この作品は、省の教育革新チーム開発プログラム中国の号からの補助金によって支えられました。IRT16R57)、中国 (第 81470896)、研究の国家自然科学基金の若い才能を募集予定の西安交通大学 (RW) に資金を提供します。

プロトコルは、ケアと実験動物の使用のためのガイドラインに従って行われた、実験動物の倫理の西安交通大学、西安、陝西省、中国の委員会によって承認されました。
注: このプロトコルの手順のどれもを手術用顕微鏡の下で行った。
1. 術前準備
<ol><li>デザインと形状の磁気リング (図 1) の<ol>
<li>ネオジム-鉄-ホウ素磁気リングのペアを照合することによって磁気吻合デバイスを組み立てます。</li>
		<li>それぞれ主要な軸径、短軸径、厚さ 8 mm、5.5 mm、1 mm の 0.5 g の重量とラット グラフトのパラメーターによるとリングをデザインします。</li>
		<li>ワイヤ電極切削法による曲線の所望の形状にリング チタン酸化物エアブラシで得られたリングをコートし、500 mg/L 6 h の 55-60 ° C でエチレン酸化物と消毒します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>カフス (図 2)<ol>
<li>ポリエチレン管を切断することによって IHVC と PV の吻合のカフを準備します。確実に 5 mm カフ体 2 mm カフ拡張子と長い。 注: IHVC カフのそれらは、2.6 と 2.8 mm、それぞれありますが、PV カフの内径、外径、1.8 と 2.1 mm です。</li>
	</ol>
</li>
	<li>ステント (図 2)<ol>
<li>両端に傾斜を生成する長さ 5 mm の切削 24 G 静脈カニューレによって BD の吻合のためのステントを準備します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>実験動物<ol>
<li>ドナーとして 250 280 g と受信者との間の重量を量る男性スプレイグ ラットを使用します。ドナーよりも、受信者が同じ重量またはわずかに重い (< 10 g) であることを確認します。</li>
		<li>食料と水は手術前に回線付き客室の室温制御にラットをしてください。</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. ドナー操作
<ol><li>注入ブプレノルフィン (0.05 mg/kg 皮下鎮痛剤として操作の前に 1 時間。</li>
	<li>イソフルラン吸入によるドナー ラットを麻酔します。5 vol % イソフルラン麻酔および流量 0.6 0.8 で 2 vol % イソフルランの誘導のプレキシ グラス箱に 1.5 L/分の流量で L/円錐分マスク麻酔の維持のため。つま先のピンチと皮膚のピンチを実行することによって麻酔の深さを確認します。</li>
	<li>クリーナーの露出を許可する電気シェーバーを使用してラットの腹部の肌全体を剃る。ポビドン ヨード液と対応する皮膚を消毒します。</li>
	<li>に沿って部の 3部上 1 cm 拡張するペニスの根本から手術用のはさみを使用して十字切開を介して腹腔内を開くlinea alba、腋窩中線に縦切開の中点から延びる。左に消化管を外在し、湿らせたガーゼでカバーします。</li>
	<li>クランプ、止血鉗子を用いた頭に向かって部の 3部を引き出します。肝鎌状間膜、肝周囲の結合織を解剖します。分離し、6-0 絹縫合糸と左下横隔静脈を結紮します。</li>
	<li>胆管にステントを挿入します。<ol>
<li>胃十二指腸静脈が門脈を結合点のすぐ上の BD をクランプし、microforceps を使用して、少しの緊張を維持するために引っ張ります。マイクロはさみで約 5 mm 胆道合流点に近位の前の壁に 1 ミリ長さの"V"切開を行います。</li>
		<li>湾曲した microforceps を用いた胆管の内腔にステントを挿入します。胆管外ステント嘘の少なくとも半分を確認します。</li>
		<li>6-0 シルク縫合糸でステントを保護します。縫合糸の一方の端をカットします。後吻合中に保持するために他の 1 つを保ちます。トランセクト ステント下胆管、胆管ステントから来ることができるかどうかを確認します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>左腎静脈レベルまでの IHVC を分離します。IHVC の白骨まで綿芽解離により前方と外側の周囲組織から IHVC を解放します。分離し、右副腎静脈と 6-0 シルク縫合糸で右腎静脈を結紮します。</li>
	<li>陰茎背静脈を通して生理食塩水 2 mL で希釈したヘパリンの注入 50 U でラットを heparinize します。</li>
	<li>肝灌流します。<ol>
<li>左腎静脈下腹部大動脈を分離します。22 G のカテーテルを大動脈に挿入します。</li>
		<li>開胸術を実行し、microforceps を使用して胸部下行大動脈のクランプします。</li>
		<li>3 mL/分の速度で輸液ポンプとヘパリン (4 ° C) の 25 U を含む生理食塩水 20 mL で大動脈にカテーテルを通してドナーの肝臓を灌流します。一方で、肝臓の外に流す灌流液を許可するように右腎静脈下大静脈をカットします。</li>
		<li>ドナーの肝臓になった青白いとき横隔膜の一部とともにグラフトと左腎静脈レベルで IHVC を縦断面します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>2 つのマイクロ鉗子で PV を囲む結合組織を解剖します。縛るし、8-0 プロレン縫合糸で幽門静脈を分割します。脾静脈のレベルで太陽光発電を縦断面します。ドナーの肝臓を切除し、冷たい生理食塩水ですすいでください。冷たい生理食塩水では 4 ° C をお風呂の場所</li>
</ol>3. 移植準備
注: 肝移植の準備のためのすべての手順は、4 ° C で冷たい生理食塩水のお風呂で実行
<ol><li>カフをドナーの IHVC (図 3) に接続します。<ol>
<li>そのカフ肝臓に向かって指してカフ拡張子を持つ、IHVC に挿入します。IHVC の後部の壁にカフの拡張機能を配置します。お風呂コンテナー ファイルのクリップを使用して接続されている自体曲線 microforceps でカフの拡張と、IHVC を固定します。</li>
		<li>2 つのマイクロ鉗子によるカフの体の上、IHVC の遠位端を片脚します。</li>
		<li>6-0 絹縫合糸の端を固定します。処理中に、IHVC がねじれていないことを確認します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>ドナーの PV にカフを付ける PV の 3.1 の手順を繰り返します。</li>
	<li>磁気リングをドナーのグラフト (図 4) に接続します。<ol>
<li>4 つの鉗子を介してダイヤフラムを引っ張るし、グラフトをトリムします。</li>
		<li>チタン合金マイクロ鉗子を用いた磁気リングを通してグラフトを渡します。</li>
		<li>グラフトの遠位端を輪をかけて片脚します。</li>
		<li>6-0 絹縫合糸が付いているリングを固定します。グラフトは、プロセス中にねじれていないことを確認します。</li>
		<li>肝臓の周り余分なダイヤフラムを削除します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>冷たい通常の生理食塩水のお風呂でドナーの肝臓を浸すし、4 ° C で保存</li>
</ol>4. 受信者操作
注: 受信者のラット移植注入のスキーマは図 5に示すです。
<ol><li>注入ブプレノルフィン (0.05 mg/kg 皮下鎮痛剤として操作の前に 1 時間。イソフルラン吸入によるドナー ラットを麻酔します。5 vol % イソフルラン麻酔および流量 0.6 0.8 で 2 vol % イソフルランの誘導のプレキシ グラス箱に 1.5 L/分の流量で L/円錐分マスク麻酔の維持のため。</li>
	<li>ラットの腹部の肌全体を剃る。ポビドン ヨード液と対応する皮膚を消毒します。</li>
	<li>4 cm 正中切開を介して腹腔内を開きます。腹部のリトラクターを配置します。正中線からできるだけ離れて肋骨を引き出します。</li>
	<li>クランプ、止血鉗子を用いた頭に向かって部の 3部を引き出します。肝臓の周りの靭帯、結合組織を解剖します。縛るし、肝食道靱帯を分割します。縛るし、8-0 プロレン縫合糸で肝動脈を分割します。</li>
	<li>最初の肝内門脈から肝内胆管を分離します。その部門の下の総胆管周囲 6-0 絹糸を置き、総胆管を結紮します。</li>
	<li>右腎静脈に IHVC を解剖します。縛るし、右副腎静脈を分割します。肝グラフトにストラップを配置します。</li>
	<li>IHVC 微小血管クリップで右腎静脈の真上をクランプします。微小血管クリップ幽門静脈レベルで太陽光発電をクランプします。<ol>
<li>肝臓から血液をフラッシュ、ゆっくり PV を通して生理食塩水入りの 2 mL を注入します。以前に配置したストラップを引いて肝臓をドラッグします。Satinsky クランプ付きグラフトと横隔膜の部分をクランプします。</li>
		<li>実質の近くに IHVC と肝門部の PV を縦断面します。Transecting グラフト肝のすぐ上で、肝臓を切除します。受信者の肝臓をすぐに削除します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>受信者のグラフトに磁気リングを取り付けます。<ol>
<li>磁気リングに受信者の残りのグラフトを挿入します。</li>
		<li>Satinsky クランプの磁気吸引力によって磁気リングを修正します。</li>
		<li>容器は、リングの端をカバーするまで、磁気リングをグラフトを片脚します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>ドナー肝移植がんを置き、冷たいぬれたガーゼでカバーします。</li>
	<li>生理食塩水で、ドナーと受信者の SHVCs の内腔を埋めます。空気塞栓を防ぐために徹底的に空気の泡を削除します。グラフト再建を完了するには、磁気力を通して一緒にドナーと受信者のグラフトに埋め込まれた磁性体リングを結合します。</li>
	<li>PV を再構築します。<ol>
<li>PV のテンションを維持するために 8-0 プロレン縫合糸を引いて受信者の PV の左右分岐管。</li>
		<li>幽門静脈から静脈を完全に公開するための脾静脈にダウン受信者の PV のクランプを移動します。</li>
		<li>受信者の前壁を切開します。PV の内腔を生理食塩水で満たしなさい。</li>
		<li>カーブタイプ鉗子とドナーの PV のカフの拡張子を保持します。</li>
		<li>受信者の生食による太陽光発電ルーメンのフラッシュを維持しながら PV にドナーの PV のカフ本体を挿入します。</li>
		<li>6-0 絹糸を結紮、円周で固定します。太陽光発電とグラフトのクランプを外して移植肝臓への血流を再確立します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>IHVC、IHVC を再構築するために 4.11 手順を繰り返します。</li>
	<li>ステント法による胆管を再建します。<ol>
<li>受信者の胆管の前方の壁に"V"を切開します。</li>
		<li>受信者 BD の内腔にドナー ステントを挿入し、6-0 周絹糸でそれを修正します。2 胆管を一緒に縫合糸を引き、お互いに近い BD に縫合糸を結ぶ。</li>
		<li>大網組織を胆汁の漏れを防ぐために吻合に折り返します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>温かい生理食塩水を腹腔内に水を引きます。3-0 非吸収性の外科的縫合連続の二層で腹部切開を閉じる。</li>
	<li>すぐに 16 mg/kg セフロキシム (抗生物質)、0.05 mg/kg ブプレノルフィン (鎮痛剤) を皮下注射、術後後管理します。</li>
	<li>きれいなケージでラットを配置し、食品を許可する自由水します。</li>
	<li>注入セフロキシム (16 mg/kg)、ブプレノルフィン (0.05 mg/kg 腹腔内 3 日間 12 時間ごと。</li>
</ol>

<ol>
	<li>Aller, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+half+century+(1961-2011)+of+applying+microsurgery+to+experimental+liver+research.">A half century (1961-2011) of applying microsurgery to experimental liver research.</a> World journal of hepatology. 4, 199-208 (2012).</li><li>Aller, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+value+of+microsurgery+in+liver+research.">The value of microsurgery in liver research.</a> Liver international : official journal of the International Association for the Study of the Liver. 29, 1132-1140 (2009).</li><li>Lee, S., Charters, A. C., Chandler, J. G., Orloff, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+orthotopic+liver+transplantation+in+the+rat.">A technique for orthotopic liver transplantation in the rat.</a> Transplantation. 16, 664-669 (1973).</li><li>Kamada, N., Calne, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+liver+transplantation+in+the+rat.+Technique+using+cuff+for+portal+vein+anastomosis+and+biliary+drainage.">Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage.</a> Transplantation. 28, 47-50 (1979).</li><li>Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+liver+transplantation+in+rats.">Orthotopic liver transplantation in rats.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2012).</li><li>Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surgical+procedures+for+a+rat+model+of+partial+orthotopic+liver+transplantation+with+hepatic+arterial+reconstruction.">Surgical procedures for a rat model of partial orthotopic liver transplantation with hepatic arterial reconstruction.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , e4376 (2013).</li><li>Liu, X., He, C., Huang, T., Gu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+New+Technique+for+Reconstruction+of+Hepatic+Artery+during+Liver+Transplantation+in+Sprague-Dawley+Rat.">Development of a New Technique for Reconstruction of Hepatic Artery during Liver Transplantation in Sprague-Dawley Rat.</a> PloS one. 10, e0145662 (2015).</li><li>Jamshidi, R., Stephenson, J. T., Clay, J. G., Pichakron, K. O., Harrison, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Magnamosis:+magnetic+compression+anastomosis+with+comparison+to+suture+and+staple+techniques.">Magnamosis: magnetic compression anastomosis with comparison to suture and staple techniques.</a> Journal of pediatric surgery. 44, 222-228 (2009).</li><li>Pichakron, K. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Magnamosis+II:+Magnetic+compression+anastomosis+for+minimally+invasive+gastrojejunostomy+and+jejunojejunostomy.">Magnamosis II: Magnetic compression anastomosis for minimally invasive gastrojejunostomy and jejunojejunostomy.</a> Journal of the American College of Surgeons. 212, 42-49 (2011).</li><li>Gonzales, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Magnamosis+III:+delivery+of+a+magnetic+compression+anastomosis+device+using+minimally+invasive+endoscopic+techniques.">Magnamosis III: delivery of a magnetic compression anastomosis device using minimally invasive endoscopic techniques.</a> Journal of pediatric surgery. 47, 1291-1295 (2012).</li><li>Wall, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MAGNAMOSIS+IV:+magnetic+compression+anastomosis+for+minimally+invasive+colorectal+surgery.">MAGNAMOSIS IV: magnetic compression anastomosis for minimally invasive colorectal surgery.</a> Endoscopy. 45, 643-648 (2013).</li><li>Xue, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Choledochojejunostomy+with+an+innovative+magnetic+compressive+anastomosis:+How+to+determine+optimal+pressure?.">Choledochojejunostomy with an innovative magnetic compressive anastomosis: How to determine optimal pressure?.</a> World journal of gastroenterology. 22, 2326-2335 (2016).</li><li>Yan, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Portacaval+shunt+established+in+six+dogs+using+magnetic+compression+technique.">Portacaval shunt established in six dogs using magnetic compression technique.</a> PloS one. 8, e76873 (2013).</li><li>Dorman, R. M., Vali, K., Harmon, C. M., Zaritzky, M., Bass, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repair+of+esophageal+atresia+with+proximal+fistula+using+endoscopic+magnetic+compression+anastomosis+(magnamosis)+after+staged+lengthening.">Repair of esophageal atresia with proximal fistula using endoscopic magnetic compression anastomosis (magnamosis) after staged lengthening.</a> Pediatric surgery international. 32, 525-528 (2016).</li><li>Russell, K. W., Rollins, M. D., Feola, G. P., Scaife, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Magnamosis:+a+novel+technique+for+the+management+of+rectal+atresia.">Magnamosis: a novel technique for the management of rectal atresia.</a> BMJ case reports. , (2014).</li><li>Shi, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Magnetic+ring+anastomosis+of+suprahepatic+vena+cava:+novel+technique+for+liver+transplantation+in+rat.">Magnetic ring anastomosis of suprahepatic vena cava: novel technique for liver transplantation in rat.</a> Transplant international : official journal of the European Society for Organ Transplantation. 28, 89-94 (2015).</li></ol>

著者が明らかに何もありません。

肝移植で多くの臨床進行は動物研究に起因することができます。ラット OLT は、臓器保存、移植免疫学、生理学、病理学の研究に広く使われている、よく受け入れられたモデルです。しかし、それは非常に複雑なプロシージャではまた、顕微鏡の高度なスキルが必要です。ラット OLT の手順で多くの改善にもかかわらずグラフト吻合困難なステップに残った。この記事でラット OLT グラフト再建のため新規磁気吻合手法について述べる。この技術の応用は、2 分以内とラット OLT から約 10 分の無肝期グラフト再建のため時間を短縮しました。この手法は、移植研究の大きな意味と考えています。
この磁気吻合手法を用いたグラフト再建の重要なステップは、ドナーと受信者のグラフトに磁性体のリングを付ける。すべての警告を使用して、グラフトをねじったりしないでくださいください。さらに、2 つの磁気リングを接続すると、グラフトにおける気泡の除去されるべき徹底的に。
このテクニックを使用していくつかの制限があります。Fischer 344 ラットなどバッファロー ラットのラットのいくつかの系統がある非常に短いグラフト。そのグラフトに磁気リングを添付することが可能です。したがって、彼らはこの手法に適したはありません。ただし、このテクニック スプレイグ ラットを含むラット、ルイス ・ ラット、茶色ラットのほとんどの系統で、簡単に OLT に適用できます。磁性体リングは磁気共鳴イメージ投射 (MRI) スキャンを妨げることができます。したがって、MRI 検査が実験のために必要な場合は、この磁気吻合法を使用できません。
要約すると、磁気吻合法、簡単かつ高速のグラフト再建ラット可能。合理的な学習曲線の後、高度な顕微鏡技術なしも研究者は OLT のこのモデルラットを使用して信頼性が高く、再現性のある結果を生成できます。

同所性肝移植 (OLT) のモデルラットは移植研究1,2のために不可欠です。OLT の最初のラットは、李ら1973年3によって記述されていた。このモデルで全ての船舶は手縫合技術が再建されました。手縫合技術は高度な顕微鏡技術、その利用を大幅に制限する必要があります。それ以来、ラット OLT のプロトコルを元に様々 な変更が報告されています。再建術4 大幅簡体字とは、その中でも、カフ門脈 (太陽光発電) ・鎌田らによって 1979 年に報告された infrahepatic 上大静脈 (IHVC) 吻合法はこのモデルから大幅に改善とみなされます.ただし、受信者の suprahepatic 上大静脈 (グラフト) の短いの前方壁のためカフ テクニックがグラフト再建に使用する非常に困難です。この分野のほとんどの研究者はまだラット OLT5,6,7でボトルネック ステップになりますグラフト再建手縫合手法を使用します。
磁気吻合法 (すなわちmagnamosis) は、2 隻または 2 つ磁石8,9,10,11の間の吸引力を使用して他の管状構造物への接続方法です。磁気力は徐々 に圧縮し、強力なステリ吻合12,13に組織を改造します。この圧縮吻合は、人間14,15で効果的な実証されています。我々 はラットのグラフト吻合用磁気リングのペアを設計しています。私たちの最近の研究は、磁気吻合技術がラット OLT16グラフト再建手縫合法より優れていることを示しています。この記事の目的は、新規磁気吻合法を用いたラットにおけるグラフト再建のため詳細なステップバイ ステップのプロトコルを提供することです。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1148">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">Anesthesia Machine</td>
			<td style="width:377px;">Harvard</td>
			<td style="width:119px;">&#160;tabletop</td>
			<td style="width:353px;">Animal anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:299px;">PLX7000B HF Mobile Digital C-arm System</td>
			<td style="width:377px;">Perlong Medical</td>
			<td style="width:119px;">PLX7000B</td>
			<td>It is mainly used for the angiography and photography of various operations</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:299px;">Syringe Pump</td>
			<td style="width:377px;">Mindray</td>
			<td style="width:119px;">BeneFusion SP5</td>
			<td>intravenous infusion</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:377px;">RWD life Science Co.</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>anesthetic:for the induction and maintenanceof anesthesia</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">iohexol</td>
			<td style="width:377px;">Shanghai General Pharmaceutical Co</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>&#160;intravascular contrast media&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:299px;">heparin sodium injection</td>
			<td style="width:377px;">SPH No.1 Biochemical &#38; Pharmaceutical Co., LTD&#160;</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>&#160;prevent the formation of thrombosis&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">cefuroxime&#160;</td>
			<td style="width:377px;">Glaxo Operations UK Limited&#160;</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>an antibiotic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">buprenorphine&#160;</td>
			<td style="width:377px;">TIPR Pharmaceutical Responsible Co.,Ltd</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>an analgesic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">curved microforceps</td>
			<td style="width:377px;">Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td>
			<td style="width:119px;">W40350</td>
			<td>surgical tool</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">hemostatic forceps(straight)</td>
			<td style="width:377px;">Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td>
			<td style="width:119px;">J31010</td>
			<td>surgical tool</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">hemostatic forceps(curved)</td>
			<td style="width:377px;">Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td>
			<td style="width:119px;">J31020</td>
			<td>surgical tool</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">Satinsky clamp</td>
			<td style="width:377px;">Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td>
			<td style="width:119px;">XEC050</td>
			<td>surgical tool</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">needle holder</td>
			<td style="width:377px;">Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td>
			<td style="width:119px;">J32010</td>
			<td>surgical tool</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">microneedle holder</td>
			<td style="width:377px;">Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td>
			<td style="width:119px;">WBA040</td>
			<td>surgical tool</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">notched forceps</td>
			<td style="width:377px;">Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td>
			<td style="width:119px;">J42010</td>
			<td>surgical tool</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">tissue forceps(with hook)</td>
			<td style="width:377px;">Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td>
			<td style="width:119px;">J41010</td>
			<td>surgical tool</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">tissue scissor</td>
			<td style="width:377px;">Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td>
			<td style="width:119px;">Y00040</td>
			<td>surgical tool</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">surgical scissors</td>
			<td style="width:377px;">Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td>
			<td style="width:119px;">Y00030</td>
			<td>surgical tool</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">micro scissors</td>
			<td style="width:377px;">Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td>
			<td style="width:119px;">MR-S121T</td>
			<td>surgical tool</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">microvessel clips</td>
			<td style="width:377px;">Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td>
			<td style="width:119px;">XEC240</td>
			<td>surgical tool</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">straight microforceps(titanium alloy)</td>
			<td style="width:377px;">Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td>
			<td style="width:119px;">WCC010</td>
			<td>surgical tool</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">curved microforceps&#160; (titanium alloy)</td>
			<td style="width:377px;">Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.</td>
			<td style="width:119px;">WCC020</td>
			<td>surgical tool</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a rat model of orthotopic liver transplantation using a novel magnetic anastomosis technique for suprahepatic vena cava reconstruction

同所性肝移植 (OLT) のモデルラットは移植研究のために不可欠です。非常に洗練された動物モデルで、急な学習曲線が必要です。門脈 (PV) と infrahepatic 上大静脈 (IHVC) の吻合のためカフ手法の導入は、ラットの移植手順を大幅に簡略化は。ただし、受信者の suprahepatic 上大静脈 (グラフト) の短いの前方壁のためカフ テクニックがグラフト再建に使用する非常に困難です。この分野のほとんどの研究者はまだラット同所性肝移植におけるボトルネックのステップはそれにグラフト再建手縫合手法を使用します。磁気吻合法 (すなわちmagnamosis) は、2 つの磁石との吸引力を使用して 2 つの容器を接続する方法です。私たちの最近の研究は、磁気吻合技術がラットにおけるグラフト再建手縫合法より優れていることを示しています。この記事で新規磁気吻合法を用いたラットにおけるグラフト再建の手順を追ってプロトコルを示す.このモデルでステント法による胆管 (BD) の再建を行った間に、太陽光発電と IHVC の再建が標準カフによる実行されました。肝再動脈化術は実行されませんでした。磁気吻合技術に簡単にグラフト再建を行った、anphepatic 相を大幅短縮します。合理的な学習曲線の後、高度な顕微鏡技術なしも研究者は OLT のこのモデルラットを使用して信頼性が高く、再現性のある結果を生成できます。

約 10 回試行後グラフト再建のため磁気吻合法正常に事前のトレーニングがなかった者によって習得されました。グラフト再建は、2 分未満を取った。受信者のラットの無肝期は約 10 分です。血栓症、出血または angiostegnosis られなかったグラフト吻合部に 1, 5, 30 日再灌流後に。大静脈栓塞は、移植後 2 週間で行われました。図 6のように、磁性体のリングはそのままされ血流、グラフト吻合を介して特許。移植後の生存率は 95 %1 日目、3 日目で 90% と 85% 日 30 に 7 (図 7)。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56933/56933fig1.jpg"> 図 1:設計 (A) とグラフト吻合のため磁気リングの写真 (B)。 グラフト: suprahepatic 下大静脈。 <a href="/files/ftp_upload/56933/56933fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56933/56933fig2.jpg"> 図 2:袖口と IHVC (A)、(B) 太陽光発電の吻合のためステントと BD (C)。 IHVC: infrahepatic 下大静脈。太陽光発電: 門脈;BD: 胆管。<a href="/files/ftp_upload/56933/56933fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56933/56933fig3.jpg"> 図 3:IHVC と PV のカフ吻合のスキーマです。カフ (A); IHVC または PV に挿入します。2 microforceps (B) を使用してカフの体の上 IHVC または PV の遠位端を片脚します。6-0 (C) 絹縫合糸の端を確保します。受信者の IHVC または PV (D) にドナーの IHVC または PV のカフ本体を挿入します。 IHVC: infrahepatic 下大静脈。太陽光発電: 門脈。<a href="/files/ftp_upload/56933/56933fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56933/56933fig4.jpg"> 図 4:磁気グラフト吻合のスキーマです。チタン合金 microforceps (A); を使用して磁気リングを通してグラフトを渡すエバート リング (B) をグラフトの遠位端6-0 (C) 絹縫合糸が付いているリングを固定します。磁性体リングのカップルは、一緒に磁気力 (D) を通じてのドナーと受信者のグラフトに埋め込まれます。 グラフト: suprahepatic 下大静脈。<a href="/files/ftp_upload/56933/56933fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56933/56933fig5.jpg"> 図 5:受信者のラット移植注入のスキーマです。グラフト再建: 磁気吻合;IHVC と太陽光発電の再建: カフ吻合;BD の再建: ステント吻合。HA の復元: は実行されません。 グラフト: suprahepatic 下大静脈。IHVC: infrahepatic 下大静脈。太陽光発電: 門脈;BD: 胆管HA: 肝動脈。<a href="/files/ftp_upload/56933/56933fig5large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56933/56933fig6.jpg"> 図 6:移植後 2 週目にラットの大静脈栓塞。<a href="/files/ftp_upload/56933/56933fig6large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56933/56933fig7.jpg"> 図 7:移植後生存の代表的な治療法。<a href="/files/ftp_upload/56933/56933fig7large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。

Watch this Scientific Journal Video about A Rat Model of Orthotopic Liver Transplantation Using a Novel Magnetic Anastomosis Technique for Suprahepatic Vena Cava Reconstruction at JoVE.com

A Rat Model of Orthotopic Liver Transplantation Using a Novel Magnetic Anastomosis Technique for Suprahepatic Vena Cava Reconstruction

Suprahepatic 下大静脈 (グラフト) の再建のままラット同所性肝移植における困難なステップです。この記事で新規磁気吻合法を用いたラットにおけるグラフト再建の手順を追ってプロトコルを示す.

同所性同種のモデルラット Suprahepatic 上大静脈再建のため新規磁気吻合法を用いた肝移植

The rat model of orthotopic liver transplantation (OLT) is essential for transplant research. It is a very sophisticated animal model and requires a steep ...

a-rat-model-orthotopic-liver-transplantation-using-novel-magnetic

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

9.7K ビュー.  First Affiliated Hospital, Xi'an Jiaotong University. Suprahepatic 下大静脈 (グラフト) の再建のままラット同所性肝移植における困難なステップです。この記事で新規磁気吻合法を用いたラットにおけるグラフト再建の手順を追ってプロトコルを示す.

ビデオ: A Rat Model of Orthotopic Liver Transplantation Using a Novel Magnetic Anastomosis Technique for Suprahepatic Vena Cava Reconstruction

Orthotopic Aortic Transplantation: A Rat Model to Study the Development of Chronic Vasculopathy

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant vasculopathy (TVP).
The commonly used animal model for cardiovascular chronic rejection studies is the heterotopic heart transplant model performed in laboratory rodents. This model is used widely in experiments since Ono and Lindsey (3) published their technique. To analyze the findings in the blood vessels, the heart has to be sectioned and all vessels have to be measured.
Another method to investigate chronic rejection in cardiovascular questionings is the aortic transplant model (1, 2). In the orthotopic aortic transplant model, the aorta can easily be histologically evaluated (2). The PVG-to-ACI model is especially useful for CAV studies, since acute vascular rejection is not a major confounding factor and Cyclosporin A (CsA) treatment does not prevent the development of CAV, similar to what we find in the clinical setting (4). A7-day period of CsA is required in this model to prevent acute rejection and to achieve long-term survival with the development of TVP.
This model can also be used to investigate acute cellular rejection and media necrosis in xenogeneic models (5).

This video demonstrates the orthotopic aortic transplant model as a simple model to study the development of transplant vasculopathy (TVP) in rats.

同所性大動脈移植：慢性血管障害の発生研究のラットモデル

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant ...

医学

Electrolytic Inferior Vena Cava Model (EIM) of Venous Thrombosis

Animal models serve a vital role in deep venous thrombosis (DVT) research in order to study thrombus formation, thrombus resolution and to test potential therapeutic compounds (1). New compounds to be utilized in the treatment and prevention of DVT are currently being developed. The delivery of potential therapeutic antagonist compounds to an affected thrombosed vein has been problematic. In the context of therapeutic applications, a model that uses partial stasis and consistently generates thrombi within a major vein has been recently established. The Electrolytic Inferior vena cava Model (EIM) is mouse model of DVT that permits thrombus formation in the presence of continuous blood flow. This model allows therapeutic agents to be in contact with the thrombus in a dynamic fashion, and is more sensitive than other models of DVT (1). In addition, this thrombosis model closely simulates clinical situations of thrombus formation and is ideal to study venous endothelial cell activation, leukocyte migration, venous thrombogenesis, and to test therapeutic applications (1). The EIM model is technically simple, easily reproducible, creates consistent thrombi sizes and allows for a large sample (i.e. thrombus and vein wall) which is required for analytical purposes.

Electrolytic Inferior Vena Cava Model EIM of Venous Thrombosis

The electrolytic induction of endothelial activation to the internal surface of the Inferior Vena Cava results in venous type thrombus formation due to endothelial activation and partial blood stasis, two components of Virchow's triad.

静脈血栓症の電解下大静脈モデル（EIM）

Animal models serve a vital role in deep venous thrombosis (DVT) research in order to study thrombus formation, thrombus resolution and to test potential ...

Mouse Complete Stasis Model of Inferior Vena Cava Thrombosis

Venous thromboembolism (VTE) includes both deep vein thrombosis (DVT) and pulmonary embolism (PE). In the United States (U.S.), the high morbidity and mortality rates make VTE a serious health concern 1-2. After heart disease and stroke, VTE is the third most common vascular disease 3. In the U.S. alone, there is an estimated 900,000 people affected each year, with 300,000 deaths occurring annually 3. A reliable in vivo animal model to study the mechanisms of this disease is necessary.
The advantages of using the mouse complete stasis model of inferior vena cava thrombosis are several. The mouse model allows for the administration of very small volumes of limited availability test agents, reducing costs dramatically. Most promising is the potential for mice with gene knockouts that allow specific inflammatory and coagulation factor functions to be delineated. Current molecular assays allow for the quantitation of vein wall, thrombus, whole blood, and plasma for assays. However, a major concern involving this model is the operative size constraints and the friability of the vessels. Also, due to the small IVC sample weight (mean 0.005 grams) it is necessary to increase animal numbers for accurate statistical analysis for tissue, thrombus, and blood assays such as real-time polymerase chain reaction (RT-PCR), western blot, enzyme-linked immunosorbent (ELISA), zymography, vein wall and thrombus cellular analysis, and whole blood and plasma assays 4-8.
The major disadvantage with the stasis model is that the lack of blood flow inhibits the maximal effect of administered systemic therapeutic agents on the thrombus and vein wall.

The mouse complete stasis model of inferior vena cava thrombosis yields quantifiable amounts of vein wall tissue and thrombus. It has proven useful for evaluating interactions between the vein wall and the occlusive thrombus and in assessing the progression from acute to chronic inflammation.

下大静脈血栓症のマウス完全な停滞のモデル

Venous thromboembolism (VTE) includes both deep vein thrombosis (DVT) and pulmonary embolism (PE).  In the United States (U.S.), the high morbidity and ...

Orthotopic Liver Transplantation in Rats

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat liver transplantation in 1979 by Kamada et al.3, this model has remained the gold standard despite various proposed alternative techniques4. Nevertheless, its broader use is limited by its steep learning curve5.
In this video paper, we show a simple and easy-to-establish revision of Kamada's two-cuff technique. The suprahepatic vena cava anastomosis is performed manually with a running suture, and the vena porta and infrahepatic vena cava anastomoses are performed utilizing a quick-linker cuff system6. Manufacturing the quick-linker kit is shown in a separate video paper.

We present an easy-to-establish revision of the classical two-cuff technique for orthotopic liver transplantation in rat.

ラット同所性肝移植

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat ...

Surgical Procedures for a Rat Model of Partial Orthotopic Liver Transplantation with Hepatic Arterial Reconstruction

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats using a whole or partial graft is an indispensable experimental model for transplantation research, such as studies on graft preservation and ischemia-reperfusion injury 1,2, immunological responses 3,4, hemodynamics 5,6, and small-for-size syndrome 7. The rat OLT is among the most difficult animal models in experimental surgery and demands advanced microsurgical skills that take a long time to learn. Consequently, the use of this model has been limited. Since the reliability and reproducibility of results are key components of the experiments in which such complex animal models are used, it is essential for surgeons who are involved in rat OLT to be trained in well-standardized and sophisticated procedures for this model.
While various techniques and modifications of OLT in rats have been reported 8 since the first model was described by Lee et al. 9 in 1973, the elimination of the hepatic arterial reconstruction 10 and the introduction of the cuff anastomosis technique by Kamada et al. 11 were a major advancement in this model, because they simplified the reconstruction procedures to a great degree. In the model by Kamada et al., the hepatic rearterialization was also eliminated. Since rats could survive without hepatic arterial flow after liver transplantation, there was considerable controversy over the value of hepatic arterialization. However, the physiological superiority of the arterialized model has been increasingly acknowledged, especially in terms of preserving the bile duct system 8,12 and the liver integrity 8,13,14.
In this article, we present detailed surgical procedures for a rat model of OLT with hepatic arterial reconstruction using a 50% partial graft after ex vivo liver resection. The reconstruction procedures for each vessel and the bile duct are performed by the following methods: a 7-0 polypropylene continuous suture for the supra- and infrahepatic vena cava; a cuff technique for the portal vein; and a stent technique for the hepatic artery and the bile duct.

Orthotopic liver transplantation in rats is an indispensable experimental model for biomedical research. Here we present our surgical procedures for orthotopic rat liver transplantation with hepatic arterial reconstruction using a 50% partial graft.

肝動脈再建を用いた部分同所性肝移植のラットモデルのための外科的処置

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats using a whole or partial graft is an indispensable experimental model for transplantation research, such as ...

Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. The long-term clinical results showed excellent patency rates, however, with significant incidence of stenosis. To investigate the cellular and molecular mechanisms of vascular neotissue formation and prevent stenosis development in tissue engineered vascular grafts (TEVGs), we developed a mouse model of the graft with approximately 1 mm internal diameter. First, the TEVGs were assembled from biodegradable tubular scaffolds fabricated from a polyglycolic acid nonwoven felt mesh coated with &#949;-caprolactone and L-lactide copolymer. The scaffolds were then placed in a lyophilizer, vacuumed for 24 hr, and stored in a desiccator until cell seeding. Second, bone marrow was collected from donor mice and mononuclear cells were isolated by density gradient centrifugation. Third, approximately one million cells were seeded on a scaffold and incubated O/N. Finally, the seeded scaffolds were then implanted as infrarenal vena cava interposition grafts in C57BL/6 mice. The implanted grafts demonstrated excellent patency (&#62;90%) without evidence of thromboembolic complications or aneurysmal formation. This murine model will aid us in understanding and quantifying the cellular and molecular mechanisms of neotissue formation in the TEVG.

To improve our knowledge of cellular and molecular neotissue formation, a murine model of the TEVG was recently developed. The grafts were implanted as infrarenal vena cava interposition grafts in C57BL/6 mice. This model achieves similar results to those achieved in our clinical investigation, but over a far shortened time-course.

マウスモデルにおける下大静脈介在移植の移植

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. ...

Technique of Porcine Liver Procurement and Orthotopic Transplantation using an Active Porto-Caval Shunt

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. Each year, a considerable number of patients on the liver transplantation waiting list die without receiving an organ transplant or are delisted due to disease progression. Even after a successful transplantation, rejection and side effects of immunosuppression remain major concerns for graft survival and patient morbidity. 
Experimental animal research has been essential to the success of liver transplantation and still plays a pivotal role in the development of clinical transplantation practice. In particular, the porcine orthotopic liver transplantation model (OLTx) is optimal for clinically oriented research for its close resemblance to human size, anatomy, and physiology. 
Decompression of intestinal congestion during the anhepatic phase of porcine OLTx is important to guarantee reliable animal survival. The use of an active porto-caval-jugular shunt achieves excellent intestinal decompression. The system can be used for short-term as well as long-term survival experiments. The following protocol contains all technical information for a stable and reproducible liver transplantation model in pigs including post-operative animal care.

Experimental animal research plays a pivotal role in the development of clinical transplantation practice. The porcine orthotopic liver transplantation model (OLTx) closely resembles human conditions and is frequently used in clinically oriented research. The following protocol contains all information for a reliable porcine OLTx model using an active porto-caval-jugular shunt.

アクティブポルト大静脈シャントを使用して、ブタ肝臓調達と同所移植の技術

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. Each year, a considerable number of patients on the liver transplantation ...

Mouse Model for Pancreas Transplantation Using a Modified Cuff Technique

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the availability of the widest range of molecular probes and reagents to perform in vivo as well as in vitro studies. Based on our experience with various murine transplantation models, we developed a heterotopic pancreas transplantation model in mice with the intent to analyze mechanisms underlying severe ischemia reperfusion injury-associated early graft damage. In contrast to previously described techniques using suture techniques, herein we describe a new procedure using a non-suture cuff technique. 
In recent years, we have performed more than 300 pancreas transplantations in mice with an overall success rate of &gt;90%, a success rate never described before in mouse pancreas transplantation. The backbone of this non-suture cuff technique for graft revascularization consists of two major steps: (I) pulling the recipient vessel over a polyethylene/polyamide cuff and fixing it with a circumferential ligature, and (II) placing the donor vessel over the everted recipient vessel and fixing it with a second circumferential ligature. The resultant continuity of the endothelial layer results in less thrombogenic lesions with high patency rates and, finally, high success rates.
In this model, arterial anastomosis is achieved by pulling the abdominal aorta of the donor graft over the everted common carotid artery of the recipient animal. Venous drainage of the graft is achieved by pulling the portal vein of the graft over the everted external jugular vein of the recipient. This manuscript provides details and crucial steps of the organ recovery and organ implantation procedures, which will allow researchers with microsurgical skills to perform the transplantation successfully in their laboratories.

Among abdominal solid organ transplantation, pancreatic grafts are prone to develop severe ischemia reperfusion injury-associated graft damage, leading eventually to early graft loss. This protocol describes a model of murine pancreas transplantation using a non-suture cuff technique, ideally suited for analyzing these early, deleterious damages.

変更されたカフを用いた膵臓移植マウス モデル

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the ...

Patch Angioplasty in the Rat Aorta or Inferior Vena Cava

Pericardial patches are commonly used in vascular surgery to close vessels. To facilitate studies of the neointimal hyperplasia that forms on the patch, we developed a rat model of patch angioplasty that can be used in either a vein or an artery, creating a patch venoplasty or a patch arterioplasty, respectively. Technical aspects of this model are discussed. The infra-renal IVC or aorta are dissected and then clamped proximally and distally. A 3 mm venotomy or arteriotomy is performed in the infrarenal inferior vena cava or aorta of 6 to 8 week-old Wistar rats. A bovine pericardial patch (3 mm x 1.5 mm x 0.6 mm) is then used to close the site using a 10-0 nylon suture. Compared to arterial patches, venous patches show increased neointimal thickness on postoperative day 7. This novel model of pericardial patch angioplasty can be used to examine neointimal hyperplasia on vascular biomaterials, as well as to compare the differences between the arterial and venous environments.

We have established a model of pericardial patch angioplasty that can be used in either small-diameter veins or arteries. This model can be used to compare venous and arterial neointimal hyperplasia formation.

ラット大動脈または下大静脈内のパッチ血管形成術

Pericardial patches are commonly used in vascular surgery to close vessels. To facilitate studies of the neointimal hyperplasia that forms on the patch, ...

Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of renal replacement therapy. Over the past few decades, the rat kidney transplantation model has been used to study the immunological phenomena of rejection and tolerance. This model has become an indispensable tool to test new immunomodulatory pharmaceuticals and regimens prior to proceeding with expensive preclinical large animal studies.
This protocol provides a detailed overview of how to reliably perform orthotopic kidney transplantation in rats. This protocol includes three distinctive steps that increase the probability of success: perfusion of the donor kidney by flushing through the portal vein and the use of a cuff system to anastomose the renal veins and ureters, thereby decreasing cold and warm ischemia times. Using this technique, we have achieved survival rates beyond 6 months with normal serum creatinine in animals with syngeneic or tolerant kidney transplants. Depending on the aim of the study, this model can be modified by pre- or posttransplant treatments to study the acute, chronic, cellular, or antibody-mediated rejection. It is a reproducible, reliable, and cost-effective animal model to study different aspects of kidney transplantation.

The purpose of this manuscript and protocol is to explain and demonstrate in detail the surgical procedure of orthotopic kidney transplantation in rats. This method is simplified to achieve the correct perfusion of the donor kidney and shorten the reperfusion time by using the venous and ureteral cuff anastomosis technique.

Orthotopic ラット腎移植: 新規かつ簡便な外科的アプローチ

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of ...