彼らの貴重な助けを借りて、Francis Crick Institute（生物学的研究施設、生体内イメージングおよび実験組織病理）の中心施設およびYolanda Saavedra-TorresおよびMercedes Sanchez-Garzon（CrickおよびLRIの獣医）のスタッフに感謝します。 W.グレイ博士に原稿を批評的に読んだことに感謝します。 DPはEHAの非臨床研究フェローシップによって支持された。この研究は、Cancer Research UK（FC001045）、英国医学研究評議会（FC001045）、およびウェルカムトラスト（FC001045）からの中核資金を受けているFrancis Crick Instituteの支援を受けました。

すべての動物実験は、英国内務省によって承認され、Cancer Research UKのガイドラインに従ってPPL 70/8904で実施された。ヒト臍帯血（UCB）および原発性ヒト急性骨髄性白血病（AML）サンプルの使用は、同意を得た後、イーストロンドン倫理委員会によって承認され、ヘルシンキ宣言に従って実施された。 1.ヒト造血細胞および間質細胞を有するバイオエンジニアリングコラーゲンベースの足場注記：プロトコール全体は無菌状態で、無菌物質で実施する必要があります。細胞培養培地1は、hMSC培地（MEM-α、P / Sおよび10％hMSC-FBS）に対応する。細胞培養液2は、EC培地（M199,20％FBS、P / S、10mM HEPES、50μg/ mLヘパリン、2mMグルタミン、50μg/ mL ECGS）に相当し、細胞培養液3は造血細胞培地およびP / S）。 <ol><li>臍帯血を準備するフィコール-パック密度勾配を用いて細胞（CB-のMNC）または一次AML（骨髄又は末梢血のMNC）ononuclear、十分に確立されたプロトコル53に記載の方法。 <ol><li> AMLの場合、OKT.3抗体を用いてT細胞を枯渇させる。 PBSで細胞を洗浄する前に、1×10 6 AML MNCあたり4μgのOKT.3を室温で30分間インキュベートする。必要であれば、2×10 8細胞/ mLで10％DMSOを含むFBS中のMNCを凍結保存する。 </li></ol></li><li> hMSC（培養培地1）およびEC（培養培地2）細胞培養物を調製する。 hMSC培地中の通常の細胞培養フラスコ上のプレートhMSC細胞（ 材料の表参照）。 EC培地中のコラーゲン1被覆表面のプレートEC（ 材料の表を参照）。 </li><li> 85〜90％の細胞コンフルエンスで、培地を除去し、PBSで2回洗浄し、トリプシン-EDTA溶液（1cm 2あたり20μL）を加える。 <ol><li> 5分後、細胞が分離されていることを確認する。 1：1に希釈して細胞を回収する。3を細胞培養培地で処理する。 300×gで5分間遠心分離し、各細胞型について対応する培地に再懸濁し、Neubauerチャンバーを用いて細胞を計数する。 </li><li>ミリリットルあたり10 7細胞- 2×10 6の細胞を使用します。両方の細胞タイプを一緒に使用する必要がある場合は、hMSCとECの懸濁液を1：1の比率で混合してください。 </li></ol></li><li>細胞懸濁液をインスリン注射器に移す。 </li><li>メスを使用して、滅菌ゼラチンスポンジ（ 例えば、ゲルフォーム）初期足場（20mm×60mm×7mm）を同様のサイズ（6.6mm×7.5mm×7mm; 図1AおよびB ）の24個に切断する。 </li><li> PBS（5分間）に浸漬してゼラチン足場を再構成する。 </li><li> 1つずつ、足場を滅菌組織に静かに置き、余分なPBSを除去する。 24ウェルプレート（超低取付面）の1つのウェルに足場を移し、10個の5を含む50μL注入するために注射器を使用し- 10 6細胞（hMSCの文献を1つまたはhECと組み合わせて; 図1C ）。 </li><li>すべての必要な足場に間質細胞が播種されるまで、各足場でステップ1.7を繰り返す。 </li><li>細胞培養インキュベーター（37℃およびCO 2 5％）の中で1時間インキュベートする。 </li><li>各ウェルを3mLの細胞培養培地1（ 図1D ）で満たし、一晩のインキュベーションのために足場を細胞培養インキュベーター（37℃およびCO 2 5％）に戻す。 ECが足場に使用されている場合は、細胞培養培地2を使用してください。 </li><li> CB-MNCを解凍し、適切なCD34 +セクションキットプロトコールに従ってCD34 +細胞を単離する。選択したCD34 +細胞を培地3に懸濁し、Neubauerチャンバーで計数する。 注：ここでは、細胞はmLあたり2×10 6細胞の濃度で使用した。 <ol><li> AML患者由来の一次試料を使用する場合、細胞を解凍し、FBS中で1:10に希釈し、300で5分間遠心分離するPBS-2％FBSに細胞を再懸濁し、抗ヒトCD3抗体（10 6細胞あたり2〜4μg）を添加し、室温で30分間インキュベートする。サイトカイン（20ng / mL顆粒球コロニー刺激因子（G-CSF）、20ng / mL IL-3および20ng / mLトロンボポエチン（TPO））を補充した造血細胞培地に再懸濁し、300xgで5分間遠心分離する。 。 </li></ol></li><li>上記のように、ステップ1.7〜1.9を繰り返すが、この場合には間質成分の代わりにヒト造血細胞1×10 5個を播種する。 <ol><li> 3mLの細胞培養培地3（ 図1D ）でウェルを満たし、一晩のインキュベーションのために足場を細胞培養インキュベーター（37℃およびCO 2 5％）に戻す。 ECが足場に使用されている場合、細胞培養培地2と3の1：1混合物を使用する。 </li></ol></li><li>組換えヒト骨形成タンパク質-2（rhBMP-2）担体骨格のみについて、足場を滅菌組織上に1つずつ静かに置き、過剰のPを除去するBS。足場をU底、96 穴プレート（ 図1E ）の1つのウェルに移し、足場を完全に覆うrhBMP-25μLを加える。 <ol><li> 20μLのトロンビン、20μLのフィブリノーゲンを添加し、毎回足場を完全に覆うようにする（ 図1F ）。すべての必要な足場が処理されるまで各足場に対して手順を繰り返し、37℃で5〜10分間インキュベートする。凝固がうまく形成されているかどうかを確認する。 </li></ol></li></ol>生物工学的足場の外科的移植注：ここでは、6〜12週齢のNSGマウスの雄または雌いずれかを使用した。動物は免疫不全であるので、全ての処置は無菌状態で行うべきである。ステップ2.10〜2.13は、生存戦略および術後ケアに関連する。 <ol><li>手術前60〜120分に、鎮痛剤（carprofen、5mg / kg体重/マウス）を皮下投与する。</li><li> 0.5％のイソフルランおよび2L /分のO 2を有するチャンバー内で麻酔を誘導する。処置中にマウスを連続的にモニターすべきである。背中に容易にアクセスできるように、動物を腹臥位で手術領域に移す。 1.5％のイソフルランと2L /分のO 2を供給するノーズコーンを用いて動物を麻酔下に保つ。手術中にマウスを麻酔下に置いて、頻繁に動物の状態をチェックする。 </li><li>麻酔下ではマウスの眼に眼科用ゲルを使用して乾燥を防ぎ、マウスを37℃に保ちます。 </li><li>電動トリマーを使用して、マウスの後部に手術領域を剃る。皮膚を滅菌するには、希釈したクロレキシジン（PBSで1:10に希釈）に綿棒を浸し、この先端部を使用して皮膚表面をきれいにします。この手順を2回繰り返します。 </li><li>滅菌鉗子とメス（またはハサミ）を使用して、皮膚の0.5〜0.7cm前後の完全な切開を行います。挿入された鉗子を使用する皮下組織の下にポケットを作る。 </li><li>足場を皮下に挿入し、それがポケット内に深く配置されていることを確認します（ 図1GおよびH ）。手術用接着剤で切開部を閉鎖する（ 図1IおよびJ ）。 </li><li>手術後の痛みを治療するために、ブプレノルフィン（0.1mg / kg体重）を皮下投与する。 </li><li>回復中、動物をその側に予め温めたケージに入れ、正常な挙動が観察されるまで回復をモニターする。 </li><li>鎮痛薬を水（carprofen、0.1 mg / mL水）で希釈し、手術後4日間飲料水として動物に与える。 </li><li> 48時間の術後の期間中、可能性のある副作用について動物および傷を頻繁に点検する。 </li></ol> 3.マウストリートメント、安楽死、およびイメージングのためのサンプル検索注：スキャフォールドの分析は、移植後8週および24週。 <ol><li>画像化の60分前に、移植したマウスを37℃の加熱ボックスに入れて温め、非特異的部位をブロックするために100μLのヒト免疫グロブリンを静脈内投与する。 </li><li>画像化の30分前に、目的の細胞を標識するために10μg（1マウスあたり）の特異的抗体を静脈内投与する。 </li><li>イメージングの5分前に、血管構造を可視化するために、655nmフルオロフォア標識した血管プール剤（655-VPA）15μL（100μLのPBSで希釈）を静脈内投与する。 </li><li>頚椎脱臼を介してマウスを安楽死させる。 </li><li>シャープハサミを使用して、元の移植部位の近くで、マウスの背中に長手方向の皮膚切開を行う。 </li><li>ピンセットとはさみの助けを借りて、足場が埋め込まれている皮下ポケットから皮膚を慎重に分離します。 </li><li>ピンセットで足場を保持し、残った膜を切断して皮膚から静かに外植片aはさみを使用して足場を取り囲む組織。 図2に回収される足場の例を参照してください。 </li><li>イメージングプレート（35mm×10mmペトリ皿）に速効性接着剤で足場を固定し、室温で生理食塩水（PBS）で満たします。 </li><li> BMP足場の場合、プレートをPBSで満たす前に、外科用マイクロドリルを使用して、顕微手術顕微鏡下で骨表面を薄くする。これにより、フルオロフォアの可視化および高解像度の画像キャプチャが可能になる。足場の大きさに応じて、1.2または1.6 mmのバリを使用してください。 注：ユーザーは、骨の厚さに応じてドリルする量を認識します。一般に、BMP骨格が血管新生すると、骨は色がわずかに変化し、造影のための正確な厚さに近づくとより赤くなる。 </li><li>プレートを共焦点顕微鏡のステージに挿入する。 </li></ol> 4. 2光子マイクロスコープを用いたライブイメージングオピー注記：非デセンドディテクタ（NDD）を使用する場合は、必ずNDDスライダを使用して蛍光をNDDに向けるイメージングを行ってください。顕微鏡の構成を図3に示します。 <ol><li>顕微鏡とコンピュータの電源を入れ、 &quot;Start System&quot;をクリックしてソフトウェアを起動し、 &quot;Acquisition&quot;モードにします。 </li><li> [手動ツールを表示する]チェックボックスをオンにします。 「レーザー」メニューでは、2光子レーザーを「オン」にして、ウォームアップして安定させます。 </li><li> &quot;Imaging Setup&quot;メニューで、 &quot;Channel Mode&quot;と &quot;Switch every frame&quot;を同時にアクティブにします。 &quot;Light Path&quot;メニューで、 &quot;Non Descanned&quot;と &quot;Main Beam Splitter MBS 760+&quot;を選択します。 図4に示すように、4つのNDDを有効にして構成を設定します。 注：この構成では、骨構造からのコラーゲンシグナル（秒SHG）は、380〜485nm、FITC-hCD31 +ヒト内皮細胞およびAF488-hCD45 +ヒト造血細胞（500〜550nm）および655-VPA（640〜690nm）に集められる。 </li><li> &quot;Channels&quot;メニューで、 &quot;laser wavelength&quot;を890 nmに設定し、パワーを50％に設定します。 「ゲイン（マスター）」を500〜600に、「デジタルオフセット」を0に、「デジタルゲイン」を各チャンネルごとに15に設定します。取得が開始されたら、これらの値を調整します。 </li><li> 「取得モード」では、組織に損傷を与えたり蛍光体を漂白したりすることなく、高解像度の画像を得るために必要なパラメータを設定します。 「スキャンモード」を「フレーム」、「フレームサイズ」を「x512 y512」、「ラインステップ」を1、「スピード」を9、「平均回数」を8、「ビット深度」を「8ビット」、 「モード」を「行」に、「方向」を「双方向」に、「方法」を「平均」に設定します。 <ol><li> 「Zo」を設定する画像の最初のスキャンでは「om」を1に設定し、特定の領域に焦点を合わせる必要がある場合はそれを増やします。 </li></ol></li><li>足場を含むプレートを20X、1.0NA水浸レンズの下の顕微鏡ステージ上に置き、レンズが生理食塩水に触れるまで下げます。光源としてランプを使用して、顕微鏡の接眼レンズを使用して足場にレンズの焦点を設定します。 </li><li> &quot;Zスタック&quot;メニューをアクティブにし、 &quot;ファースト/ラスト&quot;機能を選択し、2つのサブシーケンシャルスライス（ 例えば、 2μmZスタック）の間に必要な間隔を設定します。間隔をZスタック内で一定に保つ。 </li><li> &quot;ライブ&quot;を選択すると、サンプルのライブスキャンをイメージし、最適な露出を得るために &quot;デジタルゲイン&quot;と &quot;デジタルオフセット&quot;を調整します。複数のチャンネルを同時に視覚化するには、「分割」機能を選択します。 </li><li> 「ステージ」メニューでは、「ライブ」モードで画像をスキャンし、ヒト造血細胞および脈管構造の位置などの、幹細胞移植（est）（ROI）。サンプルのスキャンが完了したら、最初のROIに移動してイメージングを開始します。 </li><li> 「ライブ」モードでは、「最初に設定する」および「最後に設定する」機能を使用して、関心領域を囲む3D Zスタックの上端および下端を設定します。終了したら、センター「C」を設定します。 「実験開始」ボタンを使用してROIの取得を開始します。 図4 、 図5 、および図6の画像の例を参照してください。 </li><li>取得が完了したら、指定したフォルダに画像を保存します。次のROIに移動し、手順4.10を繰り返します。実験が完了したら、イメージングプレートを顕微鏡から取り出し、サンプルをプレートから慎重に取り外し、残っている糊をすべてきれいにします。 </li><li>次の分析技術のためにサンプルを準備する。 </li></ol>サンプル処理g：組織学および免疫染色注：サンプルは、サンプルの固定、埋め込み、およびセクショニングのプロセスを記述するJoVE一般的な実験技術54に記載されているプロトコルに従って処理されます。骨形成サンプルは、固定プロセスと埋め込みプロセスとの間でEDTAベースの脱灰剤で7日間処理しなければならない。ブロッキング/透過化溶液は、1％Triton X-100、1％ウシ血清アルブミン（BSA）、および10％正常ヤギ血清（NGS）を含む10mM PBS pH7.4緩衝液である。 <ol><li>スライスをキシレンに10分間入れる）、キシレンで5分間、100％エタノールで5分間、70％エタノールで5分間、50％エタノールで5分間、H 2 Oで5分間。 </li><li>スライスをクエン酸塩ベースの抗原を作用させない溶液に移す。 </li><li>スライスを15分間煮沸し、室温まで冷ます。 </li><li> 1％Triton X-100（5分、3回）を含む10 mM PBS pH 7.4溶液でスライスを洗浄する。 </li><li>サムを転送するブロッキング/透過化溶液に加え、30分間インキュベートする。 </li><li>ブロッキング/透過化溶液で希釈した一次抗体を添加し、4℃で一晩インキュベートする。 </li><li> 1％Triton X-100（5分、3回）を含む10 mM PBS pH 7.4溶液でスライスを洗浄する。 </li><li>ブロッキング/透過化溶液で希釈した二次抗体を室温で暗所で1時間添加する。 </li><li> H 2 O（5分、3回）で洗浄する。 </li><li>バックグラウンド蛍光を減少させるために、スライスをスーダンブラック作業溶液に10分間、暗所および室温で浸漬する。 </li><li>スライスをH 2 O（5分、3回）で洗浄する。 </li><li> DAPI（0.5μg/ mL）を含む蛍光性マウント培地を用いてスライスをマウントする。 </li><li>スライスを4°Cで保存し、蛍光イメージングを行う前に、マウンティング培地が乾燥していることを確認します。 図7の画像例を参照してください。 </li></ol>

著者は何も開示することはない。

<html>既存の方法に対する意義： このプロトコールでは、我々は、マウスにおいて異なるヒト化微小環境を生成し、2光子顕微鏡法および組織学を介してそれらの構造を可視化する方法を記載した。提示された代表的なデータは、ヒト化組織を操作するために異なるストローマ細胞を用いて、アプローチの実行可能性を示す。プロトコールは、正常および病理学的状態におけるヒト造血細胞および骨髄ニッチ由来細胞の研究に対する特定の適用を有する。これらのアプリケーションには、ヒトHSCと間質成分との間のクローン進化、薬物スクリーニング、およびクロストークの研究が含まれる。組織工学の新興分野では、いくつかの代替アプローチが提案されている。ノートのアプローチは、 試験管 55、56、57 に 3DヒトBM構造の開発、S = &quot;外部参照&quot;&gt; 58、59、60、61、62、63及びマウス64でヒトBM足場の同所性移植片。我々のアプローチは、 インビボシステムの複雑さとヒト化組織移植片の容易な解剖学的アクセス可能性とを組み合わせるという利点を有する。 変更とトラブルシューティング： このプロトコールにおける可変性の源は、足場を播種するために使用される細胞の選択において見出すことができる。我々の研究では、BM由来のhMSCを使用した。しかしながら、いくつかの組織から間葉系細​​胞を得ることができ、起源に応じて特徴的な特性を示すことがある。したがって、異なる器官由来のhMSCの使用が考えられる。しかし、 インビボで骨組織を形成するそれらの能力は、このpで使用する前に試験しなければならないこのプロトコルは、市販のヒト内皮細胞供給源（ すなわち、 E4ORF1形質導入HUVEC）を使用する。最近、異なる目的のために器官特異的内皮細胞の使用は、65、66に報告されています。さらに、BM由来の一次hECsの使用は、プロトコルに対する興味深い改善を示し得る。したがって、内皮細胞の異なる供給源の使用は、異なるインビボ結果を生じ得る 。 我々は、ヒト化骨格の移植を促進し、組織拒絶反応を回避するためにNSG免疫無防備状態のレシピエントマウスを使用した。我々は、他のマウス系統の異所性骨髄組織を操作するためにこのプロトコルを使用する可能性を排除するものではない。確かに、のrhBMP-2は、異なる哺乳動物モデルにおける骨形成47、48、49、50を誘導することができます<sup&gt;、 52 。しかし、異なる株/モデルを用いて、細胞生存率および長期移植の差異が観察される可能性がある。 足場回復のタイミングは、実験の最終目的に応じて柔軟にすることもできる。本プロトコールでは、長期造血生着を評価するために、移植後8〜12週間でサンプルを回収する。ヒトBMニッチ形成（ 例えば、骨軟骨組織形成47または血管発達）の初期段階を研究するために、異なる時点を選択することができる。 このプロトコールで説明したライブイメージング技術は、外植片の短期間のイメージングのために示されている。生理学的温度、酸素張力、およびCO 2濃度を維持するための平衡チャンバーの使用は、運動性挙動を研究するような長期撮像の場合に考慮されるべきである。 クリティカル・セントプロトコル内のeps： 議定書に関連する課題の中で、いくつかのステップで必要とされる技術的スキルを強調する。間充織細胞および内皮細胞は、低細胞継代数で使用すべきである。さもなければ、 インビボでのヒト造血細胞生着を支持することができず、またはインビボでの 新生血管系および骨形成に関与することができない。足場の準備と細胞播種の手順は、基本的な細胞培養技術と手順に使用される特定の細胞の特性の知識を必要とします。手術プロトコールはかなり単純ですが、いくつかの練習が必要です。免疫不全マウスにおける移植骨格の汚染を避けるための無菌環境の維持は、実験の成功を確実にするために重要である。外植片および生存画像の例は、外科手術（特にマイクロドリルの使用のため）および顕微鏡システム。最後に、サンプル処理および組織学は、使用される技術の基礎知識を必要とする。 技術の限界： 本発明者らが記述するアプローチは、ヒト骨髄微小環境を播種する生きたヒト造血細胞の視覚化を可能にし、ヒト骨髄微小環境を形成し、ヒト骨髄/骨髄腔を形成する血管構造および間葉細胞を形成する。組織がインビボで形成されるので、最終的に改変された足場は依然としてキメラ（ヒトおよびネズミ）である。この問題は、キメラ組織がヒトの骨髄の複雑さおよび環境を完全に模倣しないことがあるため、考慮されるべきである。 移植された足場のサイズは限られており（最大6.6×7.5×7mm）、異種移植のために限られた数の細胞を宿主にすることができる。回収される細胞の絶対数も制限される。したがって、移植された足場の数は、実験に必要な細胞数の関数として計算することができる。 本発明者らが記述したイメージング用途は、構造を破壊し細胞を損傷することなく、表面から150〜200μmの深さの生きた組織の広い領域を観察するのに特に有用である。したがって、足場全体の視覚化は不可能である。組織の完全なスキャンが必要な場合、標準的な免疫蛍光法がより適切であろう。 将来のアプリケーション： この生物工学的モデルの将来の方向性は、組織内のヒト成分の複雑さを増大させることであろう。人間BMニッチの知識および特性は、近年では67を進行している、と記載されているプロトコルは、これらの新しい細胞成分および可溶性因子の機能だけでなく、正常な/悪性を支援する役割を研究する面白いプラットフォームになる可能性アリHSC。 さらに、造影技術は、手術後の回復を伴って、生存麻酔したマウスの足場を造影する技術的改善を必要とする縦断研究における足場の生体内イメージングの可能性を提供する。このアプローチはさらなるステップを必要とし、現在研究室で検討中である。

幹細胞区画で観察される細胞運命決定は、内因性因子と外因性因子の両方によって厳密に調節される。特に、BMの微小環境は、HSCの休止状態から活動状態への切り替え、ならびに自己再生または分化の運命決定1において、スイッチを制御する上で基本的な役割を果たすことが広く認識されている1 。さらに、最近の知見は、血液学的悪性腫瘍は、2つのコンパートメント2、3、4、5、6間のアクティブクロストークの存在を指し、BM微小環境の機能に影響を与えることを示しています。最近の進歩にもかかわらず、特定のBMニッチ成分の活性がHSCの行動および悪性形質転換にどのように寄与するかについての多くの重要な疑問が残っている。 BMの微小環境は高度にヘテロジェクトである<html>多くの異なる細胞型の込み入った複雑な混合物であり、各々は特殊な機能を有する。豊富な内皮細胞（EC）および血管成分が栄養素及び代謝産物の代謝回転、BMおよび異なる細胞の出入り、及びいくつかのHSC機能7,8を調節します。間葉系間質細胞（MSC）は、未分化幹細胞の異種集団であり、3つの異なる系統（ すなわち、骨形成、軟骨形成、脂肪生成）によって遂行される前駆細胞は、BMニッチの別の基本的構成要素である。これらのMSCは、BMの中心領域および骨内領域の近傍の両方に局在する。これらは、脈管構造に関連することができ、HSC機能9、10、11、12、13の調節に関与しています「&gt; 14、15。 多くの報告は、HSCが骨髄内の様々な所定の部位に存在し、それらの機能がそれらの正確な局在に依存し得ることを示唆している。 HSCおよびBM微小環境とのそれらの相互作用に関する現在の知識の大部分は、ネズミの研究1に由来する。異種移植片モデルを使用することは、免疫不全マウス16、17、18、19、20のマウスBM内に移植する、ヒトの正常および悪性造血幹細胞にこの知識を拡張しました。これは有効なモデルであるが、ヒトのHSCのホーミングおよび生着、または異種間の障壁および細胞 - 細胞相互作用へのその影響が十分に理解されていないことを可能にするために、機能。 中和抗体および遺伝子改変マウスを異種移植と一緒に使用することは、ヒトHSCがその微小環境と確立する複雑な対話を強調するのに役立っている。導入および生体二光子共焦点顕微鏡の開発は直接、高解像度を可能にする、ステップフォワードこれらの研究の移動、および骨髄19、20、21、22の動的画像化および機能のための強力なツールを提供していますBM微小環境の特徴付けおよびHSC機能の調節におけるその役割。古典的な異種移植モデルで生じるいくつかの問題を回避するために、ヒト化BM構造を操作する概念が前面に出されている。バイオマテリアルと細胞移植コンセプトを融合させることにより、ヒトの骨を模倣する可能性が示されている異領域23、24、25、26、27に微小環境を矢印。これは造血28、29、30、31、32、33、34、35、36、37、38、39、腫瘍形成、および転移40、41、42人の正常および悪性を研究するためにマウスモデルにおいて生物工学を使用する可能性を開きます、43、44。 骨組織工学およびin vivoイメージング 19、22、45、46、47、48、49、50、51、52 における以前の経験に基づいて、我々は、器官型ヒトBM組織bioengineerと画像ライブするためのプロトコルを記述しています。これらの構造は、免疫不全マウスに皮下移植されたコラーゲンベースの足場へのヒトBM由来の間質細胞の移植に由来する。以前の報告では、ヒトMSCが、ヒト造血細胞の生着に適したヒト微小環境の形成を確実にすることを実証した45 。さらに、ここでは、他のヒトBM細胞成分の同時移植ヒト内皮細胞（hEC）および/または骨形成に重要なサイトカイン（ 例えば、 hBMP2）のようなサイトカインは、hMSCと協力してin situでライブイメージングすることができる異なるヒト化微小環境を生成する。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1378">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Ficoll-Paque</td>
			<td style="width:277px;">Ge Healthcare</td>
			<td style="width:229px;">17-1440-03</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Cd34 positive selection Kit</td>
			<td style="width:277px;">Stemcell</td>
			<td style="width:229px;">18056</td>
			<td style="width:480px;">Store a 4&#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Magnet</td>
			<td style="width:277px;">Stemcell</td>
			<td style="width:229px;">18000</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Anti-human CD3 antibody, clone OKT-3</td>
			<td style="width:277px;">Bioxcell</td>
			<td style="width:229px;">BE0001-2</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4&#176;C. Used for T cell depletion in primary AML samples.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:392px;">Cytokines (IL3, G-CSF, and TPO)</td>
			<td style="width:277px;">PeproTech</td>
			<td style="width:229px;">200-03, 300-23 and 300-18</td>
			<td style="width:480px;">For doing the stock: Dilute each one of the cytokines in 100&#956;L of water and mix them. Add 200&#956;L, do alicuots of 45&#956;L and Store at -20&#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">DMSO</td>
			<td style="width:277px;">Sigma</td>
			<td style="width:229px;">D4540</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:392px;">FBS</td>
			<td style="width:277px;">Life technologies</td>
			<td style="width:229px;">10270106</td>
			<td style="width:480px;">Heat-inactivate at 56&#176;C during 30 minutes, do aliquots and freeze down. Warm in 37&#176;C water bath before use.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">MEM-&#945;</td>
			<td style="width:277px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:229px;">32571-028</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4&#176;C. Warm in 37&#176;C water bath before use.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Myelocult H5100</td>
			<td style="width:277px;">corning</td>
			<td style="width:229px;">5100</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4&#176;C. Warm in 37&#176;C water bath before use.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">199</td>
			<td style="width:277px;">Gibco</td>
			<td style="width:229px;">41150-020</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4&#176;C. Warm in 37&#176;C water bath before use.</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:392px;">hMSC-FBS, Heat-inactivated</td>
			<td style="width:277px;">Gibco</td>
			<td style="width:229px;">12662-029</td>
			<td style="width:480px;">Store at -20&#176;C. Warm in 37&#176;C water bath before use.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">P/S</td>
			<td style="width:277px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:229px;">P0781</td>
			<td style="width:480px;">Store at -20&#176;C. Warm in 37&#176;C water bath before use.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">ECGS</td>
			<td style="width:277px;">Millipore</td>
			<td style="width:229px;">02-102</td>
			<td style="width:480px;">Dilute in culture media and use 0.22 mm filter.</td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:392px;">HEPES</td>
			<td style="width:277px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:229px;">S1558-50ML</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4&#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Heparin</td>
			<td style="width:277px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:229px;">H3149</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4&#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Glutamine</td>
			<td style="width:277px;">Gibco</td>
			<td style="width:229px;">25030</td>
			<td style="width:480px;">Store at -20&#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Collagen 1 coated cell culture plate</td>
			<td style="width:277px;">corning</td>
			<td style="width:229px;">354505</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Trypsin-EDTA solution</td>
			<td style="width:277px;">Thermo-Fisher</td>
			<td style="width:229px;">25200056</td>
			<td style="width:480px;">Store at -20&#176;C. Warm in 37&#176;C water bath before use.</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:392px;">hMSC</td>
			<td style="width:277px;">Lonza</td>
			<td style="width:229px;">PT-2501</td>
			<td style="width:480px;">Alternatively, hMSCs we also kindly provided by Dr. Dosquet (University Paris Diderot, Paris) from human bone marrow obtained during orthopaedic surgery under ethical approval 10-038 from IRB00006477.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">VeraVec HUVEC endothelial cells</td>
			<td style="width:277px;">Angiocrine bioscience</td>
			<td style="width:229px;">hVera101</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="100">
			<td height="100" style="height:100px;width:392px;">Human hematopoietic cells</td>
			<td style="width:277px;"></td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td style="width:480px;">Umbilical Cord blood or primary Acute Myeloid Leukemia (AML) samples were obtained from the Royal London Hospital (London, UK) after informed consent and protocol of use was approved by the East London Ethical Committee and carried out in accordance with the Declaration of Helsinki.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="51">
			<td height="51" style="height:51px;width:392px;">Gelfoam, Size 12-7mm</td>
			<td style="width:277px;">Pfizer</td>
			<td style="width:229px;">00009-0315-08</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">PBS</td>
			<td style="width:277px;">Thermo-Fisher</td>
			<td style="width:229px;">10010023</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Surgical material</td>
			<td style="width:277px;">Multiple</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td style="width:480px;">Sterile forceps, tweezers and sharp scissors.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Sterile tissues</td>
			<td style="width:277px;"></td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td style="width:480px;">Heat-sterilize paper tissues.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">1 ml Syringe with needle of 25G</td>
			<td style="width:277px;">Terumo</td>
			<td style="width:229px;">SS+01H25161</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:392px;">Ultra Low Attachment Multiple Well Plates</td>
			<td style="width:277px;">Corning</td>
			<td style="width:229px;">3473 or 3471</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">BMP2</td>
			<td style="width:277px;">Noricum</td>
			<td style="width:229px;">rhBMP-2</td>
			<td style="width:480px;">Dilute at 5 mg/ml in acetic acid 50 mM and store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;width:392px;">Thrombin</td>
			<td style="width:277px;">Sigma</td>
			<td style="width:229px;">T9010</td>
			<td style="width:480px;">Dilute in CaCl2 2%, 500 mL per vial, and store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="62">
			<td height="62" style="height:62px;width:392px;">Fibrinogen</td>
			<td style="width:277px;">Sigma</td>
			<td style="width:229px;">F3879</td>
			<td style="width:480px;">Dilute at 4 mg/100 mL in PBS. Store at -20C. Warm before use.</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:392px;">Tissue-culture dishes 35 mm x 10 mm</td>
			<td style="width:277px;">Falcon</td>
			<td style="width:229px;">353001</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:392px;">U-Botton 96 well plate</td>
			<td style="width:277px;">Falcon</td>
			<td style="width:229px;">353077</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:392px;">NSG mice</td>
			<td style="width:277px;">The Jackson Laboratory</td>
			<td style="width:229px;">5557</td>
			<td style="width:480px;">NSG mice were a kind gift from Dr Leonard Shultz (The Jackson Laboratory).</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Chlorhexidine</td>
			<td style="width:277px;">G9</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td style="width:480px;">Dilute 1:10 before use</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Carprofen</td>
			<td style="width:277px;">Pfizer</td>
			<td style="width:229px;">Rimadyl</td>
			<td style="width:480px;">5 mg/g of mouse</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Buprenorphine</td>
			<td style="width:277px;">Alstoe</td>
			<td style="width:229px;">Vetergesic</td>
			<td style="width:480px;">0.1 mg/g of mouse body weight</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:277px;">Abbott</td>
			<td style="width:229px;">B506</td>
			<td style="width:480px;">Induction of anaesthesia 2%, maintenance 1%</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Trimmer</td>
			<td style="width:277px;">Wella</td>
			<td style="width:229px;">Contura HS61</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Surgical glue</td>
			<td style="width:277px;">3M</td>
			<td style="width:229px;">Vetbond</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">carbomer (polyacrylic acid)&#160; as Ophthalmic gel</td>
			<td style="width:277px;">Novartis</td>
			<td style="width:229px;">Viscotears Liquid Gel</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:392px;">Human Normal Immunoglobulin</td>
			<td style="width:277px;">Gammaplex</td>
			<td style="width:229px;">10g vial</td>
			<td style="width:480px;">100 ml/mouse intravenously, 30 min before infusion of specific antibody.</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:392px;">NT-QTracker</td>
			<td style="width:277px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:229px;">Q21021MP</td>
			<td style="width:480px;">Vessel-pooling agent. Administrate 15 ml/mouse intravenously 5 min before imaging.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">AF488-hCD45</td>
			<td style="width:277px;">Biolegend</td>
			<td style="width:229px;">304017</td>
			<td style="width:480px;">100 ml/mouse intravenously, 30 min before imaging.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">FITC-hCD31</td>
			<td style="width:277px;">BD Pharmigen</td>
			<td style="width:229px;">555445</td>
			<td style="width:480px;">100 ml/mouse intravenously, 30 min before imaging.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Super glue</td>
			<td style="width:277px;">Loctite&#160;</td>
			<td style="width:229px;">Super Glue</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Micro-Drill Kit</td>
			<td style="width:277px;">IDEAL - Fisher Scientific</td>
			<td style="width:229px;">NC9010016</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Microsurgical microscope</td>
			<td style="width:277px;"></td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td style="width:480px;">No specific brand/company is adviced.</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:392px;">LSM 710 NLO</td>
			<td style="width:277px;">Zeiss</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td style="width:480px;">Upright confocal microscope with motorized stage, two-photon laser and 20x 1.0 NA water immersion lens. Alternatively, a microscope with similar specifications could be used.</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:392px;">MaiTai &#8220;High Performance&#8221; fully automated 1-box 517 mode-locked Ti:Sapphire laser with DeepSee dispersion compensation</td>
			<td style="width:277px;">&#160;Spectra-Physics</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Formalin solution, neutral buffered, 10%&#160;</td>
			<td style="width:277px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:229px;">HT501128</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Ethanol</td>
			<td style="width:277px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:229px;">32294</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Osteosoft</td>
			<td style="width:277px;">Millipore</td>
			<td style="width:229px;">1.01728.1000</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Polysine slices</td>
			<td style="width:277px;">Thermo scientific</td>
			<td style="width:229px;">J2800AMNZ</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;width:392px;">Antigen unmasking solution</td>
			<td style="width:277px;">Vector</td>
			<td style="width:229px;">H-3300</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C. Dilute 1:100 in H2O for working solution.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Triton 100x</td>
			<td style="width:277px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:229px;">T9284</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Bovine serum albumin (BSA)</td>
			<td style="width:277px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:229px;">A96470</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Normal Goat serum (NGS)</td>
			<td style="width:277px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:229px;">G9023</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Endomucin Antibody</td>
			<td style="width:277px;">Santa Cruz</td>
			<td style="width:229px;">sc-65495</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">hVimentin antibody</td>
			<td style="width:277px;">Santa Cruz</td>
			<td style="width:229px;">sc-6260</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">hCD31 antibody</td>
			<td style="width:277px;">DAKO</td>
			<td style="width:229px;">M0823</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">hCD45 antibody</td>
			<td style="width:277px;">DAKO</td>
			<td style="width:229px;">M0701</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">ADRP (Perilipin2)</td>
			<td style="width:277px;">antibodies-online</td>
			<td style="width:229px;">ABIN283918</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="59">
			<td height="59" style="height:59px;width:392px;">Goat anti mouse secondary antibodies</td>
			<td style="width:277px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:229px;">A11029 or A11005</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="81">
			<td height="81" style="height:81px;width:392px;">Goat anti Rabbit secondary antibodies</td>
			<td style="width:277px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:229px;">A11037 or A11008</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Goat anti Rat secondary antibodies</td>
			<td style="width:277px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:229px;">A11007 or A21247</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:392px;">Sudan Black</td>
			<td style="width:277px;">Sigma</td>
			<td style="width:229px;">S2380</td>
			<td style="width:480px;">Prepare a stock of 1% sudan black in ethanol 70%. Store at RT. Prepare working solution of 0.1% sudan black in ethanol 70% and filter using filter-paper before use.</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;width:392px;">DAPI</td>
			<td style="width:277px;">Sigma</td>
			<td style="width:229px;">D8417</td>
			<td style="width:480px;">Prepare stock in H20 at 100 mg/mg. Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Fluorescent mounting media</td>
			<td style="width:277px;">Dako</td>
			<td style="width:229px;">S3023</td>
			<td style="width:480px;">Add DAPI before use (1:400 from DAPI stock).</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Cover glass</td>
			<td style="width:277px;">VWR</td>
			<td style="width:229px;">631-0147</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

bioengineering of humanized bone marrow microenvironments in mouse and their visualization by live imaging

ヒト造血幹細胞（HSC）は、骨髄（BM）ニッチ、サイトカイン、成長因子、および細胞外マトリックスを産生する成分の複雑な多因子ネットワークに存在する。 HSCが休止状態を維持し、自己複製または分化し、突然変異を獲得し、悪性化する能力は、異なる間質成分との複雑な相互作用に依存する。生理学的および病理学的状態におけるヒトHSCとヒトBMニッチとの間のクロストークを観察するために、我々は、免疫不全マウスにおけるヒト化BMニッチを異所的にモデル化および画像化するためのプロトコールを設計した。我々は、異なる細胞成分の使用が、ヒト化構造の形成および長期間のヒト造血生着を維持する機会を可能にすることを示す。 2光子顕微鏡を用いて、これらの構造を単一細胞の分解能でその場でライブイメージし、ヒトBM mの機能的特徴付けのための強力な新しいツールを提供することができる微小環境および正常および悪性造血の調節におけるその役割。

図1には、足場細胞の播種および移植プロセスの代表的な画像が示されている。 図1Cにおいて、細胞は足場に直接注入されることに留意されたい。 図1Gにおいて、皮下ポケットが形成され足場が移植されたマウスの後ろに切開が形成されることに留意されたい。 図2は、NSGマウスに移植され、8週間後に回収された異なる足場の総形態を示す。 hMSC播種足場（ 図2A ）におけるわずかな血管新生に注目されたい。足場におけるヒトECのhMSCとの同時播種は、足場におけるより関連する脈管構造の形成を可能にする（ 図2B ）。最後に、rhBMP-2の存在は骨形成を誘導する。検索された足場は、この場合にはより大きく、骨に似た硬組織。 図3は、NDDによるライブイメージングのための顕微鏡上のチャネル構成の設定を示しています（図の凡例の詳細）。 図4およびビデオ1は、hMSCでコーティングされた足場のヒト造血細胞を示す。足場を、移植後8週間およびAF488-hCD45抗体および655-VPAの静脈内接種後に移植した。この手順は、2光子共焦点顕微鏡法による移植されたヒト造血細胞および血管構造の可視化を可能にする。この場合、足場中の血管（655-VPA）および骨格実質内のヒト造血細胞（AF488-hCD45）の長期間の移植が示される。 図5および図 2は、hECおよびhMSCを播種したヒト足場に対応する。手術8週間後、足場を移植後に外植したFITC-hCD31抗体と655-VPAを接種し、前述のように2光子共焦点顕微鏡で画像を取得した。画像は、足場における血管形成におけるhECの関与を示し、マウス - ヒトキメラ脈管構造をもたらす。 図6Aは、MSC足場における骨形成を刺激するために使用されるアプローチの代表的なデータを示す。先の図と同様に、移植8週間後、655-VPAの静脈内接種を行い、足場を回収し、2光子共焦点顕微鏡で画像を取得した。 rhBMP-2刺激された足場は、骨中のカルシウムによって提供されるSHG（画像中のシアン色）のために視覚化され得る骨組織の形成を誘発する。提供された画像はまた、BM内膜組織に非常に似ている腔および血管内臓内膜組織の​​形成を示す。 図6B </strong&gt;およびVideo 3では、hECCにhMSCを移植しました。足場は、FITC-hCD31抗体および655-VPAの静脈内接種後に回収され、二光子共焦点顕微鏡画像は、骨形成足場における血管新生におけるhECの関与を示す。 図7は、組織学の代表的な画像、前述の結果を裏付けるために実施された手順を示す。免疫蛍光画像は、骨格構造中のマウス脈管構造、hECs、hMSC、および長期間移植されたヒト造血細胞を示す。マウスから回収した足場を固定し、免疫蛍光のために使用した。 rhBMP-2キャリア骨形成足場（ 図 7D〜F ）において、脂肪組織と成熟骨髄に似ている組織の形態を記録する。この骨形成骨格において、本発明者らは、hMSCが線維芽細胞であり、tそれらは間質細胞として新たに形成された組織に寄与する。本発明者らは、hMSCもまた脂肪組織形成に寄与することを示すヒト脂肪細胞マーカー発現を示す。 <img alt="図1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55914/55914fig1.jpg" /> 図1.細胞播種および移植プロセスの代表的な画像A）初期足場とそのメスを使用した切断方法。 B）最初の足場から得られた24個体。 C）シリンジを用いた足場細胞播種法。 D）細胞が植えられた培養培地を有する足場。 EF）骨形成足場のための特定のステップ： E）足場を96ウェル、U底プレートに移し、そしてF） rhBMP2、トロンビン、およびフィブリノーゲンを足場に加えるために使用される方法の代表的画像。 GJ） Surgi<html>全身麻酔下でのカル・インプラント手順： G）皮膚に形成された創傷および足場移植、 H）移植法、およびIJ）外科用接着剤を用いた創傷閉鎖手順。 <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55914/55914fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を見るには、ここをクリックしてください。</a> <img alt="図2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55914/55914fig2.jpg" /> 図2.マウスから回収された異なる足場。 MSC足場（左）、MSC + EC足場（中）、およびMSC + EC + BMP足場（右）の代表的な画像。 <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55914/55914fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を見るには、ここをクリックしてください。</a> 4 / 55914fig3.jpg &quot;/&gt; 図3.チャネル構成。顕微鏡のフィルター設定が表示されます。 A） 4つのNDD検出器モジュールがあります。最初のモジュールには2つのフィルタキューブがあります。第2および第3のモジュールはそれぞれ1つのフィルタキューブを有する。最後のモジュールにはキューブがありません（使用されていません）。最初の光電子増倍管（PMT）は遠赤色チャネル（640〜690 nm）用で、低波長を反映しています。以下のものは、380〜485nm、500〜550nm、および555〜625nmである（その次数は常に低い方から高い方へ）。 B）蛍光体の発光は、上記の構成（色分け）で検出可能である。 <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55914/55914fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を見るには、ここをクリックしてください。</a> <img alt="図4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55914/55914fig4.jpg" /> 図4. MSC足場<html>ヒト造血細胞のためのニッチの形成を可能にする。 A）およびB）ヒト造血細胞を標識するためにAF488-hCD45（緑色）、および血管系を標識するために655-VPA（マゼンタ）mを静脈内接種後に移植片を採取したZ-スタックの3D再構成。スケールバーは、AおよびB（上部パネル）では20μm、B（下部パネル）では5μmを表す。 <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55914/55914fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を見るには、ここをクリックしてください。</a> <img alt="ビデオ1" src="/files/ftp_upload/55914/55914video1.jpg" /> MSC足場は、ヒト造血細胞のためのニッチの形成を可能にする 。 MSC足場（コラーゲン構造：SHG、シアン）における脈管構造（655-VPA）に関連するヒト造血細胞（AF488-hCD45）の3D再構築。各スタックは140 x 140μmです。ef = &quot;https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55914/55914video1.mov&quot; target = &quot;_ blank&quot;&gt;このビデオを見るには、ここをクリックしてください。 （右クリックしてダウンロードしてください） <img alt="図5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55914/55914fig5.jpg" /> 図5.ヒトECはMSC足場にヒト化血管の形成に参加する。 MSC + EC足場におけるヒト起源のEC（FITC-hCD31）によって裏打ちされた脈管構造（655-VPA）の3D再構成。スケールバーは20μmを表す。 <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55914/55914fig5large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を見るには、ここをクリックしてください。</a> <img alt="ビデオ2" src="/files/ftp_upload/55914/55914video2.jpg" /> ビデオ2.ヒトECはMSC足場にヒト化血管の形成に参加する。ヒトECの3D再構成（FITC-hCD31）<html> （655-VPA）をMSC + EC足場に含む。各スタックは240×240μmと測定されます。 <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55914/55914video2.mov" target="_blank">このビデオを見るにはここをクリックしてください。 （右クリックしてダウンロードしてください）</a> <img alt="図6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55914/55914fig6.jpg" /> 図6. rhBMP-2キャリア足場は、骨髄と類似のヒト化脈管構造を有する。 A）骨構造（SHGシアン）および脈管構造（655-VPA）の形成を示すMSC + BMP足場の3D再構築。スケールバーは、100μm（左）、70μm（中）、および50μm（右）を表す。 B）ヒトEC（FITC-hCD31）で裏打ちされたヒト化血管（655-VPA）を示すMSC + EC + BMP足場の3D再構成。スケールバーは50μm（左）および30μm（中央および右）を表す。14 / 55914fig6large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt;この図の拡大版を見るには、ここをクリックしてください。 <img alt="ビデオ3" src="/files/ftp_upload/55914/55914video3.jpg" /> Video 3. rhBMP-2 Carrier Scaffoldsは、骨髄と同様の骨表面とヒト化脈管構造を持っています。 MSC + VERA + BMP足場（骨：SHG;血管：655-VPA;ヒトEC：FITC-hCD31）の3D再構築。各スタックは600×600μmを測定します。 <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55914/55914video3.mov" target="_blank">このビデオを見るにはここをクリックしてください。 （右クリックしてダウンロードしてください）</a> <img alt="図7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55914/55914fig7.jpg" /> 図7.固定足場上で実施された免疫蛍光の代表的な画像。 AF）移植されたヒト細胞の位置を特定するために行った免疫蛍光研究n足場。 AC） hECs、hMSCs、およびhHSCsを移植した足場。 DF） hECs、hMSCs、およびhHSCsを移植した骨形成足場。 AD）をBE）のhMSC（hVimentin、hVIM）およびマウス血管細胞（エンドムチン、ENDOM）、C）ヒト造血細胞（hCD45）、ヒトEC（hCD31）、マウスの血管構造（エンドムチン、ENDOM）：次のようにカラーチャネルであります（endomucin、ENDOM）、およびF）ヒト脂肪分化関連タンパク質（hADRP）およびマウス血管系（endomucin、ENDOM）を含むが、これらに限定されない。スケールバーは、10μm（AおよびC）、20μm（BおよびE）、および40（DおよびF）μmを表す。 <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55914/55914fig7large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を見るには、ここをクリックしてください。</a>

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Bioengineering of Humanized Bone Marrow Microenvironments in Mouse and Their Visualization by Live Imaging

マウスにおける異なるヒト化骨髄ニッチを作成し、ライブイメージする方法が提示される。ヒト間葉系細胞によって作り出された支持的ニッチに基づいて、ヒト内皮細胞の添加はヒト血管の形成を誘導するが、rhBMP-2の添加はヒト - マウスキメラ成熟骨組織の形成を誘導する。

マウスにおけるヒト化骨髄微小環境のバイオエンジニアリングとライブイメージングによるそれらの可視化

Human hematopoietic stem cells (HSCs) reside in the bone marrow (BM) niche, an intricate, multifactorial network of components producing cytokines, growth ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

11.6K ビュー.  The Francis Crick Institute. マウスにおける異なるヒト化骨髄ニッチを作成し、ライブイメージする方法が提示される。ヒト間葉系細胞によって作り出された支持的ニッチに基づいて、ヒト内皮細胞の添加はヒト血管の形成を誘導するが、rhBMP-2の添加はヒト - マウスキメラ成熟骨組織の形成を誘導する。 

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Isolation of Human Mesenchymal Stem Cells and their Cultivation on the Porous Bone Matrix

Mesenchymal stem cells (MSCs) have a differentiation potential towards osteoblastic lineage when they are stimulated with soluble factors or specific biomaterials. This work presents a novel option for the delivery of MSCs from human amniotic membrane (AM-hMSCs) that employs bovine bone matrix Nukbone (NKB) as a scaffold. Thus, the application of MSCs in repair and tissue regeneration processes depends principally on the efficient implementation of the techniques for placing these cells in a host tissue. For this reason, the design of biomaterials and cellular scaffolds has gained importance in recent years because the topographical characteristics of the selected scaffold must ensure adhesion, proliferation and differentiation into the desired cell lineage in the microenvironment of the injured tissue. This option for the delivery of MSCs from human amniotic membrane (AM-hMSCs) employs bovine bone matrix as a cellular scaffold and is an efficient culture technique because the cells respond to the topographic characteristics of the bovine bone matrix Nukbone (NKB), i.e., spreading on the surface, macroporous covering and colonizing the depth of the biomaterial, after the cell isolation process. We present the procedure for isolating and culturing MSCs on a bovine matrix.

Mesenchymal stem cells (MSCs) have a differentiation potential towards osteoblastic lineage when they are stimulated with soluble factors or specific biomaterials. This work presents a novel option for the delivery of MSCs from human amniotic membrane (AM-hMSCs) that employs the bovine bone matrix Nukbone (NKB) as a scaffold.

ヒト間葉系幹細胞の単離および多孔質骨基質上での栽培

Mesenchymal stem cells (MSCs) have a differentiation potential towards osteoblastic lineage when they are stimulated with soluble factors or specific ...

発生生物学

Isolating Mesangiogenic Progenitor Cells (MPCs) from Human Bone Marrow

In a research study aimed to isolate human bone marrow (hBM)-derived Mesenchymal Stromal Cells (MSCs) for clinical applications, we identified a novel cell population specifically selected for growth in human serum supplemented medium. These cells are characterized by morphological, phenotypic, and molecular features distinct from MSCs and we named them Mesodermal Progenitor Cells (MPCs). MPCs are round, with a thick highly refringent core region; they show strong, trypsin resistant adherence to plastic. Failure to expand MPCs directly revealed that they are slow in cycling. This is as also suggested by Ki-67 negativity. On the other hand, culturing MPCs in standard medium designed for MSC expansion, gave rise to a population of exponentially growing MSC-like cells. Besides showing mesenchymal differentiation capacity MPCs retained angiogenic potential, confirming their multiple lineage progenitor nature. Here we describe an optimized highly reproducible protocol to isolate and characterize hBM-MPCs by flow cytometry (CD73, CD90, CD31, and CD45), nestin expression, and F-actin organization. Protocols for mesengenic and angiogenic differentiation of MPCs are also provided. Here we also suggest a more appropriate nomenclature for these cells, which has been re-named as "Mesangiogenic Progenitor Cells".

Isolating Mesangiogenic Progenitor Cells MPCs from Human Bone Marrow

Here we describe an optimized, highly reproducible protocol to isolate Mesodermal Progenitor Cells (MPCs) from human bone marrow (hBM). MPCs were characterized by flow cytometry and nestin expression. They showed the ability to give rise to exponentially growing MSC-like cell cultures while retaining their angiogenic potential.

ヒト骨髄から単離することMesangiogenic前駆細胞（MPCは）

In a research study aimed to isolate human bone marrow (hBM)-derived Mesenchymal Stromal Cells (MSCs) for clinical applications, we identified a novel ...

Live Confocal Imaging of Developing Arabidopsis Flowers

The study of plant growth and development has long relied on experimental techniques using dead, fixed tissues and lacking proper cellular resolution. Recent advances in confocal microscopy, combined with the development of numerous fluorophores, have overcome these issues and opened the possibility to study the expression of several genes simultaneously, with a good cellular resolution, in live samples. Live confocal imaging provides plant biologists with a powerful tool to study development, and has been extensively used to study root growth and the formation of lateral organs on the flanks of the shoot apical meristem. However, it has not been widely applied to the study of flower development, in part due to challenges that are specific to imaging flowers, such as the sepals that grow over the flower meristem, and filter out the fluorescence from underlying tissues. Here, we present a detailed protocol to perform live confocal imaging on live, developing Arabidopsis flower buds, using either an upright or an inverted microscope.

Live confocal imaging provides biologists with a powerful tool to study development. Here, we present a detailed protocol for the live confocal imaging of developing Arabidopsis flowers.

共焦点イメージングは​​、シロイヌナズナの花の開発のライブ

The study of plant growth and development has long relied on experimental techniques using dead, fixed tissues and lacking proper cellular resolution. ...

Identification Of Erythromyeloid Progenitors And Their Progeny In The Mouse Embryo By Flow Cytometry

Macrophages are professional phagocytes from the innate arm of the immune system. In steady-state, sessile macrophages are found in adult tissues where they act as front line sentinels of infection and tissue damage. While other immune cells are continuously renewed from hematopoietic stem and progenitor cells (HSPC) located in the bone marrow, a lineage of macrophages, known as resident macrophages, have been shown to be self-maintained in tissues without input from bone marrow HSPCs. This lineage is exemplified by microglia in the brain, Kupffer cells in the liver and Langerhans cells in the epidermis among others. The intestinal and colon lamina propria are the only adult tissues devoid of HSPC-independent resident macrophages. Recent investigations have identified that resident macrophages originate from the extra-embryonic yolk sac hematopoiesis from progenitor(s) distinct from fetal hematopoietic stem cells (HSC). Among yolk sac definitive hematopoiesis, erythromyeloid progenitors (EMP) give rise both to erythroid and myeloid cells, in particular resident macrophages. EMP are only generated within the yolk sac between E8.5 and E10.5 days of development and they migrate to the fetal liver as early as circulation is connected, where they expand and differentiate until at least E16.5. Their progeny includes erythrocytes, macrophages, neutrophils and mast cells but only EMP-derived macrophages persist until adulthood in tissues. The transient nature of EMP emergence and the temporal overlap with HSC generation renders the analysis of these progenitors difficult. We have established a tamoxifen-inducible fate mapping protocol based on expression of the macrophage cytokine receptor Csf1r promoter to characterize EMP and EMP-derived cells in vivo by flow cytometry.

While infiltrating macrophages are continuously recruited to adult tissues from circulating precursors, resident macrophages seed their tissue during development, where they are maintained without further input from progenitors. The progenitors for resident macrophages were recently identified. Here, we present methods for the genetic fate mapping of the resident macrophage progenitors.

フローサイトメトリーによるマウス胚における赤血球系前駆細胞およびその子孫の同定

Macrophages are professional phagocytes from the innate arm of the immune system. In steady-state, sessile macrophages are found in adult tissues where ...

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

In most flowering plants, the zygote and embryo are hidden deep in the mother tissue, and thus it has long been a mystery of how they develop dynamically; for example, how the zygote polarizes to establish the body axis and how the embryo specifies various cell fates during organ formation. This manuscript describes an in vitro ovule culture method to perform live-cell imaging of developing zygotes and embryos of Arabidopsis thaliana. The optimized cultivation medium allows zygotes or early embryos to grow into fertile plants. By combining it with a poly(dimethylsiloxane) (PDMS) micropillar array device, the ovule is held in the liquid medium in the same position. This fixation is crucial to observe the same ovule under a microscope for several days from the zygotic division to the late embryo stage. The resulting live-cell imaging can be used to monitor the real-time dynamics of zygote polarization, such as nuclear migration and cytoskeleton rearrangement, and also the cell division timing and cell fate specification during embryo patterning. Furthermore, this ovule cultivation system can be combined with inhibitor treatments to analyze the effects of various factors on embryo development, and with optical manipulations such as laser disruption to examine the role of cell-cell communication.

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

This manuscript describes an in vitro ovule cultivation method that enables live-cell imaging of Arabidopsis zygotes and embryos. This method is utilized to visualize the intracellular dynamics during zygote polarization and the cell fate specification in developing embryos.

体外受精卵の Live 細胞イメージング偏光とシロイヌナズナの胚パターン形成の胚珠培養

In most flowering plants, the zygote and embryo are hidden deep in the mother tissue, and thus it has long been a mystery of how they develop dynamically; ...

Live Imaging of Mouse Secondary Palate Fusion

The fusion of the secondary palatal shelves to form the intact secondary palate is a key process in mammalian development and its disruption can lead to cleft secondary palate, a common congenital anomaly in humans. Secondary palate fusion has been extensively studied leading to several proposed cellular mechanisms that may mediate this process. However, these studies have been mostly performed on fixed embryonic tissues at progressive timepoints during development or in fixed explant cultures analyzed at static timepoints. Static analysis is limited for the analysis of dynamic morphogenetic processes such a palate fusion and what types of dynamic cellular behaviors mediate palatal fusion is incompletely understood. Here we describe a protocol for live imaging of ex vivo secondary palate fusion in mouse embryos. To examine cellular behaviors of palate fusion, epithelial-specific Keratin14-cre was used to label palate epithelial cells in ROSA26-mTmGflox reporter embryos. To visualize filamentous actin, Lifeact-mRFPruby reporter mice were used. Live imaging of secondary palate fusion was performed by dissecting recently-adhered secondary palatal shelves of embryonic day (E) 14.5 stage embryos and culturing in agarose-containing media on a glass bottom dish to enable imaging with an inverted confocal microscope. Using this method, we have detected a variety of novel cellular behaviors during secondary palate fusion. An appreciation of how distinct cell behaviors are coordinated in space and time greatly contributes to our understanding of this dynamic morphogenetic process. This protocol can be applied to mutant mouse lines, or cultures treated with pharmacological inhibitors to further advance understanding of how secondary palate fusion is controlled.

Here, we present a protocol for live imaging of mouse secondary palate fusion using confocal microscopy. This protocol can be used in combination with a variety of fluorescent reporter mouse lines, and with pathway inhibitors for mechanistic insight. This protocol can be adapted for live imaging in other developmental systems.

マウス二次口蓋融合のライブイメージング

The fusion of the secondary palatal shelves to form the intact secondary palate is a key process in mammalian development and its disruption can lead to ...

A RANKL-based Osteoclast Culture Assay of Mouse Bone Marrow to Investigate the Role of mTORC1 in Osteoclast Formation

Osteoclasts are unique bone-resorbing cells that differentiate from the monocyte/macrophage lineage of bone marrow. Dysfunction of osteoclasts may result in a series of bone metabolic diseases, including osteoporosis. To develop pharmaceutical targets for the prevention of pathological bone mass loss, the mechanisms by which osteoclasts differentiate from precursors must be understood. The ability to isolate and culture a large number of osteoclasts in vitro is critical in order to determine the role of specific genes in osteoclast differentiation. Inactivation of the mammalian/mechanistic target of rapamycin complex 1 (TORC1) in osteoclasts can decrease osteoclast number and increase bone mass; however, the underlying mechanisms require further study. In the present study, a RANKL-based protocol to isolate and culture osteoclasts from mouse bone marrow and to study the influence of mTORC1 inactivation on osteoclast formation is described. This protocol successfully resulted in a large number of giant osteoclasts, typically within one week. Deletion of Raptor impaired osteoclast formation and decreased the activity of secretory tartrate-resistant acid phosphatase, indicating that mTORC1 is critical for osteoclast formation.

This manuscript describes a protocol to isolate and culture osteoclasts in vitro from mouse bone marrow, and to study the role of the mammalian/mechanistic target of rapamycin complex 1 in osteoclast formation.

RANKL による破骨細胞文化アッセイのマウス骨髄破骨細胞形成における mTORC1 の役割を調査するには

Osteoclasts are unique bone-resorbing cells that differentiate from the monocyte/macrophage lineage of bone marrow. Dysfunction of osteoclasts may result ...

Isolation, Culture, and Differentiation of Bone Marrow Stromal Cells and Osteoclast Progenitors from Mice

Bone marrow stromal cells (BMSCs) constitute a cell population routinely used as a representation of mesenchymal stem cells in vitro. They reside within the bone marrow cavity alongside hematopoietic stem cells (HSCs), which can give rise to red blood cells, immune progenitors, and osteoclasts. Thus, extractions of cell populations from the bone marrow results in a very heterogeneous mix of various cell populations, which can present challenges in experimental design and confound data interpretation. Several isolation and culture techniques have been developed in laboratories in order to obtain more or less homogeneous populations of BMSCs and HSCs invitro. Here, we present two methods for isolation of BMSCs and HSCs from mouse long bones: one method that yields a mixed population of BMSCs and HSCs and one method that attempts to separate the two cell populations based on adherence. Both methods provide cells suitable for osteogenic and adipogenic differentiation experiments as well as functional assays.

In this article, we present methods to isolate and differentiate bone marrow stromal cells and hematopoietic stem cells from mouse long bones. Two different protocols are presented yielding different cell populations suitable for expansion and differentiation into osteoblasts, adipocytes, and osteoclasts.

分離、カルチャ、および骨髄間質細胞とマウスから破骨細胞前駆細胞の分化

Bone marrow stromal cells (BMSCs) constitute a cell population routinely used as a representation of mesenchymal stem cells in vitro. They reside within ...

Live Cell Imaging of Chromosome Segregation During Mitosis

Chromosomes must be reliably and uniformly segregated into daughter cells during mitotic cell division. Fidelity of chromosomal segregation is controlled by multiple mechanisms that include the Spindle Assembly Checkpoint (SAC). The SAC is part of a complex feedback system that is responsible for prevention of a cell progress through mitosis unless all chromosomal kinetochores have attached to spindle microtubules. Chromosomal lagging and abnormal chromosome segregation is an indicator of dysfunctional cell cycle control checkpoints and can be used to measure the genomic stability of dividing cells. Deregulation of the SAC can result in the transformation of a normal cell into a malignant cell through the accumulation of errors during chromosomal segregation. Implementation of the SAC and the formation of the kinetochore complex are tightly regulated by interactions between kinases and phosphatase such as Protein Phosphatase 2A (PP2A). This protocol describes live cell imaging of lagging chromosomes in mouse embryonic fibroblasts isolated from mice that had a knockout of the PP2A-B56&#947; regulatory subunit. This method overcomes the shortcomings of other cell cycle control imaging techniques such as flow cytometry or immunocytochemistry that only provide a snapshot of a cell cytokinesis status, instead of a dynamic spatiotemporal visualization of chromosomes during mitosis.

This protocol describes an easy and convenient method to label and visualize live chromosomes in mitotic cells using Histone2B-GFP BacMam 2.0 label and a spinning disc confocal microscopy system.

細胞分裂時の染色体分配の生きているセルイメージ投射

Chromosomes must be reliably and uniformly segregated into daughter cells during mitotic cell division. Fidelity of chromosomal segregation is controlled ...

Tissue Preparation and Immunostaining of Mouse Craniofacial Tissues and Undecalcified Bone

Tissue immunostaining provides highly specific and reliable detection of proteins of interest within a given tissue. Here we describe a complete and simple protocol to detect protein expression during craniofacial morphogenesis/pathogenesis using mouse craniofacial tissues as examples. The protocol consists of preparation and cryosectioning of tissues, indirect immunofluorescence, image acquisition, and quantification. In addition, a method for preparation and cryosectioning of undecalcified hard tissues for immunostaining is described, using craniofacial tissues and long bones as examples. Those methods are key to determine the protein expression and morphological/anatomical changes in various tissues during craniofacial morphogenesis/pathogenesis. They are also applicable to other tissues with appropriate modifications. Knowledge of the histology and high quality of sections are critical to draw scientific conclusions from experimental outcomes. Potential limitations of this methodology include but are not limited to specificity of antibodies and difficulties of quantification, which are also discussed here.

Here, we present a detailed protocol to detect and quantify protein levels during craniofacial morphogenesis/pathogenesis by immunostaining using mouse craniofacial tissues as examples. In addition, we describe a method for preparation and cryosectioning of undecalcified hard tissues from young mice for immunostaining.

マウス頭蓋組織および非除電骨の組織調製と免疫染色

Tissue immunostaining provides highly specific and reliable detection of proteins of interest within a given tissue. Here we describe a complete and ...