This study was supported by a grant from the Dutch Kidney Foundation (KJPB 08.0003). 
Carolien Rothuizen is acknowledged for her contribution to the study. Hoang Pham is acknowledged for his assistance with the pathology work-up.

すべての実験は、ライデン大学医療センターの動物福祉に関する委員会によって承認されました。 1.動物の準備と麻酔<ol><li>三から四パーセントイソフルランで満たされた連続麻酔導入チャンバー内のマウス（1-3ヶ月齢）を麻酔。 </li><li>首と電気かみそりを使用して、左上の脚の内側部分の腹側を剃ると毛を除去するために、テープ片を使用します。 </li><li>両眼に眼軟膏を適用します。 </li><li>鼻換気マスクが固定されている加熱毛布の上に動物を配置します。粘着テープを使用して、鼻マスクにヘッドを固定。 <ol><li>以下の流量で酸素富化空気のセットを使用して1.5-2.0％の濃度でイソフルランを送達：空気0.3リットル/分、100％の酸素0.2リットル/分。麻酔の深さを評価し、必要に応じてイソフルランの濃度を調整するために足の指の間の皮膚をつまみます。 </li></ol></li><li>に動物を固定仰臥位℃で約37に設定されているすべての手足に粘着テープで加熱ブランケット。 </li><li> 0.1ミリグラムの用量で塩化ナトリウム（NaCl）で0.9％に溶解したブプレノルフィンを注入/動物の脇腹に無菌の0.9％NaClを皮下の0.5ミリリットルと一緒kgです。 </li><li>準備されたエリアにクロルヘキシジンチンキに0.5％を適用します。 </li></ol> 2.皮膚切開<ol><li>外科医に向かって頭を顕微鏡下で動物を置きます。 </li><li>マイクロはさみを使用して、腹側頸部の正中線に約1.5センチ縦切開を行います。 </li><li>鉗子で唾液腺をつかみ、それが部分的に傷の外になるまで頭側右の唾液腺を移動させます。 </li></ol> 3.静脈を解剖し、準備<ol><li>識別し、露骨に拡散することにより、その血管周囲組織から完全に右外頸静脈の背内側枝を分析だけ長辺と血管の方向です。 </li><li>解剖静脈の周りにループ（10.0縫合糸）を配置し、それをロックすることなく、1つの結び目を適用します。 </li></ol> 4.胸鎖乳突筋の削除<ol><li>鉗子を使用して、ぶっきらぼうにその境界線に沿って拡散することによりその周囲から右胸鎖乳突筋を分析。孤立した筋肉の下でオープンピンセットを置き、それが6.0縫合糸で近位および遠位連結。その後、焼灼器を使用して筋肉を切除。 </li></ol> 5.共通の頸動脈を解剖し、準備<ol><li>鉗子を使用して、右総頸動脈を特定し、解剖。動脈の操作を補助するために、動脈の周りに6.0縫合糸を配置します。 </li><li>遠位および近位に可能な限り血管クランプを適用します。 </li><li>特殊なマイクロシザーを用いて約1ミリメートルの動脈の真ん中に縦切開を行います。 </li><li>リンスヘパリン溶液[100 IU / mlの]と動脈血管が血液の透明になるまで。 </li><li>必要に応じて幅を血管クランプ[1.1ミリメートル]を一致させるために切開の長さを測定し、調整します。 </li></ol>静脈の6.ライゲーション<ol><li>近位にすでに準備静脈の血管クランプを適用し、静脈の周りに縫合糸を配置します。 </li><li>以前に配置した10.0縫合糸を使用して、できるだけ遠位静脈を縫合糸上に配置され、ライゲートされた止血を使用して静脈に優しい尾トラクションを適用します。 </li><li>ライゲーションにちょうど近位にはさみを使用して静脈をカットします。 </li><li>血管鉗子を使用して、静かに静脈の内腔を開き、ヘパリン溶液[100 IU / mlの]でそれをすすいでください。 </li></ol>吻合パート1の7の作成<ol><li> 6 O &#39;で縫合糸に続く12時の位置に2平方ノットを使用して結節縫合（10.0）と動脈に静脈を接続しますクロック位置。それは自身の軸の周りに回転させることなく動脈に静脈を接続してください。外科的露出を改善するために動物を回転させます。 </li><li>静脈の周りに縫合糸を配置し、止血を使用して穏やかな横方向のトラクションを適用します。 </li><li>同じ結節縫合を使用して、吻合の可視腹側で約3-4追加の縫合糸を配置することによって、吻合を完了します。 </li></ol> 8.ヘパリン投与<ol><li>加熱ブランケット180度回転し、左上肢に顕微鏡の焦点を合わせます。 </li><li>上肢の内側部に縦方向に実行され、皮膚を通して見ることができる血管構造を探して、大腿静脈/動脈/神経束を特定します。直接、長手方法で大腿静脈上記の約1cmのマイクロハサミで切開を行います。 </li><li>慎重に大腿静脈の血管周囲の組織を解剖し、線量Oでヘパリンを注入大腿静脈で0.2 IU /グラムの体重F。 </li></ol>吻合パート2の9創出<ol><li>首のエリアに戻り、静脈の周囲に配置された縫合糸を除去します。 </li><li>その後、静脈の上にして、再度頸動脈の下、頸動脈の下を通る縫合糸（6.0）を配置します。 （ 図1L） </li><li>静脈血管クランプを取り外します。 </li><li>次に、同時にねじることによって時計回りに頸動脈の軸に沿って180°動静脈瘻を完了半分の両方の血管クランプをねじると、縫合糸の端部に内側トラクションを適用します。 </li><li>ステップ7.2で説明されているのと同じやり方で吻合を完了します。 </li></ol> 10.血管クランプの取り外し<ol><li>縫合糸を外し、血管が180°反時計回りにクランプ回転させます。 </li><li>近位血管クランプ続い遠位血管クランプを取り外します。 </li> &lt;李&gt;は優しく、血管鉗子で静脈流出路を閉塞することにより、吻合の開存性を評価します。特許吻合の場合は、事前に閉塞静脈セクションでは、脈動的に拡大していきます。鉗子を使用して、元の解剖学的位置に右の唾液腺を再配置します。 </li></ol> 11.皮膚閉鎖と術後ケア<ol><li>中断のない縫合糸（6.0）と上肢の皮膚を閉じます。 </li><li>中断のない縫合糸（6.0）と首の皮膚を閉じます。 </li><li>加熱ブランケットから動物を削除し、0.5ミリリットルのNaClを0.9％を皮下に注入します。 </li><li>加熱ランプで加熱して暗くケージに動物を置き、それが完全に回復しましょう​​。動物が完全に回復しない場合には、それが原因で手術領域の出血に血行動態ショックを受けないことを確認してください。このような腫れ首や血液の漏れなどの兆候を探してください。 </li><li> buprの最初の注射後約6時間後enorphine、さらに72時間、十分な鎮痛を提供するために、製造業者によって推奨される用量におけるブプレノルフィン皮下の徐放性製剤の単回投与を注入。 </li></ol> 12.組織の収穫<ol><li>メデトミジン（0.5ミリグラム/キログラム）とフェンタニル（0.​​05ミリグラム/ kg）を腹腔内投与し、麻酔薬の混合物を含有ミダゾラム（5mg / kg）で動物を麻酔。 </li><li>非加熱シリコンマットにその足や頬を通して針を挿入することにより、仰臥位で動物を固定。 </li><li>マイクロはさみで首に傷跡の上に約1.5〜2.0センチメートルの切開を行います。 </li><li> AVFを分析し、簡単に識別proximal-、遠位動脈と静脈流出路の周りに縫合糸（6.0）を配置。 </li><li>プロトコルのセクション10.3に記載されているようにAVFの開通性を評価します。 </li><li>内側開腹のuを実行することにより、腹膜腔を開きますマイクロシザーを歌います。 <ol><li>鎖骨中央線に尾側開始ハサミを使用して、左右の腹側胸郭を切断。マイクロはさみを使用して、腹側胸郭の中央部に取り付けられ、その後、ピンセットを用いて頭蓋このセクションを変位されるダイヤフラムを横断。 </li><li>下大静脈を見つけ、マイクロはさみでそれを横断します。 </li></ol></li><li>左心室に針23ゲージ針を挿入し、血管内の流体がほぼ透明になるまで約100 mmHgでの圧力で、PBSで灌流。 </li><li>針を除去することなく、今は約100 mmHgの圧力で10分間、4％ホルマリンで灌流。 </li><li>マイクロハサミで動脈と静脈の両方を横断することにより、AVFを切除し、4％ホルマリン溶液O / Nでそれを沈めます。 </li></ol> 13.組織の埋め込みとセクショニング<ol><li>製造者のprotocoに従ってパラフィンために組織を処理リットル。適用されるプロトコルは、以下のとおりであります。 <ol><li> RTで1時間、エタノール70％に浸します。 2回繰り返します。 </li><li> RTで1時間、エタノール96％に浸します。 2回繰り返します。 </li><li> RTで1時間エタノール99.5％に浸します。一回繰り返します。 </li><li> RTで1.5時間、エタノール99.5％に浸します。 </li><li> RTで1時間キシレン中に100％を浸します。一回繰り返します。 </li><li> 62℃で1時間、パラフィンに浸し。 2回繰り返します。 </li></ol></li><li>静脈流出路は、包埋カセットに垂直に配向されるように、パラフィンにAVFを埋め込みます。 </li><li>ミクロトームを用いて、それぞれが5ミクロンの厚さで30のセクションからなる12連続切片を作成します。そして、各シリアルセクションの、吻合部に​​近い領域で始まる整然と12までの位置1から始まる単一のマウントガラス上の1つのセクションを配置します。 </li></ol>

<ol>
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著者らは、開示することは何もありません。

AVFは、血液透析治療でアキレス腱であると考えられます。残念ながら、AVFはまだ失敗8-10の高い数に苦しんでいます。根底にあるメカニズムに関する広範な研究にもかかわらず、正確な病態生理は不明のまま。 AVFの故障のための多数のマウスモデルは、既に文献2,3,11,12に記載されています。しかし、これらのモデルはいずれも、ほとんどの臨床状況で使用されている動脈側吻合構成に静脈末端を組み込むません。得られた血行力学的プロファイルは、血管リモデリングにおいて重要な役割を果たしているので、これは非常に適切です。また、モデルのいくつかは、臨床現場で使用されていない動脈と静脈2,11の間の接続のための合成カフを使用していました。 臨床的関連性を改善するために、我々は、したがって、動脈側吻合部への一方的な静脈端がjuguの枝の間に作成されたマウスモデルを開発しましたLAR静脈および結節縫合6と共通の頸動脈。このモデルでは重要な組織形態学的変化は、外側に、最終的にAVFの故障につながる、内膜肥厚を改造し、プログレッシブなどの観察されました。 外科処置の重要な側面は、麻酔プロトコルです。麻酔の長時間を得るための安全で簡単な方法であるように、イソフルラン吸入麻酔を使用することをお勧めします。後者は全体の手順は、3時間までかかることができるトレーニングフェーズのために特に重要です。 動静脈瘻の横断流出静脈のために必要な部屋を作成するためには、同側胸鎖乳突筋を切除する必要があります。 手術中の血管の取り扱いに関しては、血管の解剖は、鉗子を使用して、ブラントのように行われるべきです。特殊な血管まっすぐ鉗子の使用は、rであります彼らはより高い精度を提供し、丸みを帯びた先端のために以下の機械的な損傷を生成するように血管のダイレクトなハンドリングと操作のためecommended。止血剤と組み合わせた血管ループなどの縫合糸の使用は非常に重要であるので、この手順は任意の直接支援なしに行うことができる第三の手として使用した場合、最適な方法で組織を提示する上で、さらに安全な組織の取り扱いに役立つことができます。 確かに、手順の中で最も困難なステップは、動脈と静脈の間に縫合糸の配置です。これはAVFの初期故障につながる可能性吻合の狭小化につながるようにケアは、「フロント」 - 側で吻合の &quot;戻る&quot; - 側を縫合しないように注意する必要があります。これを防ぐには、それらを分離するために、容器の二つの壁の間の血管鉗子の先端を配置します。技術的な難しさは、このモデルの制限であると考えることができます。しかし、私たちは目とは思いませんこの手順で現在最も広く3,6を使用されているモデルよりも困難です。 計算されたサンプルサイズが唯一の動物の間だけでなく、介入の「強さ」上のばらつきに依存しないように、それは、今後の研究のためのサンプルサイズの一般的な発言をすることは困難です。我々は（理由AVFの技術的障害の研究から脱落したマウスを除く）は、約10匹のマウスのグループサイズはAVF障害における特定の遺伝子の役割に焦点を当てた研究のために十分であるべきであると推定しています。最近、我々は、マウスAVFリモデリング13におけるエラスチンの役割に関する研究に10匹の動物の平均グループサイズに有意な結果を得ることができました。 私たちのマウスモデルの一態様は、さらなる議論が必要です。末期腎疾患を有する患者における尿毒症性環境は、静脈内膜hyperplasi含む血管疾患の多くに寄与することが知られています前であっても血液透析アクセス手術14-16に。この現在のモデルは、尿毒症環境を内蔵していません。したがって、慢性腎不全17のモデルの組み込みは、さらに、このマウスモデルの妥当性を改善するための貴重な添加剤のステップになります。

機能的な血管アクセス導管は生き続けるために慢性血液透析に依存腎不全患者のために極めて重要です。動静脈瘻（AVF）の建設は、現在、血管アクセスのための好ましい選択肢です。しかし、AVF関連した合併症は、慢性血液透析を受けている患者のための罹患率の主要な原因を構成しています。広範な科学的な努力にもかかわらず、小説のどれもAVFの耐久性の大幅な改善をもたらすでしたAVFへのアクセスに関連した合併症を減らすために近づいていません。この残念​​な進歩の一部は、血液透析アクセス障害の根底にある病態生理の不完全な理解に関係します。 AVアクセス障害の病態生理を解明するために、厳密にヒト病理を模倣する動物モデルは、最も重要です。この点で、動物種だけでなく、吻合部位、必要な抗凝固療法とサージ後のフォローアップの期間ryは、アカウント1に入れなければなりません。大型動物は、新たな治療戦略を開発することを目的とした介入研究のために最も適しているが、マウスモデルは、トランスジェニックマウスの在庫状況によりAV・アクセス障害の根底にある分子メカニズムでより多くの洞察を得るための大きな可能性を持っています。また、マウスの大多数は、より大きな動物での使用に比べて低コストで、この目的のために使用することができます。 AVF障害の最初のマウスモデルはKweiとらによって 2004年に記載された。このモデルでは2、のAVFは、血管内カテーテルを使用して、エンド・ツー・エンドの方法で頸動脈と頸静脈を用いて構築しました。このモデルは、エンドツーエンドの構成及び血管内カテーテルの存在が人間のAVFのためのこのモデルの有効性を制限するが、のAVFの早期静脈適応を研究するのに有用であり得ます。改良されたAVFモデルはCastierやらによって導入された。3最後のました頸動脈は、頸静脈の側に接続されています。しかしながら、血液透析患者でのAVFは通常、動脈の側に静脈の端部をanatomizingによって構成されています。それは導管4内の血行力学的プロファイルを決定するため、AVFの正確な構成は、AVアクセスモデルの重要な特徴です。後者は、機能不全および内膜肥厚（IH）5のその後の発展を内皮細胞への重要な貢献者です。 小説のマウスモデルは、最近、ヒト6で利用されているものと同一の解剖学的構成で開発されました。このモデルでは、AVFは断続縫合で総頸動脈の側に外頸静脈の枝の先端を吻合することにより、C57BL / 6マウスに作成されます。本論文では、複雑な病態を解明することを目的とし、このマウスモデルの普及を促進するために、このモデルの顕微手順に焦点を当てます血液透析アクセス失敗の。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="697">
	<tbody>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:247px;">Dissecting microsocpe</td>
			<td style="width:219px;">Leica</td>
			<td style="width:117px;">M80</td>
			<td style="width:115px;"></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Forceps</td>
			<td>Medicon</td>
			<td>07.61.25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Vascular forceps</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>JFL-3D.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Vascular forceps</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>D-5a.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>SS/45</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro scissor 5 mm blade</td>
			<td>Fine science tools</td>
			<td>15000-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro scissor 2 mm blade</td>
			<td>Fine science tools</td>
			<td>15000-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Scissor</td>
			<td>Medicon</td>
			<td>05.12.21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Clip applier 1</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>CAF-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Vascular clamp 1</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>B-1V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Clip applier 2</td>
			<td>BBraun</td>
			<td>FE572K</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Vascular clamp 2</td>
			<td>BBraun</td>
			<td>FE740K</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Hemostatic forceps</td>
			<td>BBraun</td>
			<td>BH110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">10.0 sutures</td>
			<td>BBraun</td>
			<td>G1117041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">6.0 sutures</td>
			<td>BBraun</td>
			<td>768464</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Cauterizer</td>
			<td>Fine science tools</td>
			<td>18010-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Needle holder</td>
			<td>Medicon</td>
			<td>11.82.18</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Ocular ointment</td>
			<td>Pharmachemie</td>
			<td>41821101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Chlorhexidine tincture 0,5%</td>
			<td>Leiden University Medical Center</td>
			<td>NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Heparin</td>
			<td>Leo Pharma</td>
			<td>012866-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Buprenorphin</td>
			<td>RB Pharmaceuticals&#160;</td>
			<td>283732</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Isoflurane</td>
			<td>Pharmachemie</td>
			<td>45,112,110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Anesthesia mask</td>
			<td>Maastricht university</td>
			<td>custom made</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Midazolam</td>
			<td>Actavis</td>
			<td>AAAC6877</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Dexmedetomidine</td>
			<td>Orion</td>
			<td>141-267</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Fentanyl</td>
			<td>Bipharma</td>
			<td>15923002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Continuous anaesthetic induction chamber</td>
			<td>Vet-tech solutions</td>
			<td>AN010R</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a novel murine model of arteriovenous fistula failure: the surgical procedure in detail

The arteriovenous fistula (AVF) still suffers from a high number of failures caused by insufficient remodeling and intimal hyperplasia from which the exact pathophysiology remains unknown. In order to unravel the pathophysiology a murine model of AVF-failure was developed in which the configuration of the anastomosis resembles the preferred situation in the clinical setting. A model was described in which an AVF is created by connecting the venous end of the branch of the external jugular vein to the side of the common carotid artery using interrupted sutures. At a histological level, we observed progressive stenotic intimal lesions in the venous outflow tract that is also seen in failed human AVFs. Although this procedure can be technically challenging due to the small dimensions of the animal, we were able to achieve a surgical success rate of 97% after sufficient training. The key advantage of a murine model is the availability of transgenic animals. In view of the different proposed mechanisms that are responsible for AVF failure, disabling genes that might play a role in vascular remodeling can help us to unravel the complex pathophysiology of AVF failure.

吻合（ 図1）を作成した後、開存はまもなく血管鉗子で静脈流出路を閉塞することによって評価されるべきです。吻合は、特許である場合には、閉塞に対する血管管の近位は明らかに拍動の方法で展開する必要があります。さらに、開通性を効果的に血管造影（ 図2）として機能する近赤外蛍光透視法（NIRF）を使用して確認されます。 （図2）に示されているように外科手術の失敗は、吻合部の閉塞をもたらすことができます。この障害は狭すぎる吻合領域、血管のねじれ、不十分なヘパリン投与量または裏側に吻合の正面側を接続する偶発的縫合糸の配置によって引き起こされる場合があります。 組織学的レベルでは、AVFにおける血管リモデリングのプロセスはエレガントなこのモデルを用いて調べることができます。 AVFにおける血管リモデリングはの結果として起こります血流および圧力の増加。マウスでは、この応答は、手術後最初の2週間での管腔面積の増大をもたらす（例えば、外側に改造）円周の増加によって特徴付けられます。これらの2週間後、管腔面積は次第ににより外側に改造し、内膜の継続的な肥厚における停止に減少します。これらの進歩的な狭窄病変の形成は、手術後4週目にAVFの50％の閉塞をもたらします。このフェーズでは、特許AVFにおける血管応答の適切な分析はまだ実現可能であるので、したがって、のAVFを収穫するための最適な時点は、手術後2週目になります。手術後2週間で静脈流出路の免疫染色は、失敗した人間のAVFとしても7で観察されるように内膜の細胞区画は、主に、α-平滑筋アクチン（α-SMA）陽性細胞（ 図3）から構成されていることを示しています。 の複雑さの観点から<html>顕微手順、それはマウスの割合で手順の技術的失敗と数えるために現実的です。私たちの手では、手順の成功率は当初67％でした。しかし、さらなる訓練とこの割合は97％まで増加しました。失敗の主な原因は、急性血栓症（27％）とanesthesia-関連死（13％）、続いて、出血（60％）でした。十分な訓練の後、外科的処置は、約1時間で行うことができます。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/53294/53294fig1.jpg" /> 外科処置の図1.詳細なスキーム （A - T）。AVFの作成 ​​に成功するための重要なステップ。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53294/53294fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> 2再 &quot;SRC =&quot; /ファイル/ ftp_upload / 53294 / 53294fig2.jpg &quot;/&gt; 特許及び閉塞したのAVFの図2.肉眼写真。（A）は、遠位総頸動脈に血管クランプとの特許AVF。 （B）AnがAVFを閉塞しました。 （白矢印）は、血液の流れの方向を示しています。 （C）近赤外蛍光透視法を用いて実証特許AVF。 （赤い矢印）動脈を示しています。 （青い矢印）は静脈流出路を示している。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53294/53294fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/53294/53294fig3.jpg" /> 無操作制御船対14日目のAVFの静脈流出路の図3.組織学的染色 （A - B）。形態学の概要ヘマトキシリン、フロキシンとSAFFを使用して、ロンは14日AVF作成後の血管周囲および内膜肥厚開発の明らかな増加を示しました。 （C - D）免疫組織化学染色は、細胞の大部分は、内膜肥厚を提示正α平滑筋アクチンであることが実証されました。 （L）ルーメン。 （IH）内膜肥厚;スケールバー：200μmで<a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53294/53294fig3large.jpg" target="_blank">、この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a>

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A Novel Murine Model of Arteriovenous Fistula Failure: The Surgical Procedure in Detail

Here we present a murine model of arteriovenous fistula (AVF) failure in which a clinically relevant anastomotic configuration is incorporated. This model can be used to study the pathophysiology and to test possible therapeutic interventions.

動静脈瘻の障害の新規マウスモデル：詳細の外科的手順

The arteriovenous fistula (AVF) still suffers from a high number of failures caused by insufficient remodeling and intimal hyperplasia from which the ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

12.9K ビュー.  Leiden University Medical Center. Here we present a murine model of arteriovenous fistula (AVF) failure in which a clinically relevant anastomotic configuration is incorporated. This model can be used to study the pathophysiology and to test possible therapeutic interventions.

ビデオ: A Novel Murine Model of Arteriovenous Fistula Failure: The Surgical Procedure in Detail

A Novel Surgical Approach for Intratracheal Administration of Bioactive Agents in a Fetal Mouse Model

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and acquired diseases. Apart from congenital or inherited abnormalities with the requirement for long-term expression of the delivered gene, several non-inherited perinatal conditions, where short-term gene expression or pharmacological intervention is sufficient to achieve therapeutic effects, are considered as potential future indications for this kind of approach. Candidate diseases for the application of short-term prenatal therapy could be the transient neonatal deficiency of surfactant protein B causing neonatal respiratory distress syndrome1,2 or hyperoxic injuries of the neonatal lung3. Candidate diseases for permanent therapeutic correction are Cystic Fibrosis (CF)4, genetic variants of surfactant deficiencies5 and &alpha;1-antitrypsin deficiency6.
Generally, an important advantage of prenatal gene therapy is the ability to start therapeutic intervention early in development, at or even prior to clinical manifestations in the patient, thus preventing irreparable damage to the individual. In addition, fetal organs have an increased cell proliferation rate as compared to adult organs, which could allow a more efficient gene or stem cell transfer into the fetus. Furthermore, in utero gene delivery is performed when the individual's immune system is not completely mature. Therefore, transplantation of heterologous cells or supplementation of a non-functional or absent protein with a correct version should not cause immune sensitization to the cell, vector or transgene product, which has recently been proven to be the case with both cellular and genetic therapies7.
In the present study, we investigated the potential to directly target the fetal trachea in a mouse model. This procedure is in use in larger animal models such as rabbits and sheep8, and even in a clinical setting9, but has to date not been performed before in a mouse model. When studying the potential of fetal gene therapy for genetic diseases such as CF, the mouse model is very useful as a first proof-of-concept because of the wide availability of different transgenic mouse strains, the well documented embryogenesis and fetal development, less stringent ethical regulations, short gestation and the large litter size.
Different access routes have been described to target the fetal rodent lung, including intra-amniotic injection10-12, (ultrasound-guided) intrapulmonary injection13,14 and intravenous administration into the yolk sac vessels15,16 or umbilical vein17. Our novel surgical procedure enables researchers to inject the agent of choice directly into the fetal mouse trachea which allows for a more efficient delivery to the airways than existing techniques18.

We developed a novel surgical approach for intratracheal administration of bioactive agents into the mouse fetus. The delivery route is more efficient in targeting the fetal mouse lungs than the commonly used intra-amniotic injection. This procedure has to date not been described in a mouse model.

胎児のマウスモデルにおける生物活性剤の気管内投与のための新しい手術アプローチ

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and ...

医学

Murine Model of Wound Healing

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. Impaired wound healing, which occurs in diabetic patients for example, can lead to severe unfavorable outcomes such as amputation. There is, therefore, an increasing impetus to develop novel agents that promote wound repair. The testing of these has been limited to large animal models such as swine, which are often impractical. Mice represent the ideal preclinical model, as they are economical and amenable to genetic manipulation, which allows for mechanistic investigation. However, wound healing in a mouse is fundamentally different to that of humans as it primarily occurs via contraction. Our murine model overcomes this by incorporating a splint around the wound. By splinting the wound, the repair process is then dependent on epithelialization, cellular proliferation and angiogenesis, which closely mirror the biological processes of human wound healing. Whilst requiring consistency and care, this murine model does not involve complicated surgical techniques and allows for the robust testing of promising agents that may, for example, promote angiogenesis or inhibit inflammation. Furthermore, each mouse acts as its own control as two wounds are prepared, enabling the application of both the test compound and the vehicle control on the same animal. In conclusion, we demonstrate a practical, easy-to-learn, and robust model of wound healing, which is comparable to that of humans.

A murine model of cutaneous wound healing that can be used to assess therapeutic compounds in physiological and pathophysiological settings.

創傷治癒のマウスモデル

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. ...

Technical Aspects of the Mouse Aortocaval Fistula

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta and inferior vena cava (IVC) are exposed. The proximal infrarenal aorta and the distal aorta are dissected for clamp placement and needle puncture, respectively. Special attention is paid to avoid dissection between the aorta and the IVC. After clamping the aorta, a 25 G needle is used to puncture both walls of the aorta into the IVC. The surrounding connective tissue is used for hemostatic compression. Successful creation of the AVF will show pulsatile arterial blood flow in the IVC. Further confirmation of successful AVF can be achieved by post-operative Doppler ultrasound.

The goal is to produce an arteriovenous fistula that is simple and reproducible. This method does not use sutures or glue adhesive. Therefore the samples can be used with the least amount of foreign materials for analysis.

マウスAortocaval瘻の技術的な側面

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta ...

A Surgical Procedure for Resecting the Mouse Rib: A Model for Large-Scale Long Bone Repair

This protocol introduces researchers to a new model for large-scale bone repair utilizing the mouse rib. The procedure details the following: preparation of the animal for surgery, opening the thoracic body wall, exposing the desired rib from the surrounding intercostal muscles, excising the desired section of rib without inducing a pneumothorax, and closing the incisions. Compared to the bones of the appendicular skeleton, the ribs are highly accessible. In addition, no internal or external fixator is necessary since the adjacent ribs provide a natural fixation. The surgery uses commercially available supplies, is straightforward to learn, and well-tolerated by the animal. The procedure can be carried out with or without removing the surrounding periosteum, and therefore the contribution of the periosteum to repair can be assessed. Results indicate that if the periosteum is retained, robust repair occurs in 1 - 2 months. We expect that use of this protocol will stimulate research into rib repair and that the findings will facilitate the development of new ways to stimulate bone repair in other locations around the body.

The overall goal of this procedure is to successfully resect a portion of bone from the rib of a mouse. The procedure was developed as a model to study large-scale long bone repair.

マウスリブを切除するための外科的手順：大規模ロング骨修復のためのモデル

This protocol introduces researchers to a new model for large-scale bone repair utilizing the mouse rib. The procedure details the following: preparation ...

Intraluminal Drug Delivery to the Mouse Arteriovenous Fistula Endothelium

Delivery of therapeutic agents to enhance arteriovenous fistula (AVF) maturation can be administered either via intraluminal or external routes. The simple murine AVF model was combined with intraluminal administration of drug solution to the venous endothelium at the same time as fistula creation. Technical aspects of this model are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made and the aorta and inferior vena cava (IVC) are exposed. The infra-renal aorta and IVC are dissected for clamping. After proximal and distal clamping, the puncture site is exposed and a 25 G needle is used to puncture both walls of the aorta and into the IVC. Immediately after the puncture, a reporter gene-expressing viral vector was infused in the IVC via the same needle, followed by 15 min of incubation. The intraluminal administration method enabled more robust viral gene delivery to the venous endothelium compared to administration by the external route. This novel method of delivery will facilitate studies that explore the role of the endothelium in AVF maturation and enable intraluminal drug delivery at the time of surgical operation.

After puncturing the aorta through the inferior vena cava (IVC) to create an aorto-caval fistula in the mouse, solution containing a drug is infused into the IVC via the same needle, followed by incubation. This method enables more robust drug delivery to the venous endothelium compared to the external route.

マウスの動静脈瘻内皮への管腔内薬物送達

Delivery of therapeutic agents to enhance arteriovenous fistula (AVF) maturation can be administered either via intraluminal or external routes. The ...

A Rat Model of Orthotopic Liver Transplantation Using a Novel Magnetic Anastomosis Technique for Suprahepatic Vena Cava Reconstruction

The rat model of orthotopic liver transplantation (OLT) is essential for transplant research. It is a very sophisticated animal model and requires a steep learning curve. The introduction of the cuff technique for anastomosis of the portal vein (PV) and infrahepatic vena cava (IHVC) has significantly simplified the transplant procedure in rats. However, due to the short anterior wall of the recipients' suprahepatic vena cava (SHVC), the cuff technique is very difficult to use for the reconstruction of the SHVC. Most researchers in this field still use the hand-suture technique for SHVC reconstruction, which makes it the bottleneck step in rat orthotopic liver transplantation. The magnetic anastomosis technique (i.e., magnamosis) is a method of connecting two vessels using the attractive force between two magnets. Our recent study has shown that the magnetic anastomosis technique is superior to the hand-suture technique for SHVC reconstruction in rats. In this article, we show a step-by-step protocol for SHVC reconstruction in rats using the novel magnetic anastomosis technique. In this model, the reconstruction of the PV and IHVC was performed by the standard cuff technique, while the reconstruction of the bile duct (BD) was performed by a stent technique. The hepatic re-arterialization was not performed. The magnetic anastomosis technique made SHVC reconstruction much easier and significantly shortened the anphepatic phase. After a reasonable learning curve, even researchers without advanced microsurgical skills can produce reliable and reproducible results using this rat model of OLT.

The reconstruction of the suprahepatic vena cava (SHVC) remains a difficult step in rat orthotopic liver transplantation. In this article, we show a step-by-step protocol for SHVC reconstruction in rats using a novel magnetic anastomosis technique.

同所性同種のモデルラット Suprahepatic 上大静脈再建のため新規磁気吻合法を用いた肝移植

The rat model of orthotopic liver transplantation (OLT) is essential for transplant research. It is a very sophisticated animal model and requires a steep ...

Murine Distal Colostomy, A Novel Model of Diversion Colitis in C57BL/6 Mice

Diversion colitis (DC) is a frequent clinical condition occurring in patients with bowel segments excluded from the fecal stream as a result of a diverting enterostomy. The etiology of this disease remains ill-defined but appears to differ from that of classical inflammatory bowel diseases such as Crohn's disease and ulcerative colitis. Research aimed to decipher the pathophysiological mechanisms leading to the development of this disease has been severely hampered by the lack of an appropriate murine model. This protocol generates a murine model of DC that facilitates the study of the immune system's role and its interaction with the microbiome in the development of DC. In this model using C57BL/6 animals, distal parts of the colon are excluded from the fecal stream by creating a distal colostomy, triggering the development of mild to moderate inflammation in the excluded bowel segments and reproducing the hallmark lesions of human DC with a moderate systemic inflammatory response. In contrast to the rat model, a large number of genetically-modified murine models on the C57BL/6 background are available. The combination of these animals with our model allows the potential roles of individual cytokines, chemokines, or receptors of bioactive molecules (e.g., interleukin (IL)-17; IL-10, chemokine CXCL13, chemokine receptors CXCR5 and CCR7, and the sphingosine-1-phosphate receptor 4) to be assessed in the pathogenesis of DC. The availability of congenic mouse strains on the C57BL/6 background largely facilitates transfer experiments to establish the roles of distinct cell types involved in the etiology of DC. Finally, the model offers the opportunity to assess the influences of local interventions (e.g., modification of the local microbiome or local anti-inflammatory therapy) on mucosal immunity in affected and non-affected bowel segments and the on systemic immune homeostasis.

Murine distal colostomy provides a murine model for human diversion colitis, a predominantly lymphocytic colitis in colon segment excluded from the fecal stream.

マウスの遠位人工肛門、転用 c57bl/6 マウス大腸炎の新たなモデル

Diversion colitis (DC) is a frequent clinical condition occurring in patients with bowel segments excluded from the fecal stream as a result of a ...

Murine Model of Central Venous Stenosis using Aortocaval Fistula with an Outflow Stenosis

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ligation of the inferior vena cava (IVC) in the outflow of the fistula, mimicking central venous stenosis. Technical aspects of this model are introduced. The aorta and IVC are exposed, following an abdominal incision. The infra-renal aorta and IVC are dissected for proximal clamping, and the distal aorta is exposed for puncture. The IVC at the midpoint between the left renal vein and the aortic bifurcation is carefully dissected to place an 8-0 suture beneath the IVC. After clamping the aorta and IVC, an AVF is created by puncturing the infra-renal aorta through both walls into the IVC with a 25 G needle, followed by ligating a 22 G intra-venous (IV) catheter and IVC together. The catheter is then removed, creating a reproducible venous stenosis without occlusion. The aorta and IVC are unclamped after confirming primary hemostasis. This novel model of central vein stenosis is easy to perform, reproducible, and will facilitate studies on AVF failure.

An aortocaval fistula was created by puncturing the murine infra-renal aorta through both walls into the inferior vena cava and was followed by creation of a stenosis in its outflow via partial ligation of the inferior vena cava. This reproducible model can be used to study central venous stenosis.

流出狭窄を伴う大軌道瘻を用した中枢静脈狭窄のマウスモデル

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ...

Murine Surgical Model of Topical Elastase Induced Descending Thoracic Aortic Aneurysm

According to the Center for Disease Control, aortic aneurysms (AAs) were considered a leading cause of death in all races and both sexes from 1999-2016. An aneurysm forms as a result of progressive weakening and eventual dilation of the aorta, which can rupture or tear once it reaches a critical diameter. Aneurysms of the descending aorta in the chest, called descending thoracic aortic aneurysms (dTAA), make up a large proportion of aneurysm cases in the United States. Uncontained dTAA rupture is almost universally lethal, and elective repair has a high rate of morbidity and mortality. The purpose of our model is to study dTAA specifically, to elucidate the pathophysiology of dTAA and to search for molecular targets to halt the growth or reduce the size of dTAA. By having a murine model to study thoracic pathology precisely, targeted therapies can be developed to specifically test dTAA. The method is based on the placement of porcine pancreatic elastase (PPE) directly on the outer murine aortic wall after surgical exposure. This creates a destructive and inflammatory reaction, which weakens the aortic wall and allows for aneurysm formation over weeks to months. Though murine models possess limitations, our dTAA model produces robust aneurysms of predictable size. Furthermore, this model can be used to test genetic and pharmaceutical targets which may arrest dTAA growth or prevent rupture. In human patients, interventions such as these could help avoid aneurysm rupture, and difficult surgical intervention.

We describe a surgical protocol to consistently induce robust descending thoracic aortic aneurysms in mice. The procedure involves left thoracotomy, thoracic aorta exposure, and placement of a sponge soaked in porcine pancreatic elastase on the aortic wall.

局所エラスターゼ誘発下下胸部大動脈瘤のマウス外科モデル

According to the Center for Disease Control, aortic aneurysms (AAs) were considered a leading cause of death in all races and both sexes from 1999-2016. ...

Creating Radio-cephalic Arteriovenous Fistula in the Forearm with a Modified No-Touch Technique

Autologous arteriovenous fistula (AVF) is the primary and best option to obtain vascular access for hemodialysis treatment; other options are arteriovenous graft (AVG) and central venous catheterization (CVC). The implementation of radio-cephalic autologous arteriovenous fistula (RC-AVF) in the forearm was preferred among patients with superior vascular conditions. However, there is a high rate of early fistula failure. The chosen surgical method is understood to have an effect on the maturation of the fistula. New surgical procedures such as radial artery deviation and reimplantation (RADAR) have been significantly improved for juxta-anastomotic stenosis. Nevertheless, new problems such as stenosis of arteries and narrowing of surgical indication were also found. In this report, we presented a modified no-touch technique (MNTT) to create an RC-AVF, in which the venous and arterial wall avoid devascularization and the radial artery does not sever.

We present a modified no-touch technique (MNTT) to create a radio-cephalic arteriovenous fistula (RC-AVF) in which the venous and arterial wall avoid devascularization and the radial artery does not sever.