Name: posterior semicircular canal approach for inner ear gene delivery in neonatal mouse
Uploaded: 2018-03-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 3 min 52 s
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Questo lavoro è stato sostenuto dal NIDCD divisione di intramurale ricerca /NIH (DC000082-02 al W.W.C.), così come DC000081 al nucleo di imaging avanzata. Siamo grati per il personale della struttura animale NIDCD per la cura per i nostri animali.

Tutte le procedure di animali sono state approvate dal comitato di utilizzo presso il National Institute on Deafness and Other Communication Disorders (NIDCD ASP1378-15) e cura degli animali.
1. procedura installazione e preparazione
<ol><li>Sterilizzare tutti gli strumenti di ossido di etilene all'inizio dell'esperimento. Tra gli animali, pulire gli strumenti utilizzando la sterilizzazione della perla.</li>
	<li>Caricare la soluzione contenente la terapia genica virale in una micropipetta su micro-iniettore. Il vettore virale utilizzato in questo studio è stato AAV2/8-whirlin (1 x 1013 genoma copie per millilitro, vedere la tabella dei materiali). Nota: In genere, il volume totale di 1,1 µ l viene caricato nella micropipetta.</li>
</ol>2. anestesia
Nota: Il ceppo del mouse utilizzato in questo studio è il mouse whirler. Entrambi omozigoti mutanti (Whrnwi/wi) e littermates eterozigoti (Whrn+ wi) sono stati usati.
<ol><li>Posto la madre in una gabbia separata (separata dalla lettiera).</li>
	<li>Posto dalla gabbia contenente la lettiera (P0 - P5 cuccioli) su un pad termico a ricircolo (insieme a 37,5 ° C) per mantenere caldi i topi.</li>
	<li>Tagliare la parte di pollice di un guanto di lattice e inserire un cucciolo in esso.</li>
	<li>Collocare il cucciolo nel guanto di lattice pollice in un secchio di ghiaccio per ~ 2 min.</li>
	<li>Posizionare il pup anestetizzato su una confezione di grande gelata di plastica quadrato commerciale con una garza 4 "x 4" tra il cucciolo e superficie del pack.</li>
	<li>Riempire un guanto di lattice per impieghi gravosi con ghiaccio tritato e il guanto di ghiaccio intorno il pup.</li>
	<li>Controllare per vedere se il cucciolo è adeguatamente anestetizzato dalla completa mancanza di qualsiasi risposta a vari stimoli (tra cui un pizzico di punta costante). Lasciare il cucciolo sull'impacco di ghiaccio per tutta la durata dell'intervento chirurgico (circa 5-10 min). Nota: Si consiglia di lasciare i cuccioli sull'impacco di ghiaccio per non più di 15 min durante l'intervento chirurgico.</li>
</ol>3. chirurgico approccio (Figura 1)
<ol><li>Una volta che l'animale è anestetizzato, pulire la pelle dietro l'orecchio con un batuffolo imbevuto di iodio e un batuffolo imbevuto di alcool.</li>
	<li>Fare un'incisione postauricular ~ 2 mm dietro l'orecchio utilizzando micro-forbici e dividere il muscolo sternocleidomastoid con micro-forbici.</li>
	<li>Identificare il nervo facciale e la bulla. La bulla è cartilaginoso e semi-trasparente a questa età e si trova mediale al nervo facciale. L'arteria stapediali può essere visto attraverso la bulla a questa età, che è un utile punto di riferimento.</li>
	<li>Seguire il nervo facciale superiormente e posteriormente per individuare il canale semicircolare posteriore (PSCC). Rimuovere le fibre muscolari e del tessuto molle che ricopre il canale semicircolare posteriore utilizzando micro-forbici. Nota: Il PSCC è cartilaginoso a questa età.</li>
	<li>Penetrare il PSCC utilizzando una micropipetta di vetro (~ 10 μm di diametro) su micro-iniettore.</li>
	<li>Iniettare la terapia genica virale nell'orecchio interno. Nota: In genere, un totale di 20 iniezioni di 49 nL della terapia genica sono consegnati nel canale semicircolare posteriore oltre 40 ~ s (volume totale ~ 1 µ l). Il titolo virale utilizzato era 1 x 1013 genoma copie / mL.</li>
	<li>Chiudere l'incisione della pelle utilizzando una sutura in polyglactin 5-0.</li>
</ol>4. postoperatoria
<ol><li>Posto il cucciolo su un tappetino riscaldante per ripristinare una normale temperatura corporea durante il recupero dall'anestesia con costante manuale stimolazione/rolling con le dita guantate umane.</li>
	<li>Una volta che il cucciolo è sveglio, posizionarlo nella sua gabbia a casa.</li>
	<li>Accarezzano ogni cucciolo con un tampone di cotone che è stato esposto per la biancheria da letto di gabbia a casa. Nota: Lo scopo di questo è di avere i topi odore come hanno fatto prima dell'intervento, che aumenta la probabilità della madre ri-accettando la sua post-chirurgia cucciolata. Se possibile, urina dalla madre possa essere raccolti e strofinato sui cuccioli con un batuffolo di cotone per ridurre ulteriormente il rischio di rigetto.</li>
	<li>Applicare olio minerale al naso della madre per desensibilizzare la sua8e reintrodurre la madre dalla gabbia.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Chien, W. W., Monzack, E. L., McDougald, D. S., Cunningham, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+therapy+for+sensorineural+hearing+loss.">Gene therapy for sensorineural hearing loss.</a> Ear Hear. 36, 1-7 (2015).</li><li>Askew, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tmc+gene+therapy+restores+auditory+function+in+deaf+mice.">Tmc gene therapy restores auditory function in deaf mice.</a> Sci Transl Med. 7, 295 (2015).</li><li>Akil, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Restoration+of+hearing+in+the+VGLUT3+knockout+mouse+using+virally+mediated+gene+therapy.">Restoration of hearing in the VGLUT3 knockout mouse using virally mediated gene therapy.</a> Neuron. 75, 283-293 (2012).</li><li>Pan, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+therapy+restores+auditory+and+vestibular+function+in+a+mouse+model+of+Usher+syndrome+type+1c.">Gene therapy restores auditory and vestibular function in a mouse model of Usher syndrome type 1c.</a> Nat Biotechnol. 35, 264-272 (2017).</li><li>Isgrig, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+Therapy+Restores+Balance+and+Auditory+Functions+in+a+Mouse+Model+of+Usher+Syndrome.">Gene Therapy Restores Balance and Auditory Functions in a Mouse Model of Usher Syndrome.</a> Mol Ther. 25, 780-791 (2017).</li><li>Lentz, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rescue+of+hearing+and+vestibular+function+by+antisense+oligonucleotides+in+a+mouse+model+of+human+deafness.">Rescue of hearing and vestibular function by antisense oligonucleotides in a mouse model of human deafness.</a> Nat Med. 19, 345-350 (2013).</li><li>Shibata, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA+Interference+Prevents+Autosomal-Dominant+Hearing+Loss.">RNA Interference Prevents Autosomal-Dominant Hearing Loss.</a> Am J Hum Genet. 98, 1101-1113 (2016).</li><li>Van Sluyters, R. C., Obernier, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Guidelines+for+the+care+and+use+of+mammals+in+neuroscience+and+behavioral+research.">Guidelines for the care and use of mammals in neuroscience and behavioral research.</a> Contemp Top Lab Anim. 43, 48 (2004).</li><li>Chien, W. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+Therapy+Restores+Hair+Cell+Stereocilia+Morphology+in+Inner+Ears+of+Deaf+Whirler+Mice.">Gene Therapy Restores Hair Cell Stereocilia Morphology in Inner Ears of Deaf Whirler Mice.</a> Mol Ther. 24, 17-25 (2016).</li><li>Hirose, K., Hartsock, J. J., Johnson, S., Santi, P., Salt, A. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+lipopolysaccharide+compromises+the+blood-labyrinth+barrier+and+increases+entry+of+serum+fluorescein+into+the+perilymph.">Systemic lipopolysaccharide compromises the blood-labyrinth barrier and increases entry of serum fluorescein into the perilymph.</a> J Assoc Res Otolaryngol. 15, 707-719 (2014).</li><li>Okada, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+transfer+targeting+mouse+vestibule+using+adenovirus+and+adeno-associated+virus+vectors.">Gene transfer targeting mouse vestibule using adenovirus and adeno-associated virus vectors.</a> Otol Neurotol. 33, 655-659 (2012).</li><li>Suzuki, J., Hashimoto, K., Xiao, R., Vandenberghe, L. H., Liberman, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cochlear+gene+therapy+with+ancestral+AAV+in+adult+mice:+complete+transduction+of+inner+hair+cells+without+cochlear+dysfunction.">Cochlear gene therapy with ancestral AAV in adult mice: complete transduction of inner hair cells without cochlear dysfunction.</a> Sci Rep. 7, 45524 (2017).</li></ol>

Gli autori non hanno nessun pertinenti informazioni integrative per fare.

Diversi approcci chirurgici sono stati descritti per accedere roditore orecchi interni. Cochleostomy e finestra rotonda approcci sono più comunemente utilizzati per accedere alla coclea, mentre il canale semicircolare posteriore e il sacco endolinfatico approcci vengono in genere utilizzati per accedere gli organi vestibolari1. In uno studio recente, abbiamo mostrato quel canale semicircolare posteriore iniezioni di terapia genica virale ha provocate ad alta efficienza di trasduzione delle cellule cigliate in entrambi gli organi vestibolari e la coclea5. Infatti, trasduzione cocleare della cellula ciliata era più alta attraverso le iniezioni del canale semicircolare posteriore, se confrontato con le iniezioni di finestra rotonda nello stesso modello del mouse di ipoacusia ereditaria e disfunzione vestibolare5,9. Data la vicinanza anatomica tra la finestra rotonda e la coclea, sembra paradossale che finestra rotonda iniezioni possono portare a bassa trasduzione cocleare della cellula ciliata rispetto alle iniezioni del canale semicircolare posteriore. Questo risultato può essere spiegato dal fatto che la finestra rotonda si trova vicino l'acquedotto coclea. Pertanto, quando la terapia genica virale viene iniettata attraverso la finestra rotonda, la sua concentrazione può essere diluita dal fluido cerebrospinale provenienti acquedotto cocleare10.
La constatazione che il canale semicircolare posteriore iniezione risultati nella trasduzione delle cellule cigliate cocleari e vestibolari è stata segnalata anche da altri studi11,12. Nello studio di Okada et al., la trasduzione delle cellule ciliate cocleare e vestibolari di AAV-GFP è stato segnalato. Tuttavia, non è stata eseguita la quantificazione numerica. Lo studio di Suzuki et al., rilevati alti livelli di trasduzione delle cellule cigliate cocleari e vestibolari con l'AAV-Anc80-GFP utilizzando l'approccio del canale semicircolare posteriore in topi adulti. In topi adulti, inserimento di una canula del canale semicircolare posteriore con un piccolo catetere è preferibile, poiché la copertura ossuta del canale semicircolare posteriore è completamente ossificata12. Cateterizzazione del canale semicircolare posteriore in topi adulti può contribuire a minimizzare il riflusso di iniezione, che può diminuire l'efficienza di trasduzione. Questo passaggio non è necessario in topi neonatali, poiché la copertura ossuta del canale semicircolare posteriore è ancora cartilaginosa a quell'età.
Uno degli svantaggi dell'iniezione canale semicircolare posteriore è il fatto che non si può essere certi se la terapia genica iniettato è consegnata nella perilinfa o endolinfa. Nonostante questa carenza, il canale semicircolare posteriore è anatomicamente facile da individuare e richiede minima manipolazione dell'osso temporale per la sua identificazione. Questo riduce la possibilità di danno dell'orecchio interno causata tramite il trauma chirurgico. L'iniezione del canale semicircolare posteriore è un'opzione attraente per la consegna di terapia genica dell'orecchio interno.

Terapia genica dell'orecchio interno è un settore in rapida evoluzione dell'indagine. È stato applicato in vari modelli animali di combattimento ototossicità, il trauma di rumore e di perdita dell'udito ereditario1. Parecchi studi recenti hanno dimostrato il recupero funzionale dell'udito e funzioni della bilancia in topi mutanti dopo orecchio interno gene terapia consegna2,3,4,5,6, 7. uno dei principali fattori nel determinare il successo della terapia genica dell'orecchio interno è il metodo chirurgico utilizzato per accedere l'orecchio interno. Idealmente, l'approccio chirurgico sarebbe facile da eseguire, i limiti anatomici sarebbe coerente e facile da identificare, e la trasduzione risultante di tipi cellulari mirata sarebbe elevata.
In un recente studio, abbiamo dimostrato che quando la terapia genica virale è stata iniettata attraverso il canale semicircolare posteriore del mouse mutante whirler (un modello di perdita dell'udito e disfunzione vestibolare), trasduzione efficiente di cellule ciliate sensoriali è stato visto nella vestibolare organi, così come la coclea5. L'alta efficienza di trasduzione sensoriale della cellula ciliata ha provocato il miglioramento delle funzioni uditive e vestibolari in questi topi mutanti.
In questo articolo, descriviamo in dettaglio l'approccio del canale semicircolare posteriore per accedere l'orecchio interno neonatale del mouse.

<table><tbody><tr><td>Operating microscope</td><td>Zeiss</td><td></td><td>OPMI Pico ENT microscope. Other dissection microscopes would also work.</td></tr><tr><td>Micro-forcepts</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-10, 11295-51</td><td>#5 and #55 Dumont</td></tr><tr><td>Micro-scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15002-08</td><td></td></tr><tr><td>Nanoliter2000 microinjector</td><td>World Precision Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heating pad</td><td>Mastex</td><td>Model 500/600</td><td></td></tr><tr><td>5-0 vicryl sutures</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>AAV8-whirlin</td><td>Vector Biolabs</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glass pipette</td><td>Sutter Instruments</td><td>B100-75-10</td><td>Borosilicate glass</td></tr></tbody></table>

posterior semicircular canal approach for inner ear gene delivery in neonatal mouse

Terapia genica dell'orecchio interno offre grande promessa come un potenziale trattamento per la perdita dell'udito e vertigini. Uno dei fattori critici del successo della terapia genica dell'orecchio interno è quello di trovare un metodo di consegna che si traduce in efficienza di trasduzione coerente di tipi cellulari mirate, riducendo al minimo la perdita dell'udito. In questo studio, descriviamo l'approccio del canale semicircolare posteriore come un metodo praticabile per la consegna del gene dell'orecchio interno in topi neonatali. Indichiamo che consegna del gene attraverso il canale semicircolare posteriore è in grado di irrorare l'intero orecchio interno. La facile individuazione anatomica del canale semicircolare posteriore, così come manipolazione minima dell'osso temporale richiesto, rendono questo chirurgico approccio un'opzione attraente per consegna del gene dell'orecchio interno.

Iniezione di AAV8-whirlin terapia genica nei topi whirler neonatale attraverso il canale semicircolare posteriore ha provocato whirlin espressione (verde) in cellule ciliate utricular (Figura 2), con l'efficienza di infezione generale di 53,1% (SD 38,1, n = 28)5 . Cellule trasdotte capelli aveva allungato stereocilia (rosso) rispetto alle cellule ciliate dalle orecchie non iniettato controlaterale (5,35 µm ± 2.11 vs 3.20 ± 0.34 µm, rispettivamente)5.
Iniezione del canale semicircolare posteriore di AAV8-whirlin inoltre ha provocato trasduzione di cellule ciliate cocleari nei topi whirler (Figura 3). L'efficienza di infezione della cellula ciliata interna media era 77,1% (SD 12,7, n = 8)5. Cellule trasdotte capelli espresso whirlin (verde) alle punte delle stereocilia e aveva allungato stereocilia (rosso) rispetto alle cellule ciliate dalle orecchie non iniettato controlaterale (5,04 ± 0.72 µm vs 1,01 ± 0,08 µm all'apice cocleare, rispettivamente)5.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56648/56648fig1.jpg"> Figura 1 : Immagini intraoperative. Immagini intraoperatorie di accesso chirurgico per il canale semicircolare posteriore (PSCC) a un mouse di P0. L'orecchio di sinistra è mostrato. Il PSCC è delineato nelle linee nere tratteggiate. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56648/56648fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56648/56648fig2.jpg"> Figura 2 : Cellule cigliate vestibolari vengono trasdotti mediante consegna del gene PSCC. AAV8-whirlin tramito il PSCC approccio ha provocato livelli elevati di infezione utricular della cellula ciliata. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56648/56648fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56648/56648fig3.jpg"> Figura 3 : Cellule ciliate cocleari vengono trasdotti mediante consegna del gene PSCC. AAV8-whirlin tramito il PSCC approccio ha provocato livelli elevati di infezione cocleare della cellula ciliata. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56648/56648fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

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Posterior Semicircular Canal Approach for Inner Ear Gene Delivery in Neonatal Mouse

In questo studio, descriviamo l'approccio del canale semicircolare posteriore come un metodo affidabile per la consegna del gene dell'orecchio interno in topi neonatali. Indichiamo che consegna del gene attraverso il canale semicircolare posteriore è in grado di irrorare l'intero orecchio interno.

Approccio del canale semicircolare posteriore per consegna del Gene dell'orecchio interno in Mouse neonatale

Inner ear gene therapy offers great promise as a potential treatment for hearing loss and dizziness. One of the critical determinants of the success of ...

posterior-semicircular-canal-approach-for-inner-ear-gene-delivery

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

9.7K Views.  National Institutes of Health. In questo studio, descriviamo l'approccio del canale semicircolare posteriore come un metodo affidabile per la consegna del gene dell'orecchio interno in topi neonatali. Indichiamo che consegna del gene attraverso il canale semicircolare posteriore è in grado di irrorare l'intero orecchio interno.

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Culture of Embryonic Mouse Cochlear Explants and Gene Transfer by Electroporation

Auditory hair cells located within the mouse organ of Corti detect and transmit sound information to the central nervous system. The mechanosensory hair cells are aligned in one row of inner hair cells and three rows of outer hair cells that extend along the basal to apical axis of the cochlea. The explant culture technique described here provides an efficient method to isolate and maintain cochlear explants from the embryonic mouse inner ear. Also, the morphology and molecular characteristics of sensory hair cells and nonsensory supporting cells within the cochlear explant cultures resemble those observed in vivo and can be studied within its intrinsic cellular environment. The cochlear explants can serve as important experimental tools for the identification and characterization of molecular and genetic pathways that are involved in cellular specification and patterning. Although transgenic mouse models provide an effective approach for gene expression studies, a considerable number of mouse mutants die during embryonic development thereby hindering the analysis and interpretation of developmental phenotypes. The organ of Corti from mutant mice that die before birth can be cultured so that their in vitro development and responses to different factors can be analyzed. Additionally, we describe a technique for electroporating embryonic cochlear explants ex vivo which can be used to downregulate or overexpress specific gene(s) and analyze their potential endogenous function and test whether specific gene product is necessary or sufficient in a given context to influence mammalian cochlear development1-8.

We present a method that describes isolation and culture of cochlear explants from embryonic mouse inner ear. We also demonstrate a method for gene transfer into cochlear explants via square-wave electroporation. The in vitro explant culture coupled with gene transfer technique enables researchers to study the effects of altering gene expression during development.

Cultura della embrionali di topo cocleari espianti e Gene Transfer con elettroporazione

Auditory hair cells located within the mouse organ of Corti detect and transmit sound information to the central nervous system. The mechanosensory hair ...

Ricerca

Biologia dello sviluppo

Canalostomy As a Surgical Approach to Local Drug Delivery into the Inner Ears of Adult and Neonatal Mice

Local delivery of therapeutic drugs into the inner ear is a promising therapy for inner ear diseases. Injection through semicircular canals (canalostomy) has been shown to be a useful approach to local drug delivery into the inner ear. The goal of this article is to describe, in detail, the surgical techniques involved in canalostomy in both adult and neonatal mice. As indicated by fast-green dye and adeno-associated virus serotype 8 with the green fluorescent protein gene, the canalostomy facilitated broad distribution of injected reagents in the cochlea and vestibular end-organs with minimal damage to hearing and vestibular function. The surgery was successfully implemented in both adult and neonatal mice; indeed, multiple surgeries could be performed if required. In conclusion, canalostomy is an effective and safe approach to drug delivery into the inner ears of adult and neonatal mice and may be used to treat human inner ear diseases in the future.

Here we describe canalostomy procedure which allows local drug delivery into the inner ears of adult and neonatal mice through the semicircular canal with minimum damage to hearing and vestibular function. This method can be used to inoculate viral vectors, pharmaceuticals, and small molecules into the mouse inner ear.

Canalostomy come un approccio chirurgico alla consegna di droga locale nelle orecchie interno dei topi adulti e neonati

Local delivery of therapeutic drugs into the inner ear is a promising therapy for inner ear diseases. Injection through semicircular canals (canalostomy) ...

Genetica

A Novel Surgical Approach for Intratracheal Administration of Bioactive Agents in a Fetal Mouse Model

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and acquired diseases. Apart from congenital or inherited abnormalities with the requirement for long-term expression of the delivered gene, several non-inherited perinatal conditions, where short-term gene expression or pharmacological intervention is sufficient to achieve therapeutic effects, are considered as potential future indications for this kind of approach. Candidate diseases for the application of short-term prenatal therapy could be the transient neonatal deficiency of surfactant protein B causing neonatal respiratory distress syndrome1,2 or hyperoxic injuries of the neonatal lung3. Candidate diseases for permanent therapeutic correction are Cystic Fibrosis (CF)4, genetic variants of surfactant deficiencies5 and &alpha;1-antitrypsin deficiency6.
Generally, an important advantage of prenatal gene therapy is the ability to start therapeutic intervention early in development, at or even prior to clinical manifestations in the patient, thus preventing irreparable damage to the individual. In addition, fetal organs have an increased cell proliferation rate as compared to adult organs, which could allow a more efficient gene or stem cell transfer into the fetus. Furthermore, in utero gene delivery is performed when the individual's immune system is not completely mature. Therefore, transplantation of heterologous cells or supplementation of a non-functional or absent protein with a correct version should not cause immune sensitization to the cell, vector or transgene product, which has recently been proven to be the case with both cellular and genetic therapies7.
In the present study, we investigated the potential to directly target the fetal trachea in a mouse model. This procedure is in use in larger animal models such as rabbits and sheep8, and even in a clinical setting9, but has to date not been performed before in a mouse model. When studying the potential of fetal gene therapy for genetic diseases such as CF, the mouse model is very useful as a first proof-of-concept because of the wide availability of different transgenic mouse strains, the well documented embryogenesis and fetal development, less stringent ethical regulations, short gestation and the large litter size.
Different access routes have been described to target the fetal rodent lung, including intra-amniotic injection10-12, (ultrasound-guided) intrapulmonary injection13,14 and intravenous administration into the yolk sac vessels15,16 or umbilical vein17. Our novel surgical procedure enables researchers to inject the agent of choice directly into the fetal mouse trachea which allows for a more efficient delivery to the airways than existing techniques18.

We developed a novel surgical approach for intratracheal administration of bioactive agents into the mouse fetus. The delivery route is more efficient in targeting the fetal mouse lungs than the commonly used intra-amniotic injection. This procedure has to date not been described in a mouse model.

Un nuovo approccio chirurgico per somministrazione endotracheale di agenti bioattivi in ​​un modello murino fetale

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and ...

Medicina

Gene Transfer to the Developing Mouse Inner Ear by In Vivo Electroporation

The mammalian inner ear has 6 distinct sensory epithelia: 3 cristae in the ampullae of the semicircular canals; maculae in the utricle and saccule; and the organ of Corti in the coiled cochlea. The cristae and maculae contain vestibular hair cells that transduce mechanical stimuli to subserve the special sense of balance, while auditory hair cells in the organ of Corti are the primary transducers for hearing 1. Cell fate specification in these sensory epithelia and morphogenesis of the semicircular canals and cochlea take place during the second week of gestation in the mouse and are largely completed before birth 2,3. Developmental studies of the mouse inner ear are routinely conducted by harvesting transgenic embryos at different embryonic or postnatal stages to gain insight into the molecular basis of cellular and/or morphological phenotypes 4,5. We hypothesize that gene transfer to the developing mouse inner ear in utero in the context of gain- and loss-of-function studies represents a complimentary approach to traditional mouse transgenesis for the interrogation of the genetic mechanisms underlying mammalian inner ear development6.
The experimental paradigm to conduct gene misexpression studies in the developing mouse inner ear demonstrated here resolves into three general steps: 1) ventral laparotomy; 2) transuterine microinjection; and 3) in vivo electroporation. Ventral laparotomy is a mouse survival surgical technique that permits externalization of the uterus to gain experimental access to the implanted embryos7. Transuterine microinjection is the use of beveled, glass capillary micropipettes to introduce expression plasmid into the lumen of the otic vesicle or otocyst. In vivo electroporation is the application of square wave, direct current pulses to drive expression plasmid into progenitor cells8-10. 
We previously described this electroporation-based gene transfer technique and included detailed notes on each step of the protocol11. Mouse experimental embryological techniques can be difficult to learn from prose and still images alone. In the present work, we demonstrate the 3 steps in the gene transfer procedure. Most critically, we deploy digital video microscopy to show precisely how to: 1) identify embryo orientation in utero; 2) reorient embryos for targeting injections to the otocyst; 3) microinject DNA mixed with tracer dye solution into the otocyst at embryonic days 11.5 and 12.5; 4) electroporate the injected otocyst; and 5) label electroporated embryos for postnatal selection at birth. We provide representative examples of successfully transfected inner ears; a pictorial guide to the most common causes of otocyst mistargeting; discuss how to avoid common methodological errors; and present guidelines for writing an in utero gene transfer animal care protocol.

Gene Transfer to the Developing Mouse Inner Ear by In Vivo Electroporation

The mouse inner ear is a placode-derived sensory organ whose developmental program is elaborated during gestation. We define an in utero gene transfer technique consisting of three steps: mouse ventral laparotomy, transuterine microinjection, and in vivo electroporation. We use digital video microscopy to demonstrate the critical experimental embryological techniques.

Gene Transfer per l&#39;orecchio del mouse Sviluppo Inner<em&gt; In Vivo</em&gt; Elettroporazione

The mammalian inner ear has 6 distinct sensory epithelia: 3 cristae in the ampullae of the semicircular canals; maculae in the utricle and saccule; and ...

Neuroscienze

Surgical Method for Virally Mediated Gene Delivery to the Mouse Inner Ear through the Round Window Membrane

Gene therapy, used to achieve functional recovery from sensorineural deafness, promises to grant better understanding of the underlying molecular and genetic mechanisms that contribute to hearing loss. Introduction of vectors into the inner ear must be done in a way that widely distributes the agent throughout the cochlea while minimizing injury to the existing structures. This manuscript describes a post-auricular surgical approach that can be used for mouse cochlear therapy using molecular, pharmacologic, and viral delivery to mice postnatal day 10 and older via the round window membrane (RWM). This surgical approach enables rapid and direct delivery into the scala tympani while minimizing blood loss and avoiding animal mortality. This technique involves negligible or no damage to essential structures of the inner and middle ear as well as neck muscles while wholly preserving hearing. To demonstrate the efficacy of this surgical technique, the vesicular glutamate transporter 3 knockout (VGLUT3 KO) mice will be used as an example of a mouse model of congenital deafness that recovers hearing after delivery of VGLUT3 to the inner ear using an adeno-associated virus (AAV-1).

The described post-auricular surgical approach allows rapid and direct delivery into the mouse cochlear scala tympani while minimizing blood loss and animal mortality. This method can be used for cochlear therapy using molecular, pharmacologic and viral delivery to postnatal mice through the round window membrane.

Metodo chirurgico per Virally Mediated Gene consegna all&#39;orecchio mouse interno attraverso la finestra rotonda a membrana

Gene therapy, used to achieve functional recovery from sensorineural deafness, promises to grant better understanding of the underlying molecular and ...

Direct Visualization of the Murine Dorsal Cochlear Nucleus for Optogenetic Stimulation of the Auditory Pathway

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. Few studies have examined gene transfer to the central auditory system. The dorsal cochlear nucleus (DCN) of the brainstem, which contains second order neurons of the auditory pathway, is a potential site for gene transfer. In this protocol, a technique for direct and maximal exposure of the murine DCN via a posterior fossa approach is demonstrated. This approach allows for either acute or survival surgery. Following direct visualization of the DCN, a host of experiments are possible, including injection of opsins into the cochlear nucleus and subsequent stimulation by an optical fiber coupled to a blue light laser.&#160;Other neurophysiology experiments, such as electrical stimulation and neural injector tracings are also feasible.&#160;The level of visualization and the duration of stimulation achievable make this approach applicable to a wide range of experiments.

The goal of this protocol is to outline a surgical approach to provide direct access to the dorsal cochlear nucleus in a murine model.

Visualizzazione diretta del Murine Dorsale Cochlear Nucleus per optogenetic stimolazione del percorso uditivo

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. ...

Neonatal Murine Cochlear Explant Technique as an In Vitro Screening Tool in Hearing Research

While there have been remarkable advances in hearing research over the past few decades, there is still no cure for Sensorineural Hearing Loss (SNHL), a condition that typically involves damage to or loss of the delicate mechanosensory structures of the inner ear. Sophisticated in vitro and ex vivo assays have emerged in recent years, enabling the screening of an increasing number of potentially therapeutic compounds while minimizing resources and accelerating efforts to develop cures for SNHL. Though homogenous cultures of certain cell types continue to play an important role in current research, many scientists now rely on more complex organotypic cultures of murine inner ears, also known as cochlear explants. The preservation of organized cellular structures within the inner ear facilitates the in situ evaluation of various components of the cochlear infrastructure, including inner and outer hair cells, spiral ganglion neurons, neurites, and supporting cells. Here we present the preparation, culture, treatment, and immunostaining of neonatal murine cochlear explants. The careful preparation of these explants facilitates the identification of mechanisms that contribute to SNHL and constitutes a valuable tool for the hearing research community.

Neonatal Murine Cochlear Explant Technique as an In Vitro Screening Tool in Hearing Research

The goal of this protocol is to demonstrate the preparation, culture, treatment, and immunostaining of neonatal murine cochlear explants. The technique can be utilized as an in vitro screening tool in hearing research.

Neonatal Murine Cochlear Explant Technique come un<em&gt; In vitro</em&gt; Strumento di screening nella ricerca acustica

While there have been remarkable advances in hearing research over the past few decades, there is still no cure for Sensorineural Hearing Loss (SNHL), a ...

A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset (Callithrix jacchus)

Hearing research has long been facilitated by rodent models, although in some diseases, human symptoms cannot be recapitulated. The common marmoset (Callithrix jacchus) is a small, easy-to-handle New World monkey which has a similar anatomy of the temporal bone, including the middle ear ossicular chains and inner ear to humans, than in comparison with that of rodents. Here, we report a reproducible, safe, and rational surgical approach to the cochlear round window niche for the drug delivery to the inner ear of the common marmoset. We adopted posterior tympanotomy, a procedure used clinically in human surgery, to avoid manipulation of the tympanic membrane that may cause conductive hearing loss. This surgical procedure did not lead to any significant hearing loss. This approach was possible due to the large bulla structure of the common marmoset, although the lateral semicircular canal and vertical portion of the facial nerve should be carefully considered. This surgical method allows us to perform the safe and accurate administration of drugs without hearing loss, which is of great importance in obtaining pre-clinical proof of concept for translational research.

A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset Callithrix jacchus

We report a surgical method to administrate drugs to the inner ear of a non-human primate, the common marmoset (Callithrix jacchus), via the round window membrane.

Una procedura chirurgica per l'amministrazione delle droghe all'interno dell'orecchio in un Non umano primati comune uistitì (Callithrix jacchus)

Hearing research has long been facilitated by rodent models, although in some diseases, human symptoms cannot be recapitulated. The common marmoset ...

A Comparative Study of Drug Delivery Methods Targeted to the Mouse Inner Ear: Bullostomy Versus Transtympanic Injection

We present two minimally invasive microsurgical techniques in rodents for specific drug delivery into the middle ear so that it may reach the inner ear. The first procedure consists of perforation of the tympanic bulla, termed bullostomy; the second one is a transtympanic injection. Both emulate human clinical intratympanic procedures.
Chitosan-glycerophosphate (CGP) and Ringer&#180;s Lactate buffer (RL) were used as biocompatible vehicles for local drug delivery. CGP is a nontoxic biodegradable polymer widely used in pharmaceutical applications. It is a viscous liquid at RT&#160;but it congeals to a semi solid phase at body temperature. RL is an isotonic solution used for intravenous administrations in humans. A small volume of this vehicle is precisely placed on the Round Window (RW) niche by means of a bullostomy. A transtympanic injection fills the middle ear and allows less control but broader access to the inner ear.
The safety profiles of both techniques were studied and compared by using functional and morphological tests. Hearing was evaluated by registering the Auditory Brainstem Response (ABR) before and several times after microsurgery. The cytoarchitecture and preservation level of cochlear structures were studied by conventional histological techniques in paraformaldehyde-fixed and decalcified cochlear samples. In parallel, unfixed cochlear samples were taken and immediately frozen to analyze gene expression profiles of inflammatory markers by quantitative Reverse Transcriptase Polymerase Chain Reaction (qRT-PCR).
Both procedures are suitable as drug delivery methods into the mouse middle ear, although transtympanic injection proved to be less invasive compared to bullostomy.

A Comparative Study of Drug Delivery Methods Targeted to the Mouse Inner Ear: Bullostomy Versus Transtympanic Injection

Two microsurgery approaches for local drug delivery to the inner ear are described here and compared in terms of impact on hearing parameters, cochlear cytoarchitecture and expression of inflammatory markers.

Uno studio comparato Drug metodi di consegna mirate per l&#39;orecchio interno mouse: Bullostomy<em&gt; Versus</em&gt; Iniezione transtimpanica

We present two minimally invasive microsurgical techniques in rodents for specific drug delivery into the middle ear so that it may reach the inner ear. ...

Biologia

Canalostomy for Local Drug Delivery into the Inner Ear of an Adult Mouse

Source: Guo, J. et al., <a href="https://app-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/57351">Canalostomy as a Surgical Approach to Local Drug Delivery into the Inner Ears of Adult and Neonatal Mice.</a>&#160;J. Vis. Exp. (2018)
This video showcases canalostomy, a procedure that allows local drug delivery into the inner ear of a mouse through the semicircular canal with minimal damage to hearing and vestibular function. This method enables the inoculation of viral vectors, pharmaceuticals, and small molecules into the mouse&#39;s inner ear.

Canalostomia per la somministrazione locale di farmaci nell'orecchio interno di un topo adulto

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. Device ...

Approccio del canale semicircolare posteriore per consegna del Gene dell'orecchio interno in Mouse neonatale

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Cultura della embrionali di topo cocleari espianti e Gene Transfer con elettroporazione

Canalostomy come un approccio chirurgico alla consegna di droga locale nelle orecchie interno dei topi adulti e neonati

Un nuovo approccio chirurgico per somministrazione endotracheale di agenti bioattivi in un modello murino fetale

Gene Transfer per l'orecchio del mouse Sviluppo Inner

Metodo chirurgico per Virally Mediated Gene consegna all'orecchio mouse interno attraverso la finestra rotonda a membrana

Visualizzazione diretta del Murine Dorsale Cochlear Nucleus per optogenetic stimolazione del percorso uditivo

Neonatal Murine Cochlear Explant Technique come un

Una procedura chirurgica per l'amministrazione delle droghe all'interno dell'orecchio in un Non umano primati comune uistitì (Callithrix jacchus)

Uno studio comparato Drug metodi di consegna mirate per l'orecchio interno mouse: Bullostomy

Canalostomia per la somministrazione locale di farmaci nell'orecchio interno di un topo adulto

Approccio del canale semicircolare posteriore per consegna del Gene dell'orecchio interno in Mouse neonatale

Riepilogo

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Canalostomy come un approccio chirurgico alla consegna di droga locale nelle orecchie interno dei topi adulti e neonati

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Gene Transfer per l'orecchio del mouse Sviluppo Inner

Metodo chirurgico per Virally Mediated Gene consegna all'orecchio mouse interno attraverso la finestra rotonda a membrana

Visualizzazione diretta del Murine Dorsale Cochlear Nucleus per optogenetic stimolazione del percorso uditivo

Neonatal Murine Cochlear Explant Technique come un

Una procedura chirurgica per l'amministrazione delle droghe all'interno dell'orecchio in un Non umano primati comune uistitì (Callithrix jacchus)

Uno studio comparato Drug metodi di consegna mirate per l'orecchio interno mouse: Bullostomy

Canalostomia per la somministrazione locale di farmaci nell'orecchio interno di un topo adulto

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