私たちは、私たちは蛍光分光計を使用することを可能にするため、彼の助けを博士ティエリPourcherに感謝しています。研究室では、リーグ国立コントルルがん（エキップのlabellisée）によって資金を供給され、協会はLAルシェルシュコントルルがん、研究所国立デュがん（INCA）を注ぐ、通信社国立ラ·ルシェルシュ、METOXIA（EUのプログラムFP7）、センターを注ぐA. Lacassagne、センター国立デラルシェルシュ科学研究、研究所国立·デ·ラ·サンテら·デ·ラ·ルシェルシュMédicaleとニース大学（ <a href="http://www.unice.fr/isdbc/" target="_blank">http://www.unice.fr/isdbc/</a> ）。我々は重要な読書と編集補正のために博士のMクリスティブラヒミ·ホーンに感謝します。

グリコーゲンの生化学的滴定 1。細胞溶解<ol><li>直径100mmディッシュあたり0.5〜2×10 6の濃度で種細胞。 </li><li>治療：細胞をインキュベート24、1％または0.1％のO 2、94％以上に設定したバグボックス嫌気ワークステーション（Ruskinnテクノロジーバイオトレース·インターナショナルplc、ジェンド、英国）における低酸素濃度（低酸素）が48、または72時間94.9％N 2及び5％CO 2。並行して、（21％O 2、5％CO 2）を正常酸素状態で細胞をインキュベートする。 （25 mMグルコース含有培地）、実験の時間中グルコース濃度の変動を最小限に抑えるために24時間毎に培地を変更してください。 </li><li>処理後、洗浄細胞は、培養培地からのグルコースの痕跡を除去するためにPBSで2倍。冷PBSで細胞をこすり取る。 </li><li> 5分間1,000 rpmで解決策を遠心分離、上清を捨て、PBSで一回ペレットを洗浄。ペレットを、先へ進む前に、-20℃で凍結することができる。</li><li> 100μlの蒸留水でペレットを再懸濁します。グリコーゲンアッセイキット（アブカム）を備えてグリコーゲンの加水分解緩衝液100μlを追加します。酵素を不活性化するために、5分間95℃で溶解物を沸騰させる。 </li><li>不溶性の生成物を除去する10分間13,000 rpmで溶解液をボルテックスし、遠心する。上清を保管してください。 </li><li>サンプル間のタンパク質含有量にグリコーゲンレベルを正常化する、タンパク質の定量はビシンコニン酸アッセイ（BCA-Interchim社）を用いて25〜35μlの上清を用いて行うことができる。 </li></ol>溶解物のいくつかは、細胞内フリーグルコース濃度を測定するために使用することができる。 2。グリコーゲンの加水分解<ol><li>加水分解酵素ミックス1μlの上清（ステップ1）の50μLを混合します。この混合物は、グルコアミラーゼが含まれています。室温で30分間インキュベートする。 </li><li>規格グリコーゲン（2 mg / ml）での希釈することにより検量線を作成し加水分解緩衝液中で10μg/ mlの溶液に、キットにup​​plied。次に、6つの別々の0有する管、4、8、12、16、および10μg/ mlの標準液20μlを調製し、0のグリコーゲンの濃度を与えるために加水分解緩衝液で最終体積50μlに各チューブに調整0.04 、0.08、0.12、0.16、および0.2μgの個/ ml。規格で加水分解酵素ミックスの1μlを加え、室温で30分間インキュベートする。 </li></ol>遊離グルコース濃度の値によって与えられる細胞株のバックグラウンドのグルコース濃度は、細胞中のグリコーゲンのレベルを決定する総グルコース濃度（グリコーゲン加水+遊離グルコースからグルコース）の値から減算されなければならない。 3。蛍光の開発と読書<ol><li>各条件について、（総グルコース濃度を測定するための遊離グルコース濃度及びつのチューブ（チューブ2,3）を測定するために、各チューブウィットつのチューブ（チューブ1）を調製HA加水分解されたグリコーゲンの別のボリューム）。 </li><li>チューブ1のステップ1の終了時に抽出された上澄み液15μlを追加します。 50μlの最終体積に完了するには加水分解緩衝液の35μlを加える。得られた蛍光は、遊離グルコース濃度が得られます。 </li><li>チューブ2（ステップ2）で得られた加水分解されたグリコーゲンのXを添加する。 50μlの最終体積に調節してください。サンプル容量（Xμl）を検量線の濃度を超えていない蛍光値を得るために、細胞密度および/ ​​または細胞型に応じて調整する必要がある。 </li><li>チューブ3で加水分解グリコーゲンの2 のXを添加する。 50μlの最終体積に調節してください。 </li><li>各チューブの開発バッファーの48.7μL、開発酵素ミックスを1μlと（グリコーゲンアッセイキットに付属）OxiRedプローブの0.3μLを混合することにより、サンプルおよび標準の開発ソリューションを準備します。例えば、2つの条件のために、チューブ12のためのミックスを調製S（標準のための6、遊離グルコースおよび総グルコース蛍光について4 2）。 </li><li>各チューブに、このミックスを50μl加え、暗所で室温で30分間インキュベートする。 </li><li>推奨されるように535 nmで587 nmの発光波長の励起波長で蛍光を測定し、励起および発光のため3nmのスリット。 </li></ol>

<ol>
	<li>Pelletier, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glycogen+Synthesis+is+Induced+in+Hypoxia+by+the+Hypoxia-Inducible+Factor+and+Promotes+Cancer+Cell+Survival.">Glycogen Synthesis is Induced in Hypoxia by the Hypoxia-Inducible Factor and Promotes Cancer Cell Survival.</a> Front Oncol. 2, (2012).</li><li>Alonso, M. D., Lomako, J., Lomako, W. M., Whelan, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+look+at+the+biogenesis+of+glycogen.">A new look at the biogenesis of glycogen.</a> FASEB J. 9, 1126-1137 (1995).</li><li>Bollen, M., Keppens, S., Stalmans, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specific+features+of+glycogen+metabolism+in+the+liver.">Specific features of glycogen metabolism in the liver.</a> Biochem. J. 336 (Pt 1), 19-31 (1998).</li><li>Parker, G. J., Koay, A., Gilbert-Wilson, R., Waddington, L. J., Stapleton, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AMP-activated+protein+kinase+does+not+associate+with+glycogen+alpha-particles+from+rat+liver.">AMP-activated protein kinase does not associate with glycogen alpha-particles from rat liver.</a> Biochem. Biophys. Res. Commun. 362, 811-815 (2007).</li><li>Sullivan, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nature+of+alpha+and+beta+particles+in+glycogen+using+molecular+size+distributions.">Nature of alpha and beta particles in glycogen using molecular size distributions.</a> Biomacromolecules. 11, 1094-1100 (2010).</li><li>Chee, N. P., Geddes, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+structure+of+liver+glycogen.">The structure of liver glycogen.</a> FEBS Lett. 73, 164-166 (1977).</li><li>Roach, P. J., Depaoli-Roach, A. A., Hurley, T. D., Tagliabracci, V. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glycogen+and+its+metabolism:+some+new+developments+and+old+themes.">Glycogen and its metabolism: some new developments and old themes.</a> Biochem. J. 441, 763-787 (2012).</li><li>Moses, S. W., Bashan, N., Gutman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glycogen+metabolism+in+the+normal+red+blood+cell.">Glycogen metabolism in the normal red blood cell.</a> Blood. 40, 836-843 (1972).</li><li>Agbanyo, M., Taylor, N. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Incorporation+of+3-deoxy-3-fluoro-D-glucose+into+glycogen+and+trehalose+in+fat+body+and+flight+muscle+in+Locusta+migratoria.">Incorporation of 3-deoxy-3-fluoro-D-glucose into glycogen and trehalose in fat body and flight muscle in Locusta migratoria.</a> Biosci. Rep. 6, 309-316 (1986).</li><li>Louzao, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term="Fluorescent+glycogen"+formation+with+sensibility+for+in+vivo+and+in+vitro+detection.">"Fluorescent glycogen" formation with sensibility for in vivo and in vitro detection.</a> Glycoconj. J. 25, 503-510 (2008).</li><li>Sheehan, D. C. H., B, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Theory and practice of histotechnology. , (1980).</li><li>Baba, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Production+of+monoclonal+antibody+that+recognizes+glycogen+and+its+application+for+immunohistochemistry.">Production of monoclonal antibody that recognizes glycogen and its application for immunohistochemistry.</a> Kokubyo Gakkai Zasshi. 60, 264-287 (1993).</li></ol>

著者らは、利害の衝突を宣言していません。

in vitroでのグリコーゲンの生化学的滴定は、細胞のグリコーゲン含有量の正確な定量が可能になります。いくつかの他の技術（グリコーゲン抗体を用いたPAS、免疫蛍光など ）と比較すると、この滴定は、非常に、特定の高感度かつ再現性がある。それは放射能が、蛍光分光計を必要としないので、この方法が便利です。しかし、この技術は、純粋に定量的であり、細胞内のグリコーゲン分布に関する情報を提供しない。 本稿に記載された技術は、細胞抽出物で達成されるが、それはまた、組織からグリコーゲンを抽出するための適切な方法を用いて組織切片上で達成することができる。このアッセイは、 インビトロでの用途に使用され、グリコーゲンにより間接的に測定する（グルコースへの加水分解後）、それが生体内でのグリコーゲン貯蔵に追従するように開発することができない。 PAS染色は、既に広く多くのグリコーゲン蓄積症（フォン·ギールケ病、コリ病、マッカードル病など ） を診断するために使用される。また、真菌感染を検出するために、または腫瘍の異なるサブタイプを区別するために使用される。理論的には、PAS染色はグリコーゲン濃度を決定するために画像分析器に結合することができる。実際には、この技術は、実施が困難であり、次の理由により、ここで説明する方法未満が適当である。 PAS陽性染色（紫色）は陰性染色（ヘマトキシリン​​ - 青）と重なるように第一に、それは陽性シグナルを除去することなく、負の信号を排除することは技術的に困難である。色の強度は、色使い、洗濯な ​​どの固定、有効性の時間に依存することができますので、また、PAS染色では、グリコーゲンを定量化するのに十分な再現性がない。 PAS染色は、に焦点を当てているが、最終的に、この生化学的な方法論は、多数の細胞のためのグリコーゲンの平均濃度が得られ<html>したがって、特定のフィールドとは、全体のグリコーゲン濃度の少ない代表的なものである。 グリコーゲンの生化学的アッセイは、組織中のグリコーゲンのレベルに非常に正確で有益なデータを提供することができます。これらのデータは、例えば、仮想的に疾患の進行と相関させることができ、またはグリコーゲン代謝に対する治療の効果を理解するのに役立つことができる。一方、この技術は、いくつかのステップ（タンパク質定量、グリコーゲンの加水分解および試料あたり3の蛍光読み取り値の最小値）を必要とし、PAS染色未満で実用的と思われる。生理学的または病態生理学的代謝（癌など ）をより良く理解するためには、正確にグリコーゲンによって提供されるグルコース（及びATP）を定量化することが重要である。しかし、単独でグリコーゲン定量はグリコーゲン代謝を理解するのに十分ではなく、細胞中のグリコーゲンの分布を決定するために顕微鏡で結合されなければならない。 ntの &quot;&gt;これは、アッセイの精度及び再現性にもかかわらず、タンパク質含有量の小さな変化が、グリコーゲンの正規化値の大きな変動をもたらすことができることを指摘することは重要であり、また、蛍光の直線的増加ではあるもののグリコーゲン濃度、線形性が、信号が大幅に低下するため、高濃度に維持されていません。このように、我々は考慮に検量線の濃度を超えた蛍光値を取らないようにお勧めしておりますので二つの異なるサンプル容量を持つ2つの測定値を行ってお勧めします。でこの方法は、蛍光は細胞内のグリコーゲンを反射し、蛍光の減少によって相殺されない。

グリコーゲンは、多くの細胞型の細胞質中に存在するグルコース残基の多分岐ポリマーである。これは、細胞におけるエネルギー貯蔵の主要な形態の一つであり、グルコース代謝に重要な役割を果たしている。ほとんどの哺乳動物細胞は、急速に代謝ストレスの間に、解糖及びATP産生を促進するためにグルコースに分解することができ、店舗グリコーゲンを産生することができる。肝細胞は、それによって、身体へのグルコースの連続的な供給を提供し、血糖値を調節するために大量のグリコーゲンを産生する。対照的に、他の細胞（筋肉、赤血球など ）中のグリコーゲンの濃度が比較的低い。しかしながら、局所的に、これらの量は、細胞が急に栄養分を奪われた環境に曝露される短期的にエネルギーを提供するのに十分である。 グリコーゲン合成およびグリコーゲン分解は、すべての組織で同じ手順（ 図1）に従う。まず、グルコースグルコース輸送体（供給過剰）によって細胞に入り、急速ホスによるグルコース-1 - リン酸（G1P）へのグルコース-6 - リン酸（G6P）から変換された。 G1P次いで、UDP-グルコースに変更され、UDP-グルコースの炭素C1はグリコゲニン、グリコーゲンのアンカータンパク質のチロシン残基に結合している。この分子は、グリコーゲンプライマーと考え、グリコーゲン合成酵素を介した α（1→4）結合によって末端グルコースのUDP-グルコースの付加によって拡張されます。 11以上のグルコース残基の直鎖を形成する際に、最終的に、分枝酵素は、近くα（1→6）​​結合を介してチェーンの別のグルコースに6グルコース残基の最小によって構成され、端末オリゴ糖を転送します。このプロセスの繰り返しはターンごとに6.5グルコースを用いてらせんを形成分岐を含む大規模なフラクタル構造を提供します。グリコーゲンは協調作用によりグルコースに逆加水分解することができるα（1→6） ​​結合させ、枝やグリコーゲン分子のグルコースの最後の残基との間で結合されたα（1→4）グリコシドを加水分解し、グリコーゲンホスホリラーゼを加水分解する酵素を枝切りする。グリコーゲン分解と呼ばれるこの反応は、（ATP消費量を反映する）AMPのレベルを増加させることによって活性化され、グルコースおよびATP 2,3によって阻害される。 電子顕微鏡により、グリコーゲン分子は、多くの細胞型、直径15〜30ナノメートルのような遊離β粒子（またはグリコーゲン単粒子）に記載されている。例えば、肝細胞などの特定の細胞型において、β粒子は、80ナノメートルから200ナノメートル4の最大直径が変化するα粒子として知られている、ロゼットを形成するために複合体に組み立てることができる</SUP&gt;。これらのβ粒子はα粒子の大きなクラスターを形成するために結合されている方法は、まだ完全に解明されていない。いくつかの証拠は、β粒子は、共有結合5、水素結合によって、またはさらに、タンパク質-タンパク質相互作用6を介して結合することができることを証明する傾向がある。セルに格納されたグリコーゲンの量は、多くのパラメータに依存する：（I）グリコーゲン合成を開始するセル内グリコゲニンの量は、（II）タンパク質のリン酸化/脱リン酸化によって調節グリコーゲンシンターゼおよびホス活性;（III）濃度このような細胞による血管系およびグルコース取り込みからのグルコースの供給などのいくつかのパラメータに依存している細胞におけるグルコースの。グリコーゲン貯蔵緊密中間代謝物を介して、エネルギー代謝を調節するホルモンによって、および栄養感知シグナル伝達経路7で合成ホルモンのアロステリック調節によって調節される。 それがあることが重要ですよりよい全身および細胞レベルでのグリコーゲン代謝の重要性を理解するために、生物学的サンプル中のグリコーゲンを定量化することが可能。ここでは、グリコーゲンのためのin vitroアッセイでは、正確で再現性のある便利な生化学について説明します。この技術は、グリコーゲンの特異的加水分解の前後で定量化グルコース蛍光に基づいている。 他の方法は、細胞中のグリコーゲンのレベルを推定するために存在するが、それらのほとんどは、定量的ではない。細胞中のグリコーゲンの定量のために説明した第1の技術の一つは、8,9グリコーゲンへの[14 C] -グルコース取り込みの測定に基づいた。放射能の使用は、取り扱いが、このプロセスをより困難にするが、それはまた必要とする（これはグリコーゲンへと外側の枝に、分子のコア中のグルコース残基の分布を区別するのグルコース取り込み速度を提供するという利点を有している追加のβ-amylolySISおよびクロマトグラフィー工程）。別の技術は、より最近開発された、2 - NBDGの取り込みに基づいている（2 - {N-[7 - ニトロベンズ-2 - オキサ-1,3 - ジアゾール-4 - イル]アミノ} -2 - デオキシグルコース）グリコーゲン10への2 -デオキシグルコースの蛍光誘導体。測定された蛍​​光強度は、生成グリコーゲンの量を反映し、蛍光プレートリーダーで測定することができる。細胞内の蛍光の分布もまた、共焦点顕微鏡法によって評価することができる。 他の非定量技術の中で、過ヨウ素酸シッフ染色（PAS）は、おそらく最も一般的です。それは固定細胞、パラフィン組織切片または凍結中のグリコーゲンの検出のために使用することができる。この組織学的手法の色以外、特に多糖類、糖脂質、糖タンパク質、セルロース、紫中性ムチン。この試験の特異性は、特異的にグリコーゲンを消化するジアスターゼ、を有する固定された細胞又は組織切片の処理により増加させることができる。その後、グリコーゲンレベルは、質的に（炭水化物、グリコーゲン高分子を除い変性）加水分解されたサンプルに加水分解されていない試料（すべて炭水化物修飾高分子）を比較することによって推定することができる。グリコーゲンの生化学アッセイとは異なり、PAS染色および顕微鏡分析は、細胞のある部分に拡散又は濃縮することができる細胞中のグリコーゲンの分布に関する情報を提供する。 PAS染色は、異なる条件間グリコーゲン蓄積の差を推定するにもかかわらず、しかし、それは定量的ではない11。 モノクローナルマウス抗体は、もともと抗原がインビトロ 12 で細胞中のグリコーゲンと、精製されたグリコーゲンと反応することが示されているように、下顎の下顎頭軟骨を用いて製造。この抗体は、グリコーゲン関連の糖鎖を認識するように、PAS染色よりも具体的な方法で免疫組織化学によるグリコーゲンの検出に有用なツールです。 </p&gt; 電子顕微鏡法は、細胞およびグリコーゲン貯蔵の程度の評価におけるグリコーゲンの粒子の可視化を可能にする別の技術である。実際には、グリコーゲンβ粒子は電子密度の高い顆粒1として、電子顕微鏡で簡単に認識可能である。

<table><tbody><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;REAGENTS&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Invitrogen</td><td>31966.047</td><td></td></tr><tr><td>Glycogen Assay Kit</td><td>Abcam</td><td>ab65620</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;EQUIPMENT&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Fluorescence Spectrometer</td><td>PerkinElmer</td><td>LS 50B</td><td></td></tr></tbody></table>

biochemical titration of glycogen in vitro

グリコーゲンは、脊椎動物におけるグルコースの主なエネルギッシュなポリマーであり、全身の代謝にだけでなく、細胞の代謝に重要な役割を果たしている。グリコーゲンを検出するための多くの方法は、すでに存在しているが、わずか数は定量的である。ここでは、グルコアミラーゼによりグルコースにグリコーゲンの特異的分解に基づいているアブカムグリコーゲンアッセイキットを用いた方法について説明します。グルコースは、その後、特異的に蛍光を生成するOxiRedプローブと反応生成物に酸化される。滴定は、正確で高感度であり、細胞抽出物又は組織切片上で達成することができる。しかしながら、他の技術とは対照的に、細胞中のグリコーゲンの分布に関する情報を与えない。この技術の一例として、ここでは低酸素状態（1％O 2）に対する2つの細胞系におけるグリコーゲンの滴定、通常酸素下でインキュベートしたチャイニーズハムスター肺線維芽細胞をCCL39およびヒト結腸癌LS174（21％O 2）を表す。我々は、低酸素症がSIGあるという仮説を立てた細胞が1を生き残るためにグリコーゲンを合成して保存するための準備をNAL。

腫瘍細胞に対する腫瘍シグナルの酸素（低酸素）の低レベル生き残るように、その後の栄養枯渇を処理するためのエネルギーを蓄積する必要がある。グリコーゲンは、哺乳動物細胞中のグルコースの主なエネルギーのポリマーであるとして、我々は、低酸素状態におけるグリコーゲン貯蔵の調節を研究した。 表1、表2、および図3に示すように、細胞溶解物中のグリコーゲンの濃度の計算と標準化は、蛍光の生データに対して実行されなければならない。グリコーゲンのための生化学的ア ​​ッセイは、電子密度の高い凝集体（ 図2A）（図2B）粒子グリコーゲンたCCL39細胞の電子顕微鏡写真で観察することを確認した。低酸素状態でのグリコーゲンの蓄積は、転写因子低酸素誘導因子-1（HIF-1）（ 図3）、低酸素に対する細胞の適応に関与する主要な転写因子に依存している。最後に、我々は様々な癌で実証し、記憶されたグリコーゲンは急速未満で6時間（ 図4A）細胞によって代謝され、グリコーゲンの使用は、グルコース飢餓（ 図4B）1の条件下で細胞死に対して保護することができる非癌細胞株。 表1。 <table border="1" fo:content-width="5in" ><tbody><tr><td></td><td> Gluの。 （μgの） </td><td> 0 </td><td> 0.04 </td><td> 0.08 </td><td> 0.12 </td><td> 0.16 </td><td> 0.2 </td></tr><tr><td> RAWデータ蛍光（RDF） </td><td> フルオ。 </td><td> 60 </td><td> 88.8 </td><td> 106.7 </td><td> 121.8 </td><td> 148 </td><td> 172.1 </td></tr><tr><td> RDF -バックグラウンド（標準曲線における0μgのための蛍光） </td><td> 訂正 </td><td> 0 </td><td> &lt;強い&gt; 28.8 </td><td> 46.7 </td><td> 61.8 </td><td> 88 </td><td> 112.1 </td></tr><tr><td colspan="8"><img alt="グラフ1" src="/files/ftp_upload/50465/50465graph.jpg" /></td></tr><tr><td></td><td> RAWデータのFluo。 （RDF） </td><td> RDF -バックグラウンド </td><td> （* 1000年補正）/スロープ標準曲線 </td><td> グリコーゲンを滴定するために使用される試料の体積 </td><td> 生データタンパク質concen-tration </td><td> γ*ボリュームのサンプル </td><td> グルコース濃度（ng）/タンパク質合計 </td></tr><tr><td> 総グルコース濃度1 </td><td> フルオ。 </td><td> 訂正 </td><td> グルコース（NG） </td><td> ボリュームのサンプル </td><td><eM&gt;γ（μgの/μL） </td><td> タンパク質の合計 </td><td> グルコース（NG /μgのPrを。） </td></tr><tr><td>サンプル1（CCL39-NX 1） </td><td> 65.8 </td><td> 5.8 </td><td> 10.5 </td><td> 20 </td><td> 0.07 </td><td> 1.4 </td><td> 7.5 </td></tr><tr><td>サンプル2（CCL39-NX 2） </td><td> 64.1 </td><td> 4.1 </td><td> 7.4 </td><td> 20 </td><td> 0.11 </td><td> 2.2 </td><td> 3.4 </td></tr><tr><td>サンプル3（CCL 39センチ48時間1） </td><td> 177.3 </td><td> 117.3 </td><td> 211.5 </td><td> 4 </td><td> 0.22 </td><td> 0.88 </td><td> 240.3 </td></tr></tbody></table> 表1.5。 <table border="1" fo:content-width="5in" ><tbody><tr><td>サンプル4（CCL 39センチ48 2） </td><td>174.2 </td><td> 114.2 </td><td> 205.9 </td><td> 4 </td><td> 0.24 </td><td> 0.96 </td><td> 214.5 </td></tr><tr><td>サンプル5（CCL 39センチ72時間1） </td><td> 164.7 </td><td> 104.7 </td><td> 188.8 </td><td> 2 </td><td> 0.22 </td><td> 0.44 </td><td> 429.1 </td></tr><tr><td>サンプル6（CCL 39 HX 72時間2） </td><td> 174.7 </td><td> 114.7 </td><td> 206.8 </td><td> 2 </td><td> 0.24 </td><td> 0.48 </td><td> 430.9 </td></tr><tr><td></td><td> RAWデータのFluo。 （RDF） </td><td> RDF -バックグラウンド </td><td> （* 1000年補正）/スロープ標準曲線 </td><td> グリコーゲンを滴定するために使用される試料の体積 </td><td> 生データタンパク質concen-tration </td><td> γ*ボリュームのサンプル </td><td> グルコース（NG）/タンパク質合計</td></tr><tr><td> 総グルコース濃度2 </td><td> フルオ。 </td><td> 訂正 </td><td> グルコース（NG） </td><td> ボリュームのサンプル </td><td> γ（μgの/μL） </td><td> タンパク質の合計 </td><td> グルコース（NG /μgのPrを。） </td></tr><tr><td>サンプル1（CCL39-NX 1） </td><td> 63 </td><td> 3 </td><td> 5.4 </td><td> 10 </td><td> 0.07 </td><td> 0.7 </td><td> 7.7 </td></tr><tr><td>サンプル2（CCL39-NX 2） </td><td> 61.2 </td><td> 1.2 </td><td> 2.2 </td><td> 10 </td><td> 0.11 </td><td> 1.1 </td><td> 2.0 </td></tr><tr><td>サンプル3（CCL 39センチ48時間1） </td><td> 121.6 </td><td> 61.6 </td><td> 111.1 </td><td> 2</td><td> 0.22 </td><td> 0.44 </td><td> 252.4 </td></tr><tr><td>サンプル4（CCL 39 HX 48時間2） </td><td> 111.9 </td><td> 51.9 </td><td> 93.6 </td><td> 2 </td><td> 0.24 </td><td> 0.48 </td><td> 195.0 </td></tr><tr><td>サンプル5（CCL 39センチ72時間1） </td><td> 110.3 </td><td> 50.3 </td><td> 90.7 </td><td> 1 </td><td> 0.22 </td><td> 0.22 </td><td> 412.3 </td></tr><tr><td>サンプル6（CCL 39 HX 72時間2） </td><td> 117.8 </td><td> 57.8 </td><td> 104.2 </td><td> 1 </td><td> 0.24 </td><td> 0.24 </td><td> 434.3 </td></tr></tbody></table> 表2。 <table border="1" fo:keep-together.within-page="always"><tbody><tr><td> 遊離グルコース </td><td> フルオ。 </td><td> correc-のTiON </st栄&gt; </td><td> グルコース（NG） </td><td> ボリュームのサンプル </td><td> γ（μgの/μL） </td><td> タンパク質の合計 </td><td> グルコース（NG /μgのPrを。） </td><td> 負の値は0と見なされます </td></tr><tr><td>サンプル1（CCL39-NX 1） </td><td> 60.2 </td><td> 0.2 </td><td> 0.4 </td><td> 15 </td><td> 0.07 </td><td> 1.05 </td><td> 0.3 </td><td> 0.3 </td></tr><tr><td>サンプル2（CCL39-NX 2） </td><td> 55.3 </td><td> -4.7 </td><td> -8.5 </td><td> 15 </td><td> 0.11 </td><td> 1.65 </td><td> -5.1 </td><td> 0 </td></tr><tr><td>サンプル3（CCL 39センチ48時間1） </td><td> 56.5 </td><td> -3.5 </td><td> -6.3 </td><td> 15 </td><td> 0.22 </td><td> 3.3 </td><td> -1.9 </td><td> 0 </TD&gt; </tr><tr><td>サンプル4（CCL 39 HX 48時間2） </td><td> 56.7 </td><td> -3.3 </td><td> -6.0 </td><td> 15 </td><td> 0.24 </td><td> 3.6 </td><td> -1.7 </td><td> 0 </td></tr><tr><td>サンプル5（CCL 39センチ72時間1） </td><td> 57.5 </td><td> -2.5 </td><td> -4.5 </td><td> 15 </td><td> 0.22 </td><td> 3.3 </td><td> -1.4 </td><td> 0 </td></tr><tr><td>サンプル6（CCL 39 HX 72時間2） </td><td> 56.9 </td><td> -3.1 </td><td> -5.6 </td><td> 15 </td><td> 0.24 </td><td> 3.6 </td><td> -1.6 </td><td> 0 </td></tr></tbody></table> 表3。 <table border="1" fo:keep-together.within-page="always"><tbody><tr><td></td><td> 全グルコースconcen-tration 1 </td><td> 全グルコースconcen-tration 2 </td><td> 全グルコースconcen-tRatioをn個の平均</td><td> 遊離グルコースconcen-tration </td><td> グリコーゲン（NG /μgでのPr。）（平均総グルコース-遊離グルコース） </td><td> （デュプリケートケイツの間）の平均グリコーゲン </td><td> 標準エラー </td></tr><tr><td>サンプル1（CCL39-NX 1） </td><td> 7.5 </td><td> 7.7 </td><td> 7.6 </td><td> 0.3 </td><td> 7.3 </td><td rowspan="2"> 5.0 </td><td rowspan="2"> 3.3 </td></tr><tr><td>サンプル2（CCL39-NX 2） </td><td> 3.4 </td><td> 2.0 </td><td> 2.7 </td><td> 0.0 </td><td> 2.7 </td></tr><tr><td>サンプル3（CCL 39センチ48時間1） </td><td> 240.3 </td><td> 252.4 </td><td> 246.4 </td><td> 0.0 </td><td> 246.4 </td><td rowspan="2"> 225.6 </td><td rowspan="2"> 29.5 </td></tr><tr><td>サムPLE 4（CCL 39 HX 48時間2） </td><td> 214.5 </td><td> 195.0 </td><td> 204.7 </td><td> 0.0 </td><td> 204.7 </td></tr><tr><td>サンプル5（CCL 39センチ72時間1） </td><td> 429.1 </td><td> 412.3 </td><td> 420.7 </td><td> 0.0 </td><td> 420.7 </td><td rowspan="2"> 426.6 </td><td rowspan="2"> 8.4 </td></tr><tr><td>サンプル6（CCL 39 HX 72時間2） </td><td> 430.9 </td><td> 434.3 </td><td> 432.6 </td><td> 0.0 </td><td> 432.6 </td></tr></tbody></table> 表1、表2、表3。 48時間または72時間のための代表的な計算とCCL39細胞のグリコーゲン含有量の正規化蛍光行件のデータから。グリコーゲンは、酸素正常状態でのインキュベーション後にCCL39で滴定した（NX）または低酸素の1％のO 2（HX）。グリコーゲンの測定は、各条件について二重に行われている。の上部<st栄&gt;表1（表、トップページの図）は、計算し、標準曲線の表現が含まれています。 表1の中段には、蛍光データから（サンプルの2つの異なるボリュームから）フリーグルコース濃度と総グルコース濃度を計算し、正規化する方法を示しています。 表1の底部は、総グルコース濃度及び遊離グルコース濃度からグリコーゲン濃度を計算する方法を示している。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/50465/50465fig1.jpg" /> 図1。グリコーゲン代謝：グリコーゲンの合成と分解の概要グルコースは、ヘキソキナーゼ1および2（香港）によるグルコース-6 -リン酸への変換のためのグルコーストランスポーター（供給過剰）を介して細胞質に入る。グルコース-6 - リン酸（G6P）は、解糖、ペントースリン酸経路およびグリコーゲン合成の間の接合部にある。ホスホ（PGM）はその後、グルコース-1 - リン酸urydylyltransferase（UGP）によってUDP-グルコースに変換され、グルコース-1 - リン酸（G1P）へG6Pの変換を触媒するグリコーゲン合成の最初の酵素である。 UDP-グルコースは、グリコゲニンから構成される足場分子および分枝酵素（BE）によって結合グルコース残基を長くするグリコーゲン合成酵素（GS）によって使用される。グリコーゲン合成酵素および分枝酵素は、グリコーゲンの形成に協力し、また、グリコーゲン合成と呼ばれる。グリコーゲンホスホリラーゼ（GP）と枝切り酵素（DBE） を介して G1Pにグリコーゲンを加水分解して逆のプロセスはグリコーゲンと呼ばれています。 3から適応。 <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/50465/50465fig2.jpg" /> 図2。非癌細胞および癌細胞における低酸素中のグリコーゲンの蓄積、（A）酸素正常状態におけるCCL39の電子micrografts（Nxの）（左パネル）および低酸素1％O 2（1％のHx60; 96時間）（右パネル）。矢印は、グリコーゲン粒子の凝集体を意味する。 CCL39におけるグリコーゲンの量（黒棒）及び25 48、72および96時間酸素正常状態（Nxの）または低酸素1％O 2（Hxの1％）中で増殖させLS174（白色バー）細胞の（B）の定量のグルコース含有培地。 <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/50465/50465fig3.jpg" /> 図3。低酸素状態でのグリコーゲンの蓄積は、HIF-1に依存している。LS174 pTerHIF-1α中のグリコーゲン量の定量化。これらの細胞は、テトラサイクリンの状態で、HIF-1αに対するshRNAを発現する誘導性クローンである。テトラサイクリン（テト）または下（+）（ - ）存在しない場合に-細胞が（NX）（白色の棒）または低酸素0.1％のO 2（黒棒Hxの0.1％）酸素正常に成長した。 <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/50465/50465fig4.jpg" /> 図4。グリコーゲンのStoraGEは細胞死から保護します。 （A）、CCL39（■）、LS174（▲）、MCF-7（●）、およびMDA-MB231（x）の細胞を6、96時間、1％O 2低酸素状態に供し、グルコースを含まない培地中で培養した時間。グリコーゲン濃度は、単にグルコースの除去前に測定し、100％に相当した。グリコーゲンは、その後3,1で測定し、そして6時間した。結果は、少なくとも3つの別々の実験の代表である。 （B）CCL39細胞における細胞死の測定。細胞死を測定する前に96時間インキュベート - （記憶）または低酸素（+ストレージ）と24時間低酸素状態でのグルコースを含まない培地中でインキュベートした細胞は、酸素正常状態のいずれかに供した。

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Biochemical Titration of Glycogen In vitro

ここでは、in vitroでのグリコーゲンの滴定のために、正確で再現性のある便利な生化学的方法を記載する。この手法は、アブカムグリコーゲンアッセイキットを使用し、蛍光により滴定グルコースとグルコースへのグリコーゲンの連続加水分解に基づく。

グリコーゲンの生化学的滴定<em&gt;インビトロ</em

Glycogen is the main energetic polymer of glucose in vertebrate animals and plays a crucial role in whole body metabolism as well as in cellular ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

Biochemical Titration of Glycogen In vitro

28.3K ビュー.  University of Nice - Sophia Antipolis. ここでは、in vitroでのグリコーゲンの滴定のために、正確で再現性のある便利な生化学的方法を記載する。この手法は、アブカムグリコーゲンアッセイキットを使用し、蛍光により滴定グルコースとグルコースへのグリコーゲンの連続加水分解に基づく。 

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Determination of the Glycogen Content in Cyanobacteria

Cyanobacteria accumulate glycogen as a major intracellular carbon and energy storage&#160;during photosynthesis. Recent developments in research have highlighted complex mechanisms of glycogen metabolism, including the diel cycle of biosynthesis and catabolism, redox regulation, and the involvement of non-coding RNA. At the same time, efforts are being made to redirect carbon from glycogen to desirable products in genetically engineered cyanobacteria to enhance product yields. Several methods are used to determine the glycogen contents in cyanobacteria, with variable accuracies and technical complexities. Here, we provide a detailed protocol for the reliable determination of the glycogen content in cyanobacteria that can be performed in a standard life science laboratory. The protocol entails the selective precipitation of glycogen from the cell lysate and the enzymatic depolymerization of glycogen to generate glucose monomers, which are detected by a glucose oxidase-peroxidase (GOD-POD) enzyme coupled assay. The method has been applied to Synechocystis sp. PCC 6803 and Synechococcus sp. PCC 7002, two model cyanobacterial species that are widely used in metabolic engineering. Moreover, the method successfully showed differences in the glycogen contents between the wildtype and mutants defective in regulatory elements or glycogen biosynthetic genes.

Here, we present a reliable and easy assay to measure the glycogen content in cyanobacterial cells. The procedure entails precipitation, selectable depolymerization, and the detection of glucose residues. This method is suitable for both wildtype and genetically engineered strains and can facilitate the metabolic engineering of cyanobacteria.

シアノバクテリアにおけるグリコーゲン含有量の測定

Cyanobacteria accumulate glycogen as a major intracellular carbon and energy storage&#160;during photosynthesis. Recent developments in research have ...

生化学

Titration of Human Coronaviruses Using an Immunoperoxidase Assay

Determination of infectious viral titers is a basic and essential experimental approach for virologists. Classical plaque assays cannot be used for viruses that do not cause significant cytopathic effects, which is the case for prototype strains 229E and OC43 of human coronavirus (HCoV). Therefore, an alternative indirect immunoperoxidase assay (IPA) was developed for the detection and titration of these viruses and is described herein. Susceptible cells are inoculated with serial logarithmic dilutions of virus-containing samples in a 96-well plate format. After viral growth, viral detection by IPA yields the infectious virus titer, expressed as 'Tissue Culture Infectious Dose 50 percent' (TCID50). This represents the dilution of a virus-containing sample at which half of a series of laboratory wells contain infectious replicating virus. This technique provides a reliable method for the titration of HCoV-229E and HCoV-OC43 in biological samples such as cells, tissues and fluids. This article is based on work first reported in Methods in Molecular Biology (2008) volume 454, pages 93-102.

In this video, we demonstrate an alternative method for detection and titering of viruses using an enzymatic antigen detection technique known as an immunoperoxidase assay. Here, we will show you how to collect your viral samples, prepare the cells for testing, and finally the immunoperoxidase assay using serial dilutions to determine the viral titer.

免疫ペルオキシダーゼアッセイを用いたヒトコロナウイルスの滴定

Determination of infectious viral titers is a basic and essential experimental approach for virologists. Classical plaque assays cannot be used for ...

生物学

Detecting Glycogen in Peripheral Blood Mononuclear Cells with Periodic Acid Schiff Staining

Periodic acid Schiff (PAS) staining is an immunohistochemical technique used on muscle biopsies and as a diagnostic tool for blood samples. Polysaccharides such as glycogen, glycoproteins, and glycolipids stain bright magenta making it easy to enumerate positive and negative cells within the tissue. In muscle cells PAS staining is used to determine the glycogen content in different types of muscle cells, while in blood cell samples PAS staining has been explored as a diagnostic tool for a variety of conditions. Blood contains a proportion of white blood cells that belong to the immune system. The notion that cells of the immune system possess glycogen and use it as an energy source has not been widely explored. Here, we describe an adapted version of the PAS staining protocol that can be applied on peripheral blood mononuclear immune cells from human venous blood. Small cells with PAS-positive granules and larger cells with diffuse PAS staining were observed. Treatment of samples with amylase abrogates these patterns confirming the specificity of the stain. An alternate technique based on enzymatic digestion confirmed the presence and amount of glycogen in the samples. This protocol is useful for hematologists or immunologists studying polysaccharide content in blood-derived lymphocytes.

Periodic acid Schiff staining is a technique that visualizes the polysaccharide content of tissues. This article demonstrates periodic acid Schiff staining protocol adapted for use on peripheral blood mononuclear cells purified from human venous blood. Such samples are enriched for lymphocytes and other white blood cells of the immune system.

過ヨウ素酸シッフ染色で末梢血単核細胞中のグリコーゲンの検出

Periodic acid Schiff (PAS) staining is an immunohistochemical technique used on muscle biopsies and as a diagnostic tool for blood samples. ...

免疫・感染学

Spectrophotometric Methods for the Study of Eukaryotic Glycogen Metabolism

Glycogen is synthesized as a storage form of glucose by a wide array of organisms, ranging from bacteria to animals. The molecule comprises linear chains of &#945;1,4-linked glucose residues with branches introduced through the addition of &#945;1,6-linkages. Understanding how the synthesis and degradation of glycogen are regulated and how glycogen attains its characteristic branched structure requires the study of the enzymes of glycogen storage. However, the methods most commonly used to study these enzyme activities typically employ reagents or techniques that are not available to all investigators. Here, we discuss a battery of procedures that are technically simple, cost-effective, and yet still capable of providing valuable insight into the control of glycogen storage. The techniques require access to a spectrophotometer, operating in the range of 330 to 800 nm, and are described assuming that the users will employ disposable, plastic cuvettes. However, the procedures are readily scalable and can be modified for use in a microplate reader, allowing highly parallel analysis.

Techniques to measure the activity of key enzymes of glycogen metabolism are presented, using a simple spectrophotometer operating in the visible range.

真核生物グリコーゲン代謝研究のための吸光光度法

Glycogen is synthesized as a storage form of glucose by a wide array of organisms, ranging from bacteria to animals. The molecule comprises linear chains ...

The Extraction of Liver Glycogen Molecules for Glycogen Structure Determination

Liver glycogen is a hyperbranched glucose polymer that is involved in the maintenance of blood sugar levels in animals. The properties of glycogen are influenced by its structure. Hence, a suitable extraction method that isolates representative samples of glycogen is crucial to the study of this macromolecule. Compared to other extraction methods, a method that employs a sucrose density gradient centrifugation step can minimize molecular damage. Based on this method, a recent publication describes how the density of the sucrose solution used during centrifugation was varied (30%, 50%, 72.5%) to find the most suitable concentration to extract glycogen particles of a wide variety of sizes, limiting the loss of smaller particles. A 10 min boiling step was introduced to test its ability to denature glycogen degrading enzymes, thus preserving glycogen. The lowest sucrose concentration (30%) and the addition of the boiling step were shown to extract the most representative samples of glycogen.

An optimal sucrose concentration was determined for the extraction of liver glycogen using sucrose density gradient centrifugation. The addition of a 10 min boiling step to inhibit glycogen-degrading enzymes proved beneficial.

グリコーゲン構造決定のための肝臓グリコーゲン分子の抽出

Liver glycogen is a hyperbranched glucose polymer that is involved in the maintenance of blood sugar levels in animals. The properties of glycogen are ...

Quantification of Subcellular Glycogen Distribution in Skeletal Muscle Fibers using Transmission Electron Microscopy

With the use of transmission electron microscopy, high-resolution images of fixed samples containing individual muscle fibers can be obtained. This enables quantifications of ultrastructural aspects such as volume fractions, surface area to volume ratios, morphometry, and physical contact sites of different subcellular structures. In the 1970s, a protocol for enhanced staining of glycogen in cells was developed and paved the way for a string of studies on the subcellular localization of glycogen and glycogen particle size using transmission electron microscopy. While most analyses interpret glycogen as if it is homogeneously distributed within the muscle fibers, providing only a single value (e.g., an average concentration), transmission electron microscopy has revealed that glycogen is stored as discrete glycogen particles located in distinct subcellular compartments. Here, the step-by-step protocol from tissue collection to the quantitative determination of the volume fraction and particle diameter of glycogen in the distinct subcellular compartments of individual skeletal muscle fibers is described. Considerations on how to 1) collect and stain tissue specimens, 2) perform image analyses and data handling, 3) evaluate the precision of estimates, 4) discriminate between muscle fiber types, and 5) methodological pitfalls and limitations are included.

A modified post-fixation procedure increases the contrast of glycogen particles in tissue. This paper provides a step-by-step protocol describing how to handle the tissue, conduct the imaging, and use stereological methods to obtain unbiased and quantitative data on fiber type-specific subcellular glycogen distribution in skeletal muscle.

透過型電子顕微鏡による骨格筋線維の細胞内グリコーゲン分布の定量化

With the use of transmission electron microscopy, high-resolution images of fixed samples containing individual muscle fibers can be obtained. This ...

Glucose Uptake Measurement and Response to Insulin Stimulation in In Vitro Cultured Human Primary Myotubes

Skeletal muscle is the largest glucose deposit in mammals and largely contributes to glucose homeostasis. Assessment of insulin sensitivity of muscle cells is of major relevance for all studies dedicated to exploring muscle glucose metabolism and characterizing metabolic alterations. In muscle cells, glucose transporter type 4 (GLUT4) proteins translocate to the plasma membrane in response to insulin, thus allowing massive entry of glucose into the cell. The ability of muscle cells to respond to insulin by increasing the rate of glucose uptake is one of the standard readouts to quantify muscle cell sensitivity to insulin. Human primary myotubes are a suitable in vitro model, as the cells maintain many features of the donor phenotype, including insulin sensitivity. This in vitro model is also suitable for the test of any compounds that could impact insulin responsiveness. Measurements of the glucose uptake rate in differentiated myotubes reflect insulin sensitivity.
In this method, human primary muscle cells are cultured in vitro to obtain differentiated myotubes, and glucose uptake rates with and without insulin stimulation are measured. We provide a detailed protocol to quantify passive and active glucose transport rates using radiolabeled [3H] 2-deoxy-D-Glucose ([3H]2dG). Calculation methods are provided to quantify active basal and insulin-stimulated rates, as well as stimulation fold.

Glucose Uptake Measurement and Response to Insulin Stimulation in In Vitro Cultured Human Primary Myotubes

In this method, human primary muscle cells are cultured in vitro to obtain differentiated myotubes and glucose uptake rates are measured. We provide a detailed protocol to quantify rates in basal and insulin-stimulated states using radiolabeled [3H] 2-deoxy-D-Glucose.

インスリン刺激に対するグルコース取り込み測定と応答<em&gt;インビトロ</em&gt;培養ヒト初代筋管

Skeletal muscle is the largest glucose deposit in mammals and largely contributes to glucose homeostasis. Assessment of insulin sensitivity of muscle ...

A Non-Degradative Extraction Method for Molecular Structure Characterization of Bacterial Glycogen Particles

Currently, there exist a variety of glycogen extraction methods, which either damage glycogen spatial structure or only partially extract glycogen, leading to the biased characterization of glycogen fine molecular structure. To understand the dynamic changes of glycogen structures and the versatile functions of glycogen particles in bacteria, it is essential to isolate glycogen with minimal degradation. In this study, a mild glycogen isolation method is demonstrated by using cold-water (CW) precipitation via sugar density gradient ultra-centrifugation (SDGU-CW). The traditional trichloroacetic acid (TCA) method and potassium hydroxide (KOH) method were also performed for comparison. A commonly used lab strain, Escherichia coli BL21(DE3), was used as a model organism in this study for demonstration purposes. After extracting glycogen particles using different methods, their structures were analyzed and compared through size exclusion chromatography (SEC) for particle size distribution and fluorophore-assisted capillary electrophoresis (FACE) for linear chain length distributions. The analysis confirmed that glycogen extracted via SDGU-CW had minimal degradation.

Bacterial glycogen structure is greatly impacted by extraction methods which may result in molecular degradation and/or biased sampling. It is essential to develop methods to minimize these problems. Here, four extraction methods have been compared using size distribution and chain length distribution as key criteria for minimizing extraction artifacts.

Currently, there exist a variety of glycogen extraction methods, which either damage glycogen spatial structure or only partially extract glycogen, ...

Spectrophotometric Assay to Determine Glycogen Synthase Activity

To start with the determination of glycogen synthase activity, thaw the previously prepared stock solutions of UDP-glucose, ATP, phosphoenolpyruvate, and NDP kinase on ice. Preheat a water bath to 30 degrees Celsius.
When the stock solutions are ready, prepare sufficient assay mixture according to the number of glycogen synthase assays, by adding the reagents to a 15-milliliter tube, as described in the text protocol.
Prepare a blank reaction by replacing the NADH from the reaction mixture with the water, and transfer the reaction to a disposable methacrylate cuvette. Use the blank reaction to set &#39;Zero&#39; on the spectrophotometer at the wavelength of 340 nanometers.
Take one 770 microliters aliquot of the reaction mixture in a 1.5-milliliter tube, and sequentially add 2 microliters each, of NDP kinase and pyruvate kinase/lactate dehydrogenase mixture to the tube.
After mixing gently, incubate the tube at 30 degrees Celsius in the water bath, for 3 minutes to prewarm the reaction mixture. Then, add 30 microliters of the sample containing glycogen synthase, in 20 millimolar Tris buffer at pH 7.8, and mix gently before transferring the reaction mixture to a disposable methacrylate cuvette.
Place the cuvette into the spectrophotometer, and record the absorbance at 340 nanometers at timed intervals for 10 to 20 minutes. Then, plot the absorbances obtained against the time.

グリコーゲン合成酵素活性を測定するための分光光度法アッセイ

JoVE Encyclopedia of Experiments

生物学的手法

アッセイ技術

生化学的アッセイ

EoE Sub Articles

Glycogen Branching Assay to Measure the Degree of Glycogen Branching

To determine the glycogen branching, combine 650 microliters of iodine/calcium chloride color reagent stock with 100 microliters of water in a 1.5-milliliter tube, and mix the solution thoroughly before transferring to a disposable methacrylate cuvette. Place the cuvette in the spectrophotometer to conduct a run in a wavelength-scanning mode for collecting the background spectrum from 330 to 800 nanometers.
In a separate 1.5-milliliter tube, combine 650 microliters of the working iodine/calcium chloride color reagent with 50 micrograms of the oyster glycogen, and make up the final volume to 750 microliters with water. After blending the mixture thoroughly, transfer the solution to a disposable methacrylate cuvette to collect an absorption spectrum from 330 to 800 nanometers.
Similarly, obtain an absorption spectrum with 50 micrograms of amylopectin and 30 micrograms of amylose as described before.
To obtain an indication of the branched structure of an uncharacterized glycogen sample, combine 25 to 50 micrograms of the glycogen with 650 microliters of the working iodine/calcium chloride color reagent, and proceed as explained earlier to acquire the absorption spectrum.

グリコーゲンの生化学的滴定

要約

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