私たちは、コルドリエ研究所（CEF、パリ、フランス）、Genethon（エヴリー、フランス） とGenopole（CERFE、エヴリー、フランス）の動物施設に感謝します。私たちは、原稿の彼女の慎重な読み取りのためにジョー・アン・カーンに感謝します。この研究は、研究所国立・デ・ラ・サンテエ・デ・ラ・RechercherMédicale、パリデカルト大学、ピエール＆マリー・キュリー大学、協会ラRECHERCHE contreルがん、チュニジア方向ジェネラル・デ・ラ・RECHERCHE科学研究を注ぎ、仏チュニジアCMCUによってサポートされていましたプロジェクト、およびアクションThématiquesIncitativesデGenopole（ATIGE）資金。 JCは、ライフサイエンスの博士課程の学校フロンティアによっておよびINCA（研究所国立デュ癌）からの交わりによってサポートされていました。 RBAはDGRS-INSERMとCMCUからの助成金の受取人でした。 SDは、研究所国立デュ癌からの助成金を受けました。

欧州連合（EU）のガイドラインに準拠したマウスを含むすべての手順は、動物実験のためのフランスの規制（農業法第2001から464、2001年5月省）、および研究所国立・デ・ラ・サンテら・デ・ラ・RECHERCHEMédicale（INSERM）委員会のガイドラインに動物研究は、関連する地方委員会によって承認された（チャールズ・ダーウィン倫理委員会動物実験、パリ、フランス、許可番号：P3 / 2009/004）。 1.細胞の調製<ol><li>マウスBリンパ腫細胞株A20.IIA-luc2は、10％ウシ胎児血清、100μg/ mlのペニシリン、100μg/ mlのストレプトマイシン、10mMのピルビン酸ナトリウム、50μMの2-メルカプトエタノール、および0.50を補ったRPMI-1640グルタマックス培地中で増殖しますミリグラム/ Bをmlハイグロマイシン</li><li> 37°C、5％CO 2で細胞培養を維持し、2〜3日ごとに培地に変更します。収穫培地を変更した後、ピペット1日で細胞懸濁液の5ミリリットル。 </li><li> 300で細胞をスピン5; 10分間G 3mlの滅菌リン酸緩衝生理食塩水（PBS）で細胞を懸濁します。細胞を洗浄するために二回、この手順を繰り返します。 </li><li> Malassezカウントチャンバーをロードする前に、30μlのトリパンブルーラベル付けされた細胞懸濁液の15μlのを混ぜます。濃度（細胞/ ml）=カウンティンググリッド内のセルの数*×1000 3：式で細胞濃度を計算します。 </li><li> 10分間、300×gで細胞1より多くの時間をスピン。ピペットで上清を取り除きます。 C工程1.4で計算濃度）を用いて、細胞の数は、N = C * 3です。 </li><li>下記式5×10 7細胞/ mlの濃度で細胞懸濁液Aを得るために必要な滅菌PBS 1Xの体積を計算する：PBSの容量（ml）= N /（5×10 7）。前の文で計算された滅菌PBS 1Xの容量で）（ステップ1.5から）細胞ペレットを中断します。細胞懸濁液Aは、SCLモデルで使用される（ 生体内に注入容積は100μLである：×10 6細胞秒）。 </li><li>ピペット10の細胞懸濁液Aμlの1ml当たり5×10 6個の細胞で細胞懸濁液Bの100μLを得るために、1.5mlチューブに無菌PBSの90μlを添加します。細胞懸濁液Bは、（1×10 4細胞を、インビボで注入された体積は2μlのある）ポワルモデルで使用されます。 </li></ol> 2.ルシフェリン<ol><li> 50mlのチューブ中の滅菌PBS 1×30m​​lにD-ルシフェリンカリウム塩の粉末1gを希釈し、凝集体を溶解するために数秒間振ります。 注：ルシフェリンは光に敏感であるため、暗い1.5 mlマイクロチューブに500μlのアリコートを準備します。 </li><li> -20℃でアリコートを保管してください。 注：アリコートを数ヶ月間保存することができます。 解凍後、アリコートを+ 4℃で1日以上保存することはできません。凍結融解サイクルは、4℃での保存に好適です。 </li><li>各撮像ASSAために腹腔内にD-ルシフェリンカリウム塩溶液100μlを注入Y。 注：このソリューションは、150ミリグラム/ kgの用量のためのマウスあたり3.3ミリグラムに相当します。 </li></ol> 3.麻酔混合物と麻酔<ol><li>ケタミンを滅菌PBS 1×中120ミリグラム/ kgおよびキシラジン6ミリグラム/キログラムを混合することによって麻酔液を準備します。 </li><li> 25 G針で各撮像アッセイのために腹腔内麻酔薬混合物の60μLを注入します。 （ポワルまたはSCLモデルとの）手術のために、より深い麻酔を得るために、混合物の80μLを注入します。そのケージに戻ってマウスを置きます。 </li><li>マウスは不動表示されたら、そのケージから取り外し、ゆっくりと指の間のマウスの足を絞ります。マウスエスケープ反射と反応する場合、いくつかの分を待ちます。マウスが反応しなくなるまで十分な麻酔を確認する、アクションを繰り返します。 </li><li>温暖化プレート上または加温光の下でマウスを置きます。 </li><li>イメージングアッセイのためまたはSCLの手術のための麻酔中に目の乾燥を避けるために眼軟膏を適用します。適用しますポワルモデルのための手術後の眼軟膏。 </li></ol> 4.手術および細胞接種注：動物のバイオセーフティーレベル2施設におけるタイプ1微生物学的安全キャビネット内で、温暖化プレート上や温暖化光の下ですべての外科的処置を実行します。このセクションで使用されているすべての手術器具は使用前にオートクレーブしました。 <ol><li> 皮下リンパ腫モデル： <ol><li> 25 G針で1mlのシリンジにステップ1.6で得られた細胞懸濁液100μlを準備します。静かに注射部位で、指の間の脇腹上のマウスの皮膚を絞ります。皮膚のひだに正確に針を挿入します。皮下注射を確保するために、深部組織に針を配置しないでください。 <ol><li>皮下脂肪に細胞を注入します。少し液体ボールが注入が正しく行われたことを確認するために皮膚の下に表示するかどうかを確認します。 </li></ol></li></ol></li><li> ポワルモデル： 注：このprocedureは、 オペレータ1、 オペレータ2のようにここで言う2演算子を、必要とします。 <ol><li>結膜の除去： <ol><li>解剖顕微鏡下でオペレータ1の場所にマウスを持っています。それをクリアするために、目の両側に指で軽く押します。この位置を維持します。 </li><li>解剖顕微鏡を通してオペレーター2リットルのネバネバを持っています。グリップ片手にペンチの小さなペアで結膜。一方で、手術用はさみの小さなペアでちょうどペンチ以下結膜をカット。 </li><li>持っているオペレータ1のリリースステップ4.2.1.1でプレスマウスの眼） </li></ol></li><li>細胞注入： <ol><li> 10μlの鈍精度シリンジを準備します。それを通して滅菌脱イオン水をポンプでそれを洗ってください。シリンジ内の気泡がないことを確認するために2回または3回繰り返します。その後、注射のために、細胞懸濁液の2μLを準備します。 </li><li>上の指で軽くオペレータ2のプレスを持っています目の各側の電子手はそれをクリアします。この位置を維持します。 </li><li> オペレータ1グリップを片手にペンチの小さなペアで、目の端を持って、組織を伸ばすために後方に軽く引っ張ります。 </li><li>解剖顕微鏡を通してオペレーター2リットルのネバネバを持っています。一方で、32 G針でマウスの劣る眼球に小さな穴を作ります。 </li><li> オペレータ2は、針を置くと（同じ手で）精密シリンジをピックアップし、ステップ4.2.2.4で行われた穴に針を挿入しています。 </li><li>もう一方の手でシリンジプランジャ上のオペレータ1プッシュを持っています。 </li><li>シリンジ内の細胞懸濁液を正確に眼球の内部に注入された解剖顕微鏡でオペレーター2 V erifyを持っている（液体の流れが容易に観察され）。 </li><li> オペレータ2のR emoveに精密注射器を持っています。 </li><li> オペレータ1 rは ANのエッジをelease持っていますimal目）は、ステップ4.2.2.3で把持しました</li><li>目の側面はステップ4.2.2.2でプレスオペレーター2 r個の eleaseを持っています） </li><li>すぐに眼軟膏を適用します。 注：すべてのステップが正しく実行された場合、マウスはこの手順の間、全く出血べきではありません。 </li></ol></li></ol></li></ol> 5.生物発光イメージング - 0日目注：マウスに注入され、すべての製品は、注射前に室温でなければなりません。腫瘍後、細胞を接種されており、動物がまだ麻酔をかけている間、画像化のためにこれらのステップに進みます。 <ol><li>イメージャの電源をオンにし、取得ソフトウェアを開きます。 「初期化」ボタンをクリックすることで、カメラ、ステージ、およびレンズを初期化します。初期化が完了したことを10〜15分かかります。 </li><li> 25 G針で腹腔内に D-ルシフェリンカリウム塩溶液100μlを注入します。静脈内に投与しないでください。 intravenou場合sの投与が何らかの理由で必要とされる、D-ルシフェリンナトリウム塩は、D-ルシフェリンカリウム塩ではなく、使用する必要があります。 注：ルシフェリンは、この濃度で過剰反応物です。したがって、生物発光信号は、3〜7分後にプラトーに達し、30分以上持続します。 </li><li> 10分 D-ルシフェリン注射の13の後、イメージャに検体マウスを置きます。できるだけ平坦な位置に、その自然な位置にカメラに向かって背中をマウスを置きます。この位置は、自然かつ容易に再現可能です。 </li><li>自動露出機能をチェックし、自動露出機能で、動物の背面 （後方）画像を取得するために獲得をクリックしてください。 注：自動露出機能は、1秒露光画像から計算することにより露光時間を最適化します。マウスの生物発光シグナルが負または非常に低い場合、最適露光時間があるかもしれません自動的に20分以上に設定します。この場合には、8〜10分の暴露時間は、良好な妥協であり得ます。露光時間を手動で設定することができるが、画像が飽和画素を含めることはできません 。 </li><li>カメラにマウスの正面を露出するために、マウスを裏返します。彼らは胸をブロックしないように、マウスを平らにし、その前方手足を広げてみてください。 </li><li>動物の正面画像を取得します。自動露出のチェックボックスがまだチェックされていることを確認し、「取得」ボタンをもう一度クリックします。 注：正面画像はバック画像およびその逆の前に取得することができます。表裏の画像の露光時間は、マウスの各側の相対強度に応じて異なることができます。自動露出機能を使用するときに自動的に計算されます。定量化は唯一の光子束（ 秒あたりの光子）を使用し、露光時間に依存しません。 </li><li>温暖化プラット上にマウスを置きますeまたはそれが麻酔から回復した後、そのケージに戻ってそれを置くまで、温暖化光の下で。 </li></ol> 6.生物発光イメージング - 0日後<ol><li> ）イメージャの電源をオンにし、ステップ5.1のように、カメラ、ステージ、およびレンズを初期化します。 </li><li> （ステップ3.1〜3.5を参照）をケタミン（120mgの/キログラム）/キシラジン（6ミリグラム/キログラム）の混合物を60μlの腹腔内注射でマウスを麻酔。 注：麻酔のこの方法は、5日ごとに画像化することができます。毎日のイメージングを実行するには、この麻酔薬との使用に適した麻酔薬および生物発光撮像装置としてのイソフルランを用いた方法が必要とされます。 </li><li> ）ステップ5.5のように、自動露出機能を使用して、動物の表裏の画像を入手してください。）5.6。ステップ5.7）のようにマウスを処理します。 </li></ol> 7.生物​​発光定量化と画像解析注：luminoscore方法は、画像analysiに基づいています秒。画像は上記の手順に従って取得された後、定量化は、各時点で各マウスにluminoscoreを関連付けるために、（すぐに取得した後を含む）任意の時点で行うことができます。 <ol><li> 「表示」メニューをクリックして「ツールパレット」を表示し、表示されていない場合は、「ツールパレット」をクリックしてください。ツールパレットの「ROIツール」タブをクリックします。 「輪郭」ボタンを選択して、「フリードロー」を選択します。 </li><li>手動で正面図の上でマウスの縁に従うことによって、マウスの周りの関心領域（ROI）をマーク。コンピュータ・マウスの右クリックで輪郭を閉じます。 </li><li> 「表示」メニューをクリックして、「ROIの測定」。 「ラディアンス（光子） &quot;を確認してください」ROIの測定」ウィンドウの左下にあるメニューをスクロールする「測定タイプ」で選択されています。ない場合は、それを選択します。そして、光子FLを測定uxの「全光束[P / S]」ボックスに値を記録することによって（PH /秒）。 注：ラディアンスまたはROIの面積を基準にして他のユニットを使用しないでください。 </li><li>繰り返して、 背面図 7.2）と7.3）を繰り返します。 </li><li>正面と背面図から得られた2光子束値を合計します。結果はluminoscoreです。 </li><li> 14（例えば、ノンパラメトリック両側マンホイットニー検定）適切な統計的検定を用いて、各グループの値を比較します。 </li></ol>

<ol>
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The authors have nothing to disclose.

この制限は、任意の光学イメージングモダリティに固有のものであるが、臓器や組織による光の吸収は、生物発光イメージングの制限のまま。我々のアプローチの文脈では、luminoscoreの解剖学的構造の効果は研究がその後の比較を可能にする、与えられたモデル（位置及びマウス鎖）で行われることを条件とする低い変動性を有することが期待されます。生物発光は、励起光を必要としないので、より多くの蛍光よりも生体内撮像に全身に適合されます。 空間分解能はまた、生物発光イメージングの限界であり、生物発光の光子が放出される臓器の正確な位置は依然として困難です。しかし、モデルの十分な知識は、腫瘍部位の定性的な場所にすることができます。この生物発光ベースの方法で唯一の出力はluminoscoreです。場所はInteresの手動マークアップリージョンのでluminoscoreに影響を与えませんトン（ROI）は、マウス全体をカバーしています。最後に、ホタルルシフェラーゼは、酸素を必要とします。したがって、生物発光イメージングは​​、通常、壊死性腫瘍を過小評価します。もう一度、モデルのこの態様の十分な知識が必要です。 本稿では、（すでに7,9,11を実証されている）が、生物発光データセットの比較を可能にする方法を説明するために、抗腫瘍薬としてのCpGの有効性を評価することを目指していません。 我々は確かに異なる時間に異なる場所で異なるアッセイを比較するための取得プロトコルを標準化するためのもの腫瘍負荷を定量化する方法を説明し、それがコンピュータの計​​算を必要としません。再現性と正しい光子束の定量化を確実にするために、撮像装置は、自家製のデバイスのための光を参照してたり、商業デバイスのプロバイダによって推奨されるように較正されなければなりません。 私たちのプロトコルには、いくつかの重要なpまで細心の注意が必要ですointsは、（i）まず、マウスの麻酔の質が特に長い露光時間との例では、鮮明な画像を得るために重要です。 （ii）の定量化ユニットは、常に輝きは、各マウスの表面積に依存し、異なるマウスを比較するために無関係である可能性があるため、光子束でなければなりません。これらは、バイアスluminoscoreをだろうので、（iii）の生物発光画像は、飽和画素を含んではなりません。 （iv）のバックとフロント買収は、腫瘍部位（ すなわち、フロント買収は必ずしも腫瘍の背面からの光子を検出しない場合があります）から放出された全ての光子を収集するために必要とされます。様々なROI図面はluminoscore法の開発中に試験されました。唯一の手動のマークアップ（データは示していない）、統計的に有意である可能性が高い満足のいく結果が得られました。 Inoueら。 75ミリグラムのルシフェリン線量をお勧めします/ 13 kgです。 150mgの用量を使用して/した後、代わりの撮像のタイミングをkgのルシフェリンの投与は変わらないと我々は高原が長時間露光買収を通じて持続することを確認してください。ルシフェリンは、取得プロセスを通して過剰反応体でなければなりません。私たちは、動物あたり2 ROIを描いたSCLモデルで示したように、モデルに応じて、関心領域は、適合させることができる。SCLモデルでは、治療は腫瘍が変動を制限するために、その最大直径が0.5cmに達したときに注入され、生着の。マウスによっては、腫瘍が異なって成長している可能性があります。マウスを標準と比較するために、我々は両脇腹の腫瘍の相対的な成長を明らかに扱われ、非処理側との間の比率を使用することにしました。 全く信号が正であることが期待注射したマウスから観察されていない場合、いずれかの（I）細胞の数が非常に低く、信号は検出限界以下です。または（ii）のマウスは、酸素を欠いており、即時の注意が必要です。 定量的bioluminescのいくつかレンスは、様々な著者によって記述分析放出された生物発光光子5,15の絶対定量に近づくように複雑な計算や楽器（ 例えば 、3D生物発光トモグラフィー）が必要です。 2D生物発光イメージャー、特に腫瘍モデルでは、再現性生物発光を定量化するための方法については意見の一致はありません。私たちの目的は、ユーザー依存性を制限するために、画像取得プロトコルを標準化することでした。 腫瘍接種後のその場でのCpGの注入は、両方のモデルで腫瘍量を減少させました。 luminoscore方法は、腫瘍の免疫療法の他のモデルで腫瘍量をモニタリングするためのツールと​​して機能することができます。腫瘍負荷を監視することは、腫瘍の微小環境に干渉することなく、腫瘍の増殖と転移性のメカニズムの理解を向上させることができる非侵襲的方法を提供します。行うと、この方法での治療に応答しない動物の識別は、複数の検証によって補強されています実験の開始時uccessful腫瘍細胞の注射。 ここでA20.IIA-luc2細胞を用いたSCLモデルでluminoscore法の適応性を示しました。しかし、この方法は、それらが、ルシフェラーゼ、またはT細胞試験（ その他の腫瘍特異的細胞傷害性T細胞、制御性T細胞）の文脈で発現することを提供される他の細胞株を使用して、他の腫瘍モデルに適合させることができます。稀な疾患の遺伝子治療の状況において、インビボでの遺伝子導入の監視もluminoscore法を用いて行うことができます。 最後に、データは、生物発光ベースluminoscore法は、実験間での比較を可能にする特定の実験のニーズに柔軟性と適応性を提供し、非侵襲的な長手方向の前臨床試験のための有用なツールであることを示しています。

初期の腫瘍細胞の検出は、課題のままであり、癌治療の有効性を高めるために重要である。 インビボでの生物発光イメージング（BLI）が広く小動物の腫瘍を監視するために使用される非常に敏感な、非侵襲的な光学技術です。ホタルルシフェラーゼを発現する細胞は、一般に、実験1,2のために使用されます。このオキシゲナーゼは、D-ルシフェリン分子状酸素で酸化するが、2つの補助因子を必要とする-のMg 2+およびアデノシン三リン酸3。その量子収率が高いので、ホタルルシフェラーゼは、ウミシイタケルシフェラーゼ4よりもin vivoイメージングに適しています。 酸化された基質 - オキシルシフェリンは - 自然にその基本状態に戻す光子を放出した後、非アクティブになります。放出された光子は、530nmの付近で最大波長を持っています。高感度カメラは、小動物の内部からの発光の光子を検出し、POSSする画像を提供することができます腫瘍細胞を見つけるためにible。 光子カウントによって正確に腫瘍負荷を定量化する能力は、治療の有効性を定量化するための強力かつ敏感なツールとして役立つことができます。治療効果をより早く検出することができるので、この感度は、治療が有効となるに正確な瞬間を決定することを可能にするかもしれません。 総放出された光子の絶対定量化は非常に複雑です。収集された光子の数は、腫瘍の深さにし、光子が通って放出された臓器によって異なります。組織吸収係数に基づいて補正係数を5に計算することができるが、腫瘍細胞数の絶対的な定量化は、各腫瘍細胞によって放出された光子の数を知る必要があります。また、多くのレポーター遺伝子（ 例えば 、蛍光タンパク質）のようなルシフェラーゼ発現は、単一のクローン6由来の細胞集団では、均質ではありません。ルシファーの数細胞内アーゼタンパク質は、正確に計算することができません。標準化された実験条件の確立は、このように信頼性の高い半定量分析のための重要な表示されます。 我々は2つの異なるマウスリンパ腫モデル7,8,9にluminoscore法を適用しました。これらのモデルでは、同系の腫瘍細胞は、眼内又はそれぞれ、プライマリ眼内リンパ腫（ポワル）モデルおよび皮下リンパ腫（SCL）モデルを得るために皮膚の下に注入されます。これらの同所性モデルのそれぞれにおいて、治療は、7日間ポワルために腫瘍接種後、in situで投与され、腫瘍は、SCLのためにその最大直径で0.5〜0.7センチメートルに達したとき。 我々は以前7,10,11有効であることが示され、 その場でのCpG療法での効果をモニターするためにluminoscore法を用いました。 CpGが順番に多数のCEにより発現する細胞内受容体であるオリゴヌクレオチド配列およびTLR9のリガンドであります樹状細胞、Bリンパ球、単球、およびナチュラルキラー細胞を含む免疫系のLLS、。 CpG-DNAは、CpG（CG）免疫刺激性モチーフを含む20マーのDNA配列です。コントロール（ODN-制御）免疫刺激CG配列は、（GC）が反転していることを除いて、同じ20マーのDNA配列です。私たちが研究しているマウスのリンパ腫におけるTLR9の関与は、アポトーシス10誘導する免疫系12を活性化し 、それによって大幅に腫瘍量7,11を軽減します。 ここでは、生物発光画像を介して、腫瘍の負担や治療反応を定量化するための標準化された方法を説明します。この方法は、信頼性、再現性、非ユーザ依存性、および統計的有意性を最適化するために、取得から解析まで、イメージング手順のさまざまな側面に依存しています。生物発光の定量指標は、各マウスに起因します。我々はluminoscoreを呼び出し、この値は、だけでなく、動物が、Alとを比較することができます実験間そう。 本研究では、生物発光イメージングの手順と同様にluminoscore法による画像定量化に焦点を当てます。我々は、注射を検証腫瘍負荷を監視し、 およびin situ癌治療での有効性を評価するためのこの方法の有効性を示します。これらの点の各々はluminoscore法の適応性を強調するために、異なるマウスモデルを用いた実験からの代表的な結果に示されています。

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>CpG 1826</td>
			<td>Invivogen</td>
			<td>Sequence: 5_-TCCATGACGTTCCTGACGTT 
			Catalog number: tlrl-1826</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ODN 1826 control</td>
			<td>Invivogen</td>
			<td>Sequence: 5_-TCCATGAGCTTCCTGAGCTT 
			Catalog number: tlrl-1826c</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-luciferin potassium salt</td>
			<td>Interchim</td>
			<td>Catalog number: FP-M1224D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamin</td>
			<td>Virbac, France</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazin</td>
			<td>Bayer Healthcare</td>
			<td>Rompun 2%</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A20.IIA-luc2 cell line</td>
			<td></td>
			<td>A20.IIA transfected with pGL4.50[luc2/CMV/hygro]7 
			(Promega E1310)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mice</td>
			<td>Balb/cByj</td>
			<td>Six-weeks old females from Charles River</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IVIS lumina Biolumienscence imager</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Living Image software</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>Used for measuring photon flux on images and drawing ROIs</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>R software (opensource)</td>
			<td>R-project</td>
			<td>Used for statistic tests</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamilton Precision Serynge 10&#181;L&#160;</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>Product number 7642-01100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye ointment</td>
			<td>Lacrinorm</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting microscope</td>
			<td>ZEISS</td>
			<td>Stemi 305</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

bioluminescence-based tumor quantification method for monitoring tumor progression and treatment effects in mouse lymphoma models

Although bioluminescence imaging (BLI) shows promise for monitoring tumor burden in animal models of cancer, these analyses remain mostly qualitative. Here we describe a method for bioluminescence imaging to obtain a semi-quantitative analysis of tumor burden and treatment response. This method is based on the calculation of a luminoscore, a value that allows comparisons of two animals from the same or different experiments. Current BLI instruments enable the calculation of this luminoscore, which relies mainly on the acquisition conditions (back and front acquisitions) and the drawing of the region of interest (manual markup around the mouse). Using two previously described mouse lymphoma models based on cell engraftment, we show that the luminoscore method can serve as a noninvasive way to verify successful tumor cell inoculation, monitor tumor burden, and evaluate the effects of in situ cancer treatment (CpG-DNA). Finally, we show that this method suits different experimental designs. We suggest that this method be used for early estimates of treatment response in preclinical small-animal studies.

Luminoscore方法は、腫瘍細胞注射を確認するのに役立つことができます 腫瘍細胞の少数の注入を含むモデルまたは注射部位に注射の視覚的検証を可能にしない場合には、注射の品質を確保することは非常に困難であることができます。 luminoscore方法は、手続きの品質を検証し、簡単かつ瞬時にすべてがうまくいったことを確認するための迅速かつ便利なツールとして機能します。両方のモデルでは、腫瘍は、注射（図1A）10分後には早くも検出可能です。画像だけでは、その腫瘍細胞が適切な位置に存在して検証するのに十分。それにもかかわらず、画像を定量化することは、注射の不均一性のアイデアを提供します。ドットプロット（図1B）が明らかに（黒点）を受けた動物との間の差を示し、再ませんでしたceive（赤線）注射。興味深いことに、SCLモデルで得られた信号はポワルモデルよりも100倍高いです。この知見は、注入された細胞の数（5×10 6〜1×10 4細胞を、それぞれ）と一致しています。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/53609/53609fig1.jpg" /> 別のマウスリンパ腫モデルにおける図注射の1検証。luminoscoresは異なるリンパ腫モデルにおいて腫瘍細胞接種後10分を測定した。両モデルの（A）代表的な画像。（B）各動物のLuminoscoreを異なるモデルに。赤線は、腫瘍細胞接種前に10匹の動物で測定した平均バックグラウンドノイズに対応します。点線は、平均+/-標準偏差です。各モデルについては、全ての動物は、背景雑音から区別することができます。ポワルのモデルでは、1×10 4細胞がINOCました右眼の硝子体にulated、およびSCLモデルでは、5×10 6個の細胞を皮下マウスの各脇腹に。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53609/53609fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> 腫瘍量と治療応答をモニタリングします luminoscoreはまた、腫瘍の増殖および治療 ​​効果を研究するための強力なツールである。 図2Aは、対照における腫瘍増殖のモニタリングの代表的な画像を示しおよびCpGがポワルグループを処理しました。マウスは、1×10 4の腫瘍細胞ごと、および治療 ​​を接種した画像は、十分な時間（28日）後、転移は対照群に表示されるようになったことを示して7日目に、その場で投与しました。原発腫瘍は少なく、治療に敏感で表示されませんでしたが、転移は、CpG処置群（表1）で観察されました。各群（図2B）における腫瘍負荷の定量分析は、CpGは、処置および28日（ノンパラメトリック両側マン-ホイットニー検定p = 0.0079後の対照群との間に統計的に有意な差を生成する、腫瘍の発達を遅らせたことを示します）。それにもかかわらず、腫瘍がまだ処理されたマウスにおいて成長し、それらのいずれも（データは示していない）生存していません。この知見は、以前の報告と一致している：CpGが、プライマリ眼の腫瘍10に有意な効果を持っていません。我々はODNおよびCpG群との間にここにある顕著な効果は、転移の増殖阻害から来ています。 <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/53609/53609fig2.jpg" /> 図2.モニタリング腫瘍量と治療応答。 （A）は、2つのグループの代表的な画像（ODN-制御およびCpGは、処理された）Oポワルを有するマウスF。（B）luminoscoreで腫瘍負荷を監視します。ドットプロットに見られるように、luminoscore上のCpGの効果は、これらの二つのグループでは28日目に有意である、この方法は、腫瘍負荷を監視するとCpG-のわずかではあるが有意な（P = 0.0079）効果を測定することを可能にしました単独の画像により検出されなかったかもしれないDNAが、。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53609/53609fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> グループ </td><td> マウス </td><td> 転移の存在 </td><td> ロケーション </td><td> 光子束（PH /秒） </td></tr><tr><td rowspan="5"> CpG </td><td> 1 </td><td>いいえ</td><td>バツ</td><td>バツ</td></tr><tr><td> 2 </td><td>はい</td><td&gt;アイ・排水lympノード</td><td> 9.32E + 05 </td></tr><tr><td> 3 </td><td>いいえ</td><td>バツ</td><td>バツ</td></tr><tr><td> 4 </td><td>いいえ</td><td>バツ</td><td>バツ</td></tr><tr><td> 5 </td><td>はい</td><td>アイ排水lympノード</td><td> 2.21E + 07 </td></tr><tr><td rowspan="5"> ODN </td><td> 1 </td><td>はい</td><td>アイ排水lympノード</td><td> 1.06E + 07 </td></tr><tr><td> 2 </td><td>はい</td><td>アイ排水lympノード</td><td> 7.25E + 07 </td></tr><tr><td> 3 </td><td>はい</td><td>反対側の眼-排水lympノード+ </td><td> 7.64E + 08 </td></tr><tr><td> 4 </td><td>はい</td><td>反対側の眼-排水lympノード+ </td><td> 1.74E + 09 </td></tr><tr><td> 5 </td><td>はい</td><td>反対側の眼-排水lympノード+ </td><td> 9.76E + 07 </td></tr></tbody></table> 表1. T彼Luminoscore方法は、異なるアプローチに適応することができます luminoscore方法は、マウスモデルの単一の種類に限定されるものではない。 図3は 、異なるマウスモデルに適合させることができることを示しています。 SCLモデルでは、二つの腫瘍は、マウスの両側にグラフトされます。治療は、0日目に、単一の側にその場で投与され、反対側の腫瘍は、その制御（図3A）として機能します。したがって、2つのROIはマウスあたり描かれた：各側に1（図3C）。処置群および対照側にluminoscoreとの比率は、各腫瘍の相対的な経過を説明します。この比は、治療が投与されたときに、0日目に1に設定しました。我々は、13日間の治療投与後、この比率の有意な減少を観察した（ 図3D;ノンパラメトリック両側マン-ホイットニー検定p = 0.004）。この減少は、処理された側の腫瘍のことを明らかに代表的な生物発光画像（図3B）に示すように、吸収されました。 <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/53609/53609fig3.jpg" /> 図二原発腫瘍部位とモデルへのLuminoscore法の3適応。 （A）SCLアッセイの実験的なデザイン。マウスは、各脇腹に2原発腫瘍を注射しました。片側は、治療が投与されたのCpG-DNAまたはODN-制御のいずれかを注射し、そしてPBSで反対側、その制御として機能する。（B）のCpGで処置したマウスおよび対照マウスの代表的な画像は、0日目と13日目されています当日0腫瘍増殖は、マウスののCpG処理した側に阻害された。（C）手動2原発腫瘍部位のために動物あたりの関心領域をマークアップされた。（D）のCpG-処置またはのluminoscores間の比ODN制御側とPBS対照側インデックスであります同じ動物内の各腫瘍の相対的な成長を反映しています。この比率は、のCpG処置群の割合はのCpG-DNAのインサイチュ投与により腫瘍増殖の阻害を明らかにし、（P = 0.004）が有意に減少していたが、13日目に0日目に1に設定されています。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53609/53609fig3large.jpg" target="_blank">ご覧になるにはこちらをクリックしてください。この図の拡大版。</a>

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Bioluminescence-Based Tumor Quantification Method for Monitoring Tumor Progression and Treatment Effects in Mouse Lymphoma Models

生物発光イメージングは​​、腫瘍および転移をローカライズするためのよく知られたツールですが、これらの画像の定量化は、多くの場合、複雑な計算や特定の楽器を必要とします。我々には、計算を必要としない、正確な取得条件に基づいて、使いやすいluminoscore方法を説明し、マウスモデルで監視される腫瘍負荷および治療応答を可能にします。

マウスリンパ腫モデルで腫瘍の進行と治療効果を監視するための生物発光に基づく腫瘍の定量法

Although bioluminescence imaging (BLI) shows promise for monitoring tumor burden in animal models of cancer, these analyses remain mostly qualitative. ...

bioluminescence-based-tumor-quantification-method-for-monitoring

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

20.0K ビュー.  Genethon. 生物発光イメージングは​​、腫瘍および転移をローカライズするためのよく知られたツールですが、これらの画像の定量化は、多くの場合、複雑な計算や特定の楽器を必要とします。我々には、計算を必要としない、正確な取得条件に基づいて、使いやすいluminoscore方法を説明し、マウスモデルで監視される腫瘍負荷および治療応答を可能にします。 

ビデオ: Bioluminescence-Based Tumor Quantification Method for Monitoring Tumor Progression and Treatment Effects in Mouse Lymphoma Models

Monitoring Tumor Metastases and Osteolytic Lesions with Bioluminescence and Micro CT Imaging

Following intracardiac delivery of MDA-MB-231-luc-D3H2LN cells to Nu/Nu mice, systemic metastases developed in the injected animals. Bioluminescence imaging using IVIS Spectrum was employed to monitor the distribution and development of the tumor cells following the delivery procedure including DLIT reconstruction to measure the tumor signal and its location.
Development of metastatic lesions to the bone tissues triggers osteolytic activity and lesions to tibia and femur were evaluated longitudinally using micro CT. Imaging was performed using a Quantum FX micro CT system with fast imaging and low X-ray dose. The low radiation dose allows multiple imaging sessions to be performed with a cumulative X-ray dosage far below LD50. A mouse imaging shuttle device was used to sequentially image the mice with both IVIS Spectrum and Quantum FX achieving accurate animal positioning in both the bioluminescence and CT images. The optical and CT data sets were co-registered in 3-dimentions using the Living Image 4.1 software. This multi-mode approach allows close monitoring of tumor growth and development simultaneously with osteolytic activity.

An experimental mouse model of bone metastasis was established following intracardiac delivery of luciferase expressing mammary tumor cells. Tumor development and resulted osteolytic lesion were monitored longitudinally with bioluminescence and micro CT imaging.

生物発光とマイクロCTイメージングで腫瘍転移と溶骨性病変の監視

Following intracardiac delivery of MDA-MB-231-luc-D3H2LN cells to Nu/Nu mice, systemic metastases developed in the injected animals. Bioluminescence ...

医学

MAME Models for 4D Live-cell Imaging of Tumor: Microenvironment Interactions that Impact Malignant Progression

We have developed 3D coculture models, which we term MAME (mammary architecture and microenvironment engineering), and used them for live-cell imaging in real-time of cell:cell interactions. Our overall goal was to develop models that recapitulate the architecture of preinvasive breast lesions to study their progression to an invasive phenotype. Specifically, we developed models to analyze interactions among pre-malignant breast epithelial cell variants and other cell types of the tumor microenvironment that have been implicated in enhancing or reducing the progression of preinvasive breast epithelial cells to invasive ductal carcinomas. Other cell types studied to date are myoepithelial cells, fibroblasts, macrophages and blood and lymphatic microvascular endothelial cells. In addition to the MAME models, which are designed to recapitulate the cellular interactions within the breast during cancer progression, we have developed comparable models for the progression of prostate cancers. 
Here we illustrate the procedures for establishing the 3D cocultures along with the use of live-cell imaging and a functional proteolysis assay to follow the transition of cocultures of breast ductal carcinoma in situ (DCIS) cells and fibroblasts to an invasive phenotype over time, in this case over twenty-three days in culture. The MAME cocultures consist of multiple layers. Fibroblasts are embedded in the bottom layer of type I collagen. On that is placed a layer of reconstituted basement membrane (rBM) on which DCIS cells are seeded. A final top layer of 2% rBM is included and replenished with every change of media. To image proteolysis associated with the progression to an invasive phenotype, we use dye-quenched (DQ) fluorescent matrix proteins (DQ-collagen I mixed with the layer of collagen I and DQ-collagen IV mixed with the middle layer of rBM) and observe live cultures using confocal microscopy. Optical sections are captured, processed and reconstructed in 3D with Volocity visualization software. Over the course of 23 days in MAME cocultures, the DCIS cells proliferate and coalesce into large invasive structures. Fibroblasts migrate and become incorporated into these invasive structures. Fluorescent proteolytic fragments of the collagens are found in association with the surface of DCIS structures, intracellularly, and also dispersed throughout the surrounding matrix. Drugs that target proteolytic, chemokine/cytokine and kinase pathways or modifications in the cellular composition of the cocultures can reduce the invasiveness, suggesting that MAME models can be used as preclinical screens for novel therapeutic approaches.

We have developed 3D coculture models for live-cell imaging in real-time of interactions among breast tumor cells and other cells in their microenvironment that impact progression to an invasive phenotype. These models can serve as preclinical screens for drugs to target paracrine-induced proteolytic, chemokine/cytokine and kinase pathways implicated in invasiveness.

腫瘍の4DライブセルイメージングのためのMAMEモデル：微小環境の相互作用に影響を与える悪性進行

We have developed 3D coculture models, which we term MAME (mammary architecture and microenvironment engineering), and used them for live-cell imaging in ...

Screening for Melanoma Modifiers using a Zebrafish Autochthonous Tumor Model

Genomic studies of human cancers have yielded a wealth of information about genes that are altered in tumors1,2,3. A challenge arising from these studies is that many genes are altered, and it can be difficult to distinguish genetic alterations that drove tumorigenesis from that those arose incidentally during transformation. To draw this distinction it is beneficial to have an assay that can quantitatively measure the effect of an altered gene on tumor initiation and other processes that enable tumors to persist and disseminate. Here we present a rapid means to screen large numbers of candidate melanoma modifiers in zebrafish using an autochthonous tumor model4 that encompasses steps required for melanoma initiation and maintenance. A key reagent in this assay is the miniCoopR vector, which couples a wild-type copy of the mitfa melanocyte specification factor to a Gateway recombination cassette into which candidate melanoma genes can be recombined5. The miniCoopR vector has a mitfa rescuing minigene which contains the promoter, open reading frame and 3'-untranslated region of the wild-type mitfa gene. It allows us to make constructs using full-length open reading frames of candidate melanoma modifiers. These individual clones can then be injected into single cell Tg(mitfa:BRAFV600E);p53(lf);mitfa(lf)zebrafish embryos. The miniCoopR vector gets integrated by Tol2-mediated transgenesis6 and rescues melanocytes. Because they are physically coupled to the mitfa rescuing minigene, candidate genes are expressed in rescued melanocytes, some of which will transform and develop into tumors. The effect of a candidate gene on melanoma initiation and melanoma cell properties can be measured using melanoma-free survival curves, invasion assays, antibody staining and transplantation assays.

A rapid way to screen for melanoma modifiers using a zebrafish autochthonous tumor model is presented. It takes advantage of the miniCoopR vector which allows for expression of candidate melanoma genes in melanocytes. A method to obtain melanoma-free survival curves, an invasion assay, a protocol for antibody staining of scale melanocytes and a melanoma transplantation assay are described.

ゼブラ土着腫瘍モデルを用いたメラノーマの修飾のためのスクリーニング

Genomic studies of  human cancers have yielded a wealth of information about genes that are altered  in tumors1,2,3. A challenge arising from these ...

Live Imaging of Drug Responses in the Tumor Microenvironment in Mouse Models of Breast Cancer

The tumor microenvironment plays a pivotal role in tumor initiation, progression, metastasis, and the response to anti-cancer therapies. Three-dimensional co-culture systems are frequently used to explicate tumor-stroma interactions, including their role in drug responses. However, many of the interactions that occur in vivo in the intact microenvironment cannot be completely replicated in these in vitro settings. Thus, direct visualization of these processes in real-time has become an important tool in understanding tumor responses to therapies and identifying the interactions between cancer cells and the stroma that can influence these responses. Here we provide a method for using spinning disk confocal microscopy of live, anesthetized mice to directly observe drug distribution, cancer cell responses and changes in tumor-stroma interactions following administration of systemic therapy in breast cancer models. We describe procedures for labeling different tumor components, treatment of animals for observing therapeutic responses, and the surgical procedure for exposing tumor tissues for imaging up to 40 hours. The results obtained from this protocol are time-lapse movies, in which such processes as drug infiltration, cancer cell death and stromal cell migration can be evaluated using image analysis software.

We describe a method for imaging response to anti-cancer treatment in vivo and at single cell resolution.

乳癌のマウスモデルにおいて腫瘍微小環境における薬剤応答のイメージングを生きる

The tumor microenvironment plays a pivotal role in tumor initiation, progression, metastasis, and the response to anti-cancer therapies. Three-dimensional ...

Patient Derived Cell Culture and Isolation of CD133+ Putative Cancer Stem Cells from Melanoma

Despite improved treatments options for melanoma available today, patients with advanced malignant melanoma still have a poor prognosis for progression-free and overall survival. Therefore, translational research needs to provide further molecular evidence to improve targeted therapies for malignant melanomas. In the past, oncogenic mechanisms related to melanoma were extensively studied in established cell lines. On the way to more personalized treatment regimens based on individual genetic profiles, we propose to use patient-derived cell lines instead of generic cell lines. Together with high quality clinical data, especially on patient follow-up, these cells will be instrumental to better understand the molecular mechanisms behind melanoma progression.
Here, we report the establishment of primary melanoma cultures from dissected fresh tumor tissue. This procedure includes mincing and dissociation of the tissue into single cells, removal of contaminations with erythrocytes and fibroblasts as well as primary culture and reliable verification of the cells' melanoma origin.
Recent reports revealed that melanomas, like the majority of tumors, harbor a small subpopulation of cancer stem cells (CSCs), which seem to exclusively fuel tumor initiation and progression towards the metastatic state. One of the key markers for CSC identification and isolation in melanoma is CD133. To isolate CD133+ CSCs from primary melanoma cultures, we have modified and optimized the Magnetic-Activated Cell Sorting (MACS) procedure from Miltenyi resulting in high sorting purity and viability of CD133+ CSCs and CD133- bulk, which can be cultivated and functionally analyzed thereafter.

Patient Derived Cell Culture and Isolation of CD133+ Putative Cancer Stem Cells from Melanoma

This article describes the preparation of freshly obtained melanoma tissue into primary cell cultures, and how to remove contaminations of erythrocytes and fibroblasts from the tumor cells. Finally, we describe how CD133+ putative melanoma stem cells are sorted from the CD133- bulk using Magnetic Activated Cell Sorting (MACS).

CD133の患者由来の細胞培養および分離<sup&gt; +</supメラノーマから&gt;推定されるがん幹細胞

Despite improved treatments options for melanoma available today, patients with advanced malignant melanoma still have a poor prognosis for ...

A Novel High-resolution In vivo Imaging Technique to Study the Dynamic Response of Intracranial Structures to Tumor Growth and Therapeutics

We have successfully integrated previously established Intracranial window (ICW) technology 1-4 with intravital 2-photon confocal microscopy to develop a novel platform that allows for direct long-term visualization of tissue structure changes intracranially. Imaging at a single cell resolution in a real-time fashion provides supplementary dynamic information beyond that provided by standard end-point histological analysis, which looks solely at 'snap-shot' cross sections of tissue.
Establishing this intravital imaging technique in fluorescent chimeric mice, we are able to image four fluorescent channels simultaneously. By incorporating fluorescently labeled cells, such as GFP+ bone marrow, it is possible to track the fate of these cells studying their long-term migration, integration and differentiation within tissue. Further integration of a secondary reporter cell, such as an mCherry glioma tumor line, allows for characterization of cell:cell interactions. Structural changes in the tissue microenvironment can be highlighted through the addition of intra-vital dyes and antibodies, for example CD31 tagged antibodies and Dextran molecules.
Moreover, we describe the combination of our ICW imaging model with a small animal micro-irradiator that provides stereotactic irradiation, creating a platform through which the dynamic tissue changes that occur following the administration of ionizing irradiation can be assessed.
Current limitations of our model include penetrance of the microscope, which is limited to a depth of up to 900 &mu;m from the sub cortical surface, limiting imaging to the dorsal axis of the brain. The presence of the skull bone makes the ICW a more challenging technical procedure, compared to the more established and utilized chamber models currently used to study mammary tissue and fat pads 5-7. In addition, the ICW provides many challenges when optimizing the imaging.

A Novel High-resolution In vivo Imaging Technique to Study the Dynamic Response of Intracranial Structures to Tumor Growth and Therapeutics

We describe a novel in vivo imaging technique that couples fluorescent chimeric mice with intracranial windows and high-resolution 2-photon microscopy. This imaging platform aids studies of dynamic changes in brain tissue and microvasculature, at a single-cell level, following pathological insults and is adaptable to assess intracranial drug delivery and distribution.

新規高分解能<em生体内で&gt;</em腫瘍増殖と治療に頭蓋内構造物の動的応答を研究する&gt;イメージング技術

We have successfully integrated previously established Intracranial window (ICW) technology 1-4 with intravital 2-photon confocal microscopy to develop a ...

In vivo 19F MRI for Cell Tracking

In vivo 19F MRI allows quantitative cell tracking without the use of ionizing radiation. It is a noninvasive technique that can be applied to humans. Here, we describe a general protocol for cell labeling, imaging, and image processing. The technique is applicable to various cell types and animal models, although here we focus on a typical mouse model for tracking murine immune cells. The most important issues for cell labeling are described, as these are relevant to all models. Similarly, key imaging parameters are listed, although the details will vary depending on the MRI system and the individual setup. Finally, we include an image processing protocol for quantification. Variations for this, and other parts of the protocol, are assessed in the Discussion section. Based on the detailed procedure described here, the user will need to adapt the protocol for each specific cell type, cell label, animal model, and imaging setup. Note that the protocol can also be adapted for human use, as long as clinical restrictions are met.

In vivo 19F MRI for Cell Tracking

We describe a general protocol for in vivo cell tracking using MRI in a mouse model with ex vivo labeled cells. A typical protocol for cell labeling, image acquisition processing and quantification is included.

細胞追跡のためのin vivoでの19 F MRI における

In vivo 19F MRI allows quantitative cell tracking without the use of ionizing radiation. It is a noninvasive technique that can be applied to humans. ...

Tumor Treating Field Therapy in Combination with Bevacizumab for the Treatment of Recurrent Glioblastoma

A novel device that employs TTF therapy has recently been developed and is currently in use for the treatment of recurrent glioblastoma (rGBM). It was FDA approved in April 2011 for the treatment of patients 22 years or older with rGBM. The device delivers alternating electric fields and is programmed to ensure maximal tumor cell kill1.
Glioblastoma is the most common type of glioma and has an estimated incidence of approximately 10,000 new cases per year in the United States alone2. This tumor is particularly resistant to treatment and is uniformly fatal especially in the recurrent setting3-5. Prior to the approval of the TTF System, the only FDA approved treatment for rGBM was bevacizumab6. Bevacizumab is a humanized monoclonal antibody targeted against the vascular endothelial growth factor (VEGF) protein that drives tumor angiogenesis7. By blocking the VEGF pathway, bevacizumab can result in a significant radiographic response (pseudoresponse), improve progression free survival and reduce corticosteroid requirements in rGBM patients8,9. Bevacizumab however failed to prolong overall survival in a recent phase III trial26. A pivotal phase III trial (EF-11) demonstrated comparable overall survival between physicians&#8217; choice chemotherapy and TTF Therapy but better quality of life were observed in the TTF arm10.
There is currently an unmet need to develop novel approaches designed to prolong overall survival and/or improve quality of life in this unfortunate patient population. One appealing approach would be to combine the two currently approved treatment modalities namely bevacizumab and TTF Therapy. These two treatments are currently approved as monotherapy11,12, but their combination has never been evaluated in a clinical trial. We have developed an approach for combining those two treatment modalities and treated 2 rGBM patients. Here we describe a detailed methodology outlining this novel treatment protocol and present representative data from one of the treated patients.

A novel methodology that is employed for the treatment of recurrent glioblastomas is described. This treatment approach employs the application of alternating electric tumor treating fields (TTFields), known as TTF Therapy in combination with bevacizumab, a targeted agent that is currently FDA approved as monotherapy.

再発神経膠芽腫の治療のためのベバシズマブと組み合わせてフィールド療法の治療腫瘍

A novel device that employs TTF therapy has recently been developed and is currently in use for the treatment of recurrent glioblastoma (rGBM). It was FDA ...

Evaluation of Tumor-infiltrating Leukocyte Subsets in a Subcutaneous Tumor Model

Specialized immune cells that infiltrate the tumor microenvironment regulate the growth and survival of neoplasia.&#160; Malignant cells must elude or subvert anti-tumor immune responses in order to survive and flourish. Tumors take advantage of a number of different mechanisms of immune &#8220;escape,&#8221; including the recruitment of tolerogenic DC, immunosuppressive regulatory T cells (Tregs), and myeloid-derived suppressor cells (MDSC) that inhibit cytotoxic anti-tumor responses. Conversely, anti-tumor effector immune cells can slow the growth and expansion of malignancies: immunostimulatory dendritic cells, natural killer cells which harbor innate anti-tumor immunity, and cytotoxic T cells all can participate in tumor suppression. The balance between pro- and anti-tumor leukocytes ultimately determines the behavior and fate of transformed cells; a multitude of human clinical studies have borne this out. Thus, detailed analysis of leukocyte subsets within the tumor microenvironment has become increasingly important. Here, we describe a method for analyzing infiltrating leukocyte subsets present in the tumor microenvironment in a mouse tumor model. Mouse B16 melanoma tumor cells were inoculated subcutaneously in C57BL/6 mice. At a specified time, tumors and surrounding skin were resected en bloc and processed into single cell suspensions, which were then stained for multi-color flow cytometry. Using a variety of leukocyte subset markers, we were able to compare the relative percentages of infiltrating leukocyte subsets between control and chemerin-expressing tumors. Investigators may use such a tool to study the immune presence in the tumor microenvironment and when combined with traditional caliper size measurements of tumor growth, will potentially allow them to elucidate the impact of changes in immune composition on tumor growth. Such a technique can be applied to any tumor model in which the tumor and its microenvironment can be resected and processed.

This protocol describes a method for the detailed evaluation of leukocyte subsets within the tumor microenvironment in a mouse tumor model. Chemerin-expressing B16 melanoma cells were implanted subcutaneously into syngeneic mice. Cells from the tumor microenvironment were then stained and analyzed by flow cytometry, allowing for detailed leukocyte subset analyses.

皮下腫瘍モデルにおける腫瘍浸潤白血球サブセットの評価

Specialized immune cells that infiltrate the tumor microenvironment regulate the growth and survival of neoplasia.&#160; Malignant cells must elude or ...

Evaluation of Lung Metastasis in Mouse Mammary Tumor Models by Quantitative Real-time PCR

Metastatic disease is the spread of malignant tumor cells from the primary cancer site to a distant organ and is the primary cause of cancer associated death 1. Common sites of metastatic spread include lung, lymph node, brain, and bone 2. Mechanisms that drive metastasis are intense areas of cancer research. Consequently, effective assays to measure metastatic burden in distant sites of metastasis are instrumental for cancer research. Evaluation of lung metastases in mammary tumor models is generally performed by gross qualitative observation of lung tissue following dissection. Quantitative methods of evaluating metastasis are currently limited to ex vivo and in vivo imaging based techniques that require user defined parameters. Many of these techniques are at the whole organism level rather than the cellular level 3-6. Although newer imaging methods utilizing multi-photon microscopy are able to evaluate metastasis at the cellular level 7, these highly elegant procedures are more suited to evaluating mechanisms of dissemination rather than quantitative assessment of metastatic burden. Here, a simple in vitro method to quantitatively assess metastasis is presented. Using quantitative Real-time PCR (QRT-PCR), tumor cell specific mRNA can be detected within the mouse lung tissue.

This protocol describes how to use quantitative Real-time PCR (QRT-PCR) to detect tumor cell specific mRNA representing metastasis within the mouse lung tissue.

定量的リアルタイムPCRによるマウス乳腺腫瘍モデルにおける肺転移の評価

Metastatic disease is the spread of malignant tumor cells from the primary cancer site to a distant organ and is the primary cause of cancer associated ...

マウスリンパ腫モデルで腫瘍の進行と治療効果を監視するための生物発光に基づく腫瘍の定量法

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