Gli autori vorrei ringraziare Yuliya Naumchuk (Loyola University Chicago) e Agne Žiniauskaitė (Experimentica Ltd.) per un eccellente supporto tecnico e videografiche. Programma di ricerca del Dr. Kaja è supportato dal Dr. John P. e Therese E. Mulcahy dotato Professorship in Oftalmologia presso la Loyola University di Chicago.

Tutti gli animali sono stati trattati in conformità con la dichiarazione di ARVO per l'uso degli animali in oftalmica e Vision Research e CE direttiva 86/609/CEE per gli esperimenti sugli animali, utilizzando protocolli approvati e monitorati dal Consiglio esperimento animale della Finlandia.
1. indotto da laser mouse CNV modello 5
<ol><li>Ispezionare gli occhi dell'animale in modo macroscopico per eventuali anomalie.</li>
	<li>Pesare il mouse.</li>
	<li>Calcolare e preparare un'appropriata quantità di anestetici da utilizzare, in base al peso dell'animale, ad esempio una miscela di medetomidina (1 mg/kg), ketamina (75 mg/kg) e acqua distillata (soluzione di NaCl 0,9%) a un rapporto di 1:1.5:2.5, o ketamina (40-75 mg/kg), xilazina (5 mg/kg) e acqua distillata (soluzione di NaCl 0,9%) a un rapporto di 1:2. 5:1; per un mouse 20g, iniettare 0,1 mL della miscela.</li>
	<li>Iniettare anestetico per via intraperitoneale.</li>
	<li>Posizionare il mouse nuovamente dentro la gabbia e aspettare fino a quando l'animale è anestetizzato. Confermare che il mouse è adeguatamente anestetizzato dalla mancanza di una reflex pedale.</li>
	<li>Garantire l'uso di dispositivi di protezione individuale sicurezza laser.</li>
	<li>Accendere una lampada a fessura e un laser a diodo 532 nm.</li>
	<li>Rimuovere il mouse dalla gabbia e posto il termoforo.</li>
	<li>Applicare una goccia di Tropicamide per dilatazione pupillare. Attendere 3-5 min per la dilatazione pupillary pieno (3 mm).</li>
	<li>Posizionare il mouse sul palco della lampada a fessura.</li>
	<li>Depositare una goccia di gel liquido opthalmic su un vetrino coprioggetto per applanate la cornea.</li>
	<li>Orientare l'occhio del mouse con la testa del nervo ottico nel centro.</li>
	<li>Impostare la potenza del laser a 100 mW, la durata di 100 ms e la dimensione dello spot a 50 µm.</li>
	<li>Focalizzare il fascio laser sull'epitelio pigmentato retinico (RPE).</li>
	<li>Fare tre colpi di laser in un occhio evitando vasi sanguigni retinici idealmente a 4, 8 e 12 posizioni intorno al nervo ottico, rispettivamente. Ispezionare il fondo dell'occhio dopo tutti i laser scatti per assenza di emorragia retinica. L'occhio controlaterale serve come controllo non laserato.</li>
	<li>Scartare il mouse vetrino coprioggetti e posto indietro il termoforo.</li>
	<li>Applicare una goccia di PEG gel gocce su entrambi gli occhi.</li>
</ol>2. SD-OCT 6,7
<ol><li>Posizionare il mouse in fase di allineamento del roditore e immobilizzare la testa.</li>
	<li>Allineare la lente del sistema SD-OCT (ad es., Bioptigen/Leica Envisu R2200) ad affrontare l'occhio per l'imaging in vivo utilizzando controller X - e Y-stage.</li>
	<li>Eseguire scansioni di SD-OCT per verificare rotture della membrana di Bruch: una volta che il SD-OCT scansiona l'intero occhio, spostare manualmente la linea di riferimento sui siti laserati. Rotture della membrana di Bruch devono essere chiaramente visibile nelle aree laserate (Vedi Figura 1).</li>
</ol>3. fluoresceina angiografia 7,8,9
<ol><li>Rimuovere il mouse con il titolare e posizionarlo sul sistema FA (ad es., Heidelberg Spectralis HRA2).</li>
	<li>Messa a fuoco laser masterizzare aree del fondo dell'occhio utilizzando la modalità a raggi infrarossi riflettanza con la testa del nervo ottico al centro della finestra di visualizzazione.</li>
	<li>Iniettare 0,1 mL di sale di sodio di 5% della fluorescina per un mouse di 20 g per via sottocutanea o per via intraperitoneale.</li>
	<li>Concentrarsi sul livello della coroide.</li>
	<li>Prendere un'immagine dal livello di messa a fuoco della coroide.</li>
	<li>Rimettere a fuoco a livello della retina e prendere un'immagine.</li>
	<li>Attendere per 30 s e ripetere passaggi 3.4-3.6.</li>
	<li>Rimuovere il mouse dal supporto e posizionarlo sul rilievo di riscaldamento.</li>
	<li>Invertire l'anestesia α2-antagonista per medetomidina, atipamezolo (0,5 mg/kg, i.p.) o attesa per animale recupero dall'anestesia.</li>
	<li>Ripetere in vivo SD-OCT e FA imaging in animali anestetizzati sui giorni di follow-up 5, 10 e 14.</li>
</ol>4. CNV classificazione
<ol><li>Grado il danno della membrana di Bruch da immagini di ottobre e coroidica FA immagini scattate subito dopo la lavorazione al laser il giorno 0 come segue: 0 - membrana di Bruch non è stata danneggiata 1 - successo danno della membrana di Bruch</li>
	<li>Grado la presenza di CNV da laserata macchie che aveva perdite come osservato confrontando la dinamica del segnale della fluorescina in una serie di immagini retiniche FA come segue: 0 - aspetto normale della retina 0,5 - macchiatura debole di perdita 1.0 - aree CNV che perde Nota: Utilizzare l'imaging OCT per ulteriore conferma di CNV o in discutibile FA dove la presenza di liquido intraretinico in immagini di ottobre vorrei suggerire CNV classificazione.</li>
</ol>5. misure di spessore retinico
<ol><li>Utilizzare un software di segmentazione automatizzata per le misurazioni dello spessore retinico. Assicurarsi che lo spessore totale della retina è considerato, come lo spessore degli strati tutti da strato delle fibre nervose di RPE (siti di misura sano) o di una linea immaginaria che collega RPE intorno al sito di danno (laserate siti) (Vedi anche Figura 7).</li>
</ol>

<ol>
	<li>Dobi, E. T., Puliafito, C. A., Destro, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+model+of+experimental+choroidal+neovascularization+in+the+rat.">A new model of experimental choroidal neovascularization in the rat.</a> Arch. Ophthalmol. Chic. Ill 1960. 107, 264-269 (1989).</li><li>Tobe, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+of+neovascularization+in+mice+with+overexpression+of+vascular+endothelial+growth+factor+in+photoreceptors.">Evolution of neovascularization in mice with overexpression of vascular endothelial growth factor in photoreceptors.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 39, 180-188 (1998).</li><li>Seo, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dramatic+inhibition+of+retinal+and+choroidal+neovascularization+by+oral+administration+of+a+kinase+inhibitor.">Dramatic inhibition of retinal and choroidal neovascularization by oral administration of a kinase inhibitor.</a> Am. J. Pathol. 154, 1743-1753 (1999).</li><li>Grossniklaus, H. E., Kang, S. J., Berglin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+choroidal+and+retinal+neovascularization.">Animal models of choroidal and retinal neovascularization.</a> Prog. Retin. Eye Res. 29, 500-519 (2010).</li><li>Shah, R. S., Soetikno, B. T., Lajko, M., Fawzi, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Mouse+Model+for+Laser-induced+Choroidal+Neovascularization.">A Mouse Model for Laser-induced Choroidal Neovascularization.</a> J Vis Exp. (106), e53502 (2015).</li><li>Giani, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+evaluation+of+laser-induced+choroidal+neovascularization+using+spectral-domain+optical+coherence+tomography.">In vivo evaluation of laser-induced choroidal neovascularization using spectral-domain optical coherence tomography.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 52, 3880-3887 (2011).</li><li>Gong, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+of+an+Image-Guided+Laser-Induced+Choroidal+Neovascularization+Model+in+Mice.">Optimization of an Image-Guided Laser-Induced Choroidal Neovascularization Model in Mice.</a> PloS One. 10, e0132643 (2015).</li><li>Sheets, K. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuroprotectin+D1+attenuates+laser-induced+choroidal+neovascularization+in+mouse.">Neuroprotectin D1 attenuates laser-induced choroidal neovascularization in mouse.</a> Mol. Vis. 16, 320-329 (2010).</li><li>Hoerster, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In-vivo+and+ex-vivo+characterization+of+laser-induced+choroidal+neovascularization+variability+in+mice.">In-vivo and ex-vivo characterization of laser-induced choroidal neovascularization variability in mice.</a> Graefes Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. Albrecht Von Graefes Arch. Klin. Exp. Ophthalmol. 250, 1579-1586 (2012).</li><li>Sulaiman, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Simple+Optical+Coherence+Tomography+Quantification+Method+for+Choroidal+Neovascularization.">A Simple Optical Coherence Tomography Quantification Method for Choroidal Neovascularization.</a> J. Ocul. Pharmacol. Ther. Off. J. Assoc. Ocul. Pharmacol. Ther. Off. J. Assoc. Ocul. Pharmacol. 31, 447-454 (2015).</li></ol>

L'autore Symantas Ragauskas, pH.d. è un dipendente (ricercatore) e azionista di Experimentica Ltd. che offre servizi di ricerca che impiegano il modello preclinico di CNV utilizzato in questo articolo del contratto.
L'autore Eva Kielczewski è un impiegato (Ricerca applicazioni engineer, OCT) di Leica Microsystems che produce sistemi di SD-OCT utilizzati in questo articolo.
L'autore Joseph Vance è un dipendente (NA OCT direttore vendite) di Leica Microsystems che produce sistemi di SD-OCT utilizzati in questo articolo. Joseph Vance è anche Presidente e amministratore delegato di spettiva, LLC.
L'autore Simon Kaja, pH.d. è consulente Chief Scientific Officer e azionista di Experimentica Ltd., un'organizzazione di ricerca preclinica contratto che offre servizi di ricerca, contraggono incl. il modello preclinico di CNV utilizzato in questo articolo. Simon Kaja, pH.d. è anche CEO di K & P scientifica, LLC, una consulenza, Scienze della vita e serve come il Dr. John P. e Therese E. Mulcahy dotato professore di Oftalmologia presso la Loyola University Chicago, Stritch School of Medicine. I termini di questo accordo sono stati esaminati e approvati dal Loyola University Chicago in conformità alla sua politica di conflitto di interessi.
L'autore Giedrius Kalesnykas, pH.d. è un dipendente (CEO) e azionista di Experimentica Ltd. che offre servizi di ricerca che impiegano il modello preclinico di CNV utilizzato in questo articolo del contratto.

Imaging multimodale offre preziosi strumenti per la valutazione di patologia CNV. Qui abbiamo presentato un protocollo imaging composto da FA, SD-OCT e segmentazione automatica per la valutazione rapida, riproducibile e affidabile di patologia CNV. Una rottura della membrana di Bruch dopo amministrazione del laser è stato confermato. Inoltre, l'uso di SD-OCT in questa fase anche ha permesso la visualizzazione immediata delle possibili emorragie intraretiniche e subretinal, che può confondere l'interpretazione dei risultati. Perdite della retina sono state classificate basato sul segnale della fluorescina da FA immagini. L'uso di SD-OCT fornito una descrizione più dettagliata della patologia CNV. Inoltre, analisi longitudinale di SD-OCT in vari momenti durante il periodo di seguito evidenziato differenze temporali nella patologia che rimarrebbero sfuggente se affidarsi a FA da solo.
Totale spessore retinico è stato misurato mediante segmentazione automatizzata. Manualmente è stato misurato lo spessore retinico in siti che CNV è stata indotta. La valutazione istologica di coroidico flatmount è verificata, e la zona della neovascolarizzazione è misurata utilizzando software di analisi di immagine Image J.
La propria trasparenza dell'asse visivo è fondamentale per la buona riuscita del protocollo presentato. Secchezza della cornea e la formazione di cataratte sono i principali fattori coinvolti nella risoluzione dei problemi. Pertanto, una volta che il mouse ottiene anestetizzato, gli occhi devono essere costantemente idratati con lacrime artificiali o gel per mantenere la corretta idratazione della cornea. Proposta di protocollo deve essere eseguita preferenzialmente entro 10 min dall'induzione dell'anestesia. Tempo prolungato anestesia può causare la formazione di cataratte e prevenire in vivo imaging.
Il protocollo descritto è limitato a scarpata d'osservazione della progressione di CNV basato su perdite vascolari a livello della retina. Valutazione quantitativa della perdita della retina possa essere aggiunti utilizzando software di Heidelberg Spectralis, consente la delimitazione della zona della perdita, che fornisce dati quantitativi sulla regione di interesse. Inoltre, Sulaiman e colleghi (2015) ha recentemente proposto un calcolo del volume CNV da in vivo ha acquisito immagini di ottobre utilizzando il metodo dell'elissoide10. Il modello dell'elissoide introduce molto probabilmente polarizzazione verso sovrastima del volume delle lesioni come CNV nella maggior parte dei casi ha una forma irregolare. Tuttavia, alta correlazione tra misure del volume da analisi confocale di preparati istologici e quantificazione dell'elissoide proposto da immagini OCT fornisce la prova che il metodo è uno strumento prezioso per la valutazione quantitativa del volume CNV10 .
Per concludere, riteniamo che la combinazione presentata di differenti in vivo imaging modalità, insieme a segmentazione automatizzata e l'analisi istologica, fornisce una valutazione affidabile e riproducibile di patologia CNV negli studi preclinici. Il metodo potrebbe essere particolarmente utile per la prova di studi di intervento terapeutico di concetto.

Il primo tentativo riuscito di imitare la patologia di CNV umana nei roditori è stato dimostrato quasi tre decenni fa con un laser di krypton a lungo Evans ratti1. Da allora in poi, un laser di krypton è stato utilizzato per rompere la membrana di Bruch nel ceppo più popolare del mouse C57BL/6J2,3,4. Il tasso di successo dell'induzione di CNV è stato verificato con FA e macchie istologiche. Un rapido sviluppo di modalità di imaging non invasivo, ad esempio OCT, ha favorito la crescita del campo di modelli preclinici del roditore. La possibilità di monitorare i cambiamenti morfologici nella retina a più punti di tempo nello stesso occhio significativamente contribuisce alla riduzione dell'uso di animali e aumenta l'efficienza negli studi sperimentali. La valutazione istologica delle lesioni CNV è piuttosto semplice e richiede etichettatura di crescita vascolare anormale intorno al sito di amministrazione di laser, acquisizione di immagini e stima di superficie/volume utilizzando un software di analisi di immagine. Al contrario, la modalità di imaging in vivo introdurre più complesse analisi di CNV patologia e sua interpretazione.
Qui presentiamo un metodo semplice e relativamente veloce per induzione di grado, la progressione e regressione di CNV utilizzando FA, SD-OCT, e il metodo di segmentazione automatizzata nel topo indotta da laser CNV modello.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="917">
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:275px;">Medetomidine (commercial name Domitor)</td>
			<td style="width:123px;">Orion</td>
			<td style="width:344px;">Vnr 01 56 02</td>
			<td style="width:177px;">Anesthesia</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Ketamine</td>
			<td>Intervet</td>
			<td>Vnr 51 14 85</td>
			<td>Anesthesia</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">0,9% NaCl</td>
			<td>B Braun</td>
			<td>357 0340</td>
			<td>Anesthesia</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Xylazine (commercial name Rompun vet)</td>
			<td>Bayer</td>
			<td>vnr 14 89 99</td>
			<td>Anesthesia</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Tropicamide</td>
			<td>Santen</td>
			<td>Vnr 04 12 36</td>
			<td>Mydriatic agent</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Viscotears</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>Vnr 44 54 81</td>
			<td>Lubricant</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Systane</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>&#160;-</td>
			<td>Lubricant</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">5% Fluorescein sodium salt</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>F6377-100G</td>
			<td>Fluoresent agent</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Atipamezole (commercial name Antisedane)</td>
			<td>Orion</td>
			<td>Vnr 47 19 53</td>
			<td>Anesthesia</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vivo multimodal imaging and analysis of mouse laser-induced choroidal neovascularization model

Indotta da laser il neovascularization coroidico (CNV) è una modella ben affermata per imitare la forma umida di degenerazione maculare senile (AMD). In questo protocollo, ci proponiamo di guidare il lettore non semplicemente attraverso le considerazioni tecniche di generare lesioni indotte da laser per innescare processi neovascolare, ma piuttosto concentrarsi sulle informazioni potenti che possono essere ottenute da multimodal longitudinale in vivo imaging durante tutto il periodo di follow-up.
Il topo indotta da laser modello CNV è stato generato da un'amministrazione di laser del diodo. Tecniche di imaging multimodale in vivo sono stati utilizzati per monitorare la CNV induzione, progressione e regressione. Primo, tomografia a coerenza ottica dominio spettrale (SD-OCT) è stata effettuata immediatamente dopo la lavorazione laser per verificare una rottura della membrana di Bruch. Successivi in vivo imaging mediante angiografia della fluorescina (FA) ha confermato il successo danno della membrana di Bruch da seriale immagini acquisite a livello della coroide. Follow-up longitudinale di proliferazione di CNV e regressione nei giorni 5, 10 e 14 dopo la lavorazione laser è stato effettuato usando sia SD-OCT e FA. Semplice e affidabile di classificazione di leasions di CNV che perde da FA immagini è presentato. Segmentazione automatizzata per la misurazione dello spessore retinico totale, combinato con applicazione manuale calibro per la misurazione dello spessore retinico a siti CNV, consentire la valutazione imparziale della presenza dell'edema. Infine, verifica istologica di CNV viene eseguita utilizzando isolectin GS-IB4 colorazione sul flatmounts coroidico. La colorazione è con soglia, e viene calcolata l'area isolectin-positivi con ImageJ.
Questo protocollo è particolarmente utile negli studi di terapeutica che richiedono alta-velocità di trasmissione-come proiezione di patologia CNV quanto consente veloce, multimodale e affidabile classificazione dell'edema di patologia e retinico CNV. Inoltre, ad alta risoluzione SD-OCT consente la registrazione di altre caratteristiche patologiche, come l'accumulazione di liquido subretinal o intraretinico. Tuttavia, questo metodo non fornisce la possibilità di automatizzare l'analisi di volume CNV da immagini SD-OCT, che deve essere eseguita manualmente.

Una bolla o subretinal sanguinamento immediatamente dopo lavorazione laser non è sempre visibile. Pertanto, SD-OCT è particolarmente importante per verificare il danno della membrana di Bruch. Figura 1 Mostra un esempio di formazione immagine OCT a tempi diversi dopo la somministrazione di laser.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56173/56173fig1.jpg"> Figura 1 : OCT en faccia vista del fondo dell'occhio (immagine VIP) Mostra tre aree laserate delineate nei cerchi bianchi, verde e rossi. OCT. B-scan immagini sono state scattate previo il lasering (basale), immediatamente dopo la lavorazione laser per verificare una rottura della membrana di Bruch (0 giorni, frecce puntano al sito del danno) e 5, 10 e 14 giorni dopo la somministrazione di laser. Come si può vedere dalla zona evidenziata in bianco (prima riga di immagini), CNV non ha sviluppato timepoints successive. La zona evidenziata in verde e rosso sviluppato CNV, che è stato rilevato il follow-up giorno 5. Tuttavia, alle 10 e 14 punti temporali di giorno, queste lesioni CNV è regredito. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56173/56173fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
Figure 2 e 3 mostrano la formazione immagine di serie utilizzando FA, che ha confermato il successo danno della membrana di Bruch in tutti i tre punti il giorno 0 in un mouse di C57BL/6jRj 10-settimana-vecchio maschio.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56173/56173fig2.jpg"> Figura 2 : Formazione immagine di serie FA fatta ogni 20 s (immagini da 1 a 18) a livello della coroide immediatamente dopo la somministrazione di laser. Frecce bianche nell'immagine 1 punto ai siti laserate, che mostrano la perdita della fluorescina timepoints successive (frecce bianche nell'immagine 18). <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56173/56173fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56173/56173fig3.jpg"> Figura 3 : Formazione immagine di serie FA fatta ogni 20 s (immagini da 1 a 18) a livello della retina immediatamente dopo la somministrazione di laser. Zona CNV che ha perdita della fluorescina e pezzatura da 1 (leaky CNV) è sottolineato dalla freccia bianca in immagine 18. Nota un'intensità crescente, come pure zona positiva della fluorescina, durante il timecourse di FA imaging (freccia bianca nelle immagini a 8 e 11). Due aree delineate in bianco nell'immagine 18 sono stati classificati come avendo un debole segnale FA (classificazione 0,5). <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56173/56173fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
Oltre la classificazione di patologia CNV, SD-OCT è anche utile per rivelare ulteriori informazioni nel sito di lesione, ad es., presenza di liquido subretinal, edema e regressione di CNV. La figura 4 Mostra i principali segni distintivi patologici di CNV indotta da laser in topi.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56173/56173fig4.jpg"> Figura 4 : Patologia spettrale dominio ottico coerenza tomografia Imaging di CNV. SD-OCT fornisce una patologia CNV dettagliata all'interno del tessuto retinico, come si può vedere da queste immagini rappresentative sulla cicatrizzazione del tessuto, la formazione di CNV e accumulo di liquido. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56173/56173fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
L'edema maculare è una delle principali caratteristiche patologiche di forma bagnata AMD in esseri umani. Nel modello di CNV indotta da laser, spessore retinico può essere valutato tramite segmentazione automatizzata. Misurazione manuale dei siti selezionati laserate è necessaria per misurare lo spessore retinico al luogo del CNV. Figura 5 Mostra un esempio di un report generato dopo segmentazione automatizzata.
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56173/56173fig5.jpg"> Figura 5 : Quantificazione dello spessore retinico. Lo spessore retinico come misurato dalla segmentazione automatizzata <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56173/56173fig5large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
L'uso di segmentazione automatizzata è un modo veloce per fornire una panoramica di spessore retinico (tabella 1). Figure 6A e 6B mostrano esempi rappresentativi della segmentazione automatizzata da una zona della retina sana e dalla zona della retina con patologia CNV, rispettivamente. Nonostante lievi inesattezze trovati nel distinguere singoli strati retinici, nel complesso, il software riconosce in modo affidabile dello spessore retinico totale nei topi pigmentati.
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56173/56173fig6.jpg"> Figura 6 : Automated segmentazione degli strati retinici. Segmentazione automatica di area retinica sana (A) e area retinica contenente CNV (asterisco nell'immagine B). <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56173/56173fig6large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
Al fine di valutare lo spessore retinico alle aree laserate, ogni zona lasered è stata misurata manualmente come segue: il totale dello spessore retinico è stato considerato come lo spessore di tutti i livelli da strato delle fibre nervose per la linea immaginaria che collega RPE intorno al sito di danno (Figura 7 e tabella 1).
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Zona</td>
			<td>Giorno 5</td>
			<td>Giorno 10</td>
			<td>Giorno 14</td>
		</tr>
<tr>
<td>Totale spessore retinico, μm</td>
			<td>218±7.8</td>
			<td>220±7.2</td>
			<td>221±9.8</td>
		</tr>
<tr>
<td>Laserata zona 1</td>
			<td>200</td>
			<td>204</td>
			<td>214</td>
		</tr>
<tr>
<td>Laserata zona 2</td>
			<td>226</td>
			<td>217</td>
			<td>220</td>
		</tr>
<tr>
<td>Laserata zona 3</td>
			<td>222</td>
			<td>223</td>
			<td>227</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="4">I dati sono presentati come media ± DS</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabella 1. Lo spessore retinico totale e lo spessore retinico in siti CNV durante un follow-up di 14 giorni come determinato dalla segmentazione automatizzata utilizzando il software inVivoDiver (v. 3.0.8).
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56173/56173fig7.jpg"> Figura 7 : Misurazione manuale dello spessore retinico a zona laserato con patologia CNV. Linea gialla indica lo spessore retinico totale da strato delle fibre nervose in un immaginario layer di RPE (linea nera) al sito di amministrazione di laser. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56173/56173fig7large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
Istologicamente, le lesioni CNV sono state confermate utilizzando isolectin GS-IB4 etichettatura (Figura 8A). Software di analisi di immagine immagine J è stato utilizzato per calcolare l'area della lesione CNV (Figura 8B).
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56173/56173fig8.jpg"> Figura 8 : Analisi istologica. Macchia istologica della lesione CNV da flatmount coroidico (in verde, A) può essere quantificata utilizzando la soglia dell'immagine J (B). La barra della scala per A è 50 μm. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56173/56173fig8large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

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In Vivo Multimodal Imaging and Analysis of Mouse Laser-Induced Choroidal Neovascularization Model

In Vivo Imaging multimodale e l'analisi di Mouse indotta da Laser modello di Neovascularization coroidico

Qui, presentiamo l'utilità di longitudinale in vivo imaging nel follow-up dei cambiamenti morfologici del neovascularization coroidico laser-indotta in topi.

Laser-induced choroidal neovascularization (CNV) is a well-established model to mimic the wet form of age-related macular degeneration (AMD). In this ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

In Vivo Multimodal Imaging and Analysis of Mouse Laser-Induced Choroidal Neovascularization Model

9.0K Views.  Experimentica Ltd.. Qui, presentiamo l'utilità di longitudinale in vivo imaging nel follow-up dei cambiamenti morfologici del neovascularization coroidico laser-indotta in topi.

Video: In Vivo Multimodal Imaging and Analysis of Mouse Laser-Induced Choroidal Neovascularization Model

Multiple-mouse Neuroanatomical Magnetic Resonance Imaging

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and evaluating mouse models of human disease. MRI is an excellent modality for investigating genetically altered animals. It is capable of whole brain coverage, can be used in vivo, and provides multiple contrast mechanisms for investigating different aspects of neuranatomy and physiology. The advent of high-field scanners along with the ability to scan multiple mice simultaneously allows for rapid phenotyping of novel mutations.
Effective mouse MRI studies require attention to many aspects of experiment design. In this article, we will describe general methods to acquire quality images for mouse phenotyping using a system that images mice concurrently in shielded transmit/receive radio frequency (RF) coils in a common magnet (Bock et al., 2003). We focus particularly on anatomical phenotyping, an important and accessible application that has shown a high potential for impact in many mouse models at our imaging centre. Before we can provide the detailed steps to acquire such images, there are important practical considerations for both in vivo brain imaging (Dazai et al., 2004) and ex vivo brain imaging (Spring et al., 2007) that should be noted. These are discussed below.

Magnetic resonance imaging (MRI) has become an increasingly popular tool for examining the phenotype of genetically altered mice. This article illustrates the methods necessary to achieve high-throughput phenotyping of genetically altered mice using multiple-mouse MRI.

Multiple-topo Imaging neuroanatomici Risonanza Magnetica

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and ...

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Neuroscienze

Multimodal Imaging of Stem Cell Implantation in the Central Nervous System of Mice

During the past decade, stem cell transplantation has gained increasing interest as primary or secondary therapeutic modality for a variety of diseases, both in preclinical and clinical studies. However, to date results regarding functional outcome and/or tissue regeneration following stem cell transplantation are quite diverse. Generally, a clinical benefit is observed without profound understanding of the underlying mechanism(s)1. Therefore, multiple efforts have led to the development of different molecular imaging modalities to monitor stem cell grafting with the ultimate aim to accurately evaluate survival, fate and physiology of grafted stem cells and/or their micro-environment. Changes observed in one or more parameters determined by molecular imaging might be related to the observed clinical effect. In this context, our studies focus on the combined use of bioluminescence imaging (BLI), magnetic resonance imaging (MRI) and histological analysis to evaluate stem cell grafting.
BLI is commonly used to non-invasively perform cell tracking and monitor cell survival in time following transplantation2-7, based on a biochemical reaction where cells expressing the Luciferase-reporter gene are able to emit light following interaction with its substrate (e.g. D-luciferin)8, 9. MRI on the other hand is a non-invasive technique which is clinically applicable10 and can be used to precisely locate cellular grafts with very high resolution11-15, although its sensitivity highly depends on the contrast generated after cell labeling with an MRI contrast agent. Finally, post-mortem histological analysis is the method of choice to validate research results obtained with non-invasive techniques with highest resolution and sensitivity. Moreover end-point histological analysis allows us to perform detailed phenotypic analysis of grafted cells and/or the surrounding tissue, based on the use of fluorescent reporter proteins and/or direct cell labeling with specific antibodies.
In summary, we here visually demonstrate the complementarities of BLI, MRI and histology to unravel different stem cell- and/or environment-associated characteristics following stem cell grafting in the CNS of mice. As an example, bone marrow-derived stromal cells, genetically engineered to express the enhanced Green Fluorescent Protein (eGFP) and firefly Luciferase (fLuc), and labeled with blue fluorescent micron-sized iron oxide particles (MPIOs), will be grafted in the CNS of immune-competent mice and outcome will be monitored by BLI, MRI and histology (Figure 1).

This article describes an optimized sequence of events for multimodal imaging of cellular grafts in rodent brain using: (i) in vivo bioluminescence and magnetic resonance imaging, and (ii) post mortem histological analysis. Combining these imaging modalities on a single animal allows cellular graft evaluation with high resolution, sensitivity and specificity.

Imaging multimodale impianto di cellule staminali nel sistema nervoso centrale di topi

During the past decade, stem cell transplantation has gained increasing interest as primary or secondary therapeutic modality for a variety of diseases, ...

Functional Neuroimaging Using Ultrasonic Blood-brain Barrier Disruption and Manganese-enhanced MRI

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains technically challenging. One approach, Activation-Induced Manganese-enhanced MRI (AIM MRI), has been used successfully to map neuronal activity in rodents 1-5. In AIM MRI, Mn2+ acts a calcium analog and accumulates in depolarized neurons 6,7. Because Mn2+ shortens the T1 tissue property, regions of elevated neuronal activity will enhance in MRI. Furthermore, Mn2+ clears slowly from the activated regions; therefore, stimulation can be performed outside the magnet prior to imaging, enabling greater experimental flexibility. However, because Mn2+ does not readily cross the blood-brain barrier (BBB), the need to open the BBB has limited the use of AIM MRI, especially in mice.
One tool for opening the BBB is ultrasound. Though potentially damaging, if ultrasound is administered in combination with gas-filled microbubbles (i.e., ultrasound contrast agents), the acoustic pressure required for BBB opening is considerably lower. This combination of ultrasound and microbubbles can be used to reliably open the BBB without causing tissue damage 8-11.
Here, a method is presented for performing AIM MRI by using microbubbles and ultrasound to open the BBB. After an intravenous injection of perflutren microbubbles, an unfocused pulsed ultrasound beam is applied to the shaved mouse head for 3 minutes. For simplicity, we refer to this technique of BBB Opening with Microbubbles and UltraSound as BOMUS 12. Using BOMUS to open the BBB throughout both cerebral hemispheres, manganese is administered to the whole mouse brain. After experimental stimulation of the lightly sedated mice, AIM MRI is used to map the neuronal response.
To demonstrate this approach, herein BOMUS and AIM MRI are used to map unilateral mechanical stimulation of the vibrissae in lightly sedated mice 13. Because BOMUS can open the BBB throughout both hemispheres, the unstimulated side of the brain is used to control for nonspecific background stimulation. The resultant 3D activation map agrees well with published representations of the vibrissae regions of the barrel field cortex 14. The ultrasonic opening of the BBB is fast, noninvasive, and reversible; and thus this approach is suitable for high-throughput and/or longitudinal studies in awake mice.

A technique is described for broadly opening the blood-brain barrier in the mouse using microbubbles and ultrasound. Using this technique, manganese can be administered to the mouse brain. Because manganese is an MRI contrast agent that accumulates in depolarized neurons, this approach enables imaging of neuronal activity.

Neuroimaging funzionale con l&#39;impiego dell&#39;ecografia emato-encefalica e la barriera di Turbativa del Manganese-enhanced MRI

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains ...

Ex vivo Live Imaging of Single Cell Divisions in Mouse Neuroepithelium

We developed a system that integrates live imaging of fluorescent markers and culturing slices of embryonic mouse neuroepithelium. We took advantage of existing mouse lines for genetic cell lineage tracing: a tamoxifen-inducible Cre line and a Cre reporter line expressing dsRed upon Cre-mediated recombination. By using a relatively low level of tamoxifen, we were able to induce recombination in a small number of cells, permitting us to follow individual cell divisions. Additionally, we observed the transcriptional response to Sonic Hedgehog (Shh) signaling using an Olig2-eGFP transgenic line 1-3 and we monitored formation of cilia by infecting the cultured slice with virus expressing the cilia marker, Sstr3-GFP 4. In order to image the neuroepithelium, we harvested embryos at E8.5, isolated the neural tube, mounted the neural slice in proper culturing conditions into the imaging chamber and performed time-lapse confocal imaging. Our ex vivo live imaging method enables us to trace single cell divisions to assess the relative timing of primary cilia formation and Shh response in a physiologically relevant manner. This method can be easily adapted using distinct fluorescent markers and provides the field the tools with which to monitor cell behavior in situ and in real time.

Ex vivo Live Imaging of Single Cell Divisions in Mouse Neuroepithelium

Here we develop the tools necessary for ex vivo live imaging to trace single cell divisions in the mouse E8.5 neuroepithelium

Ex vivo Imaging in diretta di divisioni cellulari singoli in mouse neuroepitelio

We developed a system that integrates live imaging of fluorescent markers and culturing slices of embryonic mouse neuroepithelium. We took advantage of ...

An Ex Vivo Laser-induced Spinal Cord Injury Model to Assess Mechanisms of Axonal Degeneration in Real-time

Injured CNS axons fail to regenerate and often retract away from the injury site. Axons spared from the initial injury may later undergo secondary axonal degeneration. Lack of growth cone formation, regeneration, and loss of additional myelinated axonal projections within the spinal cord greatly limits neurological recovery following injury. To assess how central myelinated axons of the spinal cord respond to injury, we developed an ex vivo living spinal cord model utilizing transgenic mice that express yellow fluorescent protein in axons and a focal and highly reproducible laser-induced spinal cord injury to document the fate of axons and myelin (lipophilic fluorescent dye Nile Red) over time using two-photon excitation time-lapse microscopy. Dynamic processes such as acute axonal injury, axonal retraction, and myelin degeneration are best studied in real-time. However, the non-focal nature of contusion-based injuries and movement artifacts encountered during in vivo spinal cord imaging make differentiating primary and secondary axonal injury responses using high resolution microscopy challenging. The ex vivo spinal cord model described here mimics several aspects of clinically relevant contusion/compression-induced axonal pathologies including axonal swelling, spheroid formation, axonal transection, and peri-axonal swelling providing a useful model to study these dynamic processes in real-time. Major advantages of this model are excellent spatiotemporal resolution that allows differentiation between the primary insult that directly injures axons and secondary injury mechanisms; controlled infusion of reagents directly to the perfusate bathing the cord; precise alterations of the environmental milieu (e.g., calcium, sodium ions, known contributors to axonal injury, but near impossible to manipulate in vivo); and murine models also offer an advantage as they provide an opportunity to visualize and manipulate genetically identified cell populations and subcellular structures. Here, we describe how to isolate and image the living spinal cord from mice to capture dynamics of acute axonal injury.

An Ex Vivo Laser-induced Spinal Cord Injury Model to Assess Mechanisms of Axonal Degeneration in Real-time

We present a protocol utilizing two-photon excitation time-lapse microscopy to simultaneously visualize the dynamics of axon and myelin injuries in real time. This proposed protocol permits studies of both intrinsic and extrinsic factors which can influence central myelinated axon fate after injury and contribute to permanent clinical disability.

Un<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Laser-indotta Spinal Cord Injury modello per valutare i meccanismi di degenerazione assonale in tempo reale

Injured CNS axons fail to regenerate and often retract away from the injury site. Axons spared from the initial injury may later undergo secondary axonal ...

3-D Imaging and Analysis of Neurons Infected In Vivo with Toxoplasma gondii

Toxoplasma gondii is an obligate, intracellular parasite with a broad host range, including humans and rodents. In both humans and rodents, Toxoplasma establishes a lifelong persistent infection in the brain. While this brain infection is asymptomatic in most immunocompetent people, in the developing fetus or immunocompromised individuals such as acquired immune deficiency syndrome (AIDS) patients, this predilection for and persistence in the brain can lead to devastating neurologic disease. Thus, it is clear that the brain-Toxoplasma interaction is critical to the symptomatic disease produced by Toxoplasma, yet we have little understanding of the cellular or molecular interaction between cells of the central nervous system (CNS) and the parasite. In the mouse model of CNS toxoplasmosis it has been known for over 30 years that neurons are the cells in which the parasite persists, but little information is available about which part of the neuron is generally infected (soma, dendrite, axon) and if this cellular relationship changes between strains. In part, this lack is secondary to the difficulty of imaging and visualizing whole infected neurons from an animal. Such images would typically require serial sectioning and stitching of tissue imaged by electron microscopy or confocal microscopy after immunostaining. By combining several techniques, the method described here enables the use of thick sections (160 &#181;m) to identify and image whole cells that contain cysts, allowing three-dimensional visualization and analysis of individual, chronically infected neurons without the need for immunostaining, electron microscopy, or serial sectioning and stitching. Using this technique, we can begin to understand the cellular relationship between the parasite and the infected neuron.

3-D Imaging and Analysis of Neurons Infected In Vivo with Toxoplasma gondii

Using this protocol, we were able to image 160 &#181;m thick brain sections from mice infected with the parasite Toxoplasma gondii, which enables visualization and analysis of the spatial relationship between the encysting parasite and the infected neuron.

3-D imaging e analisi di neuroni infetti<em&gt; In Vivo</em&gt; Con<em&gt; Toxoplasma gondii</em

Toxoplasma gondii is an obligate, intracellular parasite with a broad host range, including humans and rodents. In both humans and rodents, Toxoplasma ...

M&#252;ller Glia Cell Activation in a Laser-induced Retinal Degeneration and Regeneration Model in Zebrafish

A fascinating difference between teleost and mammals is the lifelong potential of the teleost retina for retinal neurogenesis and regeneration after severe damage. Investigating the regeneration pathways in zebrafish might bring new insights to develop innovative strategies for the treatment of retinal degenerative diseases in mammals. Herein, we focused on the induction of a focal lesion to the outer retina in adult zebrafish by means of a 532 nm diode laser. A localized injury allows investigating biological processes that take place during retinal degeneration and regeneration directly at the area of damage. Using non-invasive optical coherence tomography (OCT), we were able to define the location of the damaged area and monitor subsequent regeneration in vivo. Indeed, OCT imaging produces high-resolution, cross-sectional images of the zebrafish retina, providing information which was previously only available with histological analyses. In order to confirm the data from real-time OCT, histological sections were performed and regenerative response after the induction of the retinal injury was investigated by immunohistochemistry.

The zebrafish is a popular animal model to study mechanisms of retinal degeneration/regeneration in vertebrates. This protocol describes a method to induce localized injury disrupting the outer retina with minimal damage to the inner retina. Subsequently, we monitor in vivo the retinal morphology and the M&#252;ller glia response throughout retinal regeneration.

Attivazione delle cellule di Glia di Müller in una degenerazione retinica indotta da Laser e un modello di rigenerazione in Zebrafish

A fascinating difference between teleost and mammals is the lifelong potential of the teleost retina for retinal neurogenesis and regeneration after ...

Laser-Induced Brain Injury in the Motor Cortex of Rats

A common technique for inducing stroke in experimental rodent models involves the transient (often denoted as MCAO-t) or permanent (designated as MCAO-p) occlusion of the middle cerebral artery (MCA) using a catheter. This generally accepted technique, however, has some limitations, thereby limiting its extensive use. Stroke induction by this method is often characterized by high variability in the localization and size of the ischemic area, periodical occurrences of hemorrhage, and high death rates. Also, the successful completion of any of the transient or permanent procedures requires expertise and often lasts for about 30 minutes. In this protocol, a laser irradiation technique is presented that can serve as an alternative method for inducing and studying brain injury in rodent models.
When compared to rats in the control and MCAO groups, the brain injury by laser induction showed reduced variability in body temperature, infarct volume, brain edema, intracranial hemorrhage, and mortality. Furthermore, the use of a laser-induced injury caused damage to the brain tissues only in the motor cortex unlike in the MCAO experiments where destruction of both the motor cortex and striatal tissues is observed.
Findings from this investigation suggest that laser irradiation could serve as an alternative and effective technique for inducing brain injury in the motor cortex. The method also shortens the time for completing the procedure and does not require expert handlers.

The protocol presented here shows a technique to create a rodent model of brain injury. The method described here uses laser irradiation and targets motor cortex.

Lesione cerebrale indotta dal laser nella Corteccia Motoria dei Ratti

A common technique for inducing stroke in experimental rodent models involves the transient (often denoted as MCAO-t) or permanent (designated as MCAO-p) ...

Imaging and Analysis of Neurofilament Transport in Excised Mouse Tibial Nerve

Neurofilament protein polymers move along axons in the slow component of axonal transport at average speeds of ~0.35-3.5 mm/day. Until recently the study of this movement in situ was only possible using radioisotopic pulse-labeling, which permits analysis of axonal transport in whole nerves with a temporal resolution of days and a spatial resolution of millimeters. To study neurofilament transport in situ with higher temporal and spatial resolution, we developed a hThy1-paGFP-NFM transgenic mouse that expresses neurofilament protein M tagged with photoactivatable GFP in neurons. Here we describe fluorescence photoactivation pulse-escape and pulse-spread methods to analyze neurofilament transport in single myelinated axons of tibial nerves from these mice ex vivo. Isolated nerve segments are maintained on the microscope stage by perfusion with oxygenated saline and imaged by spinning disk confocal fluorescence microscopy. Violet light is used to activate the fluorescence in a short axonal window. The fluorescence in the activated and flanking regions is analyzed over time, permitting the study of neurofilament transport with temporal and spatial resolution on the order of minutes&#160;and microns, respectively. Mathematical modeling can be used to extract kinetic parameters of neurofilament transport including the velocity, directional bias and pausing behavior from the resulting data. The pulse-escape and pulse-spread methods can also be adapted to visualize neurofilament transport in other nerves. With the development of additional transgenic mice, these methods could also be used to image and analyze the axonal transport of other cytoskeletal and cytosolic proteins in axons.

We describe fluorescence photoactivation methods to analyze the axonal transport of neurofilaments in single myelinated axons of peripheral nerves from transgenic mice that express a photoactivatable neurofilament protein.

Imaging e analisi del trasporto neurofilamento nel nervo tibiale del topo escresato

Neurofilament protein polymers move along axons in the slow component of axonal transport at average speeds of ~0.35-3.5 mm/day. Until recently the study ...

Transpupillary Two-Photon In Vivo Imaging of the Mouse Retina

The retina transforms light signals from the environment into electrical signals that are propagated to the brain. Diseases of the retina are prevalent and cause visual impairment and blindness. Understanding how such diseases progress is critical to formulating new treatments. In vivo&#160;microscopy in animal models of disease is a powerful tool for understanding neurodegeneration and has led to important progress towards treatments of conditions ranging from Alzheimer&#39;s disease to stroke. Given that the retina is the only central nervous system structure inherently accessible by optical approaches, it naturally lends itself towards in vivo imaging. However, the native optics of the lens and cornea present some challenges for effective imaging access.
This protocol outlines methods for in vivo two-photon imaging of cellular cohorts and structures in the mouse retina at cellular resolution, applicable for both acute- and chronic-duration imaging experiments. It presents examples of retinal ganglion cell (RGC), amacrine cell, microglial, and vascular imaging using a suite of labeling techniques including adeno-associated virus (AAV) vectors, transgenic mice, and inorganic dyes. Importantly, these techniques extend to all cell types of the retina, and suggested methods for accessing other cellular populations of interest are described. Also detailed are example strategies for manual image postprocessing for display and quantification. These techniques are directly applicable to studies of retinal function in health and disease.

In vivo imaging is a powerful tool for the study of biology in health and disease. This protocol describes transpupillary imaging of the mouse retina with a standard two-photon microscope. It also demonstrates different in vivoimaging methods to fluorescently label multiple cellular cohorts of the retina.

Transpupillare Due fotoni In vivo Imaging della retina del topo

The retina transforms light signals from the environment into electrical signals that are propagated to the brain. Diseases of the retina are prevalent ...