The authors thank Mr. Masaaki Kaneta, Ms. Hiromi Suzuki, and Ms. Mitsue Kawashima (Department of Regenerative and Infectious Pathology, Hamamatsu University School of Medicine) for their excellent technical assistance. This work was supported by the Japan Society for the Promotion of Science, KAKENHI Grant Number 23590445.

すべての実験プロトコルは、医学部の浜松大学の動物実験委員会によって承認されました。 MCMV（スミス株）および組換えの調製M32が強化された緑色蛍光タンパク質（EGFP）-MCMV <ol><li>以前に8を説明し、 -組換えM32-EGFP-MCMVは（1.9 1.2）は以下のような方法に従って生成します。 </li><li>野生型MCMV（：U68299アクセッション番号）のスミス株由来の組換えウイルスを使用してください。挿入EGFP（4361塩基対; bp）の37089および41450塩基対（M32 - M31遺伝子座）との間にMCMVゲノム中の相同組換えによる。 </li><li> M32、5&#39;-CTACTAGCTAGCCTTCCGCGAGTCGCTGTATT-3 &#39;（フォワードプライマー）、5：MCMV M32（41450ポリメラーゼ連鎖反応によって増幅-右、以下のプライマーを用いて配列の遺伝子座に隣接する、39246 BP - 39286 bpのは、フランキング配列およびM31（37089を左「-CTACTAGCTAGCCTTCCGCGAGTCGCTGTATT-3 &#39;（リバースプライマー）; M31、5&#39;-CTAAATTAACTTAAGTCGTCCTCTTCGTCTCACAA-3&#39;（フォワードプライマー）、5&#39;-AACTAGTCTAGATCGCTCCTGGTTGGTTTTTA-3 &#39;（リバースプライマー）。 </li><li> NheIおよびBamHI制限部位を用いてEGFP発現ベクターにM32軌跡を挿入します。 AflIIおよびXbaI部位を用いて、M32-EGFP -recombinantプラスミドにM31遺伝子座を挿入します。 EGFP - - M32からNheIおよびAflIIでM31系列 - EGFP - M32を切断M31組換えプラスミドおよびH 2 Oに溶解し</li><li> MCMVの核に切断構築物をトランスフェクト（スミス株）相同組換えを誘導するためにエレクトロポレーションシステムを使用して、24時間の感染後（HPI）NIH3T3細胞をに感染し。 </li><li> 3日後に感染、感染細胞のEGFP発現病巣のための6ウェルプレートで1 /千の比と、画面で非感染マウス胚繊維芽細胞（MEF）との共培養細胞で。 </li><li>ハーヴ緑色蛍光病巣を含むウェルからSTウイルス含有上清および10倍に希釈します。精製のために、単一の緑色蛍光病巣を表示井戸を選択します。 </li><li>すべての病巣が、限界希釈感染表示EGFPの発現に起因する場合には、ウイルス調製物には、野生型ウイルスが残っていないことを示す、純粋です。以前に17を説明したようにプラークアッセイ法によりウイルスを定量化します。 </li><li>手袋とマスクを着用してバイオセーフティーレベル2の認定安全キャビネット内のMCMVを扱います。 </li><li> 12日齢のICRマウス胚から調製したMEFにおける通過MCMV（スミス株）および組換えMCMVは、以前に17を説明しました。 </li><li> 16℃で20分間、3000×gで遠心分離することにより、感染MEF培養物の上清から細胞を除去します。 </li><li>超遠心機7万×gで40分間上清。トリス緩衝生理食塩水1mlにビリオンを含有するペレットを再懸濁し、予め形成直線Sに転送しますorbitol勾配（25％ - 70％）。 60分18 70,000×gで再び超遠心分離器。 </li><li>シリンジでビリオン含有バンドを収穫。 40分間70,000×gで、追加の超遠心分離工程によって収穫したビリオンをペレット。 </li><li>感染実験まで-80℃でリン酸緩衝生理食塩水（PBS）と店舗1ml中のペレットを再懸濁します。 </li><li>以前19に記載のようにプラークアッセイ法でウイルス力価を定量化します。 </li><li>透過型電子顕微鏡（TEM）8（ 図1B）によって、蛍光顕微鏡（ 図1A）及び粒子構造によって組換えMCMV粒子（489 nmで励起、508 nmでの発光）のEGFP発現を可視化します。 </li></ol>ナイルレッド蛍光マイクロビーズの作製<ol><li>カルボキシル蛍光ナイルレッドマイクロビーズを購入し、直径に応じてチューブにマイクロビーズを500μlを置く（0.04-約0.06ミクロン、3.63×10 12粒子; 0.1から0.3ミクロン、約5.75×10 10粒子;および1.7から2.2ミクロン、約6.85×10 7粒子）。 </li><li>任意のエンドトキシンを除去し、室温で滅菌水でビーズを再懸濁し、約1日0.1 M NaOHを500μlのビーズを扱います。 </li><li>使用前にRTでC57BL / 6マウスから得られた10％マウス血清をビーズO / Nを吸着します。 </li><li>骨材、渦ビーズを分離し、使用前に徹底的に超音波処理するには。 </li></ol>新生児マウスにMCMVおよび蛍光マイクロビーズの3 ICV注射<ol><li> 12時間の明/暗サイクルの下で温度制御施設において通常の妊娠ICRマウスを維持します。新生児は、誕生日にP 0.5に指定されています。 </li><li> 10μlのシリンジと70％アルコールで27 G針を滅菌します。 </li><li> MCMVまたは蛍光マイクロを含む注射液（5μl）をロードします慎重にシリンジのプランジャーを引いて針にビーズ。 </li><li> 4分 - 3氷の上でマウスを置くことによって新生児マウス（P 0.5）を抑制する。動物が麻酔下になると、麻酔の深さを決定するために、つま先ピンチ応答メソッドを使用します。 </li><li>マーク約0.7場所で非毒性実験用ペンで注射部位-新生児ブレグマ（ 図2A）から1.0ミリメートルの尾- 1.0ミリメートルは、矢状縫合と0.7に横。 </li><li>マークされた注射部位で頭蓋骨の表面に対して垂直の深針2ミリメートルを挿入します。参考のために、非毒性メーカーと針の先端から2ミリメートルをマーク。 </li><li>ゆっくりと頭皮（ 図2B）を開くことなく、側脳室へのMCMV（約5×10 5 PFU）の5μLを注入します。 </li><li>マウスの別のグループ、蛍光マイクロビーズを含む5μlの液を注入（0.1から0.3ミクロン、約5.75×10 8粒子）ではにより同じ方法。 </li><li>逆流を防止するために、プランジャの動きを中止した後、20秒 - ゆっくりと針10を除去します。 </li><li>運動や一般応答性が回復されるまで、暖かい容器に10分 - 回復するには、5のためのマウスを保持します。 </li><li>時点（3、12、24、48、及び72時間）、注射後の範囲において第5章に記載されているように脳を収穫。 </li></ol>新生児マウスにMCMVまたは蛍光マイクロビーズの4 IV注入<ol><li> 4分 - 3氷の上でマウスを置くことによって新生児マウス（P 0.5）を抑制する。 </li><li> Pで0.5新生児をMCMVの静脈内注射を行うために35 G針で1-mlの注射器を使用してください。 </li><li>浅側頭（顔）静脈を可視化するためにトランスイルミネーター（静脈ファインダー）を使用します。注射の前に、サージカルテープ（ 図2C）を使用して、トランスイルミネーターに新生児を確保。 </li><li>拡大鏡（1.5X）を装着したまま、ゆっくり（約5.45×MCMVの50μLを注入; 10 9粒子）または蛍光マイクロビーズ（0.04から0.06ミクロン、約3.63×10 11粒子; 0.1から0.3ミクロン、約5.75×10 9粒子;および1.7から2.2ミクロン、約6.85×10 6粒子）浅側頭静脈へ（ 図2D）。 </li><li>針を除去した後、出血が止まるまで、注射部位に圧力を適用するために、70％のアルコールを含むガーゼを使用します。 </li><li>新生児を温かくコンテナはケージに戻す前に回復するには約5分を与えます。 </li><li>時点（3、12、24、及び72時間）、注射後の範囲において第5章に記載されているように脳を収穫。 </li></ol>パラフィン切片5.脳組織サンプルの調製<ol><li>砕いた氷の上の小さなプラスチック皿に注入された新生児を置きます。 </li><li>動物が麻酔下にあると、anesthesの深さを決定するために、つま先ピンチ応答メソッドを使用しIA。 </li><li>胸腔を開くために胸郭を通じて一つの中心または2の端の水平エンドカットを行います。 </li><li>鋭いハサミで心房内のカットを行います。心房中4％パラホルムアルデヒド（PFA）溶液を注入します。肝臓の自発運動（PFAダンス）と軽く色が​​観察されたときに灌流を停止します。放血しないで​​ください。 </li><li>最初のはさみのペアを使用してヘッドを除去することによって、（以前に20を説明したように）新生児を解剖。 </li><li>頭蓋骨を露出するために鼻に首から外皮に沿って正中切開を行います。 </li><li>慎重に頭蓋骨の内面に沿ってスライドする、片側の大後頭孔にアイリスのはさみのペアの鋭い端を置きます。 </li><li>後部頭蓋骨表面の遠位端まで延びるカットを行い、対側で同一のカットを行います。小脳の周りの頭蓋骨を離れてオフにします。 </li><li>慎重に脳の損傷を防止するために、一方の側に頭蓋骨をバック剥離。これを繰り返し脳の反対側の作業を行います。 </li><li>スパチュラを用いて、脳の腹側表面に沿って嗅球や神経の接続を断ちます。 </li><li>静かにまだハサミを使用して頭蓋骨に脳を接続し、脳を除去し、任意の硬膜をトリミング、頭から脳を分離します。 </li><li> 4％PFAで4℃で24時間のための脳の少なくとも10倍のボリュームを含む固定液のバイアル中に脳を置きます。 </li><li>水を置換するために段階的エタノール浴の一連の組織を脱水してから、ブロックを形成し、パラフィンワックスで潜入。 21 4μmの厚さのスライスにミクロトームでパラフィンブロックをカット。 </li><li>脱パラフィン化し、感染した脳22のスライドを再水和します。パラフィン包埋切片のためのin situハイブリダイゼーションに進んでください。 </li></ol>凍結切片6.脳組織サンプルの調製<ol><li> 5.11から5.1に記載されている手順後の脳を削除してください。 </li><li>蛍光マイクロビーズおよびM32-EGFP-MCMVを観察するために、平底cryomoldsに切除脳を置きます。完全に脳試料をカバーするためにメディアを埋め込む追加。スナップは、チャックに取り付ける前にcryomoldsのエッジを保持するために鉗子を使用して、予備冷却のnヘキサン（-80ºC）でcryomoldsを凍結します。 </li><li>切片については、予冷クライオスタットチャック上に凍結組織ブロックを取り付けます。クライオスタットチャンバ内にチャックで凍結組織を移し、-10〜-20℃に温度を下げ、約8スライスカット- 23厚さ10μmを。 </li><li>噴霧することによりcytofixative（イソプロピルアルコールおよびポリエチレングリコールの混合物）を持つセクションを修正しました。空気はすぐに噴霧した後、室温で30分間のセクションを乾燥し、でそれらを保存する - さらに使用するまで80ºC。 </li><li>バックRTの切片を平衡化し、PBSで3回洗浄します。 </li><li> Gを抱合フルオレセインイソチオシアネート（FITC）を持つセクションを染色1の濃度の100 RTでPBS中で10分間（ 図5）またはPE結合CD31抗体を用いた：riffoniaの1の濃度でB4イソレクチンsimplicifolia 100 RTでPBS中で30分間（ 図6）。 </li><li> PBSで3回のセクションを洗ってください。 </li><li>洗浄後、細胞核を可視化するために4 &#39;、6-ジアミジノ-2-フェニルインドール（DAPI）を用いて切片を染色します。 、EGFP（489 nmで励起、508 nmでの発光）（345 nmで、455 nmでの発光での励起）抗退色試薬および画像DAPIのセクションをマウントし、ナイルレッド（553 nmで励起、637 nmでの発光）蛍光顕微鏡（ 図3、図5、図6）。 </li></ol>パラフィン包埋切片のためのin situハイブリダイゼーション（FISH）7.蛍光<ol><li>全体MCMV DNAの世代を含む細菌人工染色体を使用して、ニックトランスレーションによってin situハイブリダイゼーションDNAのための蛍光体で直接標識FISHプローブを準備しますOME（pSM3fr）19。 FISHプローブの濃度は0.1μgの/μlです。 </li><li>脱パラフィン化し、感染した脳22のスライドを再水和します。 </li><li>ウイルスDNAを検出するためのRNase（PBS中100μg/ mlの）で組織切片を扱います。 </li><li> 20分間98°C - 95で0.05％NP40、0.01 Mクエン酸緩衝液（pH6.0）で抗原回復を実行します。 20分間室温までスライドを冷却します。 </li><li>ガラスコプリン染色ジャーに、2分間純水に各時間で3回スライドを洗浄します。 0.06％ペプシン、37℃で5分間、0.01 N HCl溶液で追加抗原回復手順を実行します。 </li><li>すすぎを2分間ガラスコプリン染色ジャー内のたびに、純水で3回スライド。 </li><li> 85％のエタノール、70％エタノールでスライドを転送することによって、再び組織切片を脱水し、その後、100％エタノール。 </li><li>ハイブリダイゼーション緩衝液10mlを調製するための、in situハイブリダイゼーション塩1.25ミリリットル（3MのNaCl、100mMのTrisを混ぜます-HCl pHは8.0、5ミリリットルと100 mMのリン酸ナトリウムpH6.8の、50mMのEDTA）を脱イオンホルムアミド、2.5ミリリットル50％デキストラン硫酸、250μlの50×デンハルト溶液、125μlの100 mg / mlでのtRNA、および875μlのH 2 O </li><li>直接ハイブリダイゼーション緩衝液中にランダムに全MCMVゲノムを認識する蛍光団で標識されたDNAプローブを希釈します。最終容量は10μlの（7μlのハイブリダイゼーション緩衝液、1μlのプローブ（0.1μgの/μL）、および2μlの蒸留水）でなければなりません。 </li><li>各スライドにプローブミックス（10μl）を加え、カバースリップ（15×15ミリメートル）でカバー。ゴムセメントでカバースリップをシール。 85℃で5分間、プローブミックスを変性させ、そして42℃でのハイブリダイゼーション工程のO / Nを完了する。 </li><li> 2分間73℃で0.3％NP40、0.4×のSSCでスライドを洗浄し; 0.1％NP40、1分間73℃で0.4×のSSCで、そして2×SSCで2回押します。 </li><li> DAPIで核対比染色（10ng / ml）及びカバーガラスとスライドをカバーしています。 </li><li>マウント蛍光顕微鏡（ 図4）を有する抗フェード試薬および画像DAPI（345 nmで励起、455 nmでの発光）とEGFP（489 nmで励起、508 nmでの発光）のセクション。 </li></ol>

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L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracerebroventricular+viral+injection+of+the+neonatal+mouse+brain+for+persistent+and+widespread+neuronal+transduction.">Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction.</a> J Vis Exp. (91), e51863 (2014).</li><li>Glascock, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+therapeutic+agents+through+intracerebroventricular+(ICV)+and+intravenous+(IV)+injection+in+mice.">Delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (ICV) and intravenous (IV) injection in mice.</a> J Vis Exp. (56), (2011).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

動物モデルでは、ICV、腹腔内、直接胎盤、およびIV感染症はウイルス性脳炎の病因を研究するために使用されてきました。私たちは、手続きの簡単さと標的領域へ​​の粒子の直接注入の利益のために新生児マウスのICVおよびIV注入モデルに焦点を当てました。腹腔内感染が容易な方法であるが、ウイルス粒子は、間接的なプロセス5,24を介して全身に広がります。ダイレクト胎盤感染は、胚性全身感染症を研究するための良い方法です。しかし、この方法では、安定した結果を得るために特別な訓練を必要とし、低い成功率を有します。感染方法は、胎盤を介して間接的なプロセスであり、各試験6で胎児への注入量を制御することは困難です。新生児マウスはCMVなどのウイルスに非常に敏感であるように、本研究では、我々は非常に初期のPHAでのウイルス粒子の分布および感染細胞のそれを比較することができ感染の電子。 IV感染モデルがBBBとウイルスの相互作用を含む、自然感染に似た全身感染モデルである一方、ICV注入モデルは、BBB 25をバイパス感染挙動を検討することが有益です。 ICV注入法では、我々は深い頭蓋骨の中に少なくとも2ミリメートルに浸透することを確認しました。心室26からの逆流を防止するために、20秒-針は、約10のための脳室内部に保持しました。慎重に行う場合には、ICV注入は、高速およびin vivoの方法で簡単です。しかし、時々、脳への望ましくない逆流または針の深い/浅い浸透を含む不正確な注射が発生する可能性があります。慎重な手順および観察ポスト噴射が正常にこのプロトコルを実行するために必要とされます。注入誤差を考慮すると、我々は唯一の数量上の粒子とないの分布パターンに着目し、薬剤の治療効果を観察しませんでした私たちの研究では、Sまたは機能的抗体。 このような浅側頭静脈、外頸静脈、および眼窩のようないくつかのサイトを介して、マウス新生児のIV注射を実行するには、いくつかの手順があります。新生児の浅側頭静脈を容易ネーターと拡大レンズを用いて可視化されます。注射はrate.WeはIV注射の部位として浅側頭静脈を選んだ高い成功して、単一の経験のある個人によって完成させることができます。 IV注射の方法は、新生仔マウスと注射手順を位置決めするように、いくつかの訓練を必要とします。新生児マウスの頭部は上部と平らになるように一時的な静脈のためにテープで配置されるべきです。 35 G針は、針の先端が完全に容器に囲まれていることを十分血管に挿入する必要があります。トランスイルミネーターと拡大鏡メガネは明らかに小さな静脈を視覚化するための便利なツールです。 100までの大量の注射μlの内容の流れを確認するために、ゆっくりと注入しなけ​​ればなりません。第一審での注射の障害が発生した場合には、一時的な静脈の反対側には、別の裁判のために利用可能です。注入後、仔は、最小限の苦痛を経験し、迅速に回復します。 20仔のうち1の平均が主要な苦痛を経験し、回復していない理由は明らかではありません。ただし、このイベント最小限の損害賠償全体実験計画の発生率が低いです。 IV注入法は、高い成功率（80％以上）を有しているように、我々はとし、そのような薬剤や機能性抗体などの全身治療せずに分布パターンを比較することができます。我々は以前、新生児マウスは新生児マウスの浅側頭静脈に（20μgの/ gで50μl）を、またはアイソタイプ対照抗体（20μgの/ gで50μl）を抗β1が機能遮断抗体インテグリンを注射した実験を行ってきました。一時間後の抗体注射、5×10MCMVの6 PFU（50μl）を一時的な静脈の反対側に注入しました。ハムスター抗ラットCD29（β1インテグリンチェーン、クローンHA2 / 5）のセクションごとMCMV陽性細胞の数は、脳を処置されたアイソタイプ抗体で処理した脳8のそれと比較した場合に有意に低かったです。今後の研究で同様の方法を用いて、ウイルスに対する薬剤の効果または中和抗体はウイルス粒子および感染細胞の分布を観察することによって決定することができます。

ウイルス性脳炎を研究する際に、ウイルス粒子の最初の分布は、疾患の病因を理解し、脳内のウイルスの標的を同定することが非常に重要です。パンドラウイルス属は、サイズが1以上700 nmであるが、ほとんどのウイルスは、20〜300nm程度の大きさの範囲。感染の急性期におけるウイルス粒子の分布は、粒子の大きさ、細胞受容体の分布、またはウイルスの細胞受容体の親和性に依存し得ます。動物モデル、脳室内（ICV）で、腹腔内、直接胎盤、および静脈内（IV）感染症は、ウイルス性脳炎の病因を研究するために使用されてきました。ウイルスのICV接種は、多くの場合、中枢神経系（CNS）のマウスにおける感染を確立するために使用されます。この技術を用いた研究は、特に脳室周囲のゾーン内の細胞および脳脊髄液（CSF）、similaと直接接触している脳の領域において、広範な感染が報告しますウイルスventriculoencephalitisの影響にrを。アデノ随伴ウイルス（AAV）粒子の小さいサイズ（20 -直径25 nm）はICV感染2-4の脳全体にその普及を促進します。腹腔内5、直接胎盤6、およびIV注射7は、造血全身投与を表します。血液脳関門（BBB）を介してウイルス粒子の侵入は、それらが拡散ミクログリア結節8,9を表し、新生児の脳の柔組織に到達することを可能にします。 サイトメガロウイルス（CMV）は、ヘルペスウイルスファミリーに属する一般的なウイルスです。米国では、50％ - 人の80％が年齢によってCMV感染があった40 CMV感染はまれに有害であるが、免疫不全患者や胎児疾患を引き起こす可能性があります。すべての配送のうち、0.2％ - 2％は、小頭症、脳室周囲石灰化、小脳形成不全、MICRなどの重篤な症状で、その結果、CMV 10を持って生まれています眼炎、視神経萎縮11,12。また、精神遅滞、感音難聴、視覚障害、発作、およびてんかんは非致命的CMV感染の乳児13,14の約10％に起こります。中枢神経系の機能不全は、CMV先天異常の最も一般的な特徴症状です。より多くの子供たちが永久にダウン症候群、胎児性アルコール症候群、または二分脊椎15よりも、先天性CMVが毎年無効になっています。現時点で入手可能なCMVに対しては予防接種は、安全かつ有効なワクチンの必要性を呼びかけ、ありません。感染の初期段階でそれらの受容体とCMV粒子の相互作用を研究することは、ワクチン接種の効果を理解することが重要です。 Ventriculoencephalitisとミクログリアの結節を拡散は、CMV脳炎16の二つの主要な病理学的特徴です。 （ - 300から150nm）感染aの急性期に脳を介して広がるCMV粒子がどのようにそれは不確かされ​​ていますndはどのように細胞受容体の分布やウイルスに対するそれらの親和性は、ウイルスの普及に貢献しています。川崎らは 、感染の初期段階での粒子およびその受容体の分布（β1インテグリン）の観点から、ICVおよびIV感染を評価しました。我々は、CMV粒子の普及とβ1インテグリンの発現がICVおよびIV感染8の両方で感染の初期段階ではよく相関していることを発見しました。 ICV感染はventriculoencephalitisのモデルであり、IV感染が拡散ミクログリア結節のモデルです。ウイルスや蛍光粒子のダイナミクスを研究することは、粒子サイズ、細胞受容体とウイルスの相互作用、および脳内のBBB透過のメカニズムの影響に関する有用な情報を与えるだろう。以下のプロトコルは、CNS内の任意のウイルス感染およびウイルスベクターを調査するために使用することができます。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="690">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Tris; tris(hydroxymethyl)- aminomethane</td>
			<td style="width:143px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:80px;">T-6791</td>
			<td style="width:147px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">HCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H-1758</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">pEGFP-N1 vector&#160;</td>
			<td>Clontech</td>
			<td>#6085-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:23px;">D-sorbitol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S-1876</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">SPHERO TM Fluorescent Polystyrene Nile Red 0.04-0.06</td>
			<td>Spherotech, Inc.</td>
			<td>FP-00556-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">SPHERO TM Fluorescent Polystyrene Nile Red 0.1-0.3</td>
			<td>Spherotech, Inc.</td>
			<td>FP-0256-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">SPHERO TM Fluorescent Polystyrene Nile Red 1.7-2.2</td>
			<td>Spherotech, inc.&#160;</td>
			<td>FP-2056-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">10% mouse serum</td>
			<td>DAKO&#160;</td>
			<td>X0910</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">C57BL/6 mouse</td>
			<td>SLC, Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">ICR mouse</td>
			<td>SLC, Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Modified Microliter Syringes (7000 Series)</td>
			<td>Hamilton company</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">35-gauge needle</td>
			<td>Saito Medical</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">A Wee Sight Transilluminator</td>
			<td>Phillips Healthcare</td>
			<td>1017920</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">O.C.T.Compound</td>
			<td>Sakura Finetek</td>
			<td>4583</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RNase A</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>R4642</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Nonidet(R) P-40</td>
			<td>Nacalai</td>
			<td>25223-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">citrate buffer (pH6) x10</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td colspan="2">C9999-100ml</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">pepsin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P6887</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">EDTA</td>
			<td>dojindo</td>
			<td>N001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Formamide</td>
			<td>TCI</td>
			<td>F0045</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dextran sulfate sodium salt</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>42867-5G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Denhardt&#39;s Solution (50X)</td>
			<td>ThermoFishcer sceintific</td>
			<td>750018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Yeast tRNA (10 mg/mL)</td>
			<td>ThermoFishcer sceintific</td>
			<td>AM7119</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">SSC x20</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S6639</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DAPI</td>
			<td>ThermoFishcer sceintific</td>
			<td>D1306</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">n-Hexane</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>296090</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">superfrost plus glass</td>
			<td>ThermoFishcer sceintific</td>
			<td>12-55-18</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cytokeep II</td>
			<td>Nippon Shoji Co.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">FITC-conjugated Griffonia simplicifolia isolectin B4</td>
			<td>Vector laboratories, Inc.</td>
			<td>L1104</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anti-Mouse CD31 (PECAM-1) PE</td>
			<td>ebioscience</td>
			<td>12-0311</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">ProLong&#160; Gold</td>
			<td>ThermoFishcer sceintific</td>
			<td>P36934</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">BIOREVO</td>
			<td>KEYENCE</td>
			<td style="width:80px;">BZ-9000E</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

intracerebroventricular and intravascular injection of viral particles and fluorescent microbeads into the neonatal brain

ウイルス性脳炎の病因に関する研究では、感染症法が重要です。脳への2つの主な感染経路の最初のは、脳の血管内皮細胞と周皮細胞の感染を伴う血行性経路、です。第二は、脳室内（ICV）ルートです。いったん中枢神経系（CNS）内で、ウイルスは脳脊髄液を介してくも膜下腔、髄膜、および脈絡叢に拡散する可能性があります。実験モデルでは、CNSのウイルス分布の初期段階では十分に特徴付けされていない、そして特定の細胞が最初に感染しているかどうかは不明です。ここでは、感染の急性期サイトメガロウイルス（CMV）の粒子の分布を分析し、新生児マウスの脳にICVまたは血管内（IV）注射の後、一次ウイルス血症と呼ばれます。 ICV注入モデルでは、マウスCMV（MCMV）、または蛍光マイクロビーズの5μlをmidpoiで側脳室に注入しましたntの27 G針を10μlのシリンジを使用して、耳と目の間。 IV注入モデルでは、35 G針を1 mlの注射器を使用しました。トランスイルミネーターは、新生児マウスの浅側頭（顔）静脈を可視化するために使用されました。私たちは、浅側頭静脈にMCMVまたは蛍光マイクロビーズの50μLを注入しました。脳を異なる時点注射後に回収しました。 MCMVゲノムは、in situハイブリダイゼーション法において使用して検出しました。組換えMCMV粒子を発現する蛍光マイクロビーズまたは緑色蛍光タンパク質を蛍光顕微鏡で観察しました。これらの技術は、脳炎の病因を研究するために、多くの他の病原体にも適用することができます。

ウイルス性脳炎の病因の研究では、感染症法が重要です。 ICV経路が髄膜および脈絡叢に達し、クモ膜下腔を通してCSFを介して拡散する急性感染を表しながら血行性経路は、脳の血管内皮細胞と周皮細胞の急性感染を表します。 MCMVゲノム及びM32-EGFP-MCMV粒子または蛍光マイクロビーズの直接観察を検出するインサイチュハイブリダイゼーション急性脳炎中の粒子の最初の分布を分析するためには使用されました。 組換えMCMVの世代（M32-EGFP-MCMV） プロトコルは、M32-GFP-MCMVの生成方法、組換え示しています。 EGFPは、相同組換えによってMCMVゲノム中に37089と41450塩基対（M32-M31遺伝子座）の間に挿入しました。 EGFPのproteinは、ウイルスタンパク質（M32）と融合させたとEGFPは、ウイルス粒子内に発現させました。限界希釈感染から生じるすべての病巣が全く野生型ウイルスが残っていないことを示す、EGFPの発現を示したときに、相同組換え後に、ウイルス調製物は、純粋であると考えられました。これは、組換えウイルスを精製するために、複数の希釈手順をとることができる。 図1Aは、精製された組換えMCMV（M32-EGFP-MCMV）のEGFPシグナルを示し、 図1Bは、ウイルスコア中のウイルスゲノムを含むM32-EGFP-MCMV粒子のTEM画像を示します。 脳室内注射および血管内注射 図2は、ウイルスまたはマイクロビーズは、ICV経路またはIV経路を介して注射した新生仔マウス（P 0.5）の注射部位を示しています。 ICVでは、注射部位は、中間点であります耳と目は、場所で約0.7 -新生児ブレグマ（ 図2A）から1.0ミリメートルの尾- 1.0ミリメートルは、矢状縫合と0.7に横。針は、頭蓋骨の表面（ 図2B）。 図2C及び2Dに垂直な深い2ミリメートルは、MCMVまたはマイクロビーズは、新生仔マウスの時間的な顔面静脈に注入されていることを示して側脳室に注入されるべきです。トランスイルミネーターと拡大鏡メガネは明らかに小さな静脈を視覚化するための便利なツールです。 ウイルス粒子/ゲノムおよび蛍光マイクロビーズの分布 次の図は、ウイルス粒子/ゲノムおよび急性期における蛍光マイクロビーズの分布を示す。 図3は、脳の凍結切片のマイクロビーズ信号を示している。 図3は、表示します2時間後ICV注射でのマージナルエリア（MA）（ 図3A）で0.3μmの蛍光ナイルレッドマイクロビーズおよび脈絡叢および脳室下帯（SVZ）（ 図3B） 図3Cおよび3Dは、分布を示す- 0.1の分布。 2時間後のIV注射でMAと血管領域（ 図3C）および脈絡叢とSVZ（ 図3D）で0.3μmの蛍光ナイル赤のマイクロビーズ- 0.1の。 ICVおよびIV注射後、粒子は直ちに実質全体に均一に広がっていなかった、と思われます。むしろ、彼らはSVZ、MA、および急性感染期における血管領域にとどまりました。粒子の大きさは、ICVおよびIV注射後の急性期における脳内のそれらの分布に影響を与える主な要因である。 図4は、脳のパラフィン包埋切片上のMCMVゲノムのFISHを示しています。 MCMVゲノム（緑スポット）で検出されました3時間後のICV注射でのSVZ（ 図4B）。 MCMVゲノム（緑の点）が3時間後のIV注射（ 図4C）でMAと血管領域で検出されました。 MCMVの分布（ 図4）及びマイクロビーズ（ 図3）非常に類似していた。 図5は、IV注射後の脳の凍結切片におけるマイクロビーズのサイズ依存分布パターンを示しています。直径1.7とマイクロビーズ- 2.2ミクロン（ 図5B）、0.1から0.3ミクロン（ 図5D）、および0.04から0.06ミクロン（ 図5E）がそれぞれ示されています。小さ ​​いマイクロビーズは、実質における血管領域の外に溢出する傾向を示した。 図6は、脳の凍結切片におけるM32-EGFP-MCMV粒子の分布を示しています。 GFPドット信号（M32-EGFP-MCMV粒子）は、主にMA（ 図6A）で観察された脈絡叢及びSVZ（ <stro<html> NG&gt; 2時間後のICV注射で図6B）。 MCMV粒子は内側と実質（ 図6C）と脈絡叢とSVZ（ 図6D）の血管領域の外に発見されました。 M32-EGFP-MCMV粒子の場合、血管領域のうちextravagationの割合は、MAと脈絡叢の血管がのものよりも透過性であることを示す、脳の実質に比べて髄膜および脈絡叢の方が高かったです実質。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/54164/54164fig1.jpg" /> 図1： 組換えM32-EGFP-MCMV（A）超遠心分離M32-EGFP-MCMV粒子の生成は、蛍光顕微鏡によって緑色のスポットとして見られています。スケールバー：2.4マイクロメートル（B）透過型電子顕微鏡は、M32-EGFP-MCMV粒子は、一般的なウイルスの構造を有することが明らかになりました。スケールバー：77 nmの。F = &quot;https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54164/54164fig1large.jpg&quot;ターゲット= &quot;_空白&quot;&gt;この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。 <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/54164/54164fig2.jpg" /> 図2：新生児マウスの注射部位。 5μlのMCMV（約5×10 5 PFU）または5μlのマイクロビーズ（約5.75×10 9粒子）のの（A、B）ICV注射。（A）注射部位は、耳と目（時間の中間点であります1.0ミリメートル矢状縫合と0.7に横- -約0.7場所。新生児ブレグマから1.0ミリメートルの尾）（B）10μlのシリンジで27 G針は、2ミリメートルの深側脳室に注入するために使用されています頭蓋骨表面に垂直（C、D）、MCMVまたはマイクロビーズは、新生仔マウスの経時的な顔面静脈に注入される。（C） </強い&gt;トランスイルミネーター（静脈ファインダー）が浅側頭（顔）静脈を視覚化するために使用されます。 （D）1-mlの注射器35 G針がMCMVのIV注射を実行する場合に使用されます。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54164/54164fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/54164/54164fig3.jpg" /> 図3：脳における蛍光ナイルレッドマイクロビーズの可視化 （A、B）0.1から0.3μmの蛍光ナイルレッドビーズ信号（赤）はMA（A）と2時間で脈絡叢とSVZ（B）で観察されていますポストICV注射（C、D）0.1 - 。2時間後に注射で静脈注射による新生児マウスの脳内に導入さ0.3μmの蛍光ナイルレッドビーズ。ナイルレッドマイクロビーズを目で観察されています電子MAおよび血管領域（C）と脈絡叢とSVZ（D）。 。。50ミクロン（B、D）スケールバー：150μmの白い四角は、（D）（A、C）スケールバーの右上の拡大挿入に拡大されます。矢印は、ナイルレッドマイクロビーズを示す。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54164/54164fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/54164/54164fig4.jpg" /> 図4：ICV 注射およびIV注射後のマウス脳におけるMCMVゲノム分布 （A）低倍率ビュー。拡大画像（B）を撮影した位置に、白の正方形を示します。（B）MCMVゲノム（緑スポット）最初の3時間後にICV注射でSVZで検出されます。 DAPI（4 &#39;;、6-ジアミジノ-2-フェニルインドール）は、核酸（核）染色のために使用されます。スケールバー：30μmの（C）MCMVゲノム（緑スポットが）12時間後にIV注射で血管領域および髄膜内で検出されました。 DAPI核酸染色のために使用されます。スケールバー：30μmです。矢印は、代表的なMCMVゲノム（緑の斑点）を示す。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54164/54164fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図5" src="/files/ftp_upload/54164/54164fig5.jpg" /> 図5： マイクロビーズの直径とマイクロビーズの分布との関係蛍光ナイルレッドマイクロビーズ（50μl）をIV注射によって新生児マウスの脳に導入されます。 2時間後、注射を用意凍結切片では、（矢印で示される赤、）ナイルレッドシグナルがvascul内および付近に観測されています実質のarの面積。血管領域は、蛍光レクチン（緑）で染色された（A、B）1.7 - 2.2μmのマイクロビーズは、（A）低倍率ビューが。白い四角が拡大された画像（B）が撮影した場所を示す（B）、白四角は（B）の右上の拡大インサートとして拡大される（C、D）0.1 - 。。。0.3μmのマイクロビーズ（C）低倍率ビュー。白い四角が拡大された画像（D）が撮影した場所を示す（D）白四角は（D）の右上の拡大インサートとして拡大される（E、F）0.04 - 。。。0.06μmのマイクロビーズ（E）低倍率ビュー。白い四角が拡大された画像（F）を撮影した場所を示しています。（F）を白い四角は右上の拡大インサートとして拡大され<strオング&gt;（F）。スケールバー：8ミクロン。矢印は、代表的なマイクロビーズ（赤い斑点）を示す。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54164/54164fig5large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図6" src="/files/ftp_upload/54164/54164fig6.jpg" /> 図6： 急性感染期におけるウイルス粒子の観察。 、脈絡叢、およびSVZ（矢印で示される; B）2時間後のICV注射で、（A、B）EGFPドット信号（M32-EGFP-MCMV粒子）は、主に（Aの矢印によって示される）MAに観察されます。白四角は、（A）及び（B）の右上の拡大インサートとして拡大されます。スケールバー：20μmの（C、D）3時間後に静脈内注射では、（矢印で示さ緑、）MCMV粒子がの血管領域の内側と外側で発見されます実質（C）、脈絡叢、およびSVZ（D）（赤：CD31陽性細胞）。白四角は、（C）及び（D）の右上の拡大インサートとして拡大されます。スケールバー：20μmで<a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54164/54164fig6large.jpg" target="_blank">、この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a>

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Intracerebroventricular and Intravascular Injection of Viral Particles and Fluorescent Microbeads into the Neonatal Brain

Here, we describe a simple method of intracerebroventricular and intravascular injection of viral particles or fluorescent microbeads into the neonatal mouse brain. The localization pattern of the virus and nanoparticles could be detected by microscopic evaluation or by in situ hybridization.

新生児の脳へのウイルス粒子と蛍光マイクロビーズの脳室内および血管内注入

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the ...

intracerebroventricular-intravascular-injection-viral-particles

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

19.2K ビュー.  Hamamatsu University School of Medicine. Here, we describe a simple method of intracerebroventricular and intravascular injection of viral particles or fluorescent microbeads into the neonatal mouse brain. The localization pattern of the virus and nanoparticles could be detected by microscopic evaluation or by in situ hybridization. 

ビデオ: Intracerebroventricular and Intravascular Injection of Viral Particles and Fluorescent Microbeads into the Neonatal Brain

Scalable Fluidic Injector Arrays for Viral Targeting of Intact 3-D Brain Circuits

Our understanding of neural circuits--how they mediate the computations that subserve sensation, thought, emotion, and action, and how they are corrupted in neurological and psychiatric disorders--would be greatly facilitated by a technology for rapidly targeting genes to complex 3-dimensional neural circuits, enabling fast creation of "circuit-level transgenics." We have recently developed methods in which viruses encoding for light-sensitive proteins can sensitize specific cell types to millisecond-timescale activation and silencing in the intact brain. We here present the design and implementation of an injector array capable of delivering viruses (or other fluids) to dozens of defined points within the 3-dimensional structure of the brain (Figure. 1A, 1B). The injector array comprises one or more displacement pumps that each drive a set of syringes, each of which feeds into a polyimide/fused-silica capillary via a high-pressure-tolerant connector. The capillaries are sized, and then inserted into, desired locations specified by custom-milling a stereotactic positioning board, thus allowing viruses or other reagents to be delivered to the desired set of brain regions. To use the device, the surgeon first fills the fluidic subsystem entirely with oil, backfills the capillaries with the virus, inserts the device into the brain, and infuses reagents slowly (&lt;0.1 microliters/min). The parallel nature of the injector array facilitates rapid, accurate, and robust labeling of entire neural circuits with viral payloads such as optical sensitizers to enable light-activation and silencing of defined brain circuits. Along with other technologies, such as optical fiber arrays for light delivery to desired sets of brain regions, we hope to create a toolbox that enables the systematic probing of causal neural functions in the intact brain. This technology may not only open up such systematic approaches to circuit-focused neuroscience in mammals, and facilitate labeling of brain regions in large animals such as non-human primates, but may also open up a clinical translational path for cell-specific optical control prosthetics, whose precision may enable improved treatment of intractable brain disorders. Finally, such devices as described here may facilitate precisely-timed fluidic delivery of other payloads, such as stem cells and pharmacological agents, to 3-dimensional structures, in an easily user-customizable fashion.

Controlling and analyzing neural circuits in vivo would be facilitated by a technology for delivery of viruses and other reagents to desired 3-dimensional sets of brain regions. We demonstrate customized fluidic injector array fabrication, and delivery of virally-encoded optical sensitizers, enabling optical manipulation of complex brain circuits.

無傷の3 - D脳の回路のウイルス標的のためのスケーラブルな流体インジェクタの配列

Our understanding of neural circuits--how they mediate the computations that subserve sensation, thought, emotion, and action, and how they are corrupted ...

神経科学

Intracranial Injection of Adeno-associated Viral Vectors

Intracranial injection of viral vectors engineered to express a fluorescent protein is a versatile labeling technique for visualization of specific subsets of cells in different brain regions both in vivo and in brain sections. Unlike the injection of fluorescent dyes, viral labeling offers targeting of individual cell types and is less expensive and time consuming than establishing transgenic mouse lines. In this technique, an adeno-associated viral (AAV) vector is injected intracranially using stereotaxic coordinates, a micropipette and an automated pump for precise delivery of AAV to the desired area with minimal damage to the surrounding tissue. Injection parameters can be tailored to individual experiments by adjusting the animal age at injection, injection location, volume of injection, rate of injection, AAV serotype and the promoter driving gene expression. Depending on the conditions chosen, virally-induced transgene expression can allow visualization of groups of cells, individual cells or fine cellular processes, down to the level of dendritic spines. The experiment shown here depicts an injection of double-stranded AAV expressing green fluorescent protein for the labeling of neurons and glia in the mouse primary visual cortex.

Here we present the intracranial injection of AAV vectors for fluorescent labeling of neurons and glia in the visual cortex.

アデノ随伴ウイルスベクターの頭蓋内注射

Intracranial injection of viral vectors engineered to express a fluorescent protein is a versatile labeling technique for visualization of specific ...

Stereotaxic Injection of a Viral Vector for Conditional Gene Manipulation in the Mouse Spinal Cord

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central nervous system. We demonstrate a stereotaxic injection technique that allows targeted gene expression or silencing in the dorsal horn of the mouse spinal cord. The surgical procedure is brief. It requires laminectomy of a single vertebra, providing for quick recovery of the animal and unimpaired motility of the spine. Controlled injection of a small vector suspension volume at low speed and use of a microsyringe with beveled glass cannula minimize the tissue lesion. The local immune response to the vector depends on the intrinsic properties of the virus employed; in our experience, it is minor and short-lived when a recombinant adeno-associated virus is used. A reporter gene such as enhanced green fluorescent protein facilitates monitoring spatial distribution of the vector, and the efficacy and cellular specificity of the transfection.

Viral vectors allow for targeted gene manipulation. We demonstrate a method for conditional gene expression or ablation in the mouse spinal cord, using stereotaxic injection of a viral vector into the dorsal horn, a prominent site of synaptic contact between primary somatosensory afferents and neurons of the central nervous system.

マウス脊髄における条件遺伝子操作のためのウイルスベクターの定位注射

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central ...

Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene expression in the mouse brain. Here we describe a technique first introduced by Passini and Wolfe for direct intracranial delivery of virally-encoded transgenes into the neonatal mouse brain. In its most basic form, the procedure requires only an ice bucket and a microliter syringe. However, the protocol can also be adapted for use with stereotaxic frames to improve consistency for researchers new to the technique. The method relies on the ability of adeno-associated virus (AAV) to move freely from the cerebral ventricles into the brain parenchyma while the ependymal lining is still immature during the first 12-24 hr after birth. Intraventricular injection of AAV at this age results in widespread transduction of neurons throughout the brain. Expression begins within days of injection and persists for the lifetime of the animal. Viral titer can be adjusted to control the density of transduced neurons, while co-expression of a fluorescent protein provides a vital label of transduced cells. With the rising availability of viral core facilities to provide both off-the-shelf, pre-packaged reagents and custom viral preparation, this approach offers a timely method for manipulating gene expression in the mouse brain that is fast, easy, and far less expensive than traditional germline engineering.

Here we demonstrate a technique for widespread neuronal transduction by intraventricular injection of adeno-associated virus into the neonatal mouse brain. This method provides a rapid and easy way to attain lifelong expression of virally-delivered transgenes.

永続かつ広範な神経伝達のための新生児マウス脳の脳室内ウイルス注射

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene ...

Experimental Demyelination and Remyelination of Murine Spinal Cord by Focal Injection of Lysolecithin

Multiple sclerosis is an inflammatory demyelinating disease of the central nervous system characterized by plaque formation containing lost oligodendrocytes, myelin, axons, and neurons. Remyelination is an endogenous repair mechanism whereby new myelin is produced subsequent to proliferation, recruitment, and differentiation of oligodendrocyte precursor cells into myelin-forming oligodendrocytes, and is necessary to protect axons from further damage. Currently, all therapeutics for the treatment of multiple sclerosis target the aberrant immune component of the disease, which reduce inflammatory relapses but do not prevent progression to irreversible neurological decline. It is therefore imperative that remyelination-promoting strategies be developed which may delay disease progression and perhaps reverse neurological symptoms. Several animal models of demyelination exist, including experimental autoimmune encephalomyelitis and curprizone; however, there are limitations in their use for studying remyelination. A more robust approach is the focal injection of toxins into the central nervous system, including the detergent lysolecithin into the spinal cord white matter of rodents. In this protocol, we demonstrate that the surgical procedure involved in injecting lysolecithin into the ventral white matter of mice is fast, cost-effective, and requires no additional materials than those commercially available. This procedure is important not only for studying the normal events involved in the remyelination process, but also as a pre-clinical tool for screening candidate remyelination-promoting therapeutics.

Demyelinating diseases can be modeled in animals by focal application of lysolecithin into the CNS. A single injection of lysolecithin into mouse spinal cord produces a lesion that spontaneously repairs over time. The goal is to study factors involved in de- and remyelination, and to test agents for enhancing repair.

リゾレシチンの焦点注入による実験的脱髄およびマウス脊髄の再ミエリン化

Multiple sclerosis is an inflammatory demyelinating disease of the central nervous system characterized by plaque formation containing lost ...

Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the over-production of amyloid-beta and the deposition of amyloid-beta plaques in brain regions of the afflicted individuals. Throughout the years scientists have generated numerous Alzheimer&#8217;s disease mouse models that attempt to replicate the amyloid-beta pathology. Unfortunately, the mouse models only selectively mimic the disease features. Neuronal death, a prominent effect in the brains of Alzheimer&#8217;s disease patients, is noticeably lacking in these mice. Hence, we and others have employed a method of directly infusing soluble oligomeric species of amyloid-beta - forms of amyloid-beta that have been proven to be most toxic to neurons - stereotaxically into the brain. In this report we utilize male C57BL/6J mice to document this surgical technique of increasing amyloid-beta levels in a select brain region. The infusion target is the dentate gyrus of the hippocampus because this brain structure, along with the basal forebrain that is connected by the cholinergic circuit, represents one of the areas of degeneration in the disease. The results of elevating amyloid-beta in the dentate gyrus via stereotaxic infusion reveal increases in neuron loss in the dentate gyrus within 1 week, while there is a concomitant increase in cell death and cholinergic neuron loss in the vertical limb of the diagonal band of Broca of the basal forebrain. These effects are observed up to 2 weeks. Our data suggests that the current amyloid-beta infusion model provides an alternative mouse model to address region specific neuron death in a short-term basis. The advantage of this model is that amyloid-beta can be elevated in a spatial and temporal manner.

Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

マウス海馬にオリゴマーアミロイドベータの定位注入

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the ...

Intracerebroventricular Injection of Amyloid-&#946; Peptides in Normal Mice to Acutely Induce Alzheimer-like Cognitive Deficits

Amyloid-&#946; (A&#946;) is a major pathological mediator of both familial and sporadic Alzheimer's disease (AD). In the brains of AD patients, progressive accumulation of A&#946; oligomers and plaques is observed. Such A&#946; abnormalities are believed to block long-term potentiation, impair synaptic function, and induce cognitive deficits. Clinical and experimental evidences have revealed that the acute increase of A&#946; levels in the brain allows development of Alzheimer-like phenotypes. Hence, a detailed protocol describing how to acutely generate an AD mouse model via the intracerebroventricular (ICV) injection of A&#946; is necessary in many cases. In this protocol, the steps of the experiment with an A&#946;-injected mouse are included, from the preparation of peptides to the testing of behavioral abnormalities. The process of preparing the tools and animal subjects before the injection, of injecting the A&#946; into the mouse brain via ICV injection, and of assessing the degree of cognitive impairment are easily explained throughout the protocol, with an emphasis on tips for effective ICV injection of A&#946;. By mimicking certain aspects of AD with a designated injection of A&#946;, researchers can bypass the aging process and focus on the downstream pathology of A&#946; abnormalities.

The amyloid-&#946; (A&#946;)-injected animal model enables the administration of a defined quantity and species of A&#946; fragments and reduces individual differences within each study group. This protocol describes the intracerebroventricular (ICV) injection of A&#946; without stereotactic instruments, enabling the production of Alzheimer-like behavioral abnormalities in normal mice.

急性アルツハイマーなどの認知障害を誘発するために正常マウスにおけるアミロイドβペプチドの脳室内注射

Amyloid-&#946; (A&#946;) is a major pathological mediator of both familial and sporadic Alzheimer's disease (AD). In the brains of AD patients, ...

Intracerebroventricular Treatment with Resiniferatoxin and Pain Tests in Mice

The transient receptor potential vanilloid type 1 (TRPV1), a thermosensitive cation channel, is known to trigger pain in the peripheral nerves. In addition to its peripheral function, its involvement in brain functions has also been suggested. Resiniferatoxin (RTX), an ultrapotent TRPV1 agonist, has been known to induce long-term desensitization of TRPV1, and this desensitization has been an alternative approach for investigating the physiological relevance of TRPV1-expressing cells. Here we describe a protocol for intracerebroventricular (i.c.v.) treatment with RTX in mice. Procedures are described for testing nociception to peripheral TRPV1 stimulation (RTX test) and mechanical stimulation (tail pressure test) then follow. Although the nociceptive responses of mice that had been administered RTX i.c.v. were comparable to those of the control groups, RTX-i.c.v.-administered mice were insensitive to the analgesic effect of acetaminophen, suggesting that i.c.v. RTX treatment can induce supraspinal-selective TRPV1 desensitization. This mouse model can be used as a convenient experimental system for studying the role of TRPV1 in brain/supraspinal function. These techniques can also be applied to studies of the central actions of other drugs.

The transient receptor potential vanilloid type 1 (TRPV1) in the supraspinal region has been suggested to play some roles in the brain function. Described here is a protocol for intracerebroventricular injection of resiniferatoxin for supraspinal TRPV1 desensitization in mice. Procedures for some pain tests are also presented.

マウスにおけるリントレブレブロナートキシンと疼痛検査によるイントレーブレブロナーチキュラー治療

The transient receptor potential vanilloid type 1 (TRPV1), a thermosensitive cation channel, is known to trigger pain in the peripheral nerves. In ...

In Vivo Direct Reprogramming of Resident Glial Cells into Interneurons by Intracerebral Injection of Viral Vectors

Converting resident glia in the brain into functional and subtype-specific neurons in vivo provides a step forward towards the development of alternative cell replacement therapies while also creating tools to study cell fate in situ. To date, it has been possible to obtain neurons via in vivo reprogramming, but the precise phenotype of these neurons or how they mature has not been analyzed in detail. In this protocol, we describe a more efficient conversion and cell-specific identification of the in vivo reprogrammed neurons, using an AAV-based viral vector system. We also provide a protocol for functional assessment of the reprogrammed cells&#8217; neuronal maturation. By injecting flip-excision (FLEX) vectors, containing the reprogramming and synapsin-driven reporter genes&#160;to specific cell types in the brain that serve as the target for cell reprogramming. This technique allows for the easy identification of newly reprogrammed neurons. Results show that the obtained reprogrammed neurons functionally mature over time, receive synaptic contacts and show electrophysiological properties of different types of interneurons. Using the transcription factors Ascl1, Lmx1a and Nurr1, the majority of the reprogrammed cells have properties of fast-spiking, parvalbumin-containing interneurons.

This protocol aims at generating directly reprogrammed interneurons in vivo, using an AAV-based viral system in the brain and a FLEX synapsin-driven GFP reporter, which allows for cell identification and further analysis in vivo.

ウイルスベクターの脳内注射によるインビボグリア細胞のインターニューロンへの直接リプログラミング

Converting resident glia in the brain into functional and subtype-specific neurons in vivo provides a step forward towards the development of alternative ...

Microdissection of Mouse Brain into Functionally and Anatomically Different Regions

The brain is the command center for the mammalian nervous system and an organ with enormous structural complexity. Protected within the skull, the brain consists of an outer covering of grey matter over the hemispheres known as the cerebral cortex. Underneath this layer reside many other specialized structures that are essential for multiple phenomenon important for existence. Acquiring samples of specific gross brain regions requires quick and precise dissection steps.&#160;It is understood that at the microscopic level, many sub-regions exist and likely cross the arbitrary regional boundaries that we impose for the purpose of this dissection.
Mouse models are routinely used to study human brain functions and diseases. Changes in gene expression patterns may be confined to specific brain areas targeting a particular phenotype depending on the diseased state. Thus, it is of great importance to study regulation of transcription with respect to its well-defined structural organization. A complete understanding of the brain requires studying distinct brain regions, defining connections, and identifying key differences in the activities of each of these brain regions. A more comprehensive understanding of each of these distinct regions may pave the way for new and improved treatments in the field of neuroscience. Herein, we discuss a step-by-step methodology for dissecting the mouse brain into sixteen distinct regions. In this procedure, we have focused on male mouse C57Bl/6J (6-8 week old) brain removal and dissection into multiple regions using neuroanatomical landmarks to identify and sample discrete functionally-relevant and behaviorally-relevant&#160;brain regions. This work will help lay a strong foundation in the field of neuroscience, leading to more focused approaches in the deeper understanding of brain function.

We present a hands-on, step-by-step, rapid protocol for mouse brain removal and dissection of discrete regions from fresh brain tissue. Obtaining brain regions for molecular analysis has become routine in many neuroscience labs. These brain regions are immediately frozen to obtain high quality transcriptomic data for system level analysis.

機能的および解剖学的に異なる領域へのマウス脳の微小解剖

The brain is the command center for the mammalian nervous system and an organ with enormous structural complexity. Protected within the skull, the brain ...