私たちは、このバージョンは10基になっているオリジナルのプロトコルを開発し、教えるためアイーダ·デ·ラ·クルスに感謝します。 Buttittaラボでの仕事は、NIHの助成金GM086517によってサポートされています。

1。畜産を飛ばす<ol><li>クロスは10ミリリットル酵母グルコース培地3または任意の他のタンパク質が豊富なメディアとの狭いプラスチックバイアルで目的遺伝子型のハエ。 生体蛍光タンパク質発現に使用したトレースの組織特異的発現と系統で利用広範ショウジョウバエ遺伝子導入のツールは他の場所で4,5詳細に記載されている。 24時間子孫コレクションのシリーズを得るために毎日新鮮なバイアルに両親を転送したり、より正確なステージングのために、寒天プレート上胚を収集し、10は、上記のようにバイアルに孵化幼虫を移す。実験全体で均一な条件を確保し、過密回避するために、単一バイアル中F1子孫の総数は100を超えてはならない。実験の遺伝的設計に応じて、必要な発達段階になるまで適切なインキュベーターにバイアルを保つ。 </li><li>実験動物を収集：あなたが第 3幼虫で成熟した幼虫が必要となります正確蛹ステージング用幼虫の解剖や白前蛹（WPP）の開発のための110-120時間程度で齢（L3）。非増殖状態にスイッチを含む劇的な細胞周期の変化は、変態12,13間に異なる時点で発生します。したがって蛹（開発の1時間以内）の正しいステージングは​​変態時の再現性の細胞周期のデータのために不可欠です。 WPPは、 図1、パネルIに示す蛹形成（0時間APF）の後に0時間に対応していますいくつかの湿度を維持するために水を2.5mlで濡れ折らキムワイプで35ミリメートルペトリ皿にWPPを収集します。適当な温度で所望の段階（時間APF）まで年齢蛹。開発は29℃で、18時よりゆっくりと2.2倍°C標準の25℃よりも14°Cを 1.2倍速く進行することに注意してください。 </li><li> 9,11を必要に応じて、クローンを系譜トレース用熱ショックflipase（HS-FLP）誘発組換えを活性化する熱ショック動物。幼虫の熱ショック、浸すための水浴（37℃に設定）と幼虫を確実にバイアルは完全に水没しています。蛹のヒートショックは、パラフィルムでシャーレを密封し、完全に水槽に沈めるそれを。動物の生存のために十分な酸素交換を可能にするために、熱ショック後にパラフィルムを除去してください。熱ショックの期間はflipaseの使用導入遺伝子と、目的のクローンの数の活性に依存する。我々は日常的にHS-FLP導入遺伝子間に、HS-FLP最初の染色体上に導入遺伝子と35ミリ皿に蛹のヒートショックのために2-4分で幼虫にクローン15をトレースした系列&quot;FLIPOUT&quot;を誘導するための7-8分を使用第二染色体は20分を必要とします。熱はショッククローンの類似の番号を取得する。 </li></ol>解剖の細胞分裂とタイミングの割合は、各組織でのクローンのサイズを決定します。通常の条件下では、我々はクローンが20分の熱ショック（第2染色体上にHS-FLP導入遺伝子を使用して）dissecと幼虫の翼に誘導されることがわかりテッド48時間後に、クローンごとに4つのセルの周りの平均は、クローンあたり10細胞からのクローンごとに2つのセルに及ぶサイズで約20〜30良好に分離クローンが含まれています。これとは対照的に、0時間APFでシャーレに蛹の同じHS-FLP導入遺伝子で7分の熱ショックは36時間後に解剖し、歩留まり良く平均で1から4セルまでの範囲（約15〜25）クローン分離クローン当たり2.2細胞の。このようなデータは調査中の組織の平均細胞倍加時間を決定するために使用することができる。 2。解剖<ol><li>優しく1X PBSを含む透明なガラス解剖皿に幼虫/蛹を転送します。 </li><li>解剖顕微鏡と十分な光を利用して、優しく鋭いイノックス＃5鉗子と腹部で幼虫を把握し、幼虫を保持しながら、マイクロはさみで前方の三分の一をカットし、後方に向かって口領域を内側に押して、前方の三分の一を反転キューティクル着実（ 図1A）。注意深くopaquを削除電子体脂肪や、翼、目や脳など希望する組織の可視性を高めるために、残りの腸。目的の組織を解剖、きれいに口フック、または目（ 図1G）から脳から鉗子、目で気管とキューティクルから翼を取り外す。 </li><li>蛹を解剖するため、気泡がある場合蛹内側（ 図1C）を損傷しないように、そっと蛹ケースの前方先端で蛹を把握するために鉗子を使用しています。反対の手で鉗子またはマイクロハサミは、適切な把握のために位置フローティング蛹を助けるために使用することができます。きれいマイクロハサミで蛹の後方先端をカット。この断面カットは胸部と頭の中で希望する組織にhistolyzed脂肪を強制することなく、内部の圧力を解放するために、動物の背の部分に向かってわずかな角度で行う必要があります。翼と前眼 - 脳の複雑なを避けて、背側正中に沿って慎重にカットします。慎重に蛹から蛹を取り除く蛹表皮の後部エッジをつかみ、蛹ケース（ 図1D）からそれを引いてケース。ピンセットで目脳複合体にキューティクル前方に小さな穴を突く。ゴム球のガラスパスツールピペットを用いて、優しくhistolyzed脂肪、残り腸組織を除去するために部分的に解剖蛹を通してPBS郭清ソリューションを洗う。これはまた、効果的に保存ガラスピペットの内側に付着解剖組織の発生率を低下させる脂質およびタンパク質、を有するガラスピペットを潤滑する。 </li><li>蛹の翼を入手するには、翼と翼自体を包むキューティクルは蛹（ 図1E）からこじ開けなければなりません。これはの側からそれを取り除く前にどちらかの翼キューティクルの最も後部先端を把握するために、別の鉗子を使用していて、引き出したり、ヒンジ近くの翼の下に鉗子を操縦しながら1鉗子で頭で蛹​​を押したまま行うことができます死骸（Figure 1E）。翼はその後カットまたは身体からそれを削除して、離れて死体や他の物質からの山に入れてヒンジで引き裂かれることができます。 </li><li>目脳複合体は外れと蛹（ 図1F、1H）から無料になるまで蛹目や脳を入手するには、蛹を洗う。鉗子を使用して、静かに離れて脳から蛹の目を引いて、所望の組織を保存します。 </li><li>結果は長い細胞が動物を開いた後、PBSに残っているより少なく正確になるように、それぞれのサンプルを分析するために45分より長く服用しないでください。 </li></ol> 3。組織解離とDNA染色<ol><li>潤滑パスツールピペットを使用して、慎重に5ミリリットルのポリスチレンチューブ（ 図1G）でライブDNA染色液を0.5mlに解剖組織を移す。 DNA染色液にできるだけPBSとして転送（未満300μl）を、トリプシンの希釈として組織解離を阻害する。 </li><li>シャキとチューブをインキュベートNG 23で500回転（我々はエッペンドルフサーモを使用します）℃で。 </li><li>中速（5の設定）で5秒間軽くボルテックス後、70分間インキュベートする。アンダーボルテックスは細胞塊につながる一方、過度ボルテックスは、細胞破壊やフォーム破片が発生します。速度は5で5秒間もう一度彼らをボルテックスする前に追加、15〜20分間、500 rpmで23℃で振盪にサンプルを返します。 </li><li>脳と36hAPFより古い蛹の目の場合は、修正されたプロトコルが必要です。 1.7ミリリットルのマイクロ遠心チューブに45-60分間、500 rpmで23℃でDNA染色液で組織を解離する。その後、一つずつ手作業で約50μlのDNA染色液と迅速に手動で描かパスツールピペット16（約100-150μmの開口部の）で上下にピと一緒に解剖皿に転送することによって、組織の大きな塊を解離。 5ミリリットルチューブにDNA染色液0.5mlの残りの部分と各解離標本を転送します。さらに45をインキュベート23℃-30分（総インキュベーション時間の最大90分）°塊が見えなくなるまで500rpmで振盪しながらC。 </li><li>音符無細胞透明蛹翼キューティクルが解離しないことが完全に解離サンプルは、組織の非常に少数の大きな目に見える塊を持っている必要があります。 </li></ol> 4。フローサイトメトリー<ol><li>同調メーターの電源をオンにし、同調ソフトウェアを開きます。メーターレーザーは起動メニューからオンにする必要があり、毎日の性能試験は、データ収集の各曜日の前に十分なスコアを持つパフォーマンス追跡ビーズを用いて実施されるべきである。流体レベルは少なくとも半分と性能試験の前に空になった廃棄物であるべきである。同調させるの起動、適切なキャリブレーションおよび操作の詳細は同調ユーザーガイド（に記載されています<a href="http://tools.invitrogen.com/content/sfs/manuals/cms_082577.pdf" target="_blank">http://tools.invitrogen.com/content/sfs/manuals/cms_082577.pdf</a> ） </li><li>新しいTEを設計4.3に示されているパラメータを持つ空白のワークスペースに4ドットプロットと2ヒストグラムを作成することによってmplate、または実験に適し以前に設計されたテンプレートを選択し、収集するサンプル数を示す。私たちは、付録IでのライブVybrant DyeCycleバイオレットとGFPとショウジョウバエの細胞周期解析やRFP発現に同調させるテンプレート（。得る形式のファイル）を提供してきた</li><li>提供されるテンプレートは、4つのドットプロットと図2に示されているパラメータを持つ2つのヒストグラムが含まれています。検出のためのチャンネルが含まれます：FSCとSSC - セルサイズおよび膜の複雑さ、VL1高さ（H）、幅（W）と面積（）を示す前方散乱と側方散乱 - DyeCycleバイオレット染色の示すバイオレットレーザー励起DNAおよびBL1を- - GFP蛍光を示すブルーレーザーチャンネル1エリア、。 RFP解析のため提供されているテンプレートは、それがoptimiあるブルーレーザーチャネル3（BL3-）、使用することを除けば、GFP分析のためのテンプレートと同じですRFPを検出するためにアルファベットのゼット。 </li><li>テンプレートのドットプロットは、所望の集団を分析を制限すると解析（ 図2）から破片や細胞塊を限定するゲートを有している。ゲート1はSSC対FSC（ 図2A）に基づいて破片や塊を除外します。ゲート2は、シングレット（VL1Area対VL1Width）（ 図2B）の識別に基づいて染色されていない細胞は、サブG1アポトーシス細胞と細胞塊を除外。ゲート3は、ゲート1と2内の細胞を包含、派生ゲートであり、GFP（あるいはRFP）陰性細胞対VL1Height（ 図2C）に基づいてDNA含量を識別します。ゲート4は、ゲート1と2内のセルを包含、派生ゲートであり、GFP（あるいはRFP）DNA含量（ 図2C）対陽性細胞を識別します。 GFP（またはRFP）対前方散乱（FSC）によって測定されるセルサイズのドットプロットは、ゲート5および6（ 図2D）を生成するために使用される。 Y-軸対称にX軸及び細胞数の2つのヒストグラムのプロットDNA含量ゲート3とゲート4で定義された集団のための。所望であれば（ 図2Eおよび2F）ヒストグラムもまた（図示せず）は、セルサイズを含めることができる。セルサイズのヒストグラムについては、集団はX軸とy軸上のカウントにFSCをプロットし、ゲート5及び6に設定されるべきである。 </li><li> 10,000 GFPまたはRFP陽性のイベント（これはゲート4になり、ゲート1、ゲート2およびGFPまたはRFP正のゲートの派生門）で停止する録画を設定します。 6,000の範囲で- 10,000 GFP陽性のイベントは、伝統的に出版品質プロファイル9,11の目標であった。私たちは高品質のプロファイル用の4つのイベント10十分なゲートを得るために正の約50％のGFPである15羽や目の最小値を、使用することをお勧め。しかし、我々が正常に6羽（ 図3A）と同じくらい少ないから予備細胞周期解析のための明確なデータを取得しています。 300μLの取得音量を設定し、これは全体の0.5ミリリットルのサンプルの約460μLを使用します。 タBLE 2は、 図2の例のためにテンプレートで提供、適切なしきい値と電圧設定を示しています。 </li><li>標準感度や高感度を100μl/分とレコードでサンプルを実行します。我々は、異なる感度レベルを持つ我々の分析では差はほとんどを見つける。細胞を集束音響のために、このサイトメーターは、正確に、非常に高い流量で試料を測定することができる。従来のメーターとは異なり、我々は毎秒1,500イベントの速度で、最大取得することによって、データの妥協点を見つけることはありません。同調ソフトウェアによって生成される記録されたデータファイルは、ほとんどの細胞周期モデリングソフトウェアと互換性がある。FCS形式である。 </li></ol> 5。データ解析<ol><li> GFPのセルサイズおよびDNA含有量のヒストグラム（又はRFP）正および負の集団を比較することができる。これらは手動でコピーしてAdobe Photoshopのソフトウェアを使用して貼り付けて階層化することができます。 y軸が自動に設定されている場合は、Y軸は時間をスケールする各サンプルのighestカウント。オートスケールのY軸が設定された二つのグラフを重ねると、各集団のグローバル最大値に設定された軸を持つヒストグラムのオーバーレイを作成します。これは、（ 図3Bの例）GFP陽性およびGFP陰性集団の合計細胞数が等しくない場合であっても、フェージング細胞周期の相対的変化を容易に視覚的な比較を可能にする。あるいは、カスタムy軸（y軸の手動オプション）ヒストグラムの固定値に設定することができる。この場合、2つの母集団の相対細胞数を比較することができる。 図3Fにワークスペース（この例では、実行時 ​​に自動的に生成された統計表から得られる同調は、総人口の割合と各ゲートで、ランあたりのサンプル、各実行のための細胞の絶対定量化の定義されたボリュームを使用するように）。ドットプロットとヒストグラムも簡単に、単純に目の異なるサンプルをドラッグ＆ドロップすることで、同調させるソフトウェアで積層することができます比較のために開いているサンプルの所望のグラフの上に右の電子サンプルファイルメニュー。しかし単一のサンプル（同一サンプル内の負すなわち GFP陽性およびGFP） の中から集団をオーバーレイする、我々は、Photoshopを使用しています。 </li><li>二つの方法は、母集団のための細胞周期の異なる段階での相対的な割合を見つけるために使用することができる。近似​​法は、G1、S、G2と&gt; G2ピークの境界を線引きするためにユーザ定義された領域に依存している。このメソッドは、ユーザーが定義した領域内の割合（ 図3E）の迅速かつ容易に推定することができます。我々は、エチニル-デオキシウリジン（EDU）の取り込みを使用してS期ために標識ショウジョウバエ Kcの細胞との直接テストに基づいて私たちの地域を設定します。第二の方法は、細胞周期分布の推定のために第三者のモデリングソフトウェアを使用する。我々は、 図3Fに、例えばModFitLT（Verityのソフトウェアハウス）ソフトウェアを使用していました。 </li></ol>

<ol>
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S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+content+histogram+and+cell-cycle+analysis.">DNA content histogram and cell-cycle analysis.</a> Methods Cell Biol. 41, 263-296 (1994).</li><li>Ashburner, M., Roote, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culture+of+Drosophila:+the+laboratory+setup.">Culture of Drosophila: the laboratory setup.</a> CSH Protoc. , pdb ip34 (2007).</li><li>del Valle Rodriguez, A., Didiano, D., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Power+tools+for+gene+expression+and+clonal+analysis+in+Drosophila.">Power tools for gene expression and clonal analysis in Drosophila.</a> Nat. Methods. 9, 47-55 (2012).</li><li>Duffy, J. 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A. 93, 11687-11692 (1996).</li><li>Schubiger, M., Palka, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changing+spatial+patterns+of+DNA+replication+in+the+developing+wing+of+Drosophila.">Changing spatial patterns of DNA replication in the developing wing of Drosophila.</a> Dev. Biol. 123, 145-153 (1987).</li><li>Ashburner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Drosophila; A laboratory handbook. , (1989).</li><li>Theodosiou, N. A., Xu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+FLP/FRT+system+to+study+Drosophila+development.">Use of FLP/FRT system to study Drosophila development.</a> Methods. 14, 355-365 (1998).</li><li>Freeman, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reiterative+use+of+the+EGF+receptor+triggers+differentiation+of+all+cell+types+in+the+Drosophila+eye.">Reiterative use of the EGF receptor triggers differentiation of all cell types in the Drosophila eye.</a> Cell. 87, 651-660 (1996).</li><li>Su, T. T., Sprenger, F., DiGregorio, P. J., Campbell, S. D., O'Farrell, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=P.H+Exit+from+mitosis+in+Drosophila+syncytial+embryos+requires+proteolysis+and+cyclin+degradation,+and+is+associated+with+localized+dephosphorylation.">P.H Exit from mitosis in Drosophila syncytial embryos requires proteolysis and cyclin degradation, and is associated with localized dephosphorylation.</a> Genes. Dev. 12, 1495-1503 (1998).</li></ol>

著者らは、開示することは何もありません。

ここで説明するプロトコルは、細胞周期、相対的なセルサイズおよび様々な発生段階でのライブショウジョウバエ組織の相対的な細胞数の分析を可能にする。この分析は、細胞型特異的蛍光タンパク質の発現またはトレースの系統に結合されると、詳細情報が目立たない細胞周期または成長摂動に対する細胞応答について得ることができる。原理の証明として、我々は、脳細胞が逮捕された90％のG1（ 図3D）にわたって正常にあるときに発生段階で異常なDNA複製につながる、GFP標識した細胞クローンでG1-S細胞周期調節因子を発現させることにより、蛹ハエ脳の休止を中断。 しかし、この生細胞周期分析方法にはいくつかの重要な制限がある。まず、人はここに記述されたプロトコルを使用して有糸分裂の様々な段階における細胞を区別することはできません。したがって、ここで説明する分析がimmのを補充されるべきである興味のある組織に分裂指数を定量化するなどのSer10リン酸化ヒストンH3 18として分裂マーカーのunofluorescence染色。両方の状態が同じDNA含量を有するように加えて、ここで説明する方法は、G0逮捕対G1のセルを区別することはできません。 DyeCycleバイオレットが生きた細胞に取り込まれるので、それ以降の段階におけるアポトーシス細胞の同定にも限られている。最後に、前方散乱に基づいて、セルサイズの測定はむしろ規模の絶対的定量より相対セルサイズの測定であることに注意することが重要である。セルサイズの絶対的定量化のために私たちはそのようなコールターカウンター（ベックマン·コールター）で使用したものと体積のアプローチをお勧めします。 細胞周期相とサイズデータがセル倍加時間を測定するためのトレース系統に結合されると、細胞周期および増殖についての詳細な情報は、例えば、G1、S及びG2期の長さと細胞増殖速度9,11として、算出することができる</&gt;（商標）。 インビボにおける細胞周期調節因子の控えめな遺伝子操作でこの結合は、細胞周期および定量細胞周期、細胞増殖および組織の形態形成モデリングのための増殖制御に関する詳細な情報を提供することができる。

フローサイトメトリーは、細胞生存率、相対的なセルサイズ、DNA含量および生細胞集団における蛍光タンパク質発現の測定に用いることができる。 S相細胞の集団におけるDNAの内容に関する情報中の核DNAの複製のためには、異なる細胞周期相1-3の相対的な割合を推測するために使用することができる。この方法は、酵母から哺乳動物モデル系における細胞周期分析の基礎となっている。 ショウジョウバエでは、細胞周期調節のin vivo解析で遺伝するための優れたモデルシステムとなっています。ハエで利用可能な大規模な遺伝的なツールは、in vivo蛍光タンパク質ベースの系統で 4-6トレースとともに細胞周期調節因子の優雅な組織特異的かつ時間的に調節操作が可能になります。フローサイトメトリーendorepl含む、 ショウジョウバエの細胞の種類の数にDNA含量を研究するために使用されている細胞と培養有糸分裂細胞7,8 icating。 in vivoでの細胞周期の研究における重要な進歩のためには、ライブ二倍ショウジョウバエ成虫ディスク9,10、多くのラボで使用され、適応されていたプロトコルのフローサイトメトリー分析のためのプロトコルの開発、デ·ラ·クルスとエドガーによって作られた。誘導性蛍光タンパク質の発現および組織特異的標識を介してトレースをインビボ系統の遺伝子と結合この技術は、 インビボ 9 のいずれかの全体的な細胞倍加時間、セルサイズに遺伝子操作への影響に関する情報を取得し、細胞周期相の正確なタイミングを決定することができ、11。しかし、この方法では、これまでユーザーがエキサイティングヘキスト染料のできるUVレーザーでメーターを流れるように制限されている生きた細胞内でDNAを染色し、定量化するための細胞透過性ヘキスト33342-DNA挿入色素の使用に依存してきました。これらは一般のみソーター（ つまり BD FACS Vantaで発見されていGE、BD FACSAria）や高価な多色ベンチトップシステム（ つまり BD LSR）、通常の機関流れ中核施設でサポートを必要とする。 私たちは、インビトロジェン、Vybrant DyeCycleバイオレットから新しい生細胞のDNA染料を使用するヘキストベースのプロトコルを変更した。この染料は、小さな自己完結型のベンチトップ·アナライザ、同調させるアコースティックフォーカシングサイトメーターより小さい卓上型アナライザーに共通および利用可能なバイオレット405 nmのレーザー、互換性があります。ここでは、DyeCycleバイオレットと同調を用いた開発のさまざまな段階でショウジョウバエ組織の様々な細胞型、セルサイズ、セル数および系統解析と結合することができる細胞周期分析のための詳細なプロトコルを提示する。このプロトコルは、 ショウジョウバエ組織を有するそのような分析に適したメーターの数を拡大し、生細胞周期分析のこのタイプは、追加の組織の種類および発達段階のために変更することができる方法の例を提供する。

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of the reagent</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalogue number</td>
 <td>Comments (optional)</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>12x75 mm Polystyrene Round-Bottom 5 ml Test Tube </td>
 <td>BD Falcon </td>
 <td>352058 </td>
 <td>5 ml tubes</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Attune Acoustic Focusing Cytometer</td>
 <td>Life Technologies/ Applied Biosystems</td>
 <td>4445315</td>
 <td>Blue / Violet configuration</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Attune Cytometer Software (version 1.2.5)</td>
 <td>Life Technologies/ Applied Biosystems</td>
 <td>Free </td>
 <td>PC only</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Attune Performance Tracking Beads (5 x 106 beads/ ml) </td>
 <td>Life Technologies/ Applied Biosystems</td>
 <td>4449754 </td>
 <td>For daily performance test</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dumont #5 Inox forceps </td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>11251-20 </td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Embryo dishes 
 30 mm x 12mm </td>
 <td>Electron Microscopy Sciences</td>
 <td>70543-30 </td>
 <td>Glass dissection dishes </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Eppendorf Thermomixer</td>
 <td>Eppendorf</td>
 <td>022670051 </td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Trypsin-EDTA Solution (10x)</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>T4174 </td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vannas-T&uuml;bingen Spring Scissors </td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>15003-08 </td>
 <td>Straight 5mm Cutting Edge </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vybrant DyeCycle Violet Stain</td>
 <td>Life Technologies/ Invitrogen</td>
 <td>V35003 </td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 1. Required reagents and instruments.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Live DNA Stain Solution (10 ml):
 1 ml 10X Ca2+ Mg2+ free PBS (pH7.2) 
 9 ml 10X Trypsin-EDTA (Sigma) 
 5 &mu;l Invitrogen Vybrant DyeCycle Violet (note that this is 0.25X the recommended concentration for mammalian cells. We find that higher concentrations are toxic to Drosophila cells.)
 10X Ca2+ Mg2+ free PBS (pH7.2): 1.37M NaCl, 27 mM KCl, 100mM Na2HPO4 (dibasic), 20mM KH2PO4 (monobasic) adjusted to pH 7.2
 </td>
</tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td></td>
 <td>FSC</td>
 <td>SSC</td>
 <td>BL1</td>
 <td>VL1</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Threshold (x1000)</td>
 <td>100</td>
 <td>10</td>
 <td>10</td>
 <td>10</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Voltage (mV)</td>
 <td>2950</td>
 <td>4250</td>
 <td>1800</td>
 <td>1150</td>
 </tr>
 </tbody>
 </table>
Table 2. Threshold and voltage setting for the analysis in Figure 2.</td>
 </tr>
 </tbody>
 </table>

live cell cycle analysis of drosophila tissues using the attune acoustic focusing cytometer and vybrant dyecycle violet dna stain

フローサイトメトリーは、広く異なる細胞周期の段階で相対的な割合を推測する、細胞集団におけるDNAの内容に関する情報を取得するために使用されている。この技術は、正常インビボにおける細胞周期調節の遺伝学的研究のためのモデル生物キイロショウジョウバエの細胞分裂組織に拡張されている。細胞型特異的蛍光タンパク質の発現および遺伝子操作と結合するとき、いずれかのセル数、セルサイズおよびインビボでフェージング細胞周期に対する影響についての詳細な情報を得ることができる。しかしこの生細胞の方法は、UVレーザーを搭載したフローサイトメーターにユーザーを制限すること、細胞透過性ヘキスト33342-DNA挿入色素の使用に依存してきた。我々は、より一般的なバイオレット405nmのレーザーとの互換性が、新しい生細胞のDNA染料、Vybrant DyeCycleバイオレットを使用するには、このプロトコルを変更した。ここで紹介するプロトコルは、細胞と結合効率よく細胞周期分析を可能にするショウジョウバエ組織の様々なタイプの相対的なセルサイズとセル番号情報。このプロトコルは、単一実験室規模で実行し、維持することができ、小さなベンチトップ·アナライザへのライブショウジョウバエの組織のために有用な細胞周期解析手法、同調させるアコースティックフォーカシングサイトメーターを拡張。

図2に設けられたGFPテンプレートを使用して、組織の後半でGFPを発現し、幼虫の翼サンプルの代表的な結果を示す。同様の結果は、同じ組織型および未RFPテンプレート（ 図3A）を用いてRFPの発現パターンが得られる。提供されるテンプレートおよび電圧（表2）幼虫の眼（ 図3B）、脳および翼、ならびに蛹目、脳（ 図3D）と翼の分析に適している。ゲート5と6の集団のためのFSCをプロットすることによって提供される相対的なセルサイズのヒストグラムも（ 図3C）を生成することができる。ゲイツが原因異なる組織または異なるGFPまたはRFP導入遺伝子のための蛍光強度の違いのためにセルサイズの違いに少し調整する必要があります。サンプルの小テストボリューム（50μL）を実行しながら、これは、レコードを押す前に、行うことができます。 A各集団のグローバル最大値を示すヒストグラムで結果、同調させるソフトウェアで自動スケール（自動に設定され、y軸のスケール）に細胞周期や細胞の大きさのヒストグラムに対して、y軸（カウント）llowing。 図3B-3Dショーはy軸とのGFP陽性およびGFP陰性ヒストグラムと代表の結果は、各集団のグローバル最大値に設定されています。特定のy軸の最大値を設定する（ユーザ定義された値を手動に設定Y軸スケール）、増殖速度を比較するために有用であり得る集団間の絶対数の比較を可能にするが、それは難しいのフェージング細胞周期を比較することができるGFP陰性細胞対GFP陽性細胞の数が大幅に異なっている集団。 図3Bは、GMR-Gal4の、UAS-GFP導入遺伝子を使用して後部にGFPを発現して、幼虫の目にGFP陽性と陰性細胞のための細胞周期のプロファイルを示す。オーバーレイは、細胞周期pの違いを明らかにする発現細胞後部GFPのhasing。 図3Cは、FSCによって測定されるセルサイズをプロットすることにより、BにおけるGFP陽性および陰性細胞間の細胞の大きさの相対変化を、図3Dは 46hをAPFで蛹の脳から細胞周期プロファイルを示す。 GFP陽性細胞は、G1-SレギュレータサイクリンDと休止を混乱とS相エントリにつながるE2Fを発現している系統トレースクローン、赤い矢印で示したとEDUの取り込み（ 図3Dはめ込み）でS相ラベルによって確認されています。これは、この段階では、通常、G1（黒い跡、 図3D）で逮捕されている非発現GFP陰性細胞とは対照的である。 ほとんどの細胞周期プロファイルは、異なる細胞周期相の人口の割合に関する情報を取得するために使用される。これはG1、S及びG2期（&lt;輪郭を描くヒストグラム上でユーザー定義された領域を作成することにより、同調ソフトウェアで近似することができますstrong&gt;の図3E）。同調させるソフトウェアは、自動的にユーザー定義された領域との割合（ 図3F）内の細胞の絶対数を与えて、各実行の統計情報テーブルを生成する。対照群と実験人口間の位相分布の相対的な変化を比較する場合は、この方法が適しています。あるいは、モデリングソフトウェアは、各相ならびにアポトーシス細胞の割合を推定することができる。我々は、直接同調ソフトウェアによって生成された。FCSデータファイルを開くことができ、図3GでModFitLT（Verityのソフトウェアハウス）を、使用しました。 <img src="/files/ftp_upload/50239/50239fig1.jpg" alt="図1" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50239/50239fig1highres.jpg" /> 図1。 110幼虫の解剖と幼虫や蛹組織のステージング。A.解剖 （遺伝子型の1118ワットを示す）開発の時間の前（上）と（下）反転後前方三を示す。白矢印は、幼虫のキューティクルに付着翼を示し、赤の矢印は、脳B.の翼（白矢印、左の音符翼、脚ディスクに取り付けられており、右の翼を背胸背板に引き裂かれている）の位置を示し、目を（黄色）と脳（赤）が幼虫から削除されます。脂肪と腸除去するための洗浄前にキューティクルから削除頭部の前方空域に置か鉗子とカットの位置を示す蛹のC.解剖 （赤点線）D.蛹。E.は蛹がFで蛹（赤と黄色の矢印）の翼を示す（点線）と部分的に目の脳の複雑な削除クリーンを除去するための翼を持ち上げる処理を示すクリーンアップ。G.幼虫翼と転送用のピペットを示す目を解剖。H.解剖有糸分裂後蛹目脳、複雑な。I. </stronG&gt;幼虫/前蛹遷移時の動物の正しいステージング、動物1はまだ動いているし、若すぎる、動物2、それは白と不動であり、収集するための適切な段階で0hAPF（蛹形成後）であり、動物の3が​​古すぎる収集するために、キューティクルの黒ずみは1hAPFによって明らかである。動物4はすでに2hAPFでなめし収集する古すぎる。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/50239/50239fig1large.jpg" target="_blank">大きい数字を表示するには、ここをクリックしてください</a> 。 <img src="/files/ftp_upload/50239/50239fig2.jpg" alt="図2" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/50239/50239fig2highres.jpg"/> 図2。 Vybrant DyeCycleバイオレットと同調を使ってGFPを発現している組織の代表的な細胞周期解析。4ドットプロットと2ヒストグラムを含む代表的なワークスペースは、 模様を付けるに牽引され、後部ウイングにGFPとサイクリンDを表現幼虫翼サンプルのために示されてゲート1とセルサイズのED-Gal4の導入遺伝子。A.ドットプロットは、破片や塊を除外する。B.ドットプロット非染色細胞、サブ-G1のDNA含量（アポトーシス）、および塊を除外するためにゲート2でシングレットを区別する。C. GFP対DNA含量のドットプロット。 GFP陰性（ゲート3）および正（ゲート4）細胞を区別し、2Nと4N DNAの含有量がx軸に沿った位置に基づいて明らかであることができる。GFP対前方散乱（FSC）によって測定されるセルサイズのD.ドットプロットゲイツ5と6を生成する。ゲート1内の細胞がDNA含量対GFPまたはRFP陰性（ゲート3に設定人口）のカウントの。E.ヒストグラムこの散布図のためにゲイツ5と6を決定する上で視覚的に支援するための着色された赤であることに注意してください。DNA含量のF.のヒストグラムGFPまたはRFP正（ゲート4に設定人口）のための対カウント。所望であればヒストグラムは、細胞サイズに含めることができる。セルサイズのヒストグラム、shoulの集団のためのゲイツ5と6に設定すると思います。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/50239/50239fig2large.jpg" target="_blank">より大きい数字を表示するには、ここをクリックしてください</a> 。 <img src="/files/ftp_upload/50239/50239fig3.jpg" alt="図3" fo:content-width="4.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50239/50239fig3highres.jpg" /> 図3。種々の発達段階及び組織のための細胞周期および細胞サイズ分析の代表的なヒストグラム（A）代表ヒストグラムデータをDyeCycleバイオレット（RFP蛍光対DNA含量の挿入図の散布図でRFP発現を使用して、特定の細胞型において細胞周期を比較するために示されている）。この例では、 エングレイルド -Gal4の導入遺伝子によって駆動後部にRFPを発現幼虫翼を含んでいます（B）GMR-GAL4 PRによって駆動GFP発現と幼虫の目にGFP陽性対GFP陰性DNA量ヒストグラムのオーバーレイG1の最もGFP陽性細胞を示すomoter 17は 、（C）GMR従動GFPの小さい相対的なセルサイズ+細胞は、ゲート5及び図6を用いて前方散乱によって測定された、GFP-対照と比較して、（D）蛹の脳では、GFP陽性細胞は熱ショックG1-S細胞周期調節因子サイクリンDとE2F、で引き起こす異常なS期エントリ（赤矢印）過剰発現、 第 2齢幼虫の間に誘導FLP出法5を介してトレースクローンた系列を示して誘導された通常は分裂G1は、組織を逮捕した。フローサイトメトリーによって観察異常S相エントリはS相（挿入図）で細胞を標識するEDUの取り込みにより確認した。G1、SおよびG2期における相対的な割合を推定するために使用される領域（E）実施例。境界は、別の実験でショウジョウバエの細胞内のEDUのS相の取り込みに基づいて推定した。（F）統計表の例Attunによって生成定義された領域で相対的割合を示す電子ソフトウェア。ModFitLTを用いた代表的な同調データの細胞周期のモデルの（G）の例。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/50239/50239fig3large.jpg" target="_blank">より大きい数字を表示するには、ここをクリックしてください</a> 。

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Live Cell Cycle Analysis of Drosophila Tissues using the Attune Acoustic Focusing Cytometer and Vybrant DyeCycle Violet DNA Stain

生きた細胞周期分析のためのプロトコル<em&gt;ショウジョウバエ</em同調アコースティックフォーカシングサイトメーターを用い&gt;組織が記載されている。このプロトコルは、同時に系統トレースまたは蛍光タンパク質の組織特異的発現を介して相対セルサイズに関する情報を、細胞数、DNA含量および細胞型を提供する<em生体内で&gt;</em&gt;。

の生細胞サイクル分析<em&gt;ショウジョウバエ</em同調させるアコースティック·フォーカスサイトメーターとVybrant DyeCycleバイオレットDNA染色を使用して&gt;組織

Flow cytometry has  been widely used to obtain information about DNA content in a population of  cells, to infer relative percentages in different cell ...

live-cell-cycle-analysis-drosophila-tissues-using-attune-acoustic

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

Live Cell Cycle Analysis of Drosophila Tissues using the Attune Acoustic Focusing Cytometer and Vybrant DyeCycle Violet DNA Stain

13.6K ビュー.  University of Michigan. 生きた細胞周期分析のためのプロトコルショウジョウバエ組織が記載されている。このプロトコルは、同時に系統トレースまたは蛍光タンパク質の組織特異的発現を介して相対セルサイズに関する情報を、細胞数、DNA含量および細胞型を提供する。

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The Preparation of Drosophila Embryos for Live-Imaging Using the Hanging Drop Protocol

Green fluorescent protein (GFP)-based timelapse live-imaging is a powerful technique for studying the genetic regulation of dynamic processes such as tissue morphogenesis, cell-cell adhesion, or cell death. Drosophila embryos expressing GFP are readily imaged using either stereoscopic or confocal microscopy. A goal of any live-imaging protocol is to minimize detrimental effects such as dehydration and hypoxia. Previous protocols for preparing Drosophila embryos for live-imaging analysis have involved placing dechorionated embryos in halocarbon oil and sandwiching them between a halocarbon gas-permeable membrane and a coverslip1-3. The introduction of compression through mounting embryos in this manner represents an undesirable complication for any biomechanical-based analysis of morphogenesis. Our method, which we call the hanging drop protocol, results in excellent viability of embryos during live imaging and does not require that embryos be compressed. Briefly, the hanging drop protocol involves the placement of embryos in a drop of halocarbon oil that is suspended from a coverslip, which is, in turn, fixed in position over a humid chamber. In addition to providing gas exchange and preventing dehydration, this arrangement takes advantage of the buoyancy of embryos in halocarbon oil to prevent them from drifting out of position during timelapse acquisition. This video describes in detail how to collect and prepare Drosophila embryos for live imaging using the hanging drop protocol. This protocol is suitable for imaging dechorionated embryos using stereomicroscopy or any upright compound fluorescence microscope.

The Preparation of Drosophila Embryos for Live-Imaging Using the Hanging Drop Protocol

A simple, inexpensive, and effective method of preparing Drosophila embryos for live-imaging analysis is presented. Our protocol provides humidity and gas exchange and does not compress the Drosophila embryo. This method is suitable for GFP-based live imaging of Drosophila embryos using a stereomicroscope or upright compound microscope.

の調製ショウジョウバエ</emハンギングドロッププロトコルを使用してライブイメージングのための>胚

Green fluorescent protein (GFP)-based timelapse live-imaging is a powerful technique for studying the genetic regulation of dynamic processes such as ...

生物学

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we present a protocol for the mounting of Drosophila melanogaster embryos and subsequent live imaging of fluorescently labeled hemocytes, the embryonic macrophages of this organism. Using the Gal4-uas system1 we drive the expression of a variety of genetically encoded, fluorescently tagged markers in hemocytes to follow their developmental dispersal throughout the embryo. Following collection of embryos at the desired stage of development, the outer chorion is removed and the embryos are then mounted in halocarbon oil between a hydrophobic, gas-permeable membrane and a glass coverslip for live imaging. In addition to gross migratory parameters such as speed and directionality, higher resolution imaging coupled with the use of fluorescent reporters of F-actin and microtubules can provide more detailed information concerning the dynamics of these cytoskeletal components.

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Drosophila hemocytes disperse over the entirety of the developing embryo. This protocol demonstrates how to mount and image these migrations using embryos with fluorescently labelled hemocytes.

のライブイメージングキイロショウジョウバエ胚性血球移行

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we ...

Analysis of Cell Cycle Position in Mammalian Cells

The regulation of cell proliferation is central to tissue morphogenesis during the development of multicellular organisms. Furthermore, loss of control of cell proliferation underlies the pathology of diseases like cancer. As such there is great need to be able to investigate cell proliferation and quantitate the proportion of cells in each phase of the cell cycle. It is also of vital importance to indistinguishably identify cells that are replicating their DNA within a larger population. Since a cell&prime;s decision to proliferate is made in the G1 phase immediately before initiating DNA synthesis and progressing through the rest of the cell cycle, detection of DNA synthesis at this stage allows for an unambiguous determination of the status of growth regulation in cell culture experiments.
DNA content in cells can be readily quantitated by flow cytometry of cells stained with propidium iodide, a fluorescent DNA intercalating dye. Similarly, active DNA synthesis can be quantitated by culturing cells in the presence of radioactive thymidine, harvesting the cells, and measuring the incorporation of radioactivity into an acid insoluble fraction. We have considerable expertise with cell cycle analysis and recommend a different approach. We Investigate cell proliferation using bromodeoxyuridine/fluorodeoxyuridine (abbreviated simply as BrdU) staining that detects the incorporation of these thymine analogs into recently synthesized DNA. Labeling and staining cells with BrdU, combined with total DNA staining by propidium iodide and analysis by flow cytometry1 offers the most accurate measure of cells in the various stages of the cell cycle. It is our preferred method because it combines the detection of active DNA synthesis, through antibody based staining of BrdU, with total DNA content from propidium iodide. This allows for the clear separation of cells in G1 from early S phase, or late S phase from G2/M. Furthermore, this approach can be utilized to investigate the effects of many different cell stimuli and pharmacologic agents on the regulation of progression through these different cell cycle phases.
In this report we describe methods for labeling and staining cultured cells, as well as their analysis by flow cytometry. We also include experimental examples of how this method can be used to measure the effects of growth inhibiting signals from cytokines such as TGF-&beta;1, and proliferative inhibitors such as the cyclin dependent kinase inhibitor, p27KIP1. We also include an alternate protocol that allows for the analysis of cell cycle position in a sub-population of cells within a larger culture5. In this case, we demonstrate how to detect a cell cycle arrest in cells transfected with the retinoblastoma gene even when greatly outnumbered by untransfected cells in the same culture. These examples illustrate the many ways that DNA staining and flow cytometry can be utilized and adapted to investigate fundamental questions of mammalian cell cycle control.

Determining the cell cycle position of a population of cells, or understanding how signals affect proliferation, can be readily measured by flow cytometry using this protocol. We report a simple experimental approach to staining cells and quantifying their position in the cell cycle.

哺乳動物細胞における細胞周期の位置の解析

The regulation of cell proliferation is central to tissue morphogenesis during the development of multicellular organisms. Furthermore, loss of control of ...

Assessment of GFP Expression and Viability Using the Tali Image-Based Cytometer

Single-cell and population information are commonly obtained either by flow cytometry or fluorescence microscopy. However, these two methods provide different information. Flow cytometry gives quantitative multi-parametric information about physical characteristics and staining or expression, but doesn't allow for visualization. Stand-alone fluorescence microscopy provides visual data, but doesn't allow for straightforward quantitative measurements1.
Image-based cytometry bridges the gap between these two methods, enabling the quick visualization and simultaneous quantitative analysis of thousands of cells in heterogeneous populations2. Here, we present a method for performing cell viability and green fluorescent protein (GFP) expression assays using the Tali Image-Based Cytometer3. The Tali instrument is a 3-channel (bright field, green fluorescence, red fluorescence) benchtop assay platform that offers several advantages over flow cytometry and fluorescence microscopy. The Tali cytometer is less expensive, takes up less bench space, requires less maintenance, and the work flow has been simplified so that the operation and analysis is much simpler and quicker. The Tali cytometer is capable of performing a range of suspension cell-based assays, including GFP and red fluorescent protein (RFP) expression, apoptosis4-6 and cell viability analysis with propidium iodide (PI)7-11.
Here, we demonstrate the use of the Tali instrument in performing a cell viability assay in cells expressing GFP. GFP-transduced cells are stained using the Tali Viability Kit - Dead Cell Red. The cells are then pipetted into a Tali Cellular Analysis Slide and loaded into the cytometer. Bright field, red fluorescence and green fluorescence images are captured and analyzed using assay specific algorithms. Histograms are then generated to display cell size, PI fluorescence intensity, and GFP fluorescence intensity. These parameters can then be thresholded to home in on a specific cell population.
A side-by side comparison of the Tali Image-Based Cytometer and traditional flow cytometry demonstrates that the two methods provide comparable data regarding cell viability and protein expression. However, the Tali instrument provides additional visual information about the cell population that cannot be obtained using a flow cytometer.

This protocol describes how to perform cell viability and fluorescence expression assays using the Tali Image-Based Cytometer.

タリイメージベースのメ​​ーターを用いたGFPの発現と生存率の評価

Single-cell and population information are commonly obtained either by flow cytometry or fluorescence microscopy. However, these two methods provide ...

Two- and Three-Dimensional Live Cell Imaging of DNA Damage Response Proteins

Double-strand breaks (DSBs) are the most deleterious DNA lesions a cell can encounter. If left unrepaired, DSBs harbor great potential to generate mutations and chromosomal aberrations1. To prevent this trauma from catalyzing genomic instability, it is crucial for cells to detect DSBs, activate the DNA damage response (DDR), and repair the DNA. When stimulated, the DDR works to preserve genomic integrity by triggering cell cycle arrest to allow for repair to take place or force the cell to undergo apoptosis. The predominant mechanisms of DSB repair occur through nonhomologous end-joining (NHEJ) and homologous recombination repair (HRR) (reviewed in2). There are many proteins whose activities must be precisely orchestrated for the DDR to function properly. Herein, we describe a method for 2- and 3-dimensional (D) visualization of one of these proteins, 53BP1.
The p53-binding protein 1 (53BP1) localizes to areas of DSBs by binding to modified histones3,4, forming foci within 5-15 minutes5. The histone modifications and recruitment of 53BP1 and other DDR proteins to DSB sites are believed to facilitate the structural rearrangement of chromatin around areas of damage and contribute to DNA repair6. Beyond direct participation in repair, additional roles have been described for 53BP1 in the DDR, such as regulating an intra-S checkpoint, a G2/M checkpoint, and activating downstream DDR proteins7-9. Recently, it was discovered that 53BP1 does not form foci in response to DNA damage induced during mitosis, instead waiting for cells to enter G1 before localizing to the vicinity of DSBs6. DDR proteins such as 53BP1 have been found to associate with mitotic structures (such as kinetochores) during the progression through mitosis10.
In this protocol we describe the use of 2- and 3-D live cell imaging to visualize the formation of 53BP1 foci in response to the DNA damaging agent camptothecin (CPT), as well as 53BP1's behavior during mitosis. Camptothecin is a topoisomerase I inhibitor that primarily causes DSBs during DNA replication. To accomplish this, we used a previously described 53BP1-mCherry fluorescent fusion protein construct consisting of a 53BP1 protein domain able to bind DSBs11. In addition, we used a histone H2B-GFP fluorescent fusion protein construct able to monitor chromatin dynamics throughout the cell cycle but in particular during mitosis12. Live cell imaging in multiple dimensions is an excellent tool to deepen our understanding of the function of DDR proteins in eukaryotic cells.

This protocol describes a method for visualizing a DNA double-strand break signaling protein activated in response to DNA damage as well as its localization during mitosis.

DNA損傷応答タンパク質の2次元および3次元生細胞イメージング

Double-strand breaks (DSBs) are the most deleterious DNA lesions a cell can encounter. If left unrepaired, DSBs harbor great potential to generate ...

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

The proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal development in all metazoan organisms. Apoptotic cell clearance is a highly dynamic process intimately associated with cell death; unengulfed apoptotic cells are barely seen in vivo under normal conditions. In order to understand the different steps of apoptotic cell clearance and to compare 'professional' phagocytes - macrophages and dendritic cells to 'non-professional' - tissue-resident neighboring cells, in vivo live imaging of the process is extremely valuable. Here we describe a protocol for studying apoptotic cell clearance in live Drosophila embryos. To follow the dynamics of different steps in phagocytosis we use specific markers for apoptotic cells and phagocytes. In addition, we can monitor two phagocyte systems in parallel: 'professional' macrophages and 'semi-professional' glia in the developing central nervous system (CNS). The method described here employs the Drosophila embryo as an excellent model for real time studies of apoptotic cell clearance.

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

Here we describe an effective method for studying dynamics of apoptotic cell clearance in vivo. This method employs live Drosophila embryos as a powerful model for monitoring phagocytosis of apoptotic cells using specific labeling of apoptotic cells and phagocytes.

アポトーシス細胞のクリアランスのイメージング中に生きる<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;胚

The  proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and  subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal  ...

The Tomato/GFP-FLP/FRT Method for Live Imaging of Mosaic Adult Drosophila Photoreceptor Cells

The Drosophila eye is widely used as a model for studies of development and neuronal degeneration. With the powerful mitotic recombination technique, elegant genetic screens based on clonal analysis have led to the identification of signaling pathways involved in eye development and photoreceptor (PR) differentiation at larval stages. We describe here the Tomato/GFP-FLP/FRT method, which can be used for rapid clonal analysis in the eye of living adult Drosophila. Fluorescent photoreceptor cells are imaged with the cornea neutralization technique, on retinas with mosaic clones generated by flipase-mediated recombination. This method has several major advantages over classical histological sectioning of the retina: it can be used for high-throughput screening and has proved an effective method for identifying the factors regulating PR survival and function. It can be used for kinetic analyses of PR degeneration in the same living animal over several weeks, to demonstrate the requirement for specific genes for PR survival or function in the adult fly. This method is also useful for addressing cell autonomy issues in developmental mutants, such as those in which the establishment of planar cell polarity is affected.

The Tomato/GFP-FLP/FRT Method for Live Imaging of Mosaic Adult Drosophila Photoreceptor Cells

The Tomato/GFP-FLP/FRT method involves visualizing mosaic photoreceptor cells in living Drosophila. It can be used to follow individual photoreceptor cell fates in the retina for days or weeks. This method is ideal for studies of retinal degeneration and neurodegenerative diseases or photoreceptor cell development.

モザイク大人のライブイメージングのためのトマト/ GFP-FLP / FRT方法<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;視細胞

The Drosophila eye is widely used as a model  for studies of development and neuronal degeneration. With the powerful mitotic  recombination technique, ...

Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

Drosophila melanogaster is a powerful model system that has been widely used to elucidate a variety of biological processes. For example, studies of both the female and male germ lines of Drosophila have contributed greatly to the current understanding of meiosis as well as stem cell biology. Excellent protocols are available in the literature for the isolation and imaging of Drosophila ovaries&#160;and testes3-12. Herein, methods for the dissection and preparation of Drosophila testes for microscopic analysis are described with an accompanying video demonstration. A protocol for isolating testes from the abdomen of adult males and preparing slides of live tissue for analysis by phase-contrast microscopy as well as a protocol for fixing and immunostaining testes for analysis by fluorescence microscopy are presented. These techniques can be applied in the characterization of Drosophila mutants that exhibit defects in spermatogenesis as well as in the visualization of subcellular localizations of proteins.

Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

Methods for isolating and preparing Drosophila testes samples (live and fixed) for imaging by phase-contrast and fluorescence microscopy are described herein.&#160;

精子形成細胞学的分析：ライブとの固定の準備<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;精巣

Drosophila melanogaster is a powerful model system that has been widely used to elucidate a variety of biological processes. For example, studies of both ...

Reduced-gravity Environment Hardware Demonstrations of a Prototype Miniaturized Flow Cytometer and Companion Microfluidic Mixing Technology

Until recently, astronaut blood samples were collected in-flight, transported to earth on the Space Shuttle, and analyzed in terrestrial laboratories. If humans are to travel beyond low Earth orbit, a transition towards space-ready, point-of-care (POC) testing is required. Such testing needs to be comprehensive, easy to perform in a reduced-gravity environment, and unaffected by the stresses of launch and spaceflight. Countless POC devices have been developed to mimic laboratory scale counterparts, but most have narrow applications and few have demonstrable use in an in-flight, reduced-gravity environment. In fact, demonstrations of biomedical diagnostics in reduced gravity are limited altogether, making component choice and certain logistical challenges difficult to approach when seeking to test new technology. To help fill the void, we are presenting a modular method for the construction and operation of a prototype blood diagnostic device and its associated parabolic flight test rig that meet the standards for flight-testing onboard a parabolic flight, reduced-gravity aircraft. The method first focuses on rig assembly for in-flight, reduced-gravity testing of a flow cytometer and a companion microfluidic mixing chip. Components are adaptable to other designs and some custom components, such as a microvolume sample loader and the micromixer may be of particular interest. The method then shifts focus to flight preparation, by offering guidelines and suggestions to prepare for a successful flight test with regard to user training, development of a standard operating procedure (SOP), and other issues. Finally, in-flight experimental procedures specific to our demonstrations are described.

Spaceflight blood diagnostics need innovation. Few demonstrations have been published illustrating in-flight, reduced-gravity health diagnostic technology. Here we present a method for construction and operation of a parabolic flight test rig for a prototype point-of-care flow-cytometry design, with components and preparation strategies adaptable to other setups.

プロトタイプ小型化フローサイトメーターおよびコンパニオンマイクロ流体混合技術の縮小重力環境ハードウェアデモンストレーション

Until recently, astronaut blood samples were collected in-flight, transported to earth on the Space Shuttle, and analyzed in terrestrial laboratories. If ...

LDL Cholesterol Uptake Assay Using Live Cell Imaging Analysis with Cell Health Monitoring

The regulation of LDL cholesterol uptake through LDLR-mediated endocytosis is an important area of study in various major pathologies including metabolic disorder, cardiovascular disease, and kidney disease. Currently, there is no available method to assess LDL uptake while simultaneously monitoring for health of the cells. The current study presents a protocol, using a live cell imaging analysis system, to acquire serial measurements of LDL influx with concurrent monitoring for cell health. This novel technique is tested in three human cell lines (hepatic, renal tubular epithelial, and coronary artery endothelial cells) over a four-hour time course. Moreover, the sensitivity of this technique is validated with well-known LDL uptake inhibitors, Dynasore and recombinant PCSK9 protein, as well as by an LDL uptake promoter, Simvastatin. Taken together, this method provides a medium-to-high throughput platform for simultaneously screening pharmacological activity as well as monitoring of cell morphology, hence cytotoxicity of compounds regulating LDL influx. The analysis can be used with different imaging systems and analytical software.

This protocol provides an efficient approach to measuring LDL cholesterol uptake with real time influx rates using a live cell imaging system in various cell types. This technique provides a platform to screen the pharmacological activity of compounds affecting LDL influx while monitoring for cell morphology and hence potential cytotoxicity.

LDL コレステロールの取り込みアッセイ セルにライブセル イメージングを使用して正常性の監視

The regulation of LDL cholesterol uptake through LDLR-mediated endocytosis is an important area of study in various major pathologies including metabolic ...