著者は感謝したいと思います：さんアレクシアサンダースさんとミシェルMcPhedran実験支援のため、電極製造のため氏ヘレン風水;博士ペニーアレンおよび外科支援のため博士ジョナサン·ヨー、ロイヤルビクトリア朝の瞳と耳の病院の生物のスタッフ原稿の草案フォームで批判的なコメントのために博士とブライオニーNayagam氏とロナルド·レオン、動物のケアのための研究センター、一般的なガイダンスのために全体の教授ロブシェパード。 この作品は、バイオニクス研究所、セント·ビンセント病院、メルボルンで行われた。資金は、バイオニックビジョンオーストラリア（BVA）にバイオニックビジョン科学技術助成金で、その特別研究イニシアティブを通じてイアンポッター財団、ジョン·T·リード慈善信託、およびオーストラリアの研究評議会によって提供されていました。バイオニクス研究所は、その運用インフラストラクチャ·サポート·プログラムを通じてビクトリア州政府から受ける支援を認めるものです。

1。摘出とポスト固定このプロトコルは、被写体が脈絡膜上電極アレイと一方的に移植されていることを前提としています。 <ol><li>ガラスショットボトルにpostfixのソリューションを準備します。 <ol class="lalpha"><li>ダビッドソンの固定液、2倍の100ミリリットル<ul><li>ホルマリン2ミリリットル（37％ホルムアルデヒド） </li><li> 10ミリリットルの氷酢酸（99.7％） </li><li> 35ミリリットルのエタノール（98％） </li><li> 53ミリリットルの蒸留水</li></ul></li><li> 50％エタノール100mlの2倍</li><li> 70％エタノール100mlの2倍</li></ol></li><li> Transcardially暖かいと件名を灌流（37℃）が続いてヘパリン化生理食塩水、冷（4℃）中性（10％）緩衝ホルマリン。 </li><li>両眼の優れた縁（または脈絡膜上の配列から離れた場所）で縫合糸を結ぶ - 直筋に沿って、ランドマークとして機能する。 </li><li>摘出目、移植眼から任意の外部リードを維持。 </li><li> EACを置きHダビッドソンの固定液100ml中の目とは、室温でポストに固定するままにしておきます。 </li><li> 18後 - 70％エタノール（室温）に最終的にその後、8時間 - ダビッドソンの固定液で36時間、6、50％エタノール（室温）に転送。 </li><li> 4でサンプルを冷蔵解剖まで°Cとストア。 </li></ol>そのまま加アイ地球儀に悪影響られた組織像に影響を与えずに、3ヶ月までのため、このように格納されている。 2。同定と組織マッピング上記固定プロトコール（ステップ1）は強膜の半透明をレンダリングしており、配列は現在表示されている-個々の電極部位（ 図3）を含む。 <ol><li>エタノールから注入された地球を取り外し、慎重に結膜およびテノン嚢を含む過剰組織を離れてトリミングします。 3ミリメートルの長さ（ 図3A） - 2〜視神経をトリミング。 </li><li>組織学的染料マールキンを使用グラム方式では、染料が汚れないように注意して、事前定義されたカラーコードを電極にラベルを付ける。 </li></ol><ul><li>我々は専門的な組織学的色素（付録参照）市販のスイートを選びました。染料の少量を慎重に組織に細かい先端ペイントブラシ（Roymacサイズ00）を適用し、最大5分のために空気乾燥させた。 </li><li>他のアクティブ電極のための赤、、大径のリターン電極は黄色、（あった）であった活性電極（S）のための緑は、試験期間のため、閾値上レベルで、最大限に刺激され、：私たちの目的のために、我々は選択した追加のガイドおよび/ ​​または解剖学的距離のマーキング（ 図3Bおよび3C）のための青。 </li><li>いくつかの試行錯誤がその後の工程を通じて安定な染料を見つけるために必要とされてもよい。たとえば、 図4には、緑色色素は赤色染料よりも弾力性であったことが分かる。 70％エタノールで染料を希釈すると、脂質penetを向上させることができます配給および組織コーティング。 </li><li>これは、今後の参考のために染めた地球をスケッチしたり、撮影するのに便利です。 </li></ul><ol start="3"><li>染料を脱水するために70％エタノールに戻ります。 </li><li>注入されていないコントロールの地球のためにステップ2.1を繰り返します。 </li><li>ステップ1.3から縫合糸を使用して、ミラーリングされたペアとしてコントロール眼と移植の目の位置を合わせます。 </li><li>インプラントが移植目（NBステップ2.2から半透明の強膜と染料マーキング移植配列位置の準備が可視化を可能に配置されているような制御目にミラー化された場所にシリコーンテンプレート（電極アレイと同じ大きさの）を置き）。 </li><li>各移植電極部位が解剖学的に同等（ つまりミラーは等価一致）位置の制御のペアを持っているので、制御の目のためのステップ2.2および2.3を実行してください。 </li></ol> 3。解剖と埋め込み<ol><li>眼からインプラント·アレイを削除して、目の前を削除（角膜、虹彩及びレンズを含む。）残りのアイカップ（房）から硝子体液を削除します。 </li><li>複数の代表的なストリップ（〜厚さ2mm）染料マーク領域（ 図3D）のサブセットを含むそれぞれに注入目を解剖。ストリップの配向は、インプラント7に組織応答の様々な側面を評価するのに役立つように選択されるべきであることに留意されたい。 </li></ol>それは染料の領域は各ストリップとその相対的な位置（と色）上に存在するの記録を作るために、今後の参考のために、便利です。 <ol start="3"><li>最初下向き（ 図3E）に面しカットする側と- ;液化寒天の浅いプール（90℃80 4％）にその側にストリップを置きます。 </li><li>かつて寒天は発泡スチロール（ 図3F）でサポートされている組織カセットにサンプルと場所の周りカットし、設定している。 </li><li>制御目について、手順3.1から3.3を繰り返し - 鐸をINGは介護ミラーマッチしたストリップを解剖する。 </li><li>標準（一晩自動）パラフィン加工技術を介してすべてのカセットを処理します。 </li><li>最初下向きにカットされる側にパラフィンで処理された組織を埋め込む。 </li></ol> 4。切断および染色<ol><li>ステップ2と3からノートを定期的に参照して5μmのセクションにパラフィンブロックをカットします。 </li><li>染め領域のそれぞれからのセクションを収集し、スライド上にマウントします。 </li></ol>強膜の各染めスポットに隣接する領域は、今では、配列内の対応する電極（ 図4）に最も接近していたことを自信を持って評価することができる。 <ol start="3"><li>汚したり、必要に応じて免疫を行う。 図5に示す例では、汚れや免疫組織化学は、以下のとおりです。H &amp;E;ルクソールファストブルー（LFB）、クレシルバイオレット、マッソン三重青、過ヨウ素酸シッフ（PAS）;パールズ&#39;プルシアンブルーSTAで、反グルタミン合成酵素（GS）、抗神経フィラメントタンパク質（NF）、抗グリア線維性酸性タンパク質（GFAP）および4 &#39;、6 - ジアミジノ-2 - フェニルインドール（DAPI）。 </li><li>標準および特殊な汚れが詳述されるように行った： <ol><li> H＆E染色は、ライカmultistainer浴アレイST5020（ライカ）によって提供されたプロトコールに従って行った。 </li><li> LFBとクレシルバイオレット（11から変更）： <ol><li>キシレンの3変化（3×2分間）およびエタノール2変化脱ろう（100％、100％）（2×1分）及び（45秒）水道水ですすぐ。 </li><li> 95％エタノールに水和物のセクション。 </li><li> 37℃でLFBソリューション11プレース- 42°C（一晩）。 </li><li>過剰70％エタノールで染色洗い流してください。 </li><li>蒸留水ですすいでください。 </li><li>希薄な炭酸リチウムでプレイス（8％）（数秒）。 </li><li> 70％エタノール（数秒）で分化。 </li><li>蒸留水ですすいでください。 </li><li>必要に応じてBまでは、4.4.2.8に4.4.2.6手順を繰り返しackgroundは無色である。 </li><li> 37°C（10分）で、クレシルバイオレット酢酸作業溶液中の場所。 </li><li>水洗いしないでください。 </li><li>無水アルコールの3変化（1×30秒、2倍の20秒）で脱水し、キシレンの3変化（1×1分30秒、2倍の1分）。 </li><li> DPXとマウントとカバースリップ。 </li></ol></li><li>マッソントリクロームブルー（11から変更）： <ol><li> 4.4.2.1に従って脱ワックス。 </li><li>水（2分）にセクションを持参。 </li><li>ワイゲルトの鉄ヘマトキシリン​​（2分）を使用して、核を染色。 </li><li>水道水で洗って、蒸留水ですすいでください。 </li><li>ビーブリッヒ緋色酸フクシン溶液（5分）で染色。 </li><li>蒸留水ですすいでください。 </li><li>コラーゲンは淡いピンク（6分）になるまでリン - リンタングステン酸で分化。 </li><li>蒸留水ですすいでください。 </li><li>アニリンブルー（1分）に対比。 </li><li> 1％酢酸（1分）でよく洗ってください。 </li><li> Pとして脱水、マウントとカバースリップER 4.4.2.12と4.4.2.13。 </li></ol></li><li> PAS（11から変更）： <ol><li> 4.4.2.1に従って脱ワックス。 </li><li> 1％過ヨウ素酸（15分）に酸​​化する。 </li><li>その後、蒸留水を流水で洗ってください。 </li><li>シッフ試薬（15分）で染色。 </li><li>水（5分）で洗う。 </li><li>ハリスヘマトキシリン​​（1分）と対比。 </li><li>水道水で簡単に洗ってください。 </li><li> 0.5％酸アルコール（1ディップ）に分化する。 </li><li>水道水でよく洗ってください。 </li><li>スコットの水道水（1分）のブルー。 </li><li>水でよく洗ってください。 </li><li> 4.4.2.12と4.4.2.13に従って、マウントとカバースリップを脱水。 </li></ol></li><li> 11で説明したようにパールズ&#39;プルシアンブルー染色。 </li></ol></li><li>免疫蛍光染色を詳述したように行った。 <ol><li> 4.4.2.1に従って脱ワックス。 </li><li>蒸留水（2×5分）ですすいでください。 </li><li> 75 0.01％のクエン酸緩衝液6を用いて抗原回復を行う - 80°C（20分）dは0.01％クエン酸緩衝液（20分）に冷却させる。 </li><li>生理食塩水（PBS）（2×5分）をリン酸緩衝セクションを洗う。 </li><li>洗浄緩衝液（10分）内の細胞膜を透過性。 </li><li>血清ブロック溶液（2時間）でインキュベートする。 </li><li>抗体希釈液で希釈し、単一の一次抗体（10％正常ヤギserum/0.1％トリトンX-100/PBS）（冷蔵庫で一晩）のセクションをインキュベートする。使用する各一次抗体の力価を表1に示す。 </li><li>一晩のインキュベーション後、洗浄緩衝液（5×3分間）で切片を洗浄する。この点についてから、暗闇の中でセクションを保つ。 </li><li>特定の期間のために1:500の力価（詳細は表1を参照）に対応した二次抗体のセクションをインキュベートする。 </li><li>洗浄緩衝液（3X 5分）のセクションを洗う。 </li><li> DAPI（1:25,000 / PBS）（30分）のセクションをインキュベートする。 </li><li>洗浄緩衝液（3X 5分）のセクションを洗う。 </li><li>マウントとカバースリップは蛍光を発する使用NTは、メディアをマウント。 </li></ol></li></ol>試験サンプルと対照サンプルは、対比較のために準備ができている。

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Neural Eng. 2, S121-S128 (2005).</li><li>Morimoto, T., Kamei, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+implantation+of+newly+developed+suprachoroidal-transretinal+stimulation+prosthesis+in+dogs.">Chronic implantation of newly developed suprachoroidal-transretinal stimulation prosthesis in dogs.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 52, 6785-6792 (2011).</li><li>Bron, A. J., Tripathi, R. C., Tripathi, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Wolff's anatomy of the eye and orbit. , (2001).</li><li>Stein, J. J., Johnson, S. A., Berson, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distribution+and+coverage+of+beta+cells+in+the+cat+retina.">Distribution and coverage of beta cells in the cat retina.</a> J. Comp. Neurol. 372, 597-617 (1996).</li><li>Dagnelie, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Psychophysical+evaluation+for+visual+prosthesis.">Psychophysical evaluation for visual prosthesis.</a> Annu. Rev. Biomed Eng. 10, 339-368 (2008).</li></ol>

著者らは、開示することは何もありません。

インプラントの安全性を評価する前臨床研究のための主要な考慮事項です。人工網膜の前に、それが害を引き起こさないことを確認することが不可欠であるヒトに移植することができる。これは、インプラントの生体適合17-23両方の評価と同様に24-26慢性電気刺激によって引き起こされる可能性のある潜在的な損傷を必要とします。このような人工内耳と同様の神経補綴、の経験は、刺激の広い範囲、および組織の損傷27が発生しない物理的、パラメータへの洞察を提供します。しかし、網膜は他の移植部位に異なる特性、したがって正確な安全限界（例えば最大電荷密度など）は、他のシステムでこれまでの研究から想定することはできませんしています。電荷密度は、アクティブ電極部位で最高であり、これは損傷のための最大の可能性に対応する。直接隣接組織をローカライズする従って方法個々の活性電極に非常にこれらの研究の有用性を増加させる。インプラントの特定の領域に隣接する組織はまた、精密検査のために強調表示されてもよい。このアプローチは、標的 &quot;最悪のシナリオ&quot;を調べたという確信を保持しながら、分析されるべきより少ないセクションを可能にする。 ここで説明する強膜色素ローカライゼーション法が広く手の形、成形シリコーン/ Pt電極アレイ28-30でテストされています。なお、薄膜ポリアミドアレイ7,31、また、薄膜シリコン/ Ptのアレイ32で使用されている。いくつかの人工網膜の研究では、intrascleral注入33 &quot;弾丸の形&quot;の電極を採用。本技術は、電極アレイのこのタイプを評価するための効果的である。薄い強膜とネコ目（後極90で厚さ - 200μm）を配列内の個々の電極の可視化を可能にした。しかし、たとえ個々のエレクトロデその位置を容易にアレイの輪郭は（ステップ2.6で用いたものと同様）ことが分かるシリコーンテンプレートを使用して推論することができ、表示されませんでした。 染料マッピングが存在する染料とのセクションだけが得られるように、非関連の組織切片を取得する必要性を制限する。正確に電極位置を推測する機能は、関連する病理組織学的解析と大きく統計的検出力を可能にしますが、人件費と同様に使用スライドとブレードの量を減らすことによって、時間とコスト管理に大きな影響を持っていないだけ。接着性であり、また、未染色組織切片に見えながら、組織処理に耐えることができる染料の使用は重要な初期の考慮事項です。解剖で組織の染料と向きのと埋め込み時の位置の知識は切削加工を支援します。これは正しく斜めにカットされていないセクションを達成するためのブロックを配向含まれており、フルrepresentatiを与え組織の上に。それは、切断を行う人は染料アプリケーション、切開および埋め込みの時点で存在することが重要である。 全体的なプロトコルは、特に固定タイミングで、マイナーな変更に堅牢です。しかし、目の解剖と染料マーキング手順は良い手先の器用さの恩恵が試料の損傷を避けるために、その繊細な手順です。ダビッドソンの固定はインプラント近く網膜の人為的剥離を低減させるための効果的な証明されている一方で、それは解剖時に直接機械的損傷を防ぐことはできません。ダビッドソンの固定は、いくつかの特別な組織学的および免疫組織化学的手続きと容易に互換性がありませんでした。したがって、上記の詳細にこれらの手順を変更/最適化する必要があった。最適な結果が達成されるまで染色時間と濃度の増分変更が行われました - 詳細については、補足資料を参照してください。 網膜の定量組織学は問題が残っている。網膜は不均一であり、厚さ及び面積中枢34,35から遠ざかるにつれて、セル密度変化の双方。したがって、注入された眼内の隣接組織を比較に使用することができず、制御眼の代わりに用いられる。ペアワイズ制御目で、各セクションのマッチングは私たちに病理学的変化のより強力な統計比較を与え、有効性と安全性の成果を網膜補綴と対象36で仲間の目を比較する際に、より良い評価されている。これは定量に影響を与えるように特別な注意が斜めのカットを最小限にするために注意しなければなりません。 要約すると、上述の方法は、有意に順番に、より効率的な前臨床ワークフローにつながっている我々の組織病理学的分析を改善している。これらのメソッドを直接使用する前臨床試験の結果は3 RP患者を安全にsuprachoroiが注入されていた臨床試験につながっDAL網膜プロテーゼ。これらの方法は、長期的な移植に病理学的応答を評価する必要が網膜刺激装置や他の眼用インプラントの両方に関連している。この方法は、インプラントに関心領域に病理の細胞構築と登録を維持するための価値のある利点を提供する。具体的にテストされていないが、これらの手順の変形例は、アレイが表面的に移植される場合は特に、他の種および他の解剖学的部位に使用することができる。

網膜プロテーゼはすぐに重度の視力低下の様々な形態の治療に有用な臨床的介入になることがある。このような特定の網膜色素変性症などの条件、（RP）、眼の光受容体の広範な変性における結果は、これらの神経信号に光を伝達する責任細胞である。しかし、網膜の他の層のいくつかの細胞が残っていると人工網膜1と電気的刺激のための潜在的なターゲットである。ヒト臨床試験の初期の結果は、電極2,3網膜上、網膜下4,5に移植配列、intrascleral 6箇所に有望されています。これらのデバイスは、異なる形状を有する異なる材料から作られ、それらはすべて視覚的知覚を作成するために、網膜の残りの生存ニューロンを活性化する電気パルスを使用している。 当社の幅広いグループ（バイオニックビジョンオーストラリア）プログレを持つ網膜インプラントを開発してきました脈絡膜上の電極アレイ（治験番号：NCT01603576）を移植した3 RP患者で臨床試験研究にセッド。 図1Aは、この脈絡膜上プロトタイプ人工網膜を示しています。 患者の安全、臨床研究において最も重要であり、したがって、人間の臨床試験を開始する前に、我々は前臨床モデルにおいて豊富急性および慢性試験（ 図1B）を行った。組織病理学的評価は、外科手術を絞り込む電極設計反復処理し、最終的にインプラントの安全性を確立することが不可欠でした。標準的な臨床病理プラクティスダブテール効率的なワークフローを維持するために、パラフィン包埋技術を採用した。それはまた、容易に病理学者によって解釈されヘマトキシリン​​およびエオシン（H＆E）などの臨床基準と同等の染色手順を利用することが望ましかった。またに、免疫組織化学的分析に適合させることができる技術を求めていました組織の細胞のさらなる評価を容易にするため。 インプラント材料の生体適合性、および慢性電気刺激の安全性は、慎重に評価する必要がある。アレイ内の個々の刺激電極に隣接した眼組織の組織病理を調べることができることが重要である。ただし、配列は、それらがテストできるように、それらの金属成分を容易に区分けすることができなかったので、サンプルを処理する前に除去する必要がありました。その結果、当社の確立された組織標本は、移植された電極7に対して組織の局在とのマッピングを許可しなかった。組織測位手段の欠如に加えて、標準的なホルムアルデヒドベースの固定および処理技術が普及アーティファクトと眼の様々な層の収縮差（ 図2）により網膜の剥離をもたらした。トンの不均一性に起因する彼網膜は、特に定量的な測定のために、対照組織との有効な比較を行うことは困難であった。これらの組み合わせの制限は、私たちの移植の配列によって生じる潜在的な損傷の正確な評価を複雑。 ここでは、これらの制限を克服するための新たな手法を提示する。我々は専門の注視と処理技術8-10パラフィン系組織学との互換性を維持するために変更しました。我々は、臨床病理医からのフィードバックに基づいて、同等の結果を与えるために、標準組織学的および免疫組織化学的汚れを修正した。強膜組織の半透明をレンダリングした後、染料系のカラーコードは、脈絡膜上スペースから配列を除去する前に、個々の電極に隣接眼組織をマークするために採用されました。電極アレイと個別電極部位をマーキングすることにより、試料を正確に電極隣接地域から収集することができる。マッチしたサンプルは、番目から収集することができた電子制御眼ペアごとの比較を容易にするためである。

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of the reagent</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue number</td>
			<td>Comments (optional)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>The Davidson marking system</td>
			<td>Bradley Products</td>
			<td>1163-4 - red 1163-5 - blue 1163-2 - yellow 1163-1- green</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit Polyclonal Anti-Glial Fibrillary Acidic Protein Antibody</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>AB5804</td>
			<td>1:1500, overnight incubation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse Monoclonal Anti-Glutamine Synthetase Antibody</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>MAB302</td>
			<td>1:100 overnight incubation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monoclonal Mouse Anti-Neurofilament 200 Antibody</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>N0142</td>
			<td>1:100 overnight incubation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4&#39;,6-diamindino-2-phenylindole, dilactate (dilactate)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>D3571</td>
			<td>1:25,000 30 min incubation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 488 goat anti-mouse IgG</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A11029</td>
			<td>1:500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superfrost 90&#176; yellow</td>
			<td>Grale Scientific</td>
			<td>SF41299</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FLEX IHC Microscope Slides</td>
			<td>DAKO</td>
			<td>K802021-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 594 goat anti-rabbit IgG</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A11037</td>
			<td>1:500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Normal goat serum</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>PCN5000</td>
			<td>10% serum/0.1% Triton X-100/PBS</td>
		</tr>
		<tr>
 			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>
			Non-Standard Solution Preparation for Special Stains
			1% Aqueous Cresyl Violet Stock Solution
			<ul>
				<li>Cresyl violet 1 g</li>
				<li>Distilled water 100 ml</li>
			</ul>
			Cresyl Violet Acetate Working Solution
			<ul>
				<li>1% aqueous cresyl violet stock solution 9 ml</li>
				<li>Distilled water 51 ml</li>
				<li>10% acetic acid 0.5 ml</li>
			</ul>
			Biebrich Scarlet-Acid Fuchsin Solution
			<ul>
				<li>1% Beihrich scarlet 90 ml</li>
				<li>1% acid fuchsin 10 ml</li>
				<li>Glacial acetic acid 1 ml</li>
			</ul>
			Phosphomolybdic-Phosphtungstic Acid Solution
			<ul>
				<li>Phosphomolybdic acid 2.5 g</li>
				<li>Phosphotungstic acid 2.5 g</li>
				<li>Distilled water 100 ml</li>
			</ul>
			Aniline Blue Solution
			<ul>
				<li>Aniline blue 2.5 g</li>
				<li>Glacial acetic acid 2 g</li>
				<li>Distilled water 100 ml</li>
			</ul>
			Solutions for Immunohistochemistry
			Wash Buffer Solution
			<ul>
				<li>0.1% Triton X-100 in Phosphate buffered saline (PBS)</li>
			</ul>
			Serum Block Solution
			<ul>
				<li>10% normal goat serum/0.1% Triton X-100 in PBS</li>
			</ul>
			SUPPLEMENTARY MATERIAL
			Luxol Fast Blue
			The purpose of performing a Luxol Fast Blue (LFB) stain was to identify the ganglion cells in the ganglion cell layer through the counterstain of cresyl violet. While LFB stains myelin, the cresyl violet stain binds to the Nissl substances in neurons, composed of rough endoplasmic reticulum and ribosomes. Numerous cells in the retina contain Nissl substance including amacrine cells. These cells usually are located in the inner boundary layer of the inner nuclear layer, but displaced amacrine cells can be found in the ganglion cell layer. The staining of Nissl substance is helpful in differentiating large, heavily stained ganglion cells from smaller displaced amacrine cells. To aid visualisation of these cells, we modified the cresyl violet working solution protocol by increasing the volume of the cresyl violet stock solution in the working solution. We increased the volume in 1.0 ml increments from 6.0 ml to 9.0 ml, in turn reducing the volume of distilled water. Assessing the ease of visualising and identifying the ganglion cells, optimal staining was achieved with 9 ml of additional cresyl violet stock solution and 51 ml of distilled water. Cresyl violet is a basic dye, though to dye the Nissl substance, it is required to be used in an acidic solution, and therefore the volume of acetic acid remained unchanged at 0.5 ml.
			Periodic Acid Schiff
			The Periodic Acid Schiff (PAS) stain was performed to highlight polysaccharides especially glycogen, found in basement membranes and fungal cell walls, indicating a fungal infection. The process of the PAS stain is to oxidise the hydroxyl groups in polysaccharides using periodic acid, producing aldehyde groups. The application of the Schiff reagent, binds to the aldehyde groups producing a magenta color with haematoxylin counterstaining producing purple cell nuclei. Our slides showed weak staining at the inner limiting membrane. This may be due to the polysaccharides present, as not all polysaccharides can be oxidised with a standard time frame, especially those containing anionic polysaccharides. We therefore increased the duration of the oxidation step from 10 min to 12, 15, and 20 min. We found that a 15 min oxidation step was most effective in PAS staining.
			Masson&#8217;s Trichrome Blue
			The principle of the Masson&#39;s trichrome blue stain is to stain collagen and muscle, which in our retinal slides can be used to indicate an increase in collagen tissue which may indicate fibrosis due to injury. This stain is sensitive to fixation techniques, so alterations were needed to obtain optimal staining. The process of this stain is to initially stain cytoplasm and muscle fibres red using the acidic Biebrich scarlet-acid fuchsin red dye. Differentiation with phosphomolybdic/phosphotungstic acid competes with the red dye in the collagen fibres. In the sclera, the large phosphomolybdic/phosphotungstic acid molecules are able to penetrate the loose connective tissue, as opposed to the dense muscle fibres which are penetrable to small molecules only. Aniline blue dye is then applied to replace the acid in the collagen fibres producing blue dyed sclera. To optimise this stain in retinal sections, the duration of staining with Biebrich scarlet-acid fuchsin dye was reduced to create a balance between the blue and the red dye. The use of Davidson&#39;s fixative also required an extended differentiation time to remove the red dye from the collagen. We trialled differentiation at 5, 6, 8, and 10 min, with optimal results occurring at 6 min. Differentiation also varies on the thickness and cutting of smooth sections, with greater than 6 min differentiation possibly being required.
			Glial Fibrillary Acidic Protein (GFAP) Antibody
			Polyclonal, host species is rabbit, has a molecular weight of 50 kDa. GFAP antigen is an intermediate filament found in the cytoplasm (the cytoplasm of astrocytes and M&#252;ller cells in the retina), the antigen is made form 428 amino acids and has a molecular weight of 49512 Da.
			Neurofilament-200 antibody
			Monoclonal, host species is mouse, clone N52, isotype IgG1, it recognises phosphorylated and non-phosphorylated forms of the heavy neurofilaments which have a molecular weight of 200 kDa. The antibody will bind to an epitope in the tail domain of the neurofilament. The antibody will stain neurofilaments in the neuronal perikarya, dendrites and axons.
			Glutamine Synthetase (GS) antibody
			Monoclonal, clone GS-6, host species is mouse, has a molecular weight of 45 kDa and antibody isotype IgG2a. The GS antigen is found in the cell cytoplasm (cytoplasm of M&#252;ller cells in the retina), the antigen has 373 amino acids and a molecular weight of 42,064 Da.
			</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

techniques for processing eyes implanted with a retinal prosthesis for localized histopathological analysis

網膜プロテーゼの最近の開発では、前臨床研究において、これらのデバイスの安全性を評価するための信頼できる技術を開発することが重要である。しかし、標準的な固定、準備、および自動化された組織学手順は理想的ではない。ここでは、インプラントに直接隣接網膜の健康を評価するための新たな手順について説明します。網膜の補綴物は眼組織に接触して電極アレイを備えています。従来の方法は、空間的に配列内の個々の電極に隣接する眼組織をローカライズすることができなかった。注入された目を評価する際に加えて、標準的な組織学的処理は、多くの場合、網膜層の総人為剥離をもたらす。これにより、注入された電極アレイの注入及び刺激によって引き起こされる、存在する場合、局部的な損傷を評価することは困難であった。したがって、我々は、電子注入に隣接する眼組織を識別し、ローカライズするための方法を開発（色分けされた）染料マーキングスキームを使用して、我々は人為網膜剥離を最小限にするために目の固定法を変更lectrodes。また、このメソッドは、個別電極とインプラントの特定の部分のローカライズを可能にする、強膜の半透明のレンダリング。最後に、組織病理学的評価の力を高めるために適合対照を使用した。要約すると、この方法は、信頼性の高い効率的な差別や移植眼の網膜の細胞構築の評価を可能にします。

図4は、図3に示されているサンプルを切断から得られた代表的な断面を示している。セクションは、上記のプロトコルに従ってH＆Eで5μmの厚さとステンドで切断した。サンプルストリップの総形状は、最小限の差組織の成果物（ 図4A）で保存されています。緑色の色素は赤（ 図4B）よりも弾力性であったが、両方の染料マーキングは、強膜上に見えていた。網膜の層は人為切り離されず、網膜の形態は（ 図4C）保持されます。アレイ内の電極の位置に対応する染料マーキングに隣接して網膜組織は、容易に同定することができる。 図5は、現在のプロトコルに従って調製された組織切片の代表的な特殊な染色および免疫組織化学を示す。 5 captio 図を参照してください具体的な汚れやその使用法に加えられた変更についての詳細は、nと補足資料。変更後、これらの汚れや免疫組織化学は、確立された基準と同等であった - などの病理学者によって検証。 <table border="1"><tbody><tr><td>一次抗体と力価の種類（カッコ内） </td><td> GFAP（1:1500） </td><td> NF200（1:100） </td><td> GS（1:100） </td></tr><tr><td>二次抗体と力価の種類（カッコ内） </td><td>アレクサフルーア594 </td><td>アレクサフルーア488 </td><td>アレクサフルーア488 </td></tr><tr><td>二次抗体のインキュベーションの期間</td><td> 1時間</td><td> 2時間</td><td> 45分</td></tr></tbody></table> 表1。抗体の種類、ラベルの力価と期間。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/50411/50411fig1.jpg" /> 図1。 Suprachoroidal試作電極アレイ。臨床グレードの成形配列の）マクロ写真。B）手作りの前臨床配列の顕微鏡写真。 <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/50411/50411fig2.jpg" /> 図2。前者の網膜組織学標準組織学的方法は、これらを調製するために使用し、H＆E染色され、脈絡膜上電極アレイを移植した眼のセクション。）電極アレイ空洞（星印で示される）を通って直交する断面。網膜は、外眼組織から取り外される。これにより、注入領域（矢印）の下に特に明らかである。アレイの各個別電極に隣接していた網膜のどの部分かを判断することは不可能である。スケールバー= 1ミリメートル。B）パネルの箱入り地域の高倍率。網膜レーで、等間隔に、いくつかの成果物がありますRS（矢印）と同様、タペート層（猫の目に反射層）からの主要剥離。スケールバー=100μmである。C）パネルBで箱入りの地域の高倍率。矢印は剥離ようビボ外傷や病態にによって引き起こされるのではなく、処理の副作用人為的だったことを示唆し、光受容体の外側のセグメントと同様に、無傷のままpigmental上皮を、示された。スケールバーは=20μmである。 <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/50411/50411fig3.jpg" /> 図3。電極、隣接する組織のローカライゼーションと解剖。AD）in situで脈絡膜上電極アレイと摘出眼球の高ダイナミックレンジのマクロ写真は、。）投稿ダビッドソンの固定液で固定し、前に配列の除去に、半透明の強膜は、可視化を可能に配列内の個別電極（シングル例が矢印で示される）。B）電極はあらかじめ定義された染料の色が付いています。C）解剖学的なランドマークからの定期的な間隔で染料マーキングは実験全体で一貫性を維持するために使用されます。D）を除去するとアレイは、目は、サンプルストリップに手で切開されている。着色された矢印は、強膜上の電極隣接のサイトのうちの2つを示している。黄色の破線は切片の面を示します。E）は 、試料片のマクロ写真寒天ブロック内に埋め込 ​​まれた。F）パネルEから寒天埋め込 ​​みサンプルストリップのマクロ写真は、切り出し、泡生パッドでサポートされている包埋カセットに配置処理の間部の移動を最小限にする。 <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/50411/50411fig4.jpg" /> 図4。新しい網膜組織学。 </s<html> trong&gt;電極ポケットを含む上記のサンプルストリップ（ 図3Dから）、H＆Eでは5μmとステンドグラスに切片、パラフィン包埋だった）緑と赤染めの領域が（ 図3Dと同じ矢印で示される）に表示されますセクションは、 図3Dで黄色の点線のレベルで撮影。スケールバー= 1,000μmの。網膜は配列ポケット下にもリモートでも、切り離されていません。矢印で示されている目に見える赤と緑の色素で、無傷の網膜全体にパネルからB）箱入りの地域。スケールバー=500μmで緑色染料に隣接してそのまま、添付、網膜を示すパネルBからC）箱入り地域。スケールバー=50μmである。染料の位置が電極の位置があれば、我々は自信を持って電気刺激により引き起こされる、損傷のため隣接する網膜組織を評価できることを示していることを知る。 ve_content &quot;FO：キープtogether.withinページ=&quot;常に &quot;&gt; <img alt="図5" src="/files/ftp_upload/50411/50411fig5.jpg" /> 図5。特殊な汚れや免疫蛍光を使用して変更網膜cytohistochemistryの例。ダビッドソンの固定液の使用は、メインプロトコルテキストで説明されている標準のホルマリン固定技術は、通常の染色プロトコルに必要な変更、とは対照的に。病理学者は、これらの変更は、同等染色をもたらしたことを確認しました。）H &amp;E;ヘマトキシリンの汚れの細胞核は、紫ピンクのエオシンの汚れ細胞質、コラーゲンと支持組織の様々な色合いながら。B）LFB汚れミエリン青クレシルバイオレットの対比をするために使用することができますが周核青内ニッスル体を染色し、細胞を取り巻く衛星細胞を強調することによって神経節細胞を同定C）マッソン三重青;。ビーブリッヒ緋色酸フクシン液汚れ筋肉Fiありこの場合強膜、青で、コラーゲンアニリンブルーしみながらD）PAS BERが赤、、基底膜と結合組織成分の糖タンパク質成分をヘマトキシリンで紫色の細胞核を対比染色しながら、紫の染色されるE）はパールズ&#39;プルシアンブルー。ニュートラルレッド染色の色の追加は赤リソソームながら出血の部位で、鉄錯体の劣化した赤血球およびリリースからヘモジデリンの形成は、紫の色を作り出すF）GS;ミュラー細胞13（緑色で見つかったこの神経伝達物質分解酵素）、内顆粒層と内境界膜を形成ミュラー細胞endfeetにおけるミュラー細胞体との両方向に伸びる見られるG）は NF-200;細胞ソーマとプロセスで見つかったこの重鎖細胞骨格タンパク質（緑） 、ニューロン14,15の構造を維持するために、他の神経フィラメントと架橋する。神経節ネコにおける網膜内顆粒層の外側に位置するボーダー水平細胞の軸索も強調表示されている間、細胞とその軸索は、神経節細胞層、神経繊維層に見ることができる。 。DAPI（青）と対比すると、網膜の層の可視化H）GFAPができますが、この細胞骨格タンパク質（赤）が、グリオーシス16時のミュラー細胞とアストロサイトの増殖にインナーを通して細いエクステンションを形成ミュラー細胞と神経線維層を裏打ち見ることができます外側の網膜層。 DAPI（青）と対比すると、網膜の層の可視化を可能にします。すべてのパネルでスケールバーは=50μmである。内側の網膜は、各画像の上部に表示され、外側網膜強膜下の反応を示したパネルE、除いて、各画像の下部に示されている。

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Techniques for Processing Eyes Implanted With a Retinal Prosthesis for Localized Histopathological Analysis

網膜刺激内の個々の電極に直接隣接する網膜細胞構築を可視化するための技術。

ローカライズされた病理組織学的分析のための人工網膜を移植処理アイズのための技術

With  the recent development of retinal prostheses, it is important to develop  reliable techniques for assessing the safety of these devices in ...

techniques-for-processing-eyes-implanted-with-retinal-prosthesis-for

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

19.7K ビュー.  Bionics Institute. 網膜刺激内の個々の電極に直接隣接する網膜細胞構築を可視化するための技術。

ビデオ: Techniques for Processing Eyes Implanted With a Retinal Prosthesis for Localized Histopathological Analysis

Performing and Processing FNA of Anterior Fat Pad for Amyloid

Historically, heart, liver, and kidney biopsies were performed to demonstrate amyloid deposits in amyloidosis. Since the clinical presentation of this disease is so variable and non-specific, the associated risks of these biopsies are too great for the diagnostic yield. Other sites that have a lower biopsy risk, such as skin or gingival, are also relatively invasive and expensive. In addition, these biopsies may not always have sufficient amyloid deposits to establish a diagnosis. Fat pad aspiration has demonstrated good clinical correlation with low cost and minimal morbidity. However, there are no standardized protocols for performing this procedure or processing the aspirated specimen, which leads to variable and nonreproducible results. The most frequently utilized modality for detecting amyloid in tissue is an apple-green birefringence on Congo red stained sections using a polarizing microscope. This technique requires cell block preparation of aspirated material. Unfortunately, patients presenting in early stage of amyloidosis have minimal amounts of amyloid which greatly reduces the sensitivity of Congo red stained cell block sections of fat pad aspirates. Therefore, ultrastructural evaluation of fat pad aspirates by electron microscopy should be utilized, given its increased sensitivity for amyloid detection. This article demonstrates a simple and reproducible procedure for performing anterior fat pad aspiration for the detection of amyloid utilizing both Congo red staining of cell block sections and electron microscopy for ultrastructural identification.

Fat pad aspiration is a preferred, minimally invasive, and low cost approach as compared to other methods to detect amyloid for diagnosis of systemic amyloidosis. This video article demonstrates a procedural outline for performing fat pad aspiration with appropriate processing of the specimen for the optimal diagnostic outcome.

アミロイドのための前方脂肪パッドのFNAの実行と処理

Historically, heart, liver, and kidney biopsies were performed to demonstrate amyloid deposits in amyloidosis.  Since the clinical presentation of this ...

医学

How to Measure Cortical Folding from MR Images: a Step-by-Step Tutorial to Compute Local Gyrification Index

Cortical folding (gyrification) is determined during the first months of life, so that adverse events occurring during this period leave traces that will be identifiable at any age. As recently reviewed by Mangin and colleagues2, several methods exist to quantify different characteristics of gyrification. For instance, sulcal morphometry can be used to measure shape descriptors such as the depth, length or indices of inter-hemispheric asymmetry3. These geometrical properties have the advantage of being easy to interpret. However, sulcal morphometry tightly relies on the accurate identification of a given set of sulci and hence provides a fragmented description of gyrification. A more fine-grained quantification of gyrification can be achieved with curvature-based measurements, where smoothed absolute mean curvature is typically computed at thousands of points over the cortical surface4. The curvature is however not straightforward to comprehend, as it remains unclear if there is any direct relationship between the curvedness and a biologically meaningful correlate such as cortical volume or surface. To address the diverse issues raised by the measurement of cortical folding, we previously developed an algorithm to quantify local gyrification with an exquisite spatial resolution and of simple interpretation. Our method is inspired of the Gyrification Index5, a method originally used in comparative neuroanatomy to evaluate the cortical folding differences across species. In our implementation, which we name local Gyrification Index (lGI1), we measure the amount of cortex buried within the sulcal folds as compared with the amount of visible cortex in circular regions of interest. Given that the cortex grows primarily through radial expansion6, our method was specifically designed to identify early defects of cortical development.
In this article, we detail the computation of local Gyrification Index, which is now freely distributed as a part of the FreeSurfer Software (<a href="http://surfer.nmr.mgh.harvard.edu/">http://surfer.nmr.mgh.harvard.edu/</a>, Martinos Center for Biomedical Imaging, Massachusetts General Hospital). FreeSurfer provides a set of automated reconstruction tools of the brain's cortical surface from structural MRI data. The cortical surface extracted in the native space of the images with sub-millimeter accuracy is then further used for the creation of an outer surface, which will serve as a basis for the lGI calculation. A circular region of interest is then delineated on the outer surface, and its corresponding region of interest on the cortical surface is identified using a matching algorithm as described in our validation study1. This process is repeatedly iterated with largely overlapping regions of interest, resulting in cortical maps of gyrification for subsequent statistical comparisons (Fig. 1). Of note, another measurement of local gyrification with a similar inspiration was proposed by Toro and colleagues7, where the folding index at each point is computed as the ratio of the cortical area contained in a sphere divided by the area of a disc with the same radius. The two implementations differ in that the one by Toro et al. is based on Euclidian distances and thus considers discontinuous patches of cortical area, whereas ours uses a strict geodesic algorithm and include only the continuous patch of cortical area opening at the brain surface in a circular region of interest.

Measuring gyrification (cortical folding) at any age represents a window into early brain development. Hence, we previously developed an algorithm to measure local gyrification at thousands of points over the hemisphere1. In this paper, we detail the computation of this local gyrification index.

ローカルGyrificationのインデックスを計算するステップバイステップのチュートリアル：MR画像からの皮質折りたたみを測定する方法

Cortical folding (gyrification) is determined during the first months of life, so that adverse events occurring during this period leave traces that will ...

Analytical Techniques for Assaying Nitric Oxide Bioactivity

Nitric oxide (NO) is a diatomic free radical that is extremely short lived in biological systems (less than 1 second in circulating blood)1. NO may be considered one of the most important signaling molecules produced in our body, regulating essential functions including but not limited to regulation of blood pressure, immune response and neural communication. Therefore its accurate detection and quantification in biological matrices is critical to understanding the role of NO in health and disease. With such a short physiological half life of NO, alternative strategies for the detection of reaction products of NO biochemistry have been developed. The quantification of relevant NO metabolites in multiple biological compartments provides valuable information with regards to in vivo NO production, bioavailability and metabolism. Simply sampling a single compartment such as blood or plasma may not always provide an accurate assessment of whole body NO status, particularly in tissues. The ability to compare blood with select tissues in experimental animals will help bridge the gap between basic science and clinical medicine as far as diagnostic and prognostic utility of NO biomarkers in health and disease. Therefore, extrapolation of plasma or blood NO status to specific tissues of interest is no longer a valid approach. As a result, methods continue to be developed and validated which allow the detection and quantification of NO and NO-related products/metabolites in multiple compartments of experimental animals in vivo. The established paradigm of NO biochemistry from production by NO synthases to activation of soluble guanylyl cyclase (sGC) to eventual oxidation to nitrite (NO2-) and nitrate (NO3-) may only represent part of NO's effects in vivo. The interaction of NO and NO-derived metabolites with protein thiols, secondary amines, and metals to form S-nitrosothiols (RSNOs), N-nitrosamines (RNNOs), and nitrosyl-heme respectively represent cGMP-independent effects of NO and are likely just as important physiologically as activation of sGC by NO. A true understanding of NO in physiology is derived from in vivo experiments sampling multiple compartments simultaneously. Nitric oxide (NO) methodology is a complex and often confusing science and the focus of many debates and discussion concerning NO biochemistry. The elucidation of new mechanisms and signaling pathways involving NO hinges on our ability to specifically, selectively and sensitively detect and quantify NO and all relevant NO products and metabolites in complex biological matrices. Here, we present a method for the rapid and sensitive analysis of nitrite and nitrate by HPLC as well as detection of free NO in biological samples using in vitro ozone based chemiluminescence with chemical derivitazation to determine molecular source of NO as well as ex vivo with organ bath myography.

The endogenous production of nitric oxide (NO) regulates a wide variety of biological functions. It is becoming increasingly clear that disruption or dysregulation of NO based signaling is involved in many human diseases. Methods to quantify relevant NO metabolites may provide novel diagnostic or prognostic biomarkers for human disease.

一酸化窒素の生物活性をアッセイするための分析手法

Nitric oxide (NO) is a diatomic free radical that is extremely short lived in biological systems (less than 1 second in circulating blood)1. NO may be ...

Processing of Human Reduction Mammoplasty and Mastectomy Tissues for Cell Culture

Experimental examination of normal human mammary epithelial cell (HMEC) behavior, and how normal cells acquire abnormal properties, can be facilitated by in vitro culture systems that more accurately model in vivo biology. The use of human derived material for studying cellular differentiation, aging, senescence, and immortalization is particularly advantageous given the many significant molecular differences in these properties between human and commonly utilized rodent cells1-2. Mammary cells present a convenient model system because large quantities of normal and abnormal tissues are available due to the frequency of reduction mammoplasty and mastectomy surgeries.
The mammary gland consists of a complex admixture of many distinct cell types, e.g., epithelial, adipose, mesenchymal, endothelial. The epithelial cells are responsible for the differentiated mammary function of lactation, and are also the origin of the vast majority of human breast cancers. We have developed methods to process mammary gland surgical discard tissues into pure epithelial components as well as mesenchymal cells3. The processed material can be stored frozen indefinitely, or initiated into primary culture. Surgical discard material is transported to the laboratory and manually dissected to enrich for epithelial containing tissue. Subsequent digestion of the dissected tissue using collagenase and hyaluronidase strips stromal material from the epithelia at the basement membrane. The resulting small pieces of the epithelial tree (organoids) can be separated from the digested stroma by sequential filtration on membranes of fixed pore size. Depending upon pore size, fractions can be obtained consisting of larger ductal/alveolar pieces, smaller alveolar clusters, or stromal cells. We have observed superior growth when cultures are initiated as organoids rather than as dissociated single cells. Placement of organoids in culture using low-stress inducing media supports long-term growth of normal HMEC with markers of multiple lineage types (myoepithelial, luminal, progenitor)4-5. Sufficient numbers of cells can be obtained from one individual's tissue to allow extensive experimental examination using standardized cell batches, as well as interrogation using high throughput modalities.
Cultured HMEC have been employed in a wide variety of studies examining the normal processes governing growth, differentiation, aging, and senescence, and how these normal processes are altered during immortal and malignant transformation4-15,16. The effects of growth in the presence of extracellular matrix material, other cell types, and/or 3D culture can be compared with growth on plastic5,15. Cultured HMEC, starting with normal cells, provide an experimentally tractable system to examine factors that may propel or prevent human aging and carcinogenesis.

A method to process human mammary surgical discard material is described. Processed tissue, in the form of organoids, can be stored frozen indefinitely or placed in culture for long-term growth. This method enables experimental examination of normal human epithelial cell biology, and the effects of exogenous perturbations.

細胞培養のための人間の削減乳房形成や乳房切除組織の処理

Experimental  examination of normal human mammary epithelial cell (HMEC) behavior, and how  normal cells acquire abnormal properties, can be facilitated ...

Techniques for Processing Eyes Implanted with a Retinal Prosthesis for Localized Histopathological Analysis: Part 2 Epiretinal Implants with Retinal Tacks

Retinal prostheses for the treatment of certain forms of blindness are gaining traction in clinical trials around the world with commercial devices currently entering the market. In order to evaluate the safety of these devices, in preclinical studies, reliable techniques are needed. However, the hard metal components utilised in some retinal implants are not compatible with traditional histological processes, particularly in consideration for the delicate nature of the surrounding tissue. Here we describe techniques for assessing the health of the eye directly adjacent to a retinal implant secured epiretinally with a metal tack.
Retinal prostheses feature electrode arrays in contact with eye tissue. The most commonly used location for implantation is the epiretinal location (posterior chamber of the eye), where the implant is secured to the retina with a metal tack that penetrates all the layers of the eye. Previous methods have not been able to assess the proximal ocular tissue with the tack in situ, due to the inability of traditional histological techniques to cut metal objects. Consequently, it has been difficult to assess localized damage, if present, caused by tack insertion.
Therefore, we developed a technique for visualizing the tissue around a retinal tack and implant. We have modified an established technique, used for processing and visualizing hard bony tissue around a cochlear implant, for the soft delicate tissues of the eye. We orientated and embedded the fixed eye tissue, including the implant and retinal tack, in epoxy resin, to stabilise and protect the structure of the sample. Embedded samples were then ground, polished, stained, and imaged under various magnifications at incremental depths through the sample. This technique allowed the reliable assessment of eye tissue integrity and cytoarchitecture adjacent to the metal tack.

Here we describe histological techniques for visualising ocular tissue directly adjacent to a metal epiretinal tack and retinal prosthesis.

網膜タックと2部網膜上インプラント：ローカライズされた病理組織学的分析のための人工網膜を移植した処理の目のための技術

Retinal prostheses for the treatment of certain forms of blindness are gaining traction in clinical trials around the world with commercial devices ...

Quantitative Fundus Autofluorescence for the Evaluation of Retinal Diseases

The retinal pigment epithelium (RPE) is juxtaposed to the overlying sensory retina, and supports the function of the visual system. Among the tasks performed by the RPE are phagocytosis and processing of outer photoreceptor segments through lysosome-derived organelles. These degradation products, stored and referred to as lipofuscin granules, are composed partially of bisretinoids, which have broad fluorescence absorption and emission spectra that can be detected clinically as fundus autofluorescence with confocal scanning laser ophthalmoscopy (cSLO). Lipofuscin accumulation is associated with increasing age, but is also found in various patterns in both acquired and inherited degenerative diseases of the retina. Thus, studying its pattern of accumulation and correlating such patterns with changes in the overlying sensory retina are essential to understanding the pathophysiology and progression of retinal disease. Here, we describe a technique employed by our lab and others that uses cSLO in order to quantify the level of RPE lipofuscin in both healthy and diseased eyes.

The retinal pigment epithelium (RPE) supports the sensory retina through recycling visual cycle byproducts, which accumulate as lipofuscin. These products are autofluorescent and can be qualitatively imaged in vivo. Here, we describe a method to quantitatively image RPE lipofuscin using confocal scanning laser ophthalmoscopy.

網膜疾患の評価のための定量的眼底自己蛍光

The retinal pigment epithelium (RPE) is juxtaposed to the overlying sensory retina, and supports the function of the visual system. Among the tasks ...

A Step by Step Protocol for Subretinal Surgery in Rabbits

Age related macular degeneration (AMD), retinitis pigmentosa, and other RPE related diseases are the most common causes for irreversible loss of vision in adults in industrially developed countries. RPE transplantation appears to be a promising therapy, as it may replace dysfunctional RPE, restore its function, and thereby vision.
Here we describe a method for transplanting a cultured RPE monolayer on a scaffold into the subretinal space (SRS) of rabbits. After vitrectomy xenotransplants were delivered into the SRS using a custom made shooter consisting of a 20-gauge metallic nozzle with a polytetrafluoroethylene (PTFE) coated plunger. The current technique evolved in over 150 rabbit surgeries over 6 years. Post-operative follow-up can be obtained using non-invasive and repetitive in vivo imaging such as spectral domain optical coherence tomography (SD-OCT) followed by perfusion-fixed histology.
The method has well-defined steps for easy learning and high success rate. Rabbits are considered a large eye animal model useful in preclinical studies for clinical translation. In this context rabbits are a cost-efficient and perhaps convenient alternative to other large eye animal models.

Retinal pigment epithelium (RPE) replacement strategies and gene-based therapy are considered for several retinal degenerative conditions. For clinical translation, large eye animal models are required to study surgical techniques applicable in patients. Here we present a rabbit model for subretinal surgery geared towards RPE transplantation, which is versatile and cost-efficient.

ウサギにおける網膜下手術のためのステッププロトコルによってステップ

Age related macular degeneration (AMD), retinitis pigmentosa, and other RPE related diseases are the most common causes for irreversible loss of vision in ...

An Acute Retinal Model for Evaluating Blood Retinal Barrier Breach and Potential Drugs for Treatment

A low-cost, easy-to-use and powerful model system is established to evaluate potential treatments that could ameliorate blood retinal barrier breach. An inflammatory factor, histamine, is demonstrated to compromise vessel integrity in the cultured retina through positive staining of IgG outside of the blood vessels. The effects of histamine itself and those of candidate drugs for potential treatments, such as lipoxin A4, are assessed using three parameters: blood vessel leakage via IgG immunostaining, activation of M&#252;ller cells via GFAP staining and change in neuronal dendrites through staining for MAP2. Furthermore, the layered organization of the retina allows a detailed analysis of the processes of M&#252;ller and ganglion cells, such as changes in width and continuity. While the data presented is with swine retinal culture, the system is applicable to multiple species. Thus, the model provides a reliable tool to investigate the early effects of compromised retinal vessel integrity on different cell types and also to evaluate potential drug candidates for treatment.

A low-cost, easy-to-use and powerful system is established to evaluate potential treatments that could ameliorate blood retinal barrier breach induced by histamine. Blood vessel leakage, M&#252;ller cell activation and the continuity of neuronal processes are utilized to assess the damage response and its reversal with a potential drug, lipoxin A4.

治療のために血液網膜関門の違反と潜在的な薬を評価するための急性網膜モデル

A low-cost, easy-to-use and powerful model system is established to evaluate potential treatments that could ameliorate blood retinal barrier breach. An ...

Methodology for Sputum Induction and Laboratory Processing

The technique of sputum induction and processing is a recognized non-invasive method allowing the collection and analysis of cells from the airways, which is interesting in various respiratory diseases like asthma, chronic obstructive pulmonary disease (COPD), chronic cough, or idiopathic pulmonary fibrosis. This technique is well tolerated, safe and non-invasive, but is currently limited to research services and specialized centers in clinical practice because it is technically demanding, time-consuming, and requires trained staff. The success rate of sputum induction and analysis is about 80%.
Here, we describe the induction and laboratory processing of sputum samples. Sputum is induced by inhalation of hypertonic or isotonic saline with salbutamol. For the processing, we use the whole sputum technique. Dithiothreitol (DTT) is used to allow mucolysis of sputum samples. The primary aim of sputum processing is to obtain a differential cell count to study the cell types present in the airway lumen. Additional analyses may also be performed on sputum supernatant and sputum cells, which may allow further investigation into inflammatory processes and immune mechanisms. Examples include studying mediators in sputum supernatant and performing a large spectrum of analysis on sputum cells such as flow cytometry, genomics, or proteomics.
Finally, representative results of sputum analysis in healthy controls, asthmatics, and COPD patients are presented.

Here we describe the technique of sputum induction. This protocol also explains the sputum processing to perform a differential cell count and to collect sputum supernatant and cells for further analysis.

喀痰誘発および実験室の処理のための方法論

The technique of sputum induction and processing is a recognized non-invasive method allowing the collection and analysis of cells from the airways, which ...

Studying Diabetes Through the Eyes of a Fish: Microdissection, Visualization, and Analysis of the Adult tg(fli:EGFP) Zebrafish Retinal Vasculature

Diabetic retinopathy is the leading cause of blindness among middle-aged adults. The rising prevalence of diabetes worldwide will make the prevention of diabetic microvascular complications one of the key research fields of the next decades. Specialized, targeted therapy and novel therapeutic drugs are needed to manage the increasing number of patients at risk of vision-loss. The zebrafish is an established animal model for developmental research questions with increasing relevance for modeling metabolic multifactorial disease processes. The advantages of the species allow for optimal visualization and high throughput drug screening approaches, combined with the strong ability to knock out genes of interest. Here, we describe a protocol which will allow easy analysis of the adult tg(fli:EGFP) zebrafish retinal vasculature as a fast read-out in settings of long-term vascular pathologies linked to neoangiogenesis or vessel damage. This is achieved via dissection of the zebrafish retina and whole-mounting of the tissue. Visualization of the exposed vessels is then achieved via confocal microscopy of the green EGFP reporter expressed in the adult retinal vasculature. Correct handling of the tissue will lead to better outcomes and less internal vessel breakage to assure the visualization of the unaltered vascular structure. The method can be utilized in zebrafish models of retinal vasculopathy linked to changes in the vessel architecture as well as neoangiogenesis.

Studying Diabetes Through the Eyes of a Fish: Microdissection, Visualization, and Analysis of the Adult tgfli:EGFP Zebrafish Retinal Vasculature

Here, we discuss a method protocol which will allow an easy analysis of the adult tg(fli:EGFP) zebrafish retinal vasculature as a fast read-out in settings of long-term vascular pathologies linked to neoangiogenesis and structural changes.

魚の目を通して糖尿病の勉強: 大人 tg(fli:EGFP) ゼブラフィッシュ網膜血管系の解析、可視化、レーザーマイクロダイ セクション

Diabetic retinopathy is the leading cause of blindness among middle-aged adults. The rising prevalence of diabetes worldwide will make the prevention of ...