Gli autori ringraziano Christiane Pahrmann per la sua assistenza tecnica.
D.W. è stata sostenuta dalla Max Kade Foundation. T.D. ha ricevuto sovvenzioni dall'altro Kröner Fondation (2012_EKES.04) e la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DE2133/2-1. _. S. S. ha ricevuto borse di ricerca dalla Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; SCHR992/3-1, SCHR992/4-1).

Animali ha ricevuto un'assistenza umana in conformità con la guida per i principi di animali da laboratorio, preparato da Istituto di laboratorio animale risorse e pubblicato da National Institutes of Health. Tutti i protocolli di animali sono stati approvati dall'autorità locale responsabile (' Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz, Fiuggi (ufficio per la salute e tutela dei consumatori) ').
1. preparazione del catetere
Nota: Fare riferimento alla Tabella materiali per informazioni per quanto riguarda il catetere.
<ol><li>Prendere catetere da titolare del catetere.</li>
	<li>Tirare il filo guida dal lume attraverso la porta distale fuori.</li>
	<li>Mettere in una goccia di adesivo cianoacrilato sull'estremità distale del catetere. Attenzione: Indossare guanti in lattice o nitrile.</li>
	<li>Inserire il filo guida al Porto RX del catetere e farlo avanzare attraverso il lume alla porta distale. In seguito, tirare la guida indietro leggermente per lasciare uno spazio di ~ 5 mm fino alla fine.</li>
	<li>Aspettare 5 minuti per consentire l'adesivo ad asciugare.</li>
	<li>Spostare il filo guida, dovrebbe essere fissato. Se è ancora mobile, ripetere i passaggi 1.3-1.6.</li>
	<li>Riempire una siringa da 3 mL con 1,5 mL di soluzione fisiologica 0,9% e collegarlo alla porta di gonfiaggio del palloncino.</li>
	<li>Spingere lo stantuffo della siringa per testare il gonfiaggio del palloncino. Lasciare 0,6 mL soluzione salina nella siringa.</li>
</ol>2. preparazione di Mouse
<ol><li>Ottenere topi maschi all'età di 14 settimane pesa circa 30 g. Nota: Abbiamo usato animali ottenuti dall'Istituto di animali da laboratorio. Abbiamo usato qui C57BL/6J.</li>
	<li>Utilizzare una camera di induzione per anestetizzare il mouse con 2.0-2.5% isofurane (500 mL/min portata di ossigeno).</li>
	<li>Posizionare il mouse sul dorso su un rilievo di riscaldamento e mantenere l'anestesia con una facciale che ricopre la bocca e il naso del mouse. Verifica per sufficiente profondità dell'anestesia pizzicando le zampe posteriori e la coda per verificare l'assenza di riflessi.</li>
	<li>Rimuovere i capelli addominali utilizzando un tagliacapelli.</li>
	<li>Allargare le gambe posteriori e fissare la loro posizione con del nastro.</li>
	<li>Disinfettare la zona addominale con povidone-iodio, seguito da 80% di etanolo. Ripetere questo passaggio altre due volte.</li>
	<li>Utilizzare un telo chirurgico per garantire il sito chirurgico non avere contaminato. Aprire gli strati di pelle e muscolo lungo il linea alba con una forbice (o bisturi) per esporre gli organi addominali.</li>
	<li>Posare l'intestino in un guanto idratata fisiologica 0,9% e avvolgere per tenerli umidi.</li>
	<li>Utilizzare due una pinzetta per rimuovere il tessuto adiposo sopra l'aorta addominale.</li>
	<li>Usando una siringa da insulina (30G), iniettare 250 µ l di soluzione di eparina (50 U/mL) nella Vena Cava inferiore (IVC) e attendere 3 minuti per la sua distribuzione sistemica. Eparina sarà sopprimere l'emostasi e prevenire la coagulazione del indesiderati durante la chirurgia.</li>
	<li>Utilizzando due pinze, la dissezione dell'aorta di infrarenal fino alla relativa biforcazione e relativi vasi di ramo in uscita.</li>
	<li>Legare i vasi collaterali, che sono tenuti a essere collocato nell'area bloccata, con un cauterizzatore ad alta temperatura.</li>
	<li>Interrompere il flusso sanguigno dal serraggio di aorta di infrarenal direttamente sotto le arterie renali.</li>
	<li>Posizionare una seconda fascetta una posizione distale appena sopra la biforcazione aortica.</li>
	<li>Eseguire una piccola incisione orizzontale utilizzando forbici a metà tra i morsetti lungo la nave. Nota: La dimensione dell'incisione deve essere pari ad 1/3 della circonferenza del vaso.</li>
	<li>Inserire una siringa con un ago (30G) nell'incisione e lavare l'aorta con 250 µ l di soluzione di eparina (50 U/mL).</li>
	<li>Usando i suturare 10-0, mettere un singolo nodo su ciascun lato dell'incisione.</li>
	<li>Dilatare l'aorta con l'inserimento di un dilatatore nell'incisione e diffondere il vaso leggermente. Ripetere la dilatazione 2 o 3 volte.</li>
	<li>Idratare il catetere a palloncino con soluzione fisiologica allo 0,9%.</li>
	<li>Inserire il catetere a palloncino appiattito nell'aorta e farlo avanzare verso il morsetto prossimale sull'aorta.</li>
	<li>Quando si raggiunge il morsetto prossimale, aprire il morsetto prossimale con cautela e gonfiare il palloncino per evitare perdite di sangue, iniettando ~0.6 mL di soluzione fisiologica. Nota: Il rapporto del palloncino gonfiato al vaso è 1,5: 1.</li>
	<li>Far avanzare il catetere retrogrado per circa 2 cm.</li>
	<li>Sfilare il catetere espanso indietro, mentre lo sgonfiamento del palloncino leggermente rilasciando la siringa.</li>
	<li>Ricollegare il morsetto prossimale quando il catetere raggiunge l'incisione dell'aorta. Sgonfiare il palloncino completamente e rimuoverlo.</li>
	<li>Sciacquare l'aorta con 250 µ l di soluzione di eparina (50 U/mL) usando una siringa da 30G.</li>
	<li>Chiudere l'incisione aortica usando i suturare 10-0. Luogo interrotto punti su ogni lato laterale, seguita da uno o due punti sul lato ventrale.</li>
	<li>Aprire il morsetto distale. In caso di sanguinamento, richiudere la pinza e inserire ulteriori punti.</li>
	<li>Aprire il morsetto prossimale con attenzione.</li>
	<li>Posizionare due tamponi sulla sutura per sostenerla e interrompere qualsiasi sanguinamento.</li>
	<li>Posto emostatiche assorbibili sulla sutura per sostenerla. Nota: Un impulso aortico deve essere visibile distalmente dall'incisione.</li>
	<li>Gli intestini sono inserire nuovamente l'addome.</li>
	<li>Sciacquare la cavità addominale con soluzione fisiologica 0,9% sterile, che è stato pre-riscaldato a 37 ° C.</li>
	<li>Chiudere lo strato del muscolo addominale utilizzando suture in esecuzione 6-0.</li>
	<li>Chiudere la pelle con suture in esecuzione 5-0.</li>
	<li>Iniettare Carprofen 4-5 mg/kg per via sottocutanea prima di consentire il mouse a svegliarsi. Monitorare l'animale fino a quando ha acquisito coscienza, mantenere decubito sternale. Tenere l'animale da solo in una gabbia fino al recupero completo.</li>
	<li>Aggiungere metamizolo per l'acqua potabile (50 mg/100 mL) come farmaco di dolore per 3 giorni e monitorare l'animale al giorno. Di solito topi come il dolce sapore di metamizolo e iniziano a bere immediatamente dopo l'intervento chirurgico. Se si preferisce, agenti iniettabili a rilascio prolungato possono essere utilizzati invece di metamizolo. Nota: Il periodo di osservazione per questo modello è di 28 giorni.</li>
</ol>3. istopatologia
<ol><li>Raccogliere l'aorta palloncino-danneggiati dopo 28 giorni preparando i topi come descritto ai punti 2.2 a 2,9.</li>
	<li>Usare le forbici per rimuovere l'aorta palloncino-danneggiati (tra la biforcazione e 0,3 mm sopra i vasi renali) ed eutanasia il mouse tagliando fuori il suo cuore.</li>
	<li>Lavare il lume del vaso con 0,9% NaCl.</li>
	<li>Difficoltà durante la notte la nave raccolta in paraformaldeide al 4% (PFA) e si disidratano in aumento delle concentrazioni di etanolo, a partire con etanolo al 70% per 2 ore, etanolo di 80% per 1 ora, etanolo al 95% per 2 ore e 100% etanolo per 5 ore. Quindi, incubare i campioni in xilene per 2 ore 3 volte, prima che si infiltrano i campioni con paraffina. Nota: invece di vampate di calore la nave raccolta con 0,9% NaCl, esso può essere lavata con 4% PFA. Attenzione: PFA e xilene sono tossici e devono essere maneggiati con cura speciale.</li>
	<li>Incorporare il campione in paraffina e tagliati in fette di 5 µm spessore utilizzando un microtomo.</li>
	<li>Deparaffinizzare le diapositive con xilene 3 volte per 5 minuti.</li>
	<li>Reidratare i vetrini di tessuto utilizzando una serie decrescente di etanolo. Iniziare con etanolo 100% 2 volte per 5 min, seguiti da 3 minuti di etanolo 95%, 80% e 70%.</li>
	<li>Colorare i vetrini con la colorazione tricromica di Masson come descritto18.</li>
	<li>Disidratare i vetrini colorati in etanolo 100% 2 volte per 10 minuti ciascuno. Chiaro con xilene 2 volte per 10 minuti ciascuno e montare in mezzo di montaggio.</li>
	<li>Mostra i vetrini con un microscopio a campo chiaro. Usare una lente con ingrandimento e un'apertura numerica di 0,12: 5x per una foto panoramica o una lente con 20 ingrandimenti x con un'apertura numerica di 0.35 per osservazione dettagliata.</li>
</ol>4. microscopia di immunofluorescenza
<ol><li>Reidratare i vetrini di tessuto utilizzando una serie decrescente di etanolo. Iniziare con etanolo 100% 2 volte per 5 min, seguita da 3 min di etanolo 95%, 80% e 70%.</li>
	<li>Eseguire ricupero dell'antigene riscaldando i vetrini nella soluzione di ricupero dell'antigene in un vapore per 20 min.</li>
	<li>Lasciate raffreddare il vetrini a temperatura ambiente.</li>
	<li>Dopo il lavaggio le diapositive per tre volte con tampone fosfato salino (PBS), applicare la soluzione bloccante antigene sulle sezioni per 30 min.</li>
	<li>Lavare i vetrini tre volte per 5 min con PBS.</li>
	<li>Incubare sezioni con l'anticorpo primario diluito in diluente per anticorpi primari. Nota: Il momento giusto di concentrazione e incubazione dovrebbe essere scelti separatamente per ogni anticorpo.</li>
	<li>Lavare i vetrini tre volte per 5 min con PBS per rimuovere l'anticorpo non legato.</li>
	<li>Incubare sezioni con un anticorpo secondario pre-coniugato diluito nel diluente di anticorpo secondario. Nota: Il momento giusto di concentrazione e incubazione dovrebbe essere scelti separatamente per ogni anticorpo.</li>
	<li>Rimuovere gli anticorpi non legati da lavare i vetrini per 5 minuti tre volte.</li>
	<li>Colorante di contrasto i nuclei cellulari utilizzando 4', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) per 15 min; la concentrazione finale di DAPI dovrebbe essere 350 nM.</li>
	<li>Montare diapositive in immunofluorescenza compatibile soluzione di montaggio. Nota: Utilizzando la soluzione di montaggio sbagliato può oscurare il segnale di fluorescenza.</li>
	<li>Visualizzare le diapositive con un microscopio a fluorescenza. Utilizzare una lente di ingrandimento 40x con un'apertura numerica di 1,3.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Kochanek, K. D., Xu, J., Murphy, S. L., Minino, A. M., Kung, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deaths:+final+data+for+2009.">Deaths: final data for 2009.</a> Natl Vital Stat Rep. 60 (3), 1-116 (2011).</li><li>Austin, G. E., Ratliff, N. B., Hollman, J., Tabei, S., Phillips, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intimal+proliferation+of+smooth+muscle+cells+as+an+explanation+for+recurrent+coronary+artery+stenosis+after+percutaneous+transluminal+coronary+angioplasty.">Intimal proliferation of smooth muscle cells as an explanation for recurrent coronary artery stenosis after percutaneous transluminal coronary angioplasty.</a> J Am Coll Cardiol. 6 (2), 369-375 (1985).</li><li>Greenwald, S. E., Berry, C. 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(87), e51459 (2014).</li><li>Deuse, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dichloroacetate+prevents+restenosis+in+preclinical+animal+models+of+vessel+injury.">Dichloroacetate prevents restenosis in preclinical animal models of vessel injury.</a> Nature. 509 (7502), 641-644 (2014).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

In questo articolo viene illustrato un modello murino per studiare lo sviluppo dell'iperplasia myointimal e permette l'esplorazione dei processi patologici sottostanti e la sperimentazione di nuovi farmaci o opzioni terapeutiche.
La fase più critica in questo protocollo è il denudation dell'aorta. Cura speciale dovrebbe essere pagata durante questo passaggio come eccessiva decumulazione porterà alla formazione di aneurismi e il fallimento del modello. D'altra parte, se decumulazione viene eseguita insufficientemente, troppo poco myointima si svilupperà. Di conseguenza, l'intensità del passaggio decumulazione è fondamentale per il risultato e il successo di questo modello animale.
Per quanto riguarda l'intervento chirurgico, è fondamentale che le due pareti della nave non sono trafitto impostando i punti, che potrebbero provocare il guasto iniziale della pervietà del vaso. Precedentemente abbiamo descritto un modello di topo in cui abbiamo indotto stenosi nave nell'aorta addominale di topi18. Tuttavia, questo e molti altri modelli forniscono solo piccolissime quantità di tessuto per l'analisi. Un vantaggio di questo metodo è la quantità relativamente grande di tessuto ottenuto (segmento di vaso ~ 1 cm). Un innesto singolo vaso così può essere diviso in più parti e utilizzato per varie analisi, riducendo il numero di animali sperimentali necessari.
Inoltre, animali knock-out adatti possono essere utilizzati per studiare lo sviluppo dell'iperplasia myointima in condizioni differenti di malattia. Gli ambiti di provenienza genetici può anche essere combinati con questo modello animale per capire i meccanismi dell'iperplasia myointimal in una varietà di impostazioni o l'impatto di determinati geni.
In sintesi, il modello descritto qui è riproducibile, facile da eseguire e può essere stabilita in modo rapido e affidabile. Collaudata con successo trattamento opzioni in questo modello possono essere ulteriormente confermate nel grande animale modelli19.

Stenosi arteriosa nelle arterie coronariche e periferiche ha un grande effetto sulla morbosità e della mortalità di pazienti1. Un meccanismo patologico di fondo è l'iperplasia myointima (MH), che è caratterizzato da aumentata proliferazione, migrazione e sintesi di proteine della matrice extracellulare da muscolo liscio vascolare cellule (SMC)2. SMC si trovano nello strato media della nave e migrare su stimolo alla superficie del lume. Segnali stimolatori includono fattori di crescita, citochine, contatto della cellula-cellula, lipidi, componenti della matrice extracellulare e cesoia meccanica e allungare le forze3,4,5,6. Lesioni della parete del vaso, patologica o iatrogena, causano delle cellule endoteliali e danno delle cellule di muscolo liscio e stimolano le reazioni infiammatorie e quindi portano ad MH7.
Diversi modelli animali sono attualmente disponibili per studiare lesioni arteriose e iperplasia myointima. Grandi animali come maiali o cani hanno il vantaggio di condividere una simile arteria e anatomia coronaria con gli esseri umani e sono particolarmente adatti per gli studi che studiano l'angioplastica tecniche, procedure e dispositivi8. Tuttavia, modelli di maiale hanno lo svantaggio di superiore trombogenicità9,10, mentre i cani hanno solo una lieve risposta a nave ferita11. Inoltre, tutti i grandi modelli animali richiedono speciale alloggiamento, attrezzature e personale, che sono collegato con costi elevati e non sempre sono disponibili presso un'istituzione. Piccoli modelli animali includono ratti e topi. Rispetto ai ratti, topi hanno i vantaggi di costo inferiore e l'esistenza di una varietà di knock out modelli. Il modello descritto in questo video può essere combinato con ApoE-/-topi alimentati con una dieta occidentale a imitare molto attentamente la regolazione clinica di angioplastia in vasi aterosclerotici12. Modelli precedenti ha indotto la lesione vascolare via filo ferita13, fluido essiccazione14, primavera15o polsino ferita16. Poiché la natura del pregiudizio inciderà notevolmente lo sviluppo e la costituzione di MH, facendo uso di un catetere a palloncino per indurre la lesione del vaso è il modo migliore per imitare la regolazione clinica.
In questo articolo descriviamo un nuovo metodo per indurre MH con un catetere a palloncino in topi. L'uso di un catetere a palloncino (1,2 x 6 mm) con un RX-porta (Figura 1A) permette la raschiatura dello strato intimal e, allo stesso tempo, l'induzione di un overdistension della nave. Entrambi questi fattori sono importanti trigger per lo sviluppo di MH. Il tempo di osservazione per questo modello è di 28 giorni17.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>10-0 Ethilon suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>2814G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3 mL Syringe</td>
			<td>BD Medical</td>
			<td>309658</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>37% HCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H1758</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5-0 prolene suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>EH7229H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-0 prolene suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>8706H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acid Fuchsin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F8129-25G</td>
			<td>Trichrome staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antigen retrieval solution</td>
			<td>Dako</td>
			<td>S1699</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Azophloxin</td>
			<td>Waldeck</td>
			<td>1B-103</td>
			<td>Trichrome staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bepanthen Eye and Nose ointment</td>
			<td>Bayer</td>
			<td>1578675</td>
			<td>Eye ointment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine Solution</td>
			<td>Betadine Purdue Pharma</td>
			<td>NDC:67618-152</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6J</td>
			<td>Charles River</td>
			<td>Stock number 000664</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clamp applicator</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18056-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagen 3</td>
			<td>abcam</td>
			<td>ab7778</td>
			<td>Antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI</td>
			<td>Thermo Fischer</td>
			<td>D1306</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Donkey anti-Goat IgG AF555</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A21432</td>
			<td>Secondary antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Donkey anti-Rabbit IgG AF488</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A21206</td>
			<td>Secondary antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Donkey anti-Rabbit IgG AF488</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A11055</td>
			<td>Secondary antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Donkey anti-Rabbit IgG AF555</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A31572</td>
			<td>Secondary antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol 70%</td>
			<td>Th. Geyer</td>
			<td>2270</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol 96%</td>
			<td>Th. Geyer</td>
			<td>2295</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol absolute</td>
			<td>Th. Geyer</td>
			<td>2246</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FAP</td>
			<td>abcam</td>
			<td>ab28246</td>
			<td>Antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps fine</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps standard</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11023-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glacial Acetic Acid</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>537020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hair clipper</td>
			<td>WAHL</td>
			<td>8786-451A ARCO SE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Rotexmedica</td>
			<td>PZN 3862340</td>
			<td>25.000 I.E./mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High temperature cautery kit</td>
			<td>Bovie</td>
			<td>18010-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Image-iT FX Signal Enhancer</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>I36933</td>
			<td>Blocking solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light Green SF</td>
			<td>Waldeck</td>
			<td>1B-211</td>
			<td>Trichrome staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgical clamp</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18055-04</td>
			<td>Micro-Serrefine - 4mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MINI TREK Coronary Dilatation Catheter 1.20 mm x 6 mm / Rapid-Exchange</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>1012268-06U</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Molybdatophosphoric acid hydrate</td>
			<td>Merck</td>
			<td>1.00532.0100</td>
			<td>Trichrome staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl 0,9%</td>
			<td>B.Braun</td>
			<td>PZN 06063042 Art. Nr.: 3570160</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12075-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Novaminsulfon</td>
			<td>Ratiopharm</td>
			<td>PZN 03530402</td>
			<td>Metamizole</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Orange G</td>
			<td>Waldeck</td>
			<td>1B-221</td>
			<td>Trichrome staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraffin</td>
			<td>Leica biosystems</td>
			<td>REF 39602004</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS pH 7,4</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>10010023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PFA 4%</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>#157135S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ponceau S solution</td>
			<td>Serva Electrophoresis</td>
			<td>33427</td>
			<td>Trichrome staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primary antibody diluent</td>
			<td>Dako</td>
			<td>S3022</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prolong Gold Mounting solution</td>
			<td>Thermo Fischer</td>
			<td>P36930</td>
			<td>Mounting solution for immunofluorescence stained slides</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Replaceable Fine Tip</td>
			<td>Bovie</td>
			<td>H101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Resorcin-Fuchsin Weigert</td>
			<td>Waldeck</td>
			<td>2E-30</td>
			<td>Trichrome staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rimadyl</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>400684.00.00</td>
			<td>Carprofen</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14028-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors Vannas-style</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Secondary antibody diluent</td>
			<td>Dako</td>
			<td>S0809</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fast acting Adhesive MINIS 3x1g</td>
			<td>UHU</td>
			<td>45370</td>
			<td>Cyanoacrylate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Slide Rack</td>
			<td>Ted Pella</td>
			<td>21057</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SM22</td>
			<td>abcam</td>
			<td>ab10135</td>
			<td>Antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SMA</td>
			<td>abcam</td>
			<td>ab21027</td>
			<td>Antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Staining dish</td>
			<td>Ted Pella</td>
			<td>21075</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>M651</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tabotamp fibrillar</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>431962</td>
			<td>Absorbable hemostat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transpore Surgical Tape</td>
			<td>3M</td>
			<td>1527-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>U-100 Insulin syringe</td>
			<td>BD Medical</td>
			<td>324825</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vessel Dilator</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18603-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vitro-Clud</td>
			<td>Langenbrinck</td>
			<td>04-0001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Weigerts iron hematoxylin Kit</td>
			<td>Merck</td>
			<td>1.15973.0002</td>
			<td>Trichrome staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylene</td>
			<td>Th. Geyer</td>
			<td>3410</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

balloon-based injury to induce myointimal hyperplasia in the mouse abdominal aorta

L'uso di modelli animali è essenziale per una migliore comprensione della MH, una delle principale cause di stenosi arteriosa. In questo articolo, dimostriamo un modello di decumulazione palloncino murino, che è paragonabile con modelli di lesione del vaso stabilito in animali di grandi dimensioni. Il modello di decumulazione aorta con cateteri a palloncino imita la regolazione clinica e conduce ai cambiamenti fisiologici e pathobiological comparabili. Brevemente, dopo aver eseguito un'incisione orizzontale in aorta centrifugalis, un catetere a palloncino verrà inserito nel vaso, gonfiato e presentare retrogradely. Gonfiaggio del palloncino porterà a biancheria intima ferita e overdistension della nave. Dopo rimozione del catetere, l'incisione aortica sarà chiuso con singoli pinzature. Il modello mostrato in questo articolo è riproducibile, facile da eseguire e può essere stabilita in modo rapido e affidabile. È particolarmente adatto per la valutazione di agenti terapeutici sperimentali costosi, che possono essere applicati in modo economico. Utilizzando diversi ceppi di topo knockout, può essere valutato l'impatto di diversi geni sullo sviluppo di MH.

Decumulazione palloncino è un modello adatto per studiare lo sviluppo di MH in topi. Animali recupero bene dalla chirurgia e viene mostrata un'eccellente condizione fisica post-operazione. Abbiamo stabilito questo modello in 50 topi con meno di 3% di mortalità a causa della procedura chirurgica. Figure 1B -C mostrano i passaggi chiave chirurgici. Dopo un'incisione della pelle lungo il linea alba, identificare l' aorta centrifugalis. Posto microsurgical morsetti (Figura 1B). Praticare una piccola incisione nel mezzo dell'aorta, impostare un catetere a palloncino nel vaso e diapositiva retrogrado, contro la direzione del flusso sanguigno (Figura 1). Movimento del palloncino gonfiato conduce alla raschiatura del intima e, allo stesso tempo, overdistension della nave. L'incisione aortica sarà chiuso con singoli pinzature. Una pulsazione aortica deve essere visibile distalmente dall'incisione.
MH si sviluppa progressivamente nell'innesto nel tempo. Istologica di colorazione con ematossilina tricromica dimostra la formazione di myointima all'interno della lamina elastica interna (Figura 2A). Le lesioni miointimale consistevano principalmente di componenti cellulari positivi per SM22 e alcuni componenti della matrice extracellulare (Figura 2B). Miointimale cellule vengono ulteriormente valutate da colorazione di immunofluorescenza. La popolazione principale nel myointima è costituito da cellule muscolari lisce (actina del muscolo liscio (SMA) positivo) e miofibroblasti (fibroblasto attivazione della proteina (FAP) positivo) cellule (Figura 2B).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56477/56477fig1.jpg"> Figura 1. Schemi del catetere e relativo impianto. (A) schema dettagliato del catetere. Porta distale, palloncino, scambio rapido (porta RX-), filo guida e lume singolo a RX-porta, doppio lumen da RX-Port a palloncino, hub, la porta di gonfiaggio del palloncino. (B) illustrazione schematica della procedura chirurgica. Flusso sanguigno della Aorta centrifugalis viene arrestato con due morsetti micro e viene eseguita una piccola incisione. C. gonfiato catetere all'interno dell'aorta centrifugalis. <a href="https://cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56477/56477fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56477/56477fig2.jpg"> Figura 2. Formazione di Myointima all'interno della lamina elastica interna. (A) mouse Denuded aorte sono raccolte, paraffina incorporato e una sezione trasversale del rappresentante è mostrata nella colorazione tricromica. (B) doppia immunofluorescenza del palloncino-spogliati aortae è mostrato. La riga superiore raffigura miointimale lesioni macchiate per SM22 e collagene III. Nella riga inferiore, vasi sono macchiati per SMA e FAP. <a href="https://cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56477/56477fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

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Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

Questo articolo viene illustrato un modello murino per studiare lo sviluppo dell'iperplasia miointimale (MH) dopo la ferita aortica dell'aerostato.

Basato su palloncino ferita per indurre iperplasia Myointimal nell'Aorta addominale di Mouse

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...

balloon-based-injury-to-induce-myointimal-hyperplasia-mouse-abdominal

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

9.5K Views.  University Heart Center. Questo articolo viene illustrato un modello murino per studiare lo sviluppo dell'iperplasia miointimale (MH) dopo la ferita aortica dell'aerostato.

Video: Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

The C-seal: A Biofragmentable Drain Protecting the Stapled Colorectal Anastomosis from Leakage

Colorectal anastomotic leakage (AL) is a serious complication in colorectal surgery leading to high morbidity and mortality rates1. The incidence of AL varies between 2.5 and 20% 2-5. Over the years, many strategies aimed at lowering the incidence of anastomotic leakage have been examined6, 7. 
The cause of AL is probably multifactorial. Etiological factors include insufficient arterial blood supply, tension on the anastomosis, hematoma and/or infection at the anastomotic site, and co-morbid factors of the patient as diabetes and atherosclerosis8. Furthermore, some anastomoses may be insufficient from the start due to technical failure.
Currently a new device is developed in our institute aimed at protecting the colorectal anastomosis and lowering the incidence of AL. This so called C-seal is a biofragmentable drain, which is stapled to the anastomosis with the circular stapler. It covers the luminal side of the colorectal anastomosis thereby preventing leakage.
The C-seal is a thin-walled tube-like drain, with an approximate diameter of 4 cm and an approximate length of 25 cm (figure 1). It is a tubular device composed of biodegradable polyurethane. Two flaps with adhesive tape are found at one end of the tube. These flaps are used to attach the C-seal to the anvil of the circular stapler, so that after the anastomosis is made the C-seal can be pulled through the anus. The C-seal remains in situ for at least 10 days. Thereafter it will lose strength and will degrade to be secreted from the body together with the gastrointestinal natural contents.
The C-seal does not prevent the formation of dehiscences. However, it prevents extravasation of faeces into the peritoneal cavity. This means that a gap at the anastomotic site does not lead to leakage.
Currently, a phase II study testing the C-seal in 35 patients undergoing (colo-)rectal resection with stapled anastomosis is recruiting. The C-seal can be used in both open procedures as well as laparoscopic procedures. The C-seal is only applied in stapled anastomoses within 15cm from the anal verge. In the video, application of the C-seal is shown in an open extended sigmoid resection in a patient suffering from diverticular disease with a stenotic colon.

The C-seal is a biofragmentable drain protecting the stapled colorectal anastomosis. In this video, details of the manufacturing, deployment and use are shown.

Il C-sigillo: un drenaggio Biofragmentable Proteggere l&#39;anastomosi colorettale pinzati da dispersione

Colorectal anastomotic leakage (AL) is a serious complication in colorectal surgery leading to high morbidity and mortality rates1. The incidence of AL ...

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Pressure Controlled Ventilation to Induce Acute Lung Injury in Mice

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged mechanical ventilation, contributes to morbidity and mortality of critical illness, and studies on novel genetic or pharmacological targets are areas of intense investigation (1-3, 5, 8, 26, 30, 33-36). ALI is defined by the acute onset of the disease, which leads to non-cardiac pulmonary edema and subsequent impairment of pulmonary gas exchange (36). We have developed a murine model of ALI by using a pressure-controlled ventilation to induce ventilator-induced lung injury (2). For this purpose, C57BL/6 mice are anesthetized and a tracheotomy is performed followed by induction of ALI via mechanical ventilation. Mice are ventilated in a pressure-controlled setting with an inspiratory peak pressure of 45 mbar over 1 - 3 hours. As outcome parameters, pulmonary edema (wet-to-dry ratio), bronchoalveolar fluid albumin content, bronchoalveolar fluid and pulmonary tissue myeloperoxidase content and pulmonary gas exchange are assessed (2). Using this technique we could show that it sufficiently induces acute lung inflammation and can distinguish between different treatment groups or genotypes (1-3, 5). Therefore this technique may be helpful for researchers who pursue molecular mechanisms involved in ALI using a genetic approach in mice with gene-targeted deletion.

A murine model for ventilator induced lung injury is an important tool to study an acute lung injury in vivo. Here, we report an easy applicable in situ model for acute lung injury using high-pressure mechanical ventilation to induce acute failure of the lung.

Pressione di ventilazione controllata per indurre lesioni polmonari acute nei topi

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged ...

The CYP2D6 Animal Model: How to Induce Autoimmune Hepatitis in Mice

Autoimmune hepatitis is a rare but life threatening autoimmune disease of the liver of unknown etiology1,2. In the past many attempts have been made to generate an animal model that reflects the characteristics of the human disease 3-5. However, in various models the induction of disease was rather complex and often hepatitis was only transient3-5. Therefore, we have developed a straightforward mouse model that uses the major human autoantigen in type 2 autoimmune hepatitis (AIH-2), namely hCYP2D6, as a trigger6. Type 1 liver-kidney microsomal antibodies (LKM-1) antibodies recognizing hCYP2D6 are the hallmark of AIH-27,8. Delivery of hCYP2D6 into wildtype FVB or C57BL/6 mice was by an Adenovirus construct (Ad-2D6) that ensures a direct delivery of the triggering antigen to the liver. Thus, the ensuing local inflammation generates a fertile field9 for the subsequent development of autoimmunity. A combination of intravenous and intraperitoneal injection of Ad-2D6 is the most effective route to induce a long-lasting autoimmune damage to the liver (section 1). Here we provide a detailed protocol on how autoimmune liver disease is induced in the CYP2D6 model and how the different aspects of liver damage can be assessed. First, the serum levels of markers indicating hepatocyte destruction, such as aminotransferases, as well as the titers of hCYP2D6 antibodies are determined by sampling blood retroorbitaly (section 2). Second, the hCYP2D6-specific T cell response is characterized by collecting lymphocytes from the spleen and the liver. In order to obtain pure liver lymphocytes, the livers are perfused by PBS via the portal vein (section 3), digested in collagen and purified over a Percoll gradient (section 4). The frequency of hCYP2D6-specific T cells is analyzed by stimulation with hCYP2D6 peptides and identification of IFN&gamma;-producing cells by flow cytometry (section 5). Third, cellular infiltration and fibrosis is determined by immunohistochemistry of liver sections (section 6). Such analysis regimen has to be conducted at several times after initiation of the disease in order to prove the chronic nature of the model. The magnitude of the immune response characterized by the frequency and activity of hCYP2D6-specific T and/or B cells and the degree of the liver damage and fibrosis have to be assessed for a subsequent evaluation of possible treatments to prevent, delay or abrogate the autodestructive process of the liver.

Infection of mice with an Adenovirus expressing the major human autoantigen cytochrome P450 2D6 (hCYP2D6) recognized by sera of patients suffering from type 2 autoimmune hepatitis results in a persistent form of autoimmune-mediated liver disease characterized by extensive hepatitis, fibrosis and generation of a CYP2D6-specific immune response.

Il CYP2D6 modello animale: come indurre epatite autoimmune in topi

Autoimmune hepatitis is a rare but life threatening autoimmune disease of the liver of unknown etiology1,2. In the past many attempts have been made to ...

The Measurement and Treatment of Suppression in Amblyopia

Amblyopia, a developmental disorder of the visual cortex, is one of the leading causes of visual dysfunction in the working age population. Current estimates put the prevalence of amblyopia at approximately 1-3%1-3, the majority of cases being monocular2. Amblyopia is most frequently caused by ocular misalignment (strabismus), blur induced by unequal refractive error (anisometropia), and in some cases by form deprivation.
Although amblyopia is initially caused by abnormal visual input in infancy, once established, the visual deficit often remains when normal visual input has been restored using surgery and/or refractive correction. This is because amblyopia is the result of abnormal visual cortex development rather than a problem with the amblyopic eye itself4,5 . Amblyopia is characterized by both monocular and binocular deficits6,7 which include impaired visual acuity and poor or absent stereopsis respectively. The visual dysfunction in amblyopia is often associated with a strong suppression of the inputs from the amblyopic eye under binocular viewing conditions8. Recent work has indicated that suppression may play a central role in both the monocular and binocular deficits associated with amblyopia9,10 .
Current clinical tests for suppression tend to verify the presence or absence of suppression rather than giving a quantitative measurement of the degree of suppression. Here we describe a technique for measuring amblyopic suppression with a compact, portable device11,12 . The device consists of a laptop computer connected to a pair of virtual reality goggles. The novelty of the technique lies in the way we present visual stimuli to measure suppression. Stimuli are shown to the amblyopic eye at high contrast while the contrast of the stimuli shown to the non-amblyopic eye are varied. Patients perform a simple signal/noise task that allows for a precise measurement of the strength of excitatory binocular interactions. The contrast offset at which neither eye has a performance advantage is a measure of the "balance point" and is a direct measure of suppression. This technique has been validated psychophysically both in control13,14 and patient6,9,11 populations.
In addition to measuring suppression this technique also forms the basis of a novel form of treatment to decrease suppression over time and improve binocular and often monocular function in adult patients with amblyopia12,15,16 . This new treatment approach can be deployed either on the goggle system described above or on a specially modified iPod touch device15.

Amblyopia is a developmental disorder of the visual cortex that is often accompanied by strong suppression of one eye. We present a new technique for measuring and treating interocular suppression in patients with amblyopia that can be deployed using virtual reality goggles or a portable iPod Touch device.

La misurazione e trattamento di soppressione in Ambliopia

Amblyopia, a developmental disorder of the visual cortex, is one of the leading causes of visual dysfunction in the working age population. Current ...

An Alkali-burn Injury Model of Corneal Neovascularization in the Mouse

Under normal conditions, the cornea is avascular, and this transparency is essential for maintaining good visual acuity. Neovascularization (NV) of the cornea, which can be caused by trauma, keratoplasty or infectious disease, breaks down the so called &lsquo;angiogenic privilege' of the cornea and forms the basis of multiple visual pathologies that may even lead to blindness. Although there are several treatment options available, the fundamental medical need presented by corneal neovascular pathologies remains unmet. In order to develop safe, effective, and targeted therapies, a reliable model of corneal NV and pharmacological intervention is required. Here, we describe an alkali-burn injury corneal neovascularization model in the mouse. This protocol provides a method for the application of a controlled alkali-burn injury to the cornea, administration of a pharmacological compound of interest, and visualization of the result. This method could prove instrumental for studying the mechanisms and opportunities for intervention in corneal NV and other neovascular disorders.

Neovascularization (NV) of the cornea can complicate multiple visual pathologies. Utilizing a controlled, alkali-burn injury model, a quantifiable level of corneal NV can be produced for mechanistic study of corneal NV and evaluation of potential therapies for neovascular disorders.

Un Injury Modello alcali-burn di neovascolarizzazione corneale nel mouse

Under normal conditions, the cornea is avascular, and this transparency is essential for maintaining good visual acuity. Neovascularization (NV) of the ...

Inducing Myointimal Hyperplasia Versus Atherosclerosis in Mice: An Introduction of Two Valid Models

Various in vivo laboratory rodent models for the induction of artery stenosis have been established to mimic diseases that include arterial plaque formation and stenosis, as observed for example in ischemic heart disease. Two highly reproducible mouse models&#160;&#8211;&#160;both resulting in artery stenosis but each underlying a different pathway of development&#160;&#8211; are introduced here. The models represent the two most common causes of artery stenosis; namely one mouse model for each myointimal hyperplasia, and atherosclerosis are shown. To induce myointimal hyperplasia, a balloon catheter injury of the abdominal aorta is performed. For the development of atherosclerotic plaque, the ApoE -/- mouse model in combination with western fatty diet is used. Different model-adapted options for the measurement and evaluation of the results are named and described in this manuscript. The introduction and comparison of these two models provides information for scientists to choose the appropriate artery stenosis model in accordance to the scientific question asked.

This video shows two models of intimal plaque development in murine arteries and emphasizes the differences in myointimal hyperplasia and atherosclerosis.

Indurre miointimale Iperplasia Versus aterosclerosi nei topi: Introduzione di due modelli validi

Various in vivo laboratory rodent models for the induction of artery stenosis have been established to mimic diseases that include arterial plaque ...

Ischemic Tissue Injury in the Dorsal Skinfold Chamber of the Mouse: A Skin Flap Model to Investigate Acute Persistent Ischemia

Despite profound expertise and advanced surgical techniques, ischemia-induced complications ranging from wound breakdown to extensive tissue necrosis are still occurring, particularly in reconstructive flap surgery. Multiple experimental flap models have been developed to analyze underlying causes and mechanisms and to investigate treatment strategies to prevent ischemic complications. The limiting factor of most models is the lacking possibility to directly and repetitively visualize microvascular architecture and hemodynamics. The goal of the protocol was to present a well-established mouse model affiliating these before mentioned lacking elements. Harder et al. have developed a model of a musculocutaneous flap with a random perfusion pattern that undergoes acute persistent ischemia and results in ~50% necrosis after 10 days if kept untreated. With the aid of intravital epi-fluorescence microscopy, this chamber model allows repetitive visualization of morphology and hemodynamics in different regions of interest over time. Associated processes such as apoptosis, inflammation, microvascular leakage and angiogenesis can be investigated and correlated to immunohistochemical and molecular protein assays. To date, the model has proven feasibility and reproducibility in several published experimental studies investigating the effect of pre-, peri- and postconditioning of ischemically challenged tissue.

The window of the murine dorsal skinfold chamber presented visualizes a zone of acute persistent ischemia of a musculocutaneous flap. Intravital epi-fluorescence microscopy permits for direct and repetitive assessment of the microvasculature and quantification of hemodynamics. Morphologic and hemodynamic results can further be correlated with histological and molecular analyses.

Ischemica lesioni dei tessuti nel Skinfold Camera del mouse Dorsale: un modello lembo cutaneo per Indagare Ischemia acuta persistente

Despite profound expertise and advanced surgical techniques, ischemia-induced complications ranging from wound breakdown to extensive tissue necrosis are ...

Creation of Abdominal Adhesions in Mice

Abdominal adhesions consist of fibrotic tissue that forms in the peritoneal space in response to an inflammatory insult, typically surgery or intraabdominal infection. The precise mechanisms underlying adhesion formation are poorly understood. Many compounds and physical barriers have been tested for their ability to prevent adhesions after surgery with varying levels of success. The mouse and rat are important models for the study of abdominal adhesions. Several different techniques for the creation of adhesions in the mouse and rat exist in the literature. Here we describe a protocol utilizing abrasion of the cecum with sandpaper and sutures placed in the right abdominal sidewall. The mouse is anesthetized and the abdomen is prepped. A midline laparotomy is created and the cecum is identified. Sandpaper is used to gently abrade the surface of the cecum. Next, several figure-of-eight sutures are placed into the peritoneum of the right abdominal sidewall. The abdominal cavity is irrigated, a small amount of starch is applied, and the incision is closed. We have found that this technique produces the most consistent adhesions with the lowest mortality rate.

Abdominal adhesions that form after surgery are a major cause of pain, infertility, and hospitalization and reoperation for small bowel obstruction. Our surgical procedure for creating abdominal adhesions in mice is a reliable tool to study the mechanisms underlying the formation of adhesions.

Creazione di addominali aderenze nei topi

Abdominal adhesions consist of fibrotic tissue that forms in the peritoneal space in response to an inflammatory insult, typically surgery or ...

Reproducible Arterial Denudation Injury by Infrarenal Abdominal Aortic Clamping in a Murine Model

Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These complications can be attributed to impairments in re-endothelialization within the wound margins. Yet, the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization remain to be defined. While several animal models to study re-endothelialization after arterial denudation are available, few are performed in the mouse because of surgical limitations. This undermines the opportunity to exploit transgenic mouse lines and investigate the contribution of specific genes to the process of re-endothelialization. Here, we present a step-by-step protocol for creating a highly reproducible murine model of arterial denudation injury in the infrarenal abdominal aorta using external vascular clamping. Immunocytochemical staining of injured aortas for fibrinogen and &#946;-catenin demonstrate the exposure of a pro-thrombotic surface and the border of intact endothelium, respectively. The method presented here has the advantages of speed, excellent overall survival rate, and relative technical ease, creating a uniquely practical tool for imposing arterial denudation injury in transgenic mouse models. Using this method, investigators may elucidate the mechanisms of re-endothelialization under normal or pathological conditions.

Understanding the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization following arterial denudation injury is of paramount importance in preventing thrombosis and restenosis of arteries. Here we describe a protocol for reproducible arterial denudation injury of the infrarenal abdominal aorta. The procedure was developed to investigate the underlying mechanisms that regulate endothelial regeneration using mouse models.

Riproducibile arteriosa Denudation Lesioni da infrarenale aortico addominale di serraggio in un modello murino

Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These ...

A Model of Cardiac Remodeling Through Constriction of the Abdominal Aorta in Rats

Heart failure is one of the leading causes of death worldwide. It is a complex clinical syndromethat includes fatigue, dyspnea, exercise intolerance, and fluid retention. Changes in myocardial structure, electrical conduction, and energy metabolism develop with heart failure, leading to contractile dysfunction, increased risk of arrhythmias, and sudden death. Hypertensive heart disease is one of the key contributing factors of cardiac remodeling associated with heart failure. The most commonly-used animal model mimicking hypertensive heart disease is created via surgical interventions, such as by narrowing the aorta. Abdominal aortic constriction is a useful experimental technique to induce a pressure overload, which leads to heart failure. The surgery can be easily performed, without the need for chest opening or mechanical ventilation. Abdominal aortic constriction-induced cardiac pathology progresses gradually, making this model relevant to clinical hypertensive heart failure. Cardiac injury and remodeling can be observed 10 weeks after the surgery. The method described here provides a simple and effective approach to produce a hypertensive heart disease animal model that is suitable for studying disease mechanisms and for testing novel therapeutics.

A rat model of abdominal aortic constriction that induces cardiac hypertrophy and remodeling is described. An efficient, highly-reproducible, and minimally-invasive method is used to provide a simple yet useful platform for research in myocardial hypertrophy and dysfunction.

Un modello di rimodellamento cardiaco Attraverso Costrizione del Aorta addominale in Rats

Heart failure is one of the leading causes of death worldwide. It is a complex clinical syndromethat includes fatigue, dyspnea, exercise intolerance, and ...