytic transporter currents. The methods described here can be used to estimate the lifetime of flash-uncaged and synaptically-released glutamate at astrocytic membranes in any region of the central nervous system during health and disease.

We describe an analytical method to estimate the lifetime of glutamate at astrocytic membranes from electrophysiological recordings of glutamate transporter currents in astrocytes.

アストロサイトトランスポーター電流のデコンボリューション解析グルタミン酸クリアランスの時間経過の導出

The highest density of glutamate transporters in the brain is found in astrocytes. Glutamate transporters couple the movement of glutamate across the ...

Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene expression in the mouse brain. Here we describe a technique first introduced by Passini and Wolfe for direct intracranial delivery of virally-encoded transgenes into the neonatal mouse brain. In its most basic form, the procedure requires only an ice bucket and a microliter syringe. However, the protocol can also be adapted for use with stereotaxic frames to improve consistency for researchers new to the technique. The method relies on the ability of adeno-associated virus (AAV) to move freely from the cerebral ventricles into the brain parenchyma while the ependymal lining is still immature during the first 12-24 hr after birth. Intraventricular injection of AAV at this age results in widespread transduction of neurons throughout the brain. Expression begins within days of injection and persists for the lifetime of the animal. Viral titer can be adjusted to control the density of transduced neurons, while co-expression of a fluorescent protein provides a vital label of transduced cells. With the rising availability of viral core facilities to provide both off-the-shelf, pre-packaged reagents and custom viral preparation, this approach offers a timely method for manipulating gene expression in the mouse brain that is fast, easy, and far less expensive than traditional germline engineering.

Here we demonstrate a technique for widespread neuronal transduction by intraventricular injection of adeno-associated virus into the neonatal mouse brain. This method provides a rapid and easy way to attain lifelong expression of virally-delivered transgenes.

永続かつ広範な神経伝達のための新生児マウス脳の脳室内ウイルス注射

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene ...

脳内注入戦略を使用してジカ ウイルス性神経疾患のマウスモデルの確立: 胎生期、新生児、およびアダルト

脳内注入戦略を使用してジカウイルス性神経疾患のマウスモデルの確立: 胎生期、新生児、およびアダルト