本研究では、薬物乱用の助成DA 006886、及びDA 032270の国民の協会によってサポートされていました。

<ol><li>ドライバボードに付属のコネクタに配線をねじ込むことにより、バイポーラステッピングモータを配線します。バイポーラ·ステッパ·モータの線色（ 図1）標準化されている。 注：記載されステッピングモータは0.346°/ステップに連動1.8°/ステップの分解能を持っています。標準stereotaxは旅行の3 mm/360度を持っています。最終的な解決には、/ステップ2.88μmである。モータはまた、小数のステッピングが可能である。 <ol><li>黒線を接続し、+に緑の線を接続し、B +に赤い線を接続し、青線を接続し、B-。 </li></ol></li><li>取り付け穴を合わせに注意しながら、ステッパ·モータの上にカプラをスライドさせ、12X、M3六角ネジ（20ミリメートル）（ 図2）を使用して固定します。 <ol><li>カプラがしっかりとモータに接続されていることを確認します。 注意：3Dモデルは、スレッドが含まれていません。部品はねじサイズで標識されていますが、彼らは後にタップする必要があります製造された。 </li></ol></li><li>小さな六角レンチを使用して固定装置の全ての3軸の親指グリップから止めネジを外します。親指グリップはねじ込み、その除去のために反時計回りに回している。アーム（ 図3）上の所定の位置に、PTFEワッシャーを保管してください。 </li><li>定位固定装置の腕のねじロッド（ 図3）上にカラーのネジ側を。 <ol><li>首輪とPTFEのOリングの間に隙間がないことを確認してください。これは、ロボットが方向を変更したときに座標が維持されていることを保証します。 </li><li> 3X NF10-32（1/4インチ）カップ点セットのネジを使用して定位腕のネジ部にカラーを固定します。 </li><li>首輪＆定位腕にわたる各モータと連結器をスライドさせます。モータは、腕と同一平面に座ることを確認し、襟に設定されたネジ穴はモータ軸の平らな部分（ 図4）と揃う。 </li><li> COを確保取り付け穴および6x NF10-32（1/2インチ）カップ点セットネジ（ 図4）を使用してstereotaxにuplers。 </li><li> 3X NF10-32（1/4インチ）を使用して、モータ軸にカラーを固定しているねじ（ 図4）を設定します。 </li></ol></li><li>半分踏み、コントローラ端子のそれぞれを設定することで、CNCのドライバボードを準備します。 注：このステッピングモータドライバは、露出した回路基板として提供されます。それは必要ではないが場合は、構築することができる。また、異なるバイポーラステッピングモータドライバの数を使用することができる。もしそうであれば、セットアップ手順が購入さ特定のボードのために続いていることを確認します。 <ol><li>同じように、ステッパモータごとにすべての6ピンの位置を合わせます。ハーフステッピング度/ステップ（ 図5）の二重ステップ分解能が可能になります。 </li><li> 上の位置、 オフの位置にピン2、 上のポジ、ピン3、ピン1フリップTiONから、OFFの位置にピン4、 上の位置にピン5、およびオフの位置にピン6（ 図5）。 </li></ol></li><li> 12 V電源と一緒に、ステッピングモータドライバに（Z - - Y、X）のモーターを接続します。正しい配置は、ドライバにマークされています。また、DB25cable（ 図6）を使用して、コンピュータのシリアルポートにステッピングドライバを添付してください。 </li><li>デフォルトの指示に従って（これは、外科領域に配置される必要があります）パソコン上にCNCフライスソフトウェアをインストールします。インストールしたら、設定を開始するためのソフトウェアを開きます。 <ol><li>ステッパモータと通信するためのソフトウェアを設定します。 注：以下の手順のみTB6560ステッピングモータドライバとの使用のために意図されている。 </li><li>次のようにソフトウェアのメニューをクリックしてください。オープン→設定変更→ポートとピン→信号を出力する。 図7に合わせて、プロンプトに入力し、適用を押します。 </li><li>次のようにソフトウェアのメニューをクリックしてください。 →設定変更→ポートと端子→入力信号開いた。 図8に合わせて、プロンプトに入力し、適用を押します。 </li><li>次のようにソフトウェアのメニューをクリックしてください。 →設定変更→ポートとピン→モーター出力を開きます。 図9に合わせて、プロンプトに入力し、適用を押します。 </li><li>次のようにソフトウェアのメニューをクリックしてください。オープン→設定変更→モーターのチューニング。 図10に一致し、[保存軸の設定]をクリックし、プロンプトに入力します。同じ値を使用して、すべての3軸の前の手順を繰り返します。 </li></ol></li><li> CNCソフトウェアの規模にstereotaxを校正。 注：測定単位は、定位固定装置の移動に比例しなくなりますので、ソフトウェアは、標準的なフライス盤のために設計されています。<ol><li>最も近いミリメートルにPgUpキー/ PgDnキーと定位固定装置のZ軸を毎分1インチモーターズの速度を設定し、「ジョグ」。 注：最大推奨ジョギング速度は3,500程度/秒で、最大推奨切削速度が500μm/秒である。 </li><li>ゼロZ軸及びジョグ定位固定装置1mmである。 Mach3の距離がZ軸で行き「スケーリング定数」である。機械座標が「定数スケーリング」によって頭蓋骨座標（mm）を乗じることによって決定される。 </li><li>いくつかの既知の距離を移動するためにそれらをプログラムすることで、すべての3軸のランダムなテストを実行し、動きが正確であることを確認してください。 stereotax旅行が離れすぎたり短すぎると、それに応じてスケーリング定数を変更します。 注：スケーリングが完了すると、含まれるカスタムスクリプトは、手術のためのgコードを生成するために使用されてもよい。しかし、それは、ユーザーが自動生成しようとする前に、Gコードを理解しておくことを強くお勧めします手術。これは自動化された手術をトラブルシューティングおよび修正するための不可欠です。 </li></ol></li><li>特大のプローブホルダを使って定位固定装置にマイクロモータードリルを取り付けます。注：推奨される最小ドリルビット速度は40,000 rpmである。 </li><li> 3頭蓋骨のネジ穴とシャープなエッジ開頭のためにGコードを自動生成します。 <ol><li> PC上の単一のフォルダにソフトウェアテーブルからカスタムスクリプトのすべてを置きます。 </li><li>スクリプト「SharpEdgeCraniotomy.m」を開いて、コードを実行します。 </li><li>プロンプトに両方を選択」は、実行される予定の手術はどのタイプ？ &quot; （ 図11）。 </li><li>頭蓋骨のウィンドウの隅を定義するには、[カスタム]を選択します。 図12に合わせて各プロンプトに入力します。 </li><li>開頭の角のXとYの位置を定義します。各座標は、 図13に例に従って、正しい順序で入力する必要があります</stronG&gt;。 </li><li> 3頭蓋骨の穴（ 図14）を生成するプロンプトに3を入力してください。 </li><li>選択座標を使用して定義し、 図15のテンプレートから各ホールの座標を入力します。 注意：正確な座標が重要でない場合は、ラットの頭蓋骨の画像上に穴のポジションをポイントしてクリックするオプションがあります。位置が自動的に生成されます。 </li><li>掘削パラメータを定義します。最初のテストでの手術のため、デフォルト値を受け入れます。 注：これらの値は、ステッパ·モータに依存していて、動物の頭蓋骨。すべてのラットの品種と目標位置がわずかに異なる頭蓋骨の厚さを有する。このデバイスを使用して最初の数手術のため、掘削深さをテストし、手動で残りの頭蓋骨片を除去できるように準備してください。値は、将来の手術（ 図16）のために修飾することができる。 </li><li> Gコードに名前を付けて、それが自動的に生成され、SA作業ディレクトリにVED。 </li></ol></li><li> CNCフライスソフトウェア、定位楽器の耳の棒にテスト頭蓋骨にGコードをロードします。 <ol><li>手動で矢印キーを使用して、ブレグマにドリルビットをジョグ。正確さを確保するために、低速ジョグ速度（〜5インチ/ m）を使用してください。 </li><li>ドリルビットを超える38,000 rpmで回転し始める。 </li><li> CycleStart社、stereotaxは異なる深さで、同じカットの多くのパスを実行します。各パスの間、stereotaxが一時停止しますので、外科医は、切断を続行するか、中止することができる。を押して、パスをカット継続するサイクル （ALT-R）を続行します 。 </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Yin, H. H., Knowlton, B. J., Balleine, B. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lesions+of+dorsolateral+striatum+preserve+outcome+expectancy+but+disrupt+habit+formation+in+instrumental+learning.">Lesions of dorsolateral striatum preserve outcome expectancy but disrupt habit formation in instrumental learning.</a> Eur. J. Neurosci. 19 (1), 181-189 (2004).</li><li>West, M. O., Woodward, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+microiontophoretic+study+of+single+neurons+in+the+freely+moving+rat.">A technique for microiontophoretic study of single neurons in the freely moving rat.</a> J. Neurosci. Methods. 11 (3), 179-186 (1984).</li><li>Peoples, L. L., West, M. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phasic+firing+of+single+neurons+in+the+rat+nucleus+accumbens+correlated+with+the+timing+of+intravenous+cocaine+self-administration.">Phasic firing of single neurons in the rat nucleus accumbens correlated with the timing of intravenous cocaine self-administration.</a> J. Neurosci. 16 (10), 3459-3473 (1996).</li><li>Wolske, M., Rompre, P. P., Wise, R. A., West, M. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+single+neurons+in+the+rat+nucleus+accumbens+during+self-stimulation+of+the+ventral+tegmental+area.">Activation of single neurons in the rat nucleus accumbens during self-stimulation of the ventral tegmental area.</a> J. Neurosci. 13 (1), 1-12 (1993).</li><li>Bozza, T., McGann, J. P., Mombaerts, P., &amp;Wachowiak, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+neuronal+activity+by+targeted+expression+of+a+genetically+encoded+probe+in+the+mouse.">In vivo imaging of neuronal activity by targeted expression of a genetically encoded probe in the mouse.</a> Neuron. 42 (1), 9-21 (2004).</li><li>Pitts, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Office+of+Laboratory+Animal+Welfare.">Office of Laboratory Animal Welfare.</a> Institutional animal care and use committee guidebook. , (2002).</li><li>Yoon, T., Otto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+contributions+of+dorsal+vs.+ventral+hippocampus+to+auditory+trace+fear+conditioning.">Differential contributions of dorsal vs. ventral hippocampus to auditory trace fear conditioning.</a> Neurobiol. Learn. Mem. 87 (4), 464-475 (2007).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+roles+of+ventral+pallidum+subregions+during+cocaine+self-administration+behaviors.">Differential roles of ventral pallidum subregions during cocaine self-administration behaviors.</a> J. Comp. Neurol. 521 (3), 558-588 (2012).</li><li>Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thinned-skull+cranial+window+technique+for+long-term+imaging+of+the+cortex+in+live+mice.">Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice.</a> Nat. Protoc. 5 (2), 201-208 (2010).</li><li>Feng, L., Sametsky, E. A., Gusev, A. G., Uteshev, V. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Responsiveness+to+nicotine+of+neurons+of+the+caudal+nucleus+of+the+solitary+tract+correlates+with+the+neuronal+projection+target.">Responsiveness to nicotine of neurons of the caudal nucleus of the solitary tract correlates with the neuronal projection target.</a> J. Neurophysiol. 108 (7), 1884-1894 (2012).</li><li>Babaei, P., Soltani Tehrani, ., B, A., Alizadeh, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplanted+Bone+Marrow+Mesenchymal+Stem+Cells+Improve+Memory+in+Rat+Models+of+Alzheimer's+Disease.">Transplanted Bone Marrow Mesenchymal Stem Cells Improve Memory in Rat Models of Alzheimer's Disease.</a> Stem Cells Int. 2012, 369417 (2012).</li></ol>

著者らは、開示することなく、競合する金融利害関係はありません。

自動化された手術用機器の使用は、神経科学の研究の中で最も一般的な問題のいくつかを解消するのに役立ちます。まず、ツールパスは、100％の再現性がある。すべてのカットがブレグマを基準に同じ場所にあることが保証されています。第二に、実験者誤差を小さくする必要があります。多くの研究者が高度に熟練した外科医ですが、それも、有能な外科医になるための練習の例外的な時?...

齧歯類定位手術はlesioning 1、イオントフォレーシス2、マイクロワイヤー注入3、刺激4、及び薄い頭蓋イメージング5を含む神経科学用途に幅広く使用されている。しかし、正確な定位手術を行うための急な学習曲線と、ヒューマンエラーの確率が高いなど、これらの技術を適用したい方が直面している主要なハードルがあります。ヒューマンエラーは、測定や計算の障害だけでなく、人間の動きの精度が低いと、反復可能があります。これらの交絡誤差を低減する努力において、定位外科医は、すべての外科的処置は、被験者間で同様に行われることを確実にするシステムの恩恵を受けるだろう。エラーの減少は、研究者は動物被験体の使用を最小限に抑えることが可能な一つの方法、動物実験6のための国立衛生研究所の第一の目標である。理想的な世界では、すべてのStereotactic手術は実験中であり、研究室間で完全に複製可能になります。この問題に対処するために、企業は、測定値を読み取るための新しい超精密stereotaxics、およびデジタルディスプレイを開発した。人間の動きのエラーを削除するには、電動式マイクロマニピュレータとstereotaxicsは、商業的に生産されたが、その高いコストが限られた予算で研究室に法外ことができます。また、彼らのソフトウェアは、完全に独自のものです、そして手術の新しいタイプに対応するために、研究者が変更することはできません。 ヒューマンエラーの問題への手頃な価格のソリューションは、業界標準のCNC装置を使用して、ラボの既存のモデルからロボットstereotaxを構築することです。なぜなら急成長のCNC愛好家コミュニティの、材料はかなり科学機器よりも安価である。これは1にも非常に柔軟で、安価で正確なCNC定位固定装置を、構築することができます。 CNC加工とGコードの基本的な知識と、individuALSは、プロプライエタリなソフトウェアの制限なしに、彼らが想像していることを任意の定位手術をプログラムすることができます。そして、簡単な手術のためのGコードの生成を促進するために、このプロトコルは、ユーザーがポイント内手術（シャープエッジ開頭、薄い頭蓋骨のウィンドウ、穴加工·インプラント低下）を設計し、メニューをクリックすることを可能にするソフトウェアが含まれています。 CNCソフトウェアから直接実行することができ、これらのプログラムの出力完成Gコード。 すべてでは、電動定位アップグレードは、オープンソースプラットフォームの柔軟性と低コストを維持しながら、手術の精度と反復可能の増加に興味を持っている人に最適です。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="749">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:141px;">1x Standard U Frame Stereotax</td>
			<td style="width:137px;">Kopf</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://www.kopfinstruments.com/Stereotaxic/900.html">Kopf</a></td>
			<td style="width:355px;">This protocol should work with most existing stereotaxic devices.</td>
		</tr>
		<tr height="65">
			<td height="65" style="height:65px;width:141px;">3x 12 V, 1.6 A, 233 oz-inch Geared Bipolar Stepper Motor</td>
			<td style="width:137px;">Phidgets</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://www.robotshop.com/geared-bipolar-stepper-motor-3v-233-oz-in.html">Robot Shop</a></td>
			<td style="width:355px;">Any high torque geared stepper motor should do.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="73">
			<td height="73" style="height:73px;width:141px;">1x 3 Axis CNC Stepper Motor Driver Board Controller</td>
			<td style="width:137px;">Toshiba</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://www.ebay.com/itm/CNC-Router-3-Axis-TB6560-3-5A-Stepper-Motor-Driver-Board-For-Engraving-Machine-/300981888819">Ebay</a></td>
			<td style="width:355px;">Any 3 Axis CNC driver should do. Linked Item includes Mach3 CNC software.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="94">
			<td height="94" style="height:94px;width:141px;">2x Arm Couplers: medial-lateral (ML) &#38; dorsal-ventral (DV)</td>
			<td style="width:137px;">custom machined</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://eden.rutgers.edu/~mrcoffey/images/3D%20Models%20-%20CNC%20Stereotax%20Parts.zip">Part Drawings</a></td>
			<td style="width:355px;">These must be machined by your local machine shop. (costs will vary)</td>
		</tr>
		<tr height="76">
			<td height="76" style="height:76px;width:141px;">1x anterior-posterior (AP) Coupler</td>
			<td style="width:137px;">custom machined</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://eden.rutgers.edu/~mrcoffey/images/3D%20Models%20-%20CNC%20Stereotax%20Parts.zip">Part Drawings</a></td>
			<td style="width:355px;">These must be machined by your local machine shop. (costs will vary)</td>
		</tr>
		<tr height="127">
			<td height="172" rowspan="3" style="height:172px;width:141px;">3x Motor to Stereotax Collar</td>
			<td rowspan="3" style="width:137px;">custom machined</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://eden.rutgers.edu/~mrcoffey/images/3D%20Models%20-%20CNC%20Stereotax%20Parts.zip">Part Drawings</a></td>
			<td rowspan="3" style="width:355px;">These must be machined by your local machine shop. (costs will vary)</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:117px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:117px;"><a href="http://eden.rutgers.edu/~mrcoffey/images/Collar.html">View in Browser</a></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="65" rowspan="2" style="height:65px;width:141px;">12x NF10-32 Cup Point Set Screws</td>
			<td rowspan="2" style="width:137px;">McMaster Carr</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://www.mcmaster.com/#92313A829">&#189;&#8221; Length</a></td>
			<td rowspan="2" style="width:355px;">You will need 6 of each.</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:117px;"><a href="http://www.mcmaster.com/#92313A825">&#188;&#8221; Length</a></td>
		</tr>
		<tr height="46">
			<td height="46" style="height:46px;width:141px;">12x M3 Socket Head Screws (20 mm)</td>
			<td style="width:137px;">McMaster Carr</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://www.mcmaster.com/#92855A319">20mm Length</a></td>
			<td style="width:355px;">You will need 4 for each motor</td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:141px;">1x Micro-Motor Drill&#160;</td>
			<td style="width:137px;">Buffalo Dental</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://www.buffalodental.com/pdfnew/x50.pdf">X50</a></td>
			<td style="width:355px;">Any Micromotor drill will work.&#160; At least 38,000 rpm recommended</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;width:141px;">1x 12 V DC Power Supply</td>
			<td style="width:137px;">12 Volt Adapters</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://www.12vadapters.com/adapter/power-supply/12v/7-amp-7a.html">12v DC &#8211; 7 Amp</a></td>
			<td style="width:355px;">Any 12 V DC PSU should work (ensure amperage rating is higher than the sum of the motors&#8217; amperage).</td>
		</tr>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:141px;">1x Extra Large Probe Holder</td>
			<td style="width:137px;">Stoelting</td>
			<td><a href="http://www.stoeltingco.com/neuroscience/accessories/stereotaxic-probe-holders/extra-large-probe-holder-551.html">Stoelting</a></td>
			<td style="width:355px;"></td>
		</tr>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:141px;">1x Grade B Rat Skull</td>
			<td style="width:137px;">Skulls Unlimited</td>
			<td><a href="http://www.skullsunlimited.com/record_variant.php?id=4009">Skulls Unlimited</a></td>
			<td style="width:355px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:141px;">Mach 3 Mill</td>
			<td style="width:137px;">ArtSoft USA</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://www.machsupport.com/ccount/click.php?id=1">Trial Download</a></td>
			<td style="width:355px;">Any Standard CNC controlling software should work.</td>
		</tr>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:141px;">Surgery Designer</td>
			<td style="width:137px;">Kevin Coffey &#38; David Barker</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://www.mathworks.com/matlabcentral/fileexchange/40282-robot-assisted-stereotactic-surgery">MATLAB File Exchange</a></td>
			<td style="width:355px;">These codes are available to modify. We accept no responsibility for your use or modification of code.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

building an open-source robotic stereotaxic instrument

このプロトコルは、業界標準のステッピングモーターとCNC制御するソフトウェアを使用して、約$ 1,000（ドリル除く）のロボット（CNC）定位固定装置に既存の固定装置をアップグレードするために必要なデザインやソフトウェアが含まれています。各軸は、可変速度制御を有し、同時にまたは独立して動作させることができる。ロボットの柔軟性とオープンなコーディングシステム（Gコード）は、商用システムでサポートされていないカスタムタスクを実行することが可能にする。そのアプリケーションは、穴あけ、鋭いエッジ開頭術、頭蓋骨の間引き、及び下降電極またはカニューレを含むが、これらに限定されない。単純な手術gでコーディングの書き込みを促進するために、我々は個人が、プログラミングの知識なしで手術を設計することができるように、カスタムスクリプトを開発した。しかし、電動stereotaxを最大限に活用するユーザーのために、それは数理計画法とGコード化（簡易PROGに精通しているために有益であろう）CNC機械加工のための打ち込み。 推奨されるドリル速度は40,000 rpmでより大きい。ステッパーモーターの分解能は0.346°/ステップに連動1.8°/ステップである。標準stereotaxは2.88ミクロン/ステップの分解能を有する。最大推奨切削速度は500μmで/秒である。最大推奨ジョギング速度は3,500ミクロン/秒である。最大推奨ドリルビットサイズがHP 2である。

方法で設計された手術の最終結果は、鋭いエッジ開頭したラットの頭蓋骨、および3頭蓋骨の穴（ 図17）になります。手術を実証するために使用頭蓋骨はプロトタイプラットの頭蓋骨よりもはるかに広かったことに注意してください。鋭いエッジ開頭術は、高密度記録のために、神経、脳へのマイクロワイヤーアレイを挿入するために使用されてもよい。のCNC stereotaxも高い精度を...

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Building An Open-source Robotic Stereotaxic Instrument

（ドリルは除く）の周りの千ドルのための固定装置、（CNC制御されるコンピュータ数値）このプロトコルは、デザインやロボットへの既存の固定装置をアップグレードするために必要なソフトウェアが含まれています。

オープンソースロボット定位固定装置を構築する

This protocol includes the designs and software necessary to upgrade an existing stereotaxic instrument to a robotic (CNC) stereotaxic instrument for ...

building-an-open-source-robotic-stereotaxic-instrument

Research

JoVE Journal

Neuroscience

14.8K ビュー.  Rutgers, The State University of New Jersey.  （ドリルは除く）の周りの千ドルのための固定装置、（CNC制御されるコンピュータ数値）このプロトコルは、デザインやロボットへの既存の固定装置をアップグレードするために必要なソフトウェアが含まれています。 

ビデオ: Building An Open-source Robotic Stereotaxic Instrument

Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience

Stereotaxic surgery for the implantation of cannulae into specific brain regions has for many decades been a very successful experimental technique to investigate the effects of locally manipulated neurotransmitter and signaling pathways in awake, behaving animals. Moreover, the stereotaxic implantation of electrodes for electrophysiological stimulation and recording studies has been instrumental to our current understanding of neuroplasticity and brain networks in behaving animals. Ever-increasing knowledge about optimizing surgical techniques in rodents1-4, public awareness concerning animal welfare issues and stringent legislation (e.g., the 2010 European Union Directive on the use of laboratory animals5) prompted us to refine these surgical procedures, particularly with respect to implementing new procedures for oxygen supplementation and the continuous monitoring of blood oxygenation and heart rate levels during the surgery as well as introducing a standardized protocol for post-surgical care. Our observations indicate that these modifications resulted in an increased survival rate and an improvement in the general condition of the animals after surgery (e.g. less weight loss and a more active animal). This video presentation will show the general procedures involved in this type of stereotaxic surgery with special attention to our several modifications. We will illustrate these surgical procedures in rats, but it is also possible to perform this type of surgery in mice or other small laboratory animals by using special adaptors for the stereotaxic apparatus6.

Stereotaxic surgery on rodents allows for targeted administration of drugs or electrical stimulation and recordings in awake, behaving animals. In this video presentation we will demonstrate recent procedural refinements to this long-standing procedure that successfully improved survival rate and reduced post-surgical weight loss.

行動神経科学のための齧歯類定位手術と動物福祉のアウトカムの改善

Stereotaxic surgery for the implantation of cannulae into specific brain regions has for many decades been a very successful experimental technique to ...

神経科学

Stereotaxic Surgery for Excitotoxic Lesion of Specific Brain Areas in the Adult Rat

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the function of various brain regions for behavior or other experimental outcomes is to implement a localized ablation of function. In humans, patient populations with localized brain lesions are often studied for deficits, in hopes of revealing the underlying function of the damaged area. In rodents, one can experimentally induce lesions of specific brain regions.
Lesion can be accomplished in several ways. Electrolytic lesions can cause localized damage but will damage a variety of cell types as well as traversing fibers from other brain regions that happen to be near the lesion site. Inducible genetic techniques using cell-type specific promoters may also enable site-specific targeting. These techniques are complex and not always practical depending on the target brain area. Excitotoxic lesion using stereotaxic surgery, by contrast, is one of the most reliable and practical methods of lesioning excitatory neurons without damaging local glial cells or traversing fibers.
Here, we present a protocol for stereotaxic infusion of the excitotoxin, N-methyl-D-aspartate (NMDA), into the basolateral amygdala complex. Using anatomical indications, we apply stereotaxic coordinates to determine the location of our target brain region and lower an injection needle in place just above the target. We then infuse our excitotoxin into the brain, resulting in excitotoxic death of nearby neurons. While our experimental subject of choice is a rat, the same methods can be applied to other mammals, with the appropriate adjustments in equipment and coordinates.
This method can be used on a variety of brain regions, including the basolateral amygdala1-6, other amygdala nuclei6, 7, hippocampus8, entorhinal cortex9 and prefrontal cortex10. It can also be used to infuse biological compounds such as viral vectors1, 11. The basic stereotaxic technique could also be adapted for implantation of more permanent osmotic pumps, allowing more prolonged exposure to a compound of interest.

Targeted ablation of specific brain region(s) by infusion of an excitotoxin using stereotaxic coordinates is described. This technique could also be adapted for infusion of other chemicals into the rat brain.

大人のラットの特定の脳領域の興奮毒性病変に対する定位手術

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the ...

Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the over-production of amyloid-beta and the deposition of amyloid-beta plaques in brain regions of the afflicted individuals. Throughout the years scientists have generated numerous Alzheimer&#8217;s disease mouse models that attempt to replicate the amyloid-beta pathology. Unfortunately, the mouse models only selectively mimic the disease features. Neuronal death, a prominent effect in the brains of Alzheimer&#8217;s disease patients, is noticeably lacking in these mice. Hence, we and others have employed a method of directly infusing soluble oligomeric species of amyloid-beta - forms of amyloid-beta that have been proven to be most toxic to neurons - stereotaxically into the brain. In this report we utilize male C57BL/6J mice to document this surgical technique of increasing amyloid-beta levels in a select brain region. The infusion target is the dentate gyrus of the hippocampus because this brain structure, along with the basal forebrain that is connected by the cholinergic circuit, represents one of the areas of degeneration in the disease. The results of elevating amyloid-beta in the dentate gyrus via stereotaxic infusion reveal increases in neuron loss in the dentate gyrus within 1 week, while there is a concomitant increase in cell death and cholinergic neuron loss in the vertical limb of the diagonal band of Broca of the basal forebrain. These effects are observed up to 2 weeks. Our data suggests that the current amyloid-beta infusion model provides an alternative mouse model to address region specific neuron death in a short-term basis. The advantage of this model is that amyloid-beta can be elevated in a spatial and temporal manner.

Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

マウス海馬にオリゴマーアミロイドベータの定位注入

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

の記録細胞内の電圧応答のための電気生理学的手法<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;光刺激に感光体と介在ニューロン<em&gt;インビボ</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

非拘束EEG Radiotelemetry：硬膜外とディープ脳内定位EEG電極配置

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Automated Analysis of C. elegans Swim Behavior Using CeleST Software

Dissecting the neuronal and neuromuscular circuits that regulate behavior remains a major challenge in biology. The nematode Caenorhabditis elegans has proven to be an invaluable model organism in helping to tackle this challenge, from inspiring technological approaches,&#160;building the human brain connectome, to actually shedding light on the specific molecular drivers of basic functional patterns. The bulk of the behavioral studies in C. elegans have been performed on solid substrates. In liquid, animals exhibit behavioral patterns that include movement at a range of speeds in 3D, as well as partial body movements, such as a posterior curl without anterior shape change, which introduce new challenges for quantitation. The steps of a simple procedure, and use of a software that enables high-resolution analysis of C. elegans swim behavior, are presented here. The software, named CeleST, uses a specialized computer program that tracks multiple animals simultaneously and provides novel measures of C. elegans locomotion in liquid (swimming). The measures are mostly grounded in animal posture and based on mathematics used in computer vision and pattern recognition, without computational requirements for threshold cut-offs. The software tool can be used to both assess overall swimming prowess in hundreds of animals from combined small batch trials and to reveal novel phenotypes even in well-characterized genetic mutants. The preparation of specimens for analysis with CeleST is simple and low-tech, enabling wide adaptation by the scientific community. Use of the computational approach described here should therefore contribute to the greater understanding of behavior and behavioral circuits in the C. elegans model.

Automated Analysis of C. elegans Swim Behavior Using CeleST Software

An efficient and simple methodology for computer-based analysis of nematode swimming behavior in liquid is described. The method requires little to no investment for C. elegans laboratories. The hardware used is standard, and the computer software for the behavioral analysis (CeleST) is an open source one.

の自動解析<em&gt; C。エレガンス</emセレストソフトウェアを使用&gt;スイム挙動

Dissecting the neuronal and neuromuscular circuits that regulate behavior remains a major challenge in biology. The nematode Caenorhabditis elegans has ...

High-density Electroencephalographic Acquisition in a Rodent Model Using Low-cost and Open-source Resources

Advanced electroencephalographic analysis techniques requiring high spatial resolution, including electrical source imaging and measures of network connectivity, are applicable to an expanding variety of questions in neuroscience. Performing these kinds of analyses in a rodent model requires higher electrode density than traditional screw electrodes can accomplish. While higher-density electroencephalographic montages for rodents exist, they are of limited availability to most researchers, are not robust enough for repeated experiments over an extended period of time, or are limited to use in anesthetized rodents.1-3 A proposed low-cost method for constructing a durable, high-count, transcranial electrode array, consisting of bilaterally implantable headpieces is investigated as a means to perform advanced electroencephalogram analyses in mice or rats.

Procedures for headpiece fabrication and surgical implantation necessary to produce high signal to noise, low-impedance electroencephalographic and electromyographic signals are presented. While the methodology is useful in both rats and mice, this manuscript focuses on the more challenging implementation for the smaller mouse skull. Freely moving mice are only tethered to cables via a common adapter during recording. One version of this electrode system that includes 26 electroencephalographic channels and 4 electromyographic channels is described below.

Instructions for the low-cost construction and surgical implantation of a chronic transcranial high-density electroencephalographic montage into mice are provided. Signal recording, extraction, and processing techniques are also described.

低コストかつオープンソースのリソースの使用げっ歯類モデルにおける高密度脳波取得

Advanced electroencephalographic analysis techniques requiring high spatial resolution, including electrical source imaging and measures of network ...

Stereotaxic Surgery for Genetic Manipulation in Striatal Cells of Neonatal Mouse Brains

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, they may function to regulate the developmental process and/or physiological function in neonatal brains. To investigate neurobiological functions of specific genes in the brain, it is essential to inactivate genes in the brain. Here, we describe a simple stereotaxic method to inactivate gene expression in the striatum of transgenic mice at neonatal time windows. AAV-eGFP-Cre viruses were microinjected into the striatum of Ai14 reporter gene mice at postnatal day (P) 2 by stereotaxic brain surgery. The tdTomato reporter gene expression was detected in P14 striatum, suggesting a successful Cre-loxP mediated DNA recombination in AAV-transduced striatal cells. We further validated this technique by microinjecting AAV-eGFP-Cre viruses into P2Foxp2fl/fl mice. Double labeling of GFP and Foxp2 showed that GFP-positive cells lacked Foxp2 immunoreactivity in P9 striatum, suggesting the loss of Foxp2 protein in AAV-eGFP-Cre transduced striatal cells. Taken together, these results demonstrate an effective genetic deletion by stereotaxically microinjected AAV-eGFP-Cre viruses in specific neuronal populations in the neonatal brains of floxed transgenic mice. In conclusion, our stereotaxic technique provides an easy and simple platform for genetic manipulation in neonatal mouse brains. The technique can not only be used to delete genes in specific regions of neonatal brains, but it also can be used to inject pharmacological drugs, neuronal tracers, genetically modified optogenetics and chemogenetics proteins, neuronal activity indicators and other reagents into the striatum of neonatal mouse brains.

We describe a protocol of stereotaxic surgery with a homemade head-fixed device for microinjecting reagents into the striatum of neonatal mouse brains. This technique allows genetic manipulation in neuronal cells of specific regions of neonatal mouse brains.

新生児マウス脳の線条体細胞の遺伝的操作の定位手術

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, ...

An Alternative Approach to Study Primary Events in Neurodegeneration Using Ex Vivo Rat Brain Slices

Despite&#160;numerous studies that attempt to develop reliable animal models&#160;which reflecting the primary processes underlying neurodegeneration, very few have been widely accepted. Here, we propose&#160;a new procedure&#160;adapted from the well-known ex vivo brain slice technique, which offers a closer in vivo-like scenario than in vitro preparations, for investigating the early events triggering cell degeneration, as observed in Alzheimer&#39;s disease (AD). This variation consists of simple and easily reproducible steps, which enable preservation of the anatomical cytoarchitecture of the selected brain region and its local functionality in a physiological milieu. Different anatomical areas can be obtained from the same brain, providing the opportunity to perform multiple experiments with the treatments in question in a site-, dose-, and time-dependent manner. Potential limitations&#160;which could affect the outcomes related to this methodology are related to the conservation of the tissue, i.e., the maintenance of its anatomical integrity during the slicing and incubation steps and the section thickness, which can influence the biochemical and immunohistochemical analysis. This approach can be employed for different purposes, such as exploring molecular mechanisms involved in physiological or pathological conditions, drug screening, or dose-response assays. Finally, this protocol could also reduce the number of animals employed in behavioral studies. The application reported here has been recently described and tested for the first time on ex vivo rat brain slices containing the basal forebrain (BF), which is one of the cerebral regions primarily affected in AD. Specifically, it has been demonstrated that the administration of a toxic peptide derived from the C-terminus of acetylcholinesterase (AChE) could prompt an AD-like profile, triggering, along the antero-posterior axis of the BF, a differential expression of proteins altered in AD, such as the alpha7 nicotinic receptor (&#945;7-nAChR), phosphorylated Tau (p-Tau), and amyloid beta (A&#946;).

An Alternative Approach to Study Primary Events in Neurodegeneration Using Ex Vivo Rat Brain Slices

We present a method which can&#160;provide further insights into the early events underlying neurodegeneration and based on the established ex-vivo brain technique, combining the advantages of in vivo and in vitro experiments. Moreover, it represents a unique opportunity for direct comparison of treated and untreated group in the same anatomical plane.

Ex Vivoラット脳切片を用いた神経変性疾患の主要なイベントを勉強する方法

Despite&#160;numerous studies that attempt to develop reliable animal models&#160;which reflecting the primary processes underlying neurodegeneration, ...

Stereotaxic Surgery for Implantation of Microelectrode Arrays in the Common Marmoset (Callithrix jacchus)

Marmosets (Callithrix jacchus) are small non-human primates that are gaining popularity in biomedical and preclinical research, including the neurosciences. Phylogenetically, these animals are much closer to humans than rodents. They also display complex behaviors, including a wide range of vocalizations and social interactions. Here, an effective stereotaxic neurosurgical procedure for implantation of recording electrode arrays in the common marmoset is described. This protocol also details the pre- and postoperative steps of animal care that are required to successfully perform such a surgery. Finally, this protocol shows an example of local field potential and spike activity recordings in a freely behaving marmoset 1 week after the surgical procedure. Overall, this method provides an opportunity to study the brain function in awake and freely behaving marmosets. The same protocol can be readily used by researchers working with other small primates. In addition, it can be easily modified to allow other studies requiring implants, such as stimulating electrodes, microinjections, implantation of optrodes or guide cannulas, or ablation of discrete tissue regions.

Stereotaxic Surgery for Implantation of Microelectrode Arrays in the Common Marmoset Callithrix jacchus

This work presents a protocol to perform a stereotaxic, neurosurgical implantation of&#160;microelectrode arrays in the common marmoset. This method specifically enables electrophysiological recordings in freely behaving animals but can be easily adapted to any other similar neurosurgical intervention in this species (e.g., cannula for drug administration or electrodes for brain stimulation).