The authors would like to acknowledge Alexandra Quackenbush for assisting with surgical procedures during filming of the video protocol, Hadley Holden for histological support, Sonali Jindal for input on tumor and liver pathology during method development, and Breanna Caruso for critical review of the manuscript. The D2A1 and D2.OR mammary tumor cells were a gift from Dr. Ann Chambers, the D2A1-GFP tumor cells were a gift from Dr. Jeffrey Green, and the 4T1 tumor cells were a gift from Dr. Heide Ford. The OHSU Advanced Light Microscopy Core at the Jungers Center was utilized for imaging. The work included in this manuscript includes funding from NIH/NCI NRSA F31CA186524 (to ETG) and NIH/NCI 5R01CA169175 (to PS).

Tutte le procedure di animali in questo articolo sono stati esaminati e approvati dal Oregon Health &amp; Science University Institutional Animal Care e del Comitato Usa. 1. Preparazione della zona e strumenti chirurgici <ol><li> Preparate le forbici, pinze, e emostatico in autoclave a 124 ° C per 30 minuti, 1 - 2 giorni prima ambulatori programmati. Garantire l&#39;accesso alla biancheria da letto autoclavato o sterili, gabbie, e cibo per il recupero post-chirurgico. </li><li> Preparare una zona chirurgica asettica, preferibilmente in una cappa a flusso laminare. <ol><li> Pulire tutte le superfici della zona chirurgica con 10% di candeggina, compreso il rilievo di riscaldamento, fonte di luce, tubi anestesia e cono, e qualsiasi altra parte della suite chirurgica che sarà in prossimità della procedura chirurgica mentre viene eseguita . </li><li> Nell&#39;area chirurgica asettica, posizionare il rilievo di riscaldamento puliti con garza sterile, fonte di luce, tubi di anestesia e nosecone, siringhe da insulina, 1 ml siringhe, bupivacaina, lacrime artificiali, soluzione salina sterile, 2 x 2 &quot;spugne di garza sterile, 4 x 4&quot; garza sterile, tagliati garza emostatica in 0,5-1 cm 2 pezzi, forbici, pinze, emostatico, 4-0 punti di sutura Vicryl con l&#39;ago cono, e 50 ml 2% clorexidina gluconato in un contenitore autoclave. </li><li> Assicurarsi che ci sia spazio in questo spazio per le cellule tumorali preparati memorizzati su ghiaccio. </li><li> In panchina adiacente all&#39;area chirurgica, preparare l&#39;area di recupero con una seconda piastra elettrica e gabbie pulite con biancheria da letto sterile. NOTA: Questa zona può anche oggetti di casa, come uno sterilizzatore tallone. </li></ol></li></ol> 2. Portal Vein Injection <ol><li> Un&#39;ora prima delle iniezioni pianificate, trattare Balb / c topi di sesso femminile di età compresa tra 8 - 15 settimane con 100 ml di 0,015 mg / ml buprenorfina, per via sottocutanea, per la gestione del dolore. NOTA: Questo protocollo iniezione può essere applicato a qualsiasi ceppo di topo femmina o maschio a qualsiasi età, utilizzando l&#39;appropriatolinee cellulari di modifica del ceppo. </li><li> Preparare le cellule tumorali per iniezione basati su protocolli per la linea cellulare o tumore espianto di scelta. Testare tutte le linee cellulari tumorali prima della somministrazione per la presenza di patogeni murini per ridurre il rischio di introdurre tali patogeni nella colonia animale. <ol><li> Per le linee cellulari tumorali Balb / c singenici tra cui D2A1, D2.OR, e le cellule tumorali 4T1, le cellule disgelo in una piastra di coltura tissutale 10 cm 3 giorni prima dell&#39;iniezione in modo tale che le seguenti cellule giorno sono a ~ 90 - 100% di confluenza. </li><li> Lavare le cellule disgelo cellule tumorali dopo 1 giorno, una volta con 1x tampone fosfato salino (PBS) e trypsinize cellule confluenti tumorali utilizzando 2 ml di 0,05% tripsina a 37 ° C per 5 min. Aggiungere 8 ml di completo supporti (DMEM alto glucosio, 10% di siero bovino fetale, 2 mM L-glutammina, penicillina e 1x / streptomicina) ed il passaggio 01:10 in un fresco 10 centimetri piatto con 10 ml di completo media. </li><li> Il giorno delle iniezioni, lavare le cellule una volta con PBS 1x e trypsinize come descritto sopra. </li><li> Risospendere le cellule trypsinized in 8 ml di completo supporto centrifugare per 5 min a 1500 xg, rimuovere il supporto e risospendere in 5 ml di PBS 1X. </li><li> Contare le cellule su un emocitometro utilizzando esclusione trypan blu per la valutazione vitalità. Risospendere le cellule per l&#39;iniezione in 1x PBS ad una concentrazione predeterminata e volume. NOTA: 5 - 10 ml è raccomandato come volumi di iniezione più piccole evitare inutili danni al fegato. </li><li> Mantenere le cellule in ghiaccio per la durata delle iniezioni. A seguito del completamento delle iniezioni, restituire un campione di cellule al laboratorio e posto nella cultura in completa dei media per 1 giorno a garantire la redditività. </li></ol></li><li> Posizionare il mouse in anestesia: 2 - 2,5% isoflurano (2-cloro-2- (difluorometossi) -1,1,1-trifluoro-etano) erogata in ossigeno. Mantenere la temperatura corporea con il pad di riscaldamento. Garantire la completa anestesia valutando per una reazione ad un pizzico dito del piede, e poi mantenere anestheSIA a 2 - 2,5% isoflurano. NOTA: E &#39;importante monitorare gli animali tasso di respirazione e regolare la portata isoflurano di conseguenza tutta la procedura. </li><li> Mettere una piccola quantità di lacrime artificiali o veterinario pomata sopra ogni occhio per evitare un eccessivo essiccamento degli occhi durante la procedura chirurgica. </li><li> Posizionare il mouse in posizione supina, sul dorso con l&#39;addome esposto. </li><li> Rimuovere capelli sul lato sinistro ventrale del roditore dal secondo spazio costola fino al 4 ° inguinale capezzolo ghiandola mammaria pulendo la zona con depilatoria chimica. Lasciare che il depilatoria a sedere per 1-2 minuti e poi rimuovere completamente con garza e H 2 O. Questo passaggio può essere fatto 1 - 2 giorni in anticipo per risparmiare tempo se numerosi interventi chirurgici sono in programma. </li><li> Prendere una 2 x 2 &quot;garza sterile (imbevuta di 2% clorexidina) e pulire il mouse sul sito di depilazione. Sterilizzare l&#39;area intera circostante, compresa la coda, per minimizzare cont battericaamminazione di strumenti. </li><li> Pulire il sito di rimozione dei capelli e la zona circostante verso il basso con un tampone di alcool prep. </li><li> Ripetere 2% clorexidina e passaggi alcool ancora una volta e finire con un clorexidina finale pulire giù per un totale di tre 2% clorexidina e due lavaggi alcol prep pad. Non la clorexidina finale pulire in modo tale che la sostanza chimica non è gocciolante attorno al sito chirurgico per evitare di clorexidina sugli organi interni. NOTA: Applicazione di grandi quantità di clorexidina e alcool alla pelle e pellicce circostante può provocare un calo significativo della temperatura corporea. Non pulire con eccesso di volume durante le fasi di 2.7-2.9. Mantenere la temperatura corporea con una piastra elettrica. </li><li> Utilizzando guanti sterili e un bisturi sterilizzato con lama sterile, fare una singola incisione 1 pollice nella pelle tra i piani mediani e sagittale sul lato sinistro del mouse, partendo appena sotto le costole e termina appena sopra il piano della quarta inguinale mammaria capezzolo della ghiandola. </li><li> Utilizzando forbici e pinze in autoclave o tallone sterilizzati, fare una simile 1 pollice incisione nel peritoneo. Evitare di tagliare nel cuscinetto di grasso mammaria e garantire di non tagliare l&#39;intestino, fegato, o il diaframma. </li><li> Inserire un &quot;garza 4 x 4 imbevuto in soluzione fisiologica sterile sul lato sinistro del mouse, in cui è stata fatta l&#39;incisione, in modo tale che gli organi interni possono essere immessi sul garze e non entrano in contatto con la pelle circostante o area chirurgica. </li><li> Preparare le cellule tumorali pipettando su e giù più volte come le cellule tumorali si depositerà durante la preparazione del mouse. Preparare un 25 microlitri rimovibile ago della siringa e l&#39;ago 32-gauge con le cellule tumorali. Premere sulla siringa fino cellule tumorali sono sulla punta dell&#39;ago e lo stantuffo è al volume adeguato di iniezione; evitare l&#39;iniezione di bolle d&#39;aria. </li><li> Pulire l&#39;esterno dell&#39;ago con un tampone di alcool sterile per eliminare cellule tumorali esterni. Usare cautela per evitare punture. </li><li> Tenere il sid medianae dell&#39;incisione, compresa la pelle e fodera peritoneale, da parte con le pinze e utilizzare un tampone di cotone sterile per tirare con attenzione i grandi e piccoli intestini fuori, mettendoli sulla garza sterile imbevuta di soluzione salina sterile. Estrarre grandi e piccoli intestini fino a quando la vena porta viene visualizzato. </li><li> Coprire gli organi interni della soluzione salina garza imbevuta di mantenere l&#39;umidità interna e la sterilità. </li><li> Avere un assistente, indossando anche guanti sterili, tenere gli intestini avvolti nella soluzione salina garza imbevuta leggermente fuori del modo con un cotone sterile punta tampone per rivelare appieno la vena porta. Inoltre, può essere necessario utilizzare all&#39;emostato o pinze autoclavato per tenere il tessuto parte sul lato mediano del incisione. </li><li> Inserire l&#39;ago caricato con cellule tumorali ~ 3 - 5 mm nella vena porta ~ 10 mm sotto il fegato con un angolo &lt;5 ° alla vena, con smusso rivolto verso l&#39;alto. Iniettare lentamente il volume completo contenente le cellule tumorali. Permettere al sangue di fluire oltre l&#39;ago head per alcuni secondi per evitare il riflusso di cellule tumorali di vena. Ridurre il movimento dell&#39;ago nella vena durante l&#39;iniezione. Anche in questo caso, fare attenzione per evitare punture. NOTA: Visualizzazione della vena porta avviene senza ingrandimento, tuttavia un microscopio stereo può essere utilizzato se si preferisce. </li><li> Rimuovere l&#39;ago e contemporaneamente mettendo un cotton-fioc sterili sulla vena con la pressione. Con l&#39;assistente ancora in mano l&#39;intestino da parte mettere un pezzo di 0,5-1 cm 2 emostatico garza sul sito di iniezione in vena. NOTA: polvere Hemostatic è stato anche tentato per questo passo nel protocollo, ma non è stato efficace nel fermare la perdita di sangue venoso dopo l&#39;iniezione. </li><li> Tenere la garza emostatico al sito di iniezione con una pressione da una sterile, cotton-fioc per 5 min. </li><li> Valutare chiusura della vena sollevando attentamente la garza emostatica, se i bastoncini garza al tessuto circostante, una piccola quantità di sterile soluzione salina può essere utilizzato per assorbire e sollevare la garza. </li><li> Se si verifica perdita di sangue in questo momento, posizionare un pezzo aggiuntivo di garza emostatica al sito con pressione per altri 5 min. Quando il flusso di sangue è completamente cessata, rimuovere la garza dal mouse. NOTA: La perdita di sangue durante la procedura chirurgica deve essere attentamente valutato e se il volume totale consentita la perdita di sangue è raggiunto o superato (basato su procedure operative standard normativi per commissioni di revisione istituzionali del sperimentatore) il mouse deve essere eutanasia mentre sotto anestesia da perfusione cardiaca. </li><li> Una volta che il sito di iniezione è considerato integro, senza il sangue dal sito di iniezione, posizionare gli organi interni delicatamente nella cavità addominale. </li><li> Suturare il rivestimento peritoneale e quindi la pelle con sterile sutura 4-0 Vicryl e ago cono utilizzando un semplice modello continuo o interrotto di sutura. Tipicamente, chiudendo l&#39;incisione richiede 10-15 suture. </li><li> Iniettare 100 ml di bupivacaine (5 mg / ml) lungo il sito di incisione per la gestione del dolore locale utilizzando una siringa da insulina. Iniettare 0,5 ml di soluzione fisiologica sterile per via sottocutanea con una siringa da 1 ml con ago 26-gauge per l&#39;idratazione. Ambulatori impiegano 15 - 25 minuti per completare. </li><li> Per mantenere condizioni di sterilità durante l&#39;intervento chirurgico, in modo che tutti gli strumenti ei materiali che entrano in contatto con il mouse, tra cui le mani guantate, vengono pulite adeguatamente prima del contatto. Dove possibile uso di materiali sterili e guanti, o minimamente utilizzano una soluzione di etanolo al 70% o soluzione di candeggina al 10% per pulire. </li><li> Se più interventi chirurgici sono previsti per una singola sessione di rifare l&#39;area chirurgica iniziale con drappeggio fresco sterili, siringhe da insulina, 1 ml siringhe, soluzione fisiologica sterile, &quot;spugne sterili garza, 4 x 4&quot; 2 x 2 garza sterile, garza emostatica tagliato a 0,5 - 1 cm 2 pezzi, 4-0 punti di sutura Vicryl con ago cono, e il 2% clorexidina. Bead-sterilizzare le forbici, pinze, e emostatico in mezzo ambulatori e consentireraffreddare adeguatamente prima del riutilizzo. </li></ol> 3. Recupero, Monitoraggio del roditore salute e analisi end-point <ol><li> Dopo l&#39;intervento chirurgico è completa, di mantenere topi su una piastra elettrica per il recupero in libera biancheria da letto-, gabbie da un minimo di 20 min. I topi di solito prendere 2 - 4 minuti a svegliarsi dall&#39;anestesia. </li><li> Non restituire un animale che ha subito un intervento chirurgico per la convivenza con altri animali fino a quando non ha pienamente recuperato da anestesia. Non lasciare un animale incustodito mentre si sta riprendendo coscienza e monitorare fino a quando l&#39;animale ha riacquistato la capacità di mantenersi in decubito sternale. </li><li> Dare topi 0,05-0,1 mg / kg di buprenorfina per la gestione del dolore ogni 6-12 ore dopo l&#39;intervento, per un massimo di 72 ore. </li><li> Controllare suture quotidianamente per garantire che rimangono intatti durante la guarigione. Nel caso in cui le suture venire annullata, posizionare il mouse in anestesia, rimuovere punti di sutura rimanenti, e sostituire. In caso di infezione o inflammzione consultare il personale veterinario. NOTA: infezione o infiammazione non è stato riscontrato con questo protocollo. </li><li> Per gli studi di metastasi, di eseguire controlli sanitari ogni giorno fino a quando sono stati osservati segni esteriori della malattia metastatica compresi, ma non limitati a:&gt; peso del 10% di perdita / guadagno, scruffiness, perdita di attenzione a un ambiente, addominali edema / ascite, occhi chiari e le orecchie, o una posizione ricurva. NOTA: controlli sanitari quotidiani sono particolarmente importanti quando si sviluppa il modello per l&#39;uso con una nuova linea di cellule o la concentrazione delle cellule fino a quando la linea temporale di metastasi è ben compreso. </li><li> Alla studio end-point, eutanasia topi da CO 2 inalazione seguita da dislocazione cervicale. NOTA: I metodi alternativi di eutanasia approvato dal comitato di sorveglianza degli investigatori può essere utilizzato, tra cui la perfusione con PBS 1x mentre sotto anestesia. Perfusione del fegato viene eseguita cannulating la vena porta, snipping la vena cava inferiore e spingendo 1x PBS thruvida la vascolarizzazione fegato ad una velocità di 4 ml / min per 1 - 2 minuti per rimuovere il sangue e leucociti circolanti. NOTA: A seconda del punto finale per lo studio, la linea cellulare, e la concentrazione utilizzata, palese metastasi epatiche può o non può essere evidente a necroscopia. Le lesioni micrometastasi possono essere rivelati con l&#39;analisi istologica del fegato. Gli endpoint variano in base al disegno dello studio. </li><li> Estrarre il fegato con le forbici e pinze rimuovendo prima la colecisti, poi tagliare la vena cava inferiore superiore al fegato. Tagliare la vena cava, vena porta e dell&#39;arteria epatica inferiore al fegato. </li><li> Rimuovere il fegato intero delicatamente e lavare 5x in 1x PBS. </li><li> Separare il fegato in a sinistra, a destra lobi, mediana, e caudato. </li><li> fegato correzione formalina nel 10% formalina tamponata neutra per 48 ore agitando a temperatura ambiente. Processo tessuti attraverso una serie di alcoli in crescente concentrazione e xilene; paraffina incorporare il tessuto fisso 71 </sup&gt;. NOTA: In alternativa, il fegato può essere a scatto congelato inserendo tessuti in un cryomold con temperatura di taglio ottimale (OCT) formula e congelamento su pellets di ghiaccio secco sommerso in 95% di etanolo. <ol><li> Utilizzando un microtomo, tagliato in blocco tessuti inclusi in paraffina in modo tale che una dimensione di match-capo del tessuto è rivelato. </li><li> Tagliare cinque sezioni seriali di 4 micron, questo costituisce il primo livello per l&#39;analisi. </li><li> Tagliare 250 micron di tessuto, gettare queste sezioni nei rifiuti. </li><li> A 250 micron tagliare un secondo livello di cinque sezioni seriali 4 micron. </li><li> Ripetere se necessario per sezione attraverso tutto il fegato. Ematossilina e eosina la prima sezione di ogni livello per valutare per le metastasi 72. NOTA: per tessuti a scatto congelato utilizzare un criostato per tagliare sezioni. NOTA: Il rilevamento di malattie micrometastatica richiederà colorazione specifica delle cellule tumorali. </li></ol></li><li> Rimuovere i topi da studio, se non vi è la crescita del tumore al dell&#39;incisione sedersie, come questo indica una perdita di cellule tumorali nella cavità peritoneale dopo l&#39;iniezione. NOTA: Questo problema non è stato osservato. </li></ol>

The authors have nothing to disclose and declare no competing financial interests.

Il portale topo modello di iniezione vena Balb / c consente lo studio delle lesioni tumorali mammarie nel fegato in assenza di confusione metastasi multi-organo e in un host completo immunitario competente. Il nostro protocollo è un avanzamento di procedure chirurgiche precedentemente pubblicati che consentono l&#39;accesso alla vena porta per l&#39;iniezione di cellule tumorali direttamente nel fegato 16,55,56. Un avanzamento abbiamo fatto è di ridurre significativamente il numero di cellule tumorali iniettate da ≥ 1 x 10 5 cellule / iniezione 16,55,56 fino a ≤ 10.000 cellule tumorali / iniezione. Abbiamo inoltre ampliato il modello per lo studio delle metastasi del cancro al seno al fegato. Usando questo protocollo, due linee cellulari di cancro mammario con potenziale metastatico sviluppare metastasi epatiche con una latenza più breve di una linea di cellule tumore mammario più di riposo. Inoltre, in momenti iniziali, le cellule tumorali sono distribuiti in tutto il parenchima epatico come gruppi singoli o piccoli unici ceLLS dopo l&#39;iniezione delle cellule tumorali. Il modello è pronta ad affrontare le questioni di efficienza metastatico tra cui stravaso cellule tumorali, la sopravvivenza delle cellule, dormienza, e la proliferazione - tutti i fenotipi che contribuiscono allo sviluppo della malattia metastatica micro-metastatico e palese nel fegato. È importante considerare numerosi aspetti del protocollo di iniezione vena prima di iniziare studi. decidere con attenzione su linee cellulari, la concentrazione cellulare, il numero totale di cellule, e end-point di interesse sulla base di studi esplorativi più piccoli è altamente raccomandato. Inoltre, l&#39;utilizzo di host competenti immunitarie e linee cellulari singenici è della massima importanza per comprendere le interazioni cellula ospite-tumorali. Il mouse di nuova concezione &quot;testa incandescente&quot; che esprime eGFP e luciferasi dalla ghiandola pituitaria anteriore è uno strumento importante per eliminare le risposte di accoglienza per esogeno eGFP e luciferasi, proteine spesso utilizzati per codificare le linee mammaria tumorali 75 </sup&gt;. L&#39;uso del mouse &quot;testa incandescente&quot; e singenici contrassegnata con le cellule tumorali faciliteranno una facile identificazione delle cellule disseminate singole e focolai micrometastatica dalla IHC senza la preoccupazione di risposte infiammatorie a eGFP o luciferasi. Allo stesso modo, scegliendo con cura le strategie di gestione del dolore per garantire anti minimo o impatto pro-tumorale dal regime di trattamento farmacologico è fortemente raccomandato. passaggi critici in questo protocollo sono il mantenimento di condizioni di sterilità durante interventi chirurgici al fine di garantire che l&#39;infezione non si verifica, in modo da confondere alcun risultato. E &#39;anche importante che l&#39;ago sia correttamente posizionato nella vena porta di garantire che le cellule tumorali sono consegnati al fegato. Praticare il protocollo con coloranti come l&#39;India inchiostro aiuterà con questo problema. la crescita del tumore al sito di incisione della pelle è il migliore indicatore che si è verificato il posizionamento dell&#39;ago improprio. Infine, è fondamentale che la perdita di sangue dalla vena porta è adeguatamente controllato e cessa completamente prima suturing l&#39;animale. L&#39;uso di garza emostatica diminuisce notevolmente il rischio di perdita di sangue incontrollata dalla vena porta dopo l&#39;iniezione. Nelle nostre mani, la mortalità correlata procedurale a causa della perdita di sangue dalla vena dopo iniezione è stato ridotto dal 30% al 2% dei topi con l&#39;uso di garza emostatica. È importante notare che il modello iniezione vena non replica il pieno cascata metastatica, ma è limitata allo studio di stravaso cellule tumorali, tumore interazioni cellula-nicchia seguente stravaso e la crescita tumorale. I modelli che replicano con precisione il pieno a cascata metastatica al fegato, come ad esempio si verifica nei pazienti, sono urgentemente necessari. Un&#39;ulteriore limitazione del modello di iniezione vena porta è che si confonde con l&#39;impatto della chirurgia sull&#39;host, con la guarigione delle ferite noti per influenzare la progressione della malattia 76,77. Il modello di iniezione vena porta rappresenta un miglioramento su altre iniezionemodelli per studiare metastasi epatiche, tra cui intracardiaca e modelli intrasplenico. In particolare, il modello di iniezione vena consente lo studio di una gamma più ampia di progressione della malattia rispetto al modello intracardiaco, che è spesso limitata dalla metastasi concomitanti in altri tessuti. Inoltre, il modello vena porta non è complicato dalla rimozione della milza, come avviene nel modello intrasplenico. Il modello di iniezione vena può rivelarsi uno strumento utile per lo studio di metastasi epatiche in generale. metastasi epatiche è il sito più frequente di metastasi in adenocarcinomi complessiva, con tassi particolarmente elevati nel cancro pancreatico (85% delle metastasi sono al fegato), del colon e adenocarcinomi rettali (&gt; 70%), così come lo stomaco e dell&#39;esofago (&gt; 30 %) 1. Sebbene i modelli tumorali primarie spontanee e ortotopici di adenocarcinomi pancreatici e del colon più facilmente metastasi al fegato 78,79, il modello di iniezione vena porta può prove utile per comprendere il processo metastatico di questi tumori come la consegna controllata di cellule tumorali consente valutazioni biochimici, molecolari e istologiche in determinati momenti dopo l&#39;arrivo delle cellule tumorali. In sintesi, il modello iniezione vena porta rappresenta un miglioramento importante modelli metastasi epatiche disponibili per il cancro al seno, e può essere applicata anche al campo di metastasi epatiche in generale.

Breast Cancer metastasi al fegato Il fegato è un luogo comune di metastasi del cancro al seno, insieme a ossa e polmoni 1-3. Metastasi epatiche nei pazienti con cancro al seno è un fattore prognostico indipendente per i risultati molto povere di 4,5, come la sopravvivenza mediana dei pazienti con carcinoma mammario con metastasi epatiche range da 4,8 a 15 mesi 6-9. Al contrario, i pazienti con cancro mammario con polmone o metastasi ossee hanno tassi di sopravvivenza mediana di 9 a 27,4 mesi 8,9 e 16,3 a 56 mesi 8,10-12, rispettivamente. La metastasi è un processo a più fasi, denominato la cascata metastatica, che inizia con la diffusione delle cellule tumorali nel tumore primario e termina con la mortalità paziente per la semina e la conseguenza di cellule tumorali circolanti all&#39;interno di un organo lontana 13-15. modelli di roditori di metastasi hanno rivelato che la cascata metastatica è notevolmente inefficiente, con solo lo 0,02 - 10%di cellule tumorali circolanti che istituisce la metastasi palese 16,17. Un serio ostacolo di inefficienza metastatico è dettata dai microambienti tissutali unici nei siti secondari, chiamati nicchie metastatici 18, mettendo in evidenza l&#39;importanza di comprendere le metastasi site-specific. La nicchia metastatica è univoco per il sito di recidiva, ed è, in parte, caratterizzata dalla deposizione di distinte proteine della matrice extracellulare 19,20, infiltrazione di diverse popolazioni cellulari immunitario 21-23, e omeostasi tissutale alterato compresa la produzione disregolata di numerose citochine, chemochine, fattori di crescita e 15,18,24,25. Così, una comprensione della specifica nicchia metastatica tessuto precede una comprensione di come indirizzare malattia metastatica. Tuttavia, i modelli robusti di metastasi epatiche sono carenti. Inoltre, i modelli migliorati di metastasi epatiche saranno essenziali per identificare nuovi target e trattamenti efficaci per pazienti con cancro mammario wimetastasi epatiche esimo. I modelli per studiare il cancro al seno metastasi al fegato Fondata Attualmente i modelli disponibili per lo studio delle metastasi del cancro al seno al fegato includere xenotrapianti di cellule di cancro umane in topi immunocompromessi. Questi modelli utilizzano in genere linee cellulari ben studiate umane di cancro al seno, come MCF-7 e MDA-MB-231 e nudo, Rag1 - / -, o immuni SCID compromesso host murini 26-29. Modelli di xenotrapianto offrono il vantaggio di coinvolgere linee cellulari tumorali umane derivate, tuttavia, data l&#39;apprezzamento recente per le cellule immunitarie in metastasi 30-32 e nella resistenza terapeutica 33-35, lo studio delle metastasi in un host completo immunitario competente è di primaria importanza. I modelli per lo studio del cancro al seno metastasi al fegato nel sistema immunitario host competenti includono l&#39;iniezione ortotopico di cellule tumorali singenici (ad esempio, 4T1 e linee cellulari D2A1) nel cuscinetto di grasso mammaria, con o senza chirurgiaresezione del tumore primario e successiva valutazione delle metastasi 36-38. Da segnalare, il tasso di metastasi epatiche da modelli di trapianto ortotopico è molto bassa o inesistente rispetto ad altri siti metastatici, come polmone 39,40, o si verifica dopo metastasi polmonari è stabilito, complicando lo studio delle metastasi epatiche specifiche 37,39 . espianti tumore dal modelli di cancro al seno spontanee geneticamente modificati possono essere ri-iniettato nei cuscinetti adiposi mammarie di host ingenuo cellule tumorali singenici. Ad esempio, è stato recentemente riportato che i tumori spontanei da K14 Cre ECAD f / f P53 f / topi F, che modello invasivo carcinoma mammario lobulare, sviluppano tumori quando iniettate in ortotopicamente host di tipo selvatico. Dopo la resezione chirurgica di questi tumori una volta che raggiungono 15 millimetri 2, il 18% dei topi progredito di metastasi epatiche 40,41. Un terzo approccio a modello utilizza metastasi al fegatometastasi spontanea in topi geneticamente ingegnerizzati. Fino ad oggi, i rapporti di modelli murini spontanei di cancro al seno metastasi che prontamente diffuso al fegato sono infrequenti. Le eccezioni includono l&#39;H19-IGF2, la p53 fp / fp MMTV-Cre Wap-Cre, e il K14 Cre ECAD f / f P53 f / f modelli murini geneticamente modificati, in cui metastasi epatiche si sviluppa in una bassa percentuale di topi 38,41- 43. Così, mentre i modelli di topo geneticamente facilitare lo studio di tutte le fasi della cascata metastatica, fornendo modelli potenti e clinicamente rilevanti, si sono limitati a causa di bassi tassi di metastasi epatiche 38. Diversi modelli metastasi bypassare i passi iniziali della cascata metastatica, tra cui la diffusione delle cellule tumorali dal tumore primario e intravasation. Questi modelli permettono indagine sulle fasi successive della cascata metastatica, da stravaso di stabilimento di tumori nei siti secondari. il intModello iniezione racardiac batte cellule tumorali nel ventricolo sinistro, che distribuisce le cellule tumorali nel sistema circolatorio tramite l&#39;aorta. iniezione intracardiaca richiede l&#39;ecografia guidata per immagini del sito di iniezione o di altre modalità di imaging come la bioluminescenza della luciferasi tagged cellule per confermare iniezione di successo. Iniezione delle cellule tumorali attraverso il ventricolo sinistro può causare ossa, cervello, polmone, e / o di metastasi epatiche, tra gli altri organi 44-48. A causa di metastasi multi-organo, questi topi hanno bisogno spesso di essere eutanasia prima dello sviluppo di metastasi epatiche palese, negando la possibilità di indagare a fondo la crescita metastatica nel fegato. Un approccio alternativo che riduce al minimo in modo significativo lo sviluppo di multi-sito di metastasi è il modello di iniezione intrasplenico. Iniezione intrasplenico fornisce cellule tumorali attraverso la vena splenica che si unisce con la vena mesenterica superiore a diventare la vena porta 49,50. Gli animali possono essere monitorati per outgrowth di lesioni metastatiche nel fegato perché la formazione di metastasi in altri siti è raro, e come risultato, la salute generale dell&#39;animale viene mantenuta 49,50. Tuttavia, è importante notare che il modello intrasplenico richiede splenectomia evitare tumori splenici 49,50, una procedura che impatti funzione immunitaria. Ad esempio, infarto del danno da ischemia riperfusione è caratterizzata da infiltrazione di Ly6C + sottoinsiemi monociti che hanno origine dalla milza e sono responsabili della fagocitosi e l&#39;attività proteolitica durante la guarigione delle ferite a seguito di ischemia 51,52. Con la splenectomia, vi è una riduzione osservata nelle popolazioni monociti che aiutano nella guarigione delle ferite 52. Inoltre, la splenectomia ha dimostrato di ridurre la crescita del tumore primario e metastasi polmonari in un modello di tumore polmonare non a piccole cellule, in particolare attraverso la riduzione del numero di circolante e intra-tumorale CCR2 + CD11b + Ly6C + myelo monociticacellule id 53. Inoltre, la splenectomia dopo l&#39;iniezione intrasplenico delle cellule tumorali del colon portato a livelli ridotti di cellule natural killer anti-tumorali nei linfonodi mesenterici e elevata metastasi epatiche 54. In sintesi, questi risultati suggeriscono che la splenectomia compromette il ruolo del sistema immunitario con successive conseguenze per il destino della cellula metastatica. Portal Vein Modello Iniezione di fegato metastasi Per studiare il cancro al seno metastasi al fegato in un host completo immunitario competente, in condizioni in cui i topi non sono compromesse a causa di metastasi multi-organo, un modello di iniezione vena porta è stato sviluppato. Modelli ad iniezione intraportale sono stati utilizzati in precedenza per studiare metastasi del fegato di colorettale 55,56 e melanoma 16 linee di cellule; Qui si descrive l&#39;applicazione dell&#39;iniezione intraportale per modellare singenici mammaria metastasi delle cellule tumorali. Questo modello può essere utilizzato per studiarele fasi successive della cascata metastatica, tra cui il cancro al seno stravaso delle cellule e la semina, le decisioni sul destino delle cellule tumorali per quanto riguarda la morte / proliferazione / dormienza, e escrescenza in lesioni evidenti. In questo modello, linee cellulari tumorali mammarie singenici vengono iniettati attraverso la vena porta di topi femmine Balb / c immunocompetenti, un metodo che fornisce le cellule tumorali in primo luogo e direttamente al fegato senza rimozione della milza. Per sviluppare questo modello, l&#39;uso di quattro linee di cellule tumorali mammarie che variano nella loro capacità metastatica dal basso verso l&#39;alto sono stati impiegati: D2.OR, D2A1, e 4T1, e hanno impiegato D2A1 con i tag proteina fluorescente verde (GFP-D2A1) per indagare in anticipo il tempo-punti dopo l&#39;iniezione delle cellule tumorali. 4T1 è una linea di cellule altamente metastatico derivato dal 410.4 tumore che spontaneamente sorto in un mouse 36,37 MMTV + Balb / c femminile e metastatizza ai polmoni, fegato, cervello e ossa da pad grasso mammario tumori primari 39,57,58. cellule tumorali D2A1 were anche in origine deriva da un tumore mammario spontanea provenienti da uno / c ospite Balb dopo il trapianto di cellule D2 iperplastici nodulo alveolari, e si conferma essere metastatico dal tumore primario al polmone 59,60. Cellule tumorali D2.OR sono una linea sorella non metastatico alla linea D2A1 e, sebbene sfuggire il tumore primario e arrivano a siti secondari, raramente stabiliscono metastasi a distanza 60,61. Inoltre, è importante evitare l&#39;uso di farmaci di gestione del dolore comunemente impiegati compresi i farmaci non steroidei anti-infiammatori (FANS) durante o dopo l&#39;intervento chirurgico. FANS hanno attività antitumorale in alcuni tipi di cancro al seno 62-65, e alcune classi di FANS aumentano il rischio di epatotossicità 66,67, compromettendo potenzialmente lo studio delle metastasi del fegato e la nicchia metastatico del fegato. Inoltre, gli studi suggeriscono che i FANS influenzano direttamente il microambiente del tessuto, riducendo ext pro-metastaticoproteine della matrice racellular tenascin-C 68 e collagene fibrillare 62,65. In alternativa, l&#39;uso di un derivato oppiaceo, buprenorfina, è stato utilizzato per la sua efficacia nel trattamento del dolore roditore 69 a causa della mancanza di prove che gli oppioidi hanno attività antitumorale 70. Questo modello di iniezione vena porta è stato ottimizzato per i piccoli volumi di iniezione di 5 - 10 ml al fine di evitare inutili danni al fegato. Il modello è stato ottimizzato per includere aghi con diametro minore (≥ 32 gauge) e l&#39;uso di garza emostatica immediatamente dopo l&#39;iniezione per ridurre al minimo la perdita di sangue durante la procedura. In contrasto con questi parametri di iniezione ottimizzata, il numero di cellule dovrebbero essere determinati su base individuale, in base al potenziale oncogeno della linea cellulare. Tuttavia, a partire da ≤ 10.000 cellule / iniezione per studi a lungo termine è raccomandato. Per gli endpoint più brevi (ad esempio, 24 ore dopo l&#39;iniezione) notevolmente più cellule tumorali (per esempio,1 x 10 5 - 1 x 10 6) può essere utilizzato se giustificato. In sintesi, il modello iniezione vena dettagliato qui rappresenta un utile strumento per lo studio delle metastasi del cancro al seno al fegato ed elude un certo numero di limitazioni di altri modelli metastasi epatiche. Questo modello facilita lo studio di stravaso di cellule tumorali, la semina, le decisioni destino primi di sopravvivenza, la proliferazione, e dormienza, e escrescenza metastatico in immunitarie host murini competenti.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1001">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">1 ml Syringe w/ 26-gauge Needle</td>
			<td style="width:159px;">BD Syringe</td>
			<td style="width:152px;">309597</td>
			<td style="width:435px;">For subcutaneous buprenorphine injection; use caution, sharp</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Alcohol Prep Pads</td>
			<td style="width:159px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:152px;">06-669-62</td>
			<td style="width:435px;">For cleaning of abdomen prior to surgical incision</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">All Purpose Sponges, Sterile</td>
			<td style="width:159px;">Kendall</td>
			<td style="width:152px;">8044</td>
			<td style="width:435px;">4&#34; x 4&#34;, use dipped in sterile saline to keep large and small intestines protected and hydrated during surgery</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Artificial Tears</td>
			<td style="width:159px;">Rugby</td>
			<td style="width:152px;">370114</td>
			<td style="width:435px;">Mineral oil 15%, white petrolatum 83%; use to protect eyes during surgery</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Buprenorphine HCl, 0.3 mg/ml</td>
			<td style="width:159px;">Mfg. by Reckitt Benckiser</td>
			<td style="width:152px;">NDC-12496-0757-1</td>
			<td style="width:435px;">Use at 0.05 - 0.1 mg/kg body weight, 1-2x daily for 72 hours, injected subcutaneously</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Bupivacaine HCl, 0.5% (5 mg/ml)</td>
			<td style="width:159px;">Mfg. by Humira Inc</td>
			<td style="width:152px;">NDC-04091163-01</td>
			<td style="width:435px;">Use at 0.5%, 1x immediately after surgery, 10 ul injected subcutaneously at incision site&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">anti-CD45 antibody</td>
			<td style="width:159px;">BD Pharmingen</td>
			<td style="width:152px;">550539</td>
			<td style="width:435px;">Use in multiplex immunofluorescence to exclude leukocytes in identification of metastatic foci</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Celox&#8482; Rapid Hemostatic Gauze</td>
			<td style="width:159px;">Medtrade Products Ltd.</td>
			<td style="width:152px;">FG08839011</td>
			<td style="width:435px;">Cut into 5mm&#178; pieces, use to stop blood flow out of the portal vein with pressure following injection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Chemical Depilatory</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Use to remove hair from surgical area; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Chlorhexidine, 2% Solution</td>
			<td style="width:159px;">Vet One</td>
			<td style="width:152px;">1CHL008</td>
			<td style="width:435px;">Use caution, do not get chlorhexidine in mucous membranes or ears of the mouse</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">anti-CK18 antibody</td>
			<td style="width:159px;">Abcam</td>
			<td style="width:152px;">ab53118</td>
			<td style="width:435px;">Use in multiplex immunofluorescence to identify metastatic foci</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Cotton Tipped Applicators, Sterile</td>
			<td style="width:159px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:152px;">23-400-114</td>
			<td style="width:435px;">6&#34; Wooden Shaft 2 pc/envelope</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">DMEM, High-Glucose</td>
			<td style="width:159px;">HyClone</td>
			<td style="width:152px;">SH30243.01</td>
			<td style="width:435px;">Cell culture media base for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Dry Glass Bead Sterilizer</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Use between surgeries to sterilize stainless steel tools, use caution, extremely hot; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Ethanol, 70% solution</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Use caution flammable; use to clean surgical area as needed; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Fetal Bovine Serum</td>
			<td style="width:159px;">HyClone</td>
			<td style="width:152px;">SH30071.03</td>
			<td style="width:435px;">Cell culture media additive for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines, use at 10% in DMEM high glucose</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Gauze, Sterile</td>
			<td style="width:159px;">Kendall</td>
			<td style="width:152px;">2146</td>
			<td style="width:435px;">2&#34; x 2&#34;, use dipped in chlorhexidine 2% solution for cleaning of abdomen prior to surgical incision</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">anti-Green Fluorescent Protein antibody</td>
			<td style="width:159px;">Vector Laboratories</td>
			<td style="width:152px;">BA0702</td>
			<td style="width:435px;">Use to stain for GFP tagged D2A1 or other mammary tumor cell lines</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:257px;">L-Glutamine 200 mM (100X)</td>
			<td style="width:159px;">Gibco</td>
			<td style="width:152px;">25030-081</td>
			<td style="width:435px;">Cell culture media additive for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines, use at 2 mM (1x) in DMEM high glucose</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Heating Pad, x2-3</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Use to maintain body heat during surgery and recovery; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Hemocytometer</td>
			<td style="width:159px;">Hausser Scientific</td>
			<td style="width:152px;">1483</td>
			<td style="width:435px;">For use in cell culture to count cells</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Hemostatic Forceps</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Stainless steel; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">anti-Heppar-1 antibody</td>
			<td style="width:159px;">Dako</td>
			<td style="width:152px;">M7158</td>
			<td style="width:435px;">Use in multiplex immunofluorescence to exclude hepatocytes in identification of metastatic foci</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Insulin Syringe, 0.3 ml, 29-gauge</td>
			<td style="width:159px;">BD&#160;&#160;</td>
			<td style="width:152px;">324702</td>
			<td style="width:435px;">For bupivacaine injection at suture site; use caution, sharp</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:159px;">Piramal</td>
			<td style="width:152px;">NDC-66794-017-25</td>
			<td style="width:435px;">Administered at 2.5%</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Isoflurane Vaporizer</td>
			<td style="width:159px;">VetEquip</td>
			<td>911103</td>
			<td style="width:435px;">Use caution, vaporizes anesthetic gases</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Light Source</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Use for visualizing the surgical field; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Neutral buffered formalin, 10%</td>
			<td style="width:159px;">Anatech Ltd.</td>
			<td style="width:152px;">135</td>
			<td style="width:435px;">Use caution, toxic; use as a tissue fixative for metastasis endpoints and assesment of metastatic burden by histology</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Opal&#8482; 4-color fIHC kit</td>
			<td style="width:159px;">PerkinElmer, Inc.</td>
			<td style="width:152px;">NEL794001KT</td>
			<td style="width:435px;">Use for multiplex immunofluorescence of Heppar-1/CD45/CK18 to detect metastases in murine liver</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Operating Scissors</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Stainless steel; use caution, sharp; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Penicillin/Streptomycin, 100x</td>
			<td style="width:159px;">Corning</td>
			<td style="width:152px;">30-002-Cl</td>
			<td style="width:435px;">Cell culture media additive for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines, use at 1x in DMEM high glucose</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Phosphate-buffered Saline</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Use at 1x for resuspending tumor cells prior to injection, multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Removable Needle Syringe, 25 ul, Model 1702</td>
			<td style="width:159px;">Hamilton</td>
			<td style="width:152px;">7654-01</td>
			<td style="width:435px;">For portal vein injection; use caution, paricularly while working with tumor cell-loaded needles, sharp when needle is attached</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Scalpel handle</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Stainless steel; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Scalpel blade, #15</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Carbon steel, sterile, size 15; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:257px;">Small Hub Removable Needles, 32-gauge</td>
			<td style="width:159px;">Hamilton</td>
			<td style="width:152px;">7803-04</td>
			<td style="width:435px;">For portal vein injection, 1&#34; length, point style 4, 12&#176;angle, 33- to 34-gauge reusable needles can also be used; use caution, paricularly while working with tumor cell loaded needles, sharp</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Sodium Hypochlorite</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Use caution, corrosive; use at 10% to disinfect workspace and surfaces, multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Sterile Saline</td>
			<td style="width:159px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:152px;">BP358-212</td>
			<td style="width:435px;">0.9% NaCl solution; alternatively, can be homemade and sterile filtered</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Surgical Gloves, Sterile</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Sutures, Sterile&#160;</td>
			<td style="width:159px;">Ethicon</td>
			<td style="width:152px;">J310H</td>
			<td style="width:435px;">4-0 27&#34; coated vicryl w/ 22 mm 1/2c taper ethalloy needle; use caution, sharp</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Table Top Portable Anesthesia Machine</td>
			<td style="width:159px;">VetEquip</td>
			<td>901801</td>
			<td style="width:435px;">Use with isoflurane vaporizer for mouse anesthesia</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Thumb Dressing Forceps</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Stainless steel, serrated, blunted; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Towel Drapes, Sterile&#160;</td>
			<td style="width:159px;">Dynarex</td>
			<td style="width:152px;">4410</td>
			<td style="width:435px;">18&#34; x 26&#34;, to cover heating pad and provide a sterile workspace during surgery</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Trypan Blue</td>
			<td style="width:159px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:152px;">T10282</td>
			<td style="width:435px;">For use in cell culture to assess viability, use 1:1 with cells in 1x PBS</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Trypsin/EDTA, 0.05% (1x)</td>
			<td style="width:159px;">Gibco</td>
			<td style="width:152px;">25300-054</td>
			<td style="width:435px;">Use in cell culture to detach tumor cells from tissue culture plates</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a portal vein injection model to study liver metastasis of breast cancer

Il cancro al seno è la principale causa di mortalità per cancro nelle donne in tutto il mondo. metastasi epatiche è coinvolto in rialzo del 30% dei casi con metastasi del cancro al seno, e si traduce in scarsi risultati con tassi di sopravvivenza mediana di soli 4,8-15 mesi. modelli di roditori attuali di metastasi del cancro al seno, tra cui primario xenotrapianto di cellule tumorali e modelli tumorali spontanei, raramente metastatizzano al fegato. modelli di iniezione intracardiaca intrasplenico e non provocano metastasi epatiche, ma questi modelli possono essere confusi da concomitante secondaria loco metastasi, o immunità compromessa a causa di rimozione della milza per evitare la crescita del tumore al sito di iniezione. Per affrontare la necessità di migliorare i modelli metastasi epatiche, un metodo di iniezione vena porta murino che fornisce le cellule tumorali in primo luogo e direttamente al fegato è stato sviluppato. Questo modello fornisce cellule tumorali al fegato senza complicazioni di metastasi simultanee in altri organi o rimozione della milza. l&#39;optimized protocollo vena porta impiega piccoli volumi di iniezione di 5 - 10 ml, ≥ 32 aghi calibro, e emostatico garza al sito di iniezione per il controllo per la perdita di sangue. La vena approccio iniezione portale in Balb / c femmine di topo utilizzando tre singenici linee tumorali mammarie di varia potenziale metastatico è stata testata; cellule di alta-metastatico 4T1, cellule D2A1 moderata-metastatici, e le cellule D2.OR bassa metastatico. Le concentrazioni di ≤ risultati 10.000 cellule / iniezione in una latenza di ~ 20 - 40 giorni per lo sviluppo di metastasi epatiche con il più alto metastatico 4T1 e D2A1 linee, e&gt; 55 giorni per la linea D2.OR meno aggressivo. Questo modello rappresenta un importante strumento per lo studio del cancro al seno metastasi al fegato, e può essere applicabile ad altri tumori che spesso metastatizzano al fegato tra cui colon-retto e adenocarcinomi pancreatici.

Il modello di iniezione vena porta, in cui le cellule tumorali vengono consegnati direttamente al fegato tramite una procedura chirurgica, consente per l&#39;iniezione delle cellule tumorali nella vena porta. In condizioni antisettiche, in un mouse anestetizzato, incisione chirurgica a ~ 1 pollice è realizzata sul lato sinistro del mouse tra i piani mediani e sagittale, partendo appena sopra il piano della quarta inguinale tettarella ghiandola mammaria e termina appena sotto le costole . I grandi e piccoli intestini sono delicatamente tirato attraverso l&#39;incisione per fornire la visualizzazione della vena porta (Figura 1A). Accurata individuazione anatomica della vena porta e di successo iniezione intra-portale può essere confermata con la pratica del protocollo di iniezione con l&#39;India inchiostro o un colorante simile. Iniezione corretto attraverso la vena porta comporterà l&#39;inchiostro trasmesso immediatamente e specificamente al fegato, e non comporta spread china al polmone (Figure 1B). Inoltre, utilizzando le cellule tumorali mammarie D2A1 del mouse taggati con GFP, la dispersione delle cellule tumorali in tutto il fegato è evidente a novanta minuti dopo l&#39;iniezione, confermando portale consegna iniezione vena al fegato (Figura 1C). A maggiore ingrandimento diventa evidente che a 90 min dopo l&#39;iniezione, le cellule tumorali si trovano all&#39;interno sinusoidi, così come all&#39;interno del parenchima epatico in prossimità di triadi portali, dove il sangue vena entra nel fegato (Figura 1C). Questi dati suggeriscono che lo stravaso delle cellule tumorali attiva si sta verificando a iniezione cellula post-tumorale 90 min. Presi insieme, questi dati confermano che il modello iniezione vena porta trasporta il volume di iniezione direttamente al fegato, con le cellule tumorali inchiostro o dispersi nel fegato e non apprezzabile trasporto di volume di iniezione al polmone. Per valutare la robustezza del modello di iniezione vena porta, tre SEPARate linee di cellule tumorali mammarie del mouse singenici sono stati testati in adulti di sesso femminile topi BALB / c. Queste linee tumorali mammarie sono stati selezionati in base al loro comportamento caratterizzato modelli pad grasso mammario e comprendono la 4T1 linea molto aggressiva e metastatica delle cellule, la linea D2A1 metastatico meno aggressivo, e la linea D2.OR basso / non-metastatico 37,61,73 , 74. 2.000 e 10.000 cellule per iniezione sono stati testati con differenze notevoli nella tempo allo sviluppo di metastasi palese con queste concentrazioni di cellule basse. Per questi studi indicatori surrogati di metastasi sono stati usati come la mancanza di grooming, pallore, e perdita di peso per giustificare autopsia, su cui la presenza o assenza di metastasi epatiche sono stati confermati dalla valutazione visiva del fegato e altri organi per confermare la consegna intra-portal . Questi dati confermano precedenti relazioni che le linee di cellule 4T1 e D2A1 rappresentano linee di tumore mammario più aggressive, come si osservano tassi di sopravvivenza libera più breve metastasi rispetto ai topi iniettaticon la linea D2.OR meno aggressivo (Figura 2A). I topi iniettati con cellule 4T1 o D2A1 tumorali sviluppato metastasi epatiche palesi in ~ 30 - 40 giorni dopo l&#39;iniezione, e un po &#39;di metastasi sviluppata già a 18 giorni dopo l&#39;iniezione (Figura 2A), mentre solo un mouse iniettati con cellule D2.OR aveva sviluppato metastasi epatiche palesi, a fine studio, che è stato di 60 - 65 giorni iniezione cellula post-tumorale. Le metastasi sono stati successivamente confermati sezionando attraverso il fegato in 250 micron livelli e analizzare ematossilina e eosina (H &amp; E) sezioni colorate (Figura 2B-D). Oltre al rilevamento delle lesioni metastatiche evidenti nel fegato di topo, il modello vena porta può anche essere utilizzata per studiare gli eventi precedenti nella cascata metastatica incluso il rilevamento di cellule singole / gruppi di cellule dopo stravaso, e formazione di lesioni micro-metastatico. Multiplex immunofluorescenza-colorazione è stata utilizzataper rilevare 4T1, D2A1, e le cellule tumorali mammarie D2.OR nel fegato quando sono presenti come singole cellule o lesioni micro-metastasi, come H &amp; E non è sufficiente a confermare la presenza di piccole lesioni. La figura 3A mostra un fegato di topo Balb / c rappresentante con un foci micrometastatica putativo di cellule tumorali D2A1 che sono positivi per la epiteliale cheratina CK18, negativo per il marcatore CD45 pan-immuni, e negativo per il marcatore epatociti Heppar-1. Gli epatociti anche macchia positivo per CK18, che richiede l&#39;uso di Heppar-1 in questo pannello colorazione. Una nota importante è che le cellule epiteliali del dotto biliare e progenitrici epatiche macchia positivo per CK18, che richiedono un&#39;attenta discriminazione tra cellule tumorali e vie biliari, in particolare in sede di valutazione regioni periportali (Figura 3A). Un&#39;alternativa al multiplex immunofluorescenza per identificare le cellule disseminate singole e foci micrometastasi è quello di utilizzare singenici linee tumorali mammarie taggati con maggiore verde fluorescenteproteine (eGFP) e / o luciferasi ed eseguire IHC per il tag (Figura 1C). A causa della immunogenicità di eGFP, luciferasi, e altre proteine, è indispensabile utilizzare modelli murini che sono controllo tolleranti a queste proteine, come il romanzo immunitario competente mouse &quot;testa incandescente&quot; che esprime eGFP e luciferasi nella ghiandola pituitaria anteriore 75. Per l&#39;identificazione delle lesioni macrometastatic di linee singenici senza tag come la linea D2A1 tumore, la immunofluorescenza multiplex CK18 / Heppar-1 / CD45 è ideale (Figura 3B). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54903/54903fig1.jpg" /> Figura 1: Portal Vein Injection trasporta cellule tumorali direttamente al fegato. A) Portal iniezione vena; l&#39;incisione viene fatta tra la mediana e sagittale sinistra, da sopra il piano della quarta inguinale tettarella ghiandola mammaria e termina appena sotto la rib gabbia. B) Balb / c fegato con iniezione PBS (a sinistra). Dopo l&#39;iniezione di inchiostro India attraverso la vena porta, il fegato (al centro), ma non il polmone (a destra) prende l&#39;inchiostro. C) immagini sezione sottile rappresentativi di cellule tumorali mammarie D2A1 topo contrassegnate con GFP in un / c fegato di topo Balb a 90 min dopo l&#39;iniezione di 1 x 10 6 cellule tumorali attraverso la vena porta. I fegati sono stati fissati in formalina, inclusi in paraffina, sezionati, e colorati con anticorpo anti-GFP per il rilevamento delle cellule tumorali. Pannello superiore mostra le cellule tumorali marrone scuro macchiato (frecce) sparsi per il fegato, asterisco denota non specifica colorazione epatociti intorno vene centrali; barra della scala = 300 micron. pannelli inferiori mostrano immagini rappresentative di cellule tumorali a 90 minuti dopo l&#39;iniezione ancora strettamente associato con vascolare; barra della scala = 50 micron. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54903/54903fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <pclass = &quot;jove_content&quot; fo: keep-together.within-page = &quot;1&quot;&gt; <img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/54903/54903fig2.jpg" /> Figura 2: conseguenza del mouse tumore mammario linee cellulari nel fegato seguito vena porta di iniezione. A) di Kaplan-Meier curva che mostra i tassi di sopravvivenza libera da metastasi nei topi iniettati con 2000-10000 cellule 4T1, D2A1, o D2.OR il mouse tumore mammario. I topi sono stati iniettati con cellule tumorali e monitorati per segni di metastasi, tra cui la mancanza di governare, occhi chiari, e variazioni di peso. Metastasi è stata confermata al momento della necroscopia e da H &amp; E su sezioni istologiche del fegato. N = 2 4T1 2.000 cellule; 2 4T1 10.000 cellule. N = 2 D2A1 2.000 cellule; 3 D2A1 10.000 cellule. N = 3 D2.OR 2.000 cellule; 3 D2.OR 10.000 cellule. Rappresentante H &amp; E le immagini di B) 4T1 lesioni a 21 giorni dopo l&#39;iniezione di 10.000 cellule, C) lesioni D2A1 a 26 giorni dopo l&#39;iniezione di 10.000 cellule tumorali, e D) lesioni D2.OR a59 giorni dopo l&#39;iniezione di 10.000 cellule; barre di scala = 75 micron. Lesioni simili sono stati osservati quando 2.000 cellule 4T1 o D2A1 tumorali sono state iniettate. Non lesioni sono stati rilevati con 2.000 celle D2.OR. Nessuna evidenza di metastasi in altri organi o al sito di incisione chirurgica era evidente in qualsiasi mouse su questi studi. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54903/54903fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/54903/54903fig3.jpg" /> Figura 3: Rilevamento di singole cellule e metastatici lesioni nel fegato mouse utilizzando Multiplex immunofluorescenza. A) multiplex immunofluorescenza Rappresentante delle cellule tumorali in D2A1 a / c fegato di topo Balb a 90 minuti dopo l&#39;iniezione utilizzando il modello di iniezione vena porta. La colorazione è stata effettuata utilizzando un kit multiplex. Da sinistra a destra mostra DAPI; CD45 per contrassegnare leucociti; Heppar-1 MARk epatociti; e CK18 per marcare le cellule tumorali, epatociti, e dotto biliare epitelio. Immagine unita mostra un gruppo putativo di CK18 + Heppar-1 - cellule tumorali D2A1 strettamente legate con una triade portale - CD45. Freccia = cellule tumorali D2A1, asterisco = dotto biliare epitelio; barra della scala = 25 micron. B) Un rappresentante palese D2A1 lesione metastatica utilizzando lo stesso pannello di colorazione, come nelle cellule tumorali sono A. CK18 +, mentre gli epatociti adiacenti sono CK18 + Heppar-1 +; barra della scala = 25 micron. Le immagini sono state catturate su un microscopio con 20 x 0,8, 40 x 1,3, e 60 x 1.4 obiettivi e camera CCD, utilizzando il software microscopio. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54903/54903fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

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A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer

A surgical procedure was developed to deliver mammary tumor cells to the murine liver via portal vein injection. This model permits investigation of late stages of liver metastasis in a fully immune competent host, including tumor cell extravasation, seeding, survival, and metastatic outgrowth in the liver.

Un modello di iniezione vena porta del fegato per studiare metastasi del cancro al seno

Breast cancer is the leading cause of cancer-related mortality in women worldwide. Liver metastasis is involved in upwards of 30% of cases with breast ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Cancer Research

40.3K Views.  Oregon Health and Science University. A surgical procedure was developed to deliver mammary tumor cells to the murine liver via portal vein injection. This model permits investigation of late stages of liver metastasis in a fully immune competent host, including tumor cell extravasation, seeding, survival, and metastatic outgrowth in the liver. 

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Intra-iliac Artery Injection for Efficient and Selective Modeling of Microscopic Bone Metastasis

Intra-iliac artery (IIA) injection is an efficient approach to introduce metastatic lesions of various cancer cells in animals. Compared to the widely used intra-cardiac and intra-tibial injections, IIA injection brings several advantages. First, it can deliver a large quantity of cancer cells specifically to hind limb bones, thereby providing spatiotemporally synchronized early-stage colonization events and allowing robust quantification and swift detection of disseminated tumor cells. Second, it injects cancer cells into the circulation without damaging the local tissues, thereby avoiding inflammatory and wound-healing processes that confound the bone colonization process. Third, IIA injection causes very little metastatic growth in non-bone organs, thereby preventing animals from succumbing to other vital metastases, and allowing continuous monitoring of indolent bone lesions. These advantages are especially useful for the inspection of progression from single cancer cells to multi-cell micrometastases, which has largely been elusive in the past. When combined with cutting-edge approaches of biological imaging and bone histology, IIA injection can be applied to various research purposes related to bone metastases.

This manuscript provides the detailed procedure of intra-iliac artery (IIA) injection, a technique to deliver cancer cells specifically to hind limb tissues including bones to establish experimental bone metastases. Although initially established with breast tumor models, this protocol can be easily extended to other cancer types.

Intra-iliaca iniezione per un efficiente e selettivo Modellazione di microscopico metastasi ossee

Intra-iliac artery (IIA) injection is an efficient approach to introduce metastatic lesions of various cancer cells in animals. Compared to the widely ...

Ricerca

Ricerca sul cancro

Advanced Animal Model of Colorectal Metastasis in Liver: Imaging Techniques and Properties of Metastatic Clones

Patients with a limited number of hepatic metastases and slow rates of progression can be successfully treated with local treatment approaches1,2. However, little is known about the heterogeneity of liver metastases, and animal models capable of evaluating the development of individual metastatic colonies are needed. Here, we present an advanced model of hepatic metastases that provides the ability to quantitatively visualize the development of individual tumor clones in the liver and estimate their growth kinetics and colonization efficiency. We generated a panel of monoclonal derivatives of HCT116 human colorectal cancer cells stably labeled with luciferase and tdTomato and possessing different growth properties. With a splenic injection followed by a splenectomy, the majority of these clones are able to generate hepatic metastases, but with different frequencies of colonization and varying growth rates. Using the In Vivo&#160;Imaging System (IVIS), it is possible to visualize and quantify metastasis development with in vivo luminescent and ex vivo fluorescent imaging. In addition, Diffuse Luminescent Imaging Tomography (DLIT) provides a 3D distribution of liver metastases in vivo. Ex vivo fluorescent imaging of harvested livers provides quantitative measurements of individual hepatic metastatic colonies, allowing for the evaluation of the frequency of liver colonization and the growth kinetics of metastases. Since the model is similar to clinically observed liver metastases, it can serve as a modality for detecting genes associated with liver metastasis and for testing potential ablative or adjuvant treatments for liver metastatic disease.

The ability of metastatic clones to colonize distant sites depends on their proliferation capacity and/or their ability to survive in the host microenvironment without significant proliferation. Here, we present an animal model that allows quantitative visualization of both types of liver colonization by metastatic clones.

Avanzato modello animale di colorettale Metastasi nel fegato: tecniche di imaging e di proprietà di metastatici cloni

Patients with a limited number of hepatic metastases and slow rates of progression can be successfully treated with local treatment approaches1,2. ...

Intracarotid Cancer Cell Injection to Produce Mouse Models of Brain Metastasis

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. Recently, impressive advances in novel therapies have dramatically prolonged survival and improved quality of life for many cancer patients. Sadly, incidence of brain metastatic recurrences is fast rising, and all current therapies are merely palliative. Hence, good experimental animal models are urgently needed to facilitate in-depth studies of the disease biology and to assess novel therapeutic regimens for preclinical evaluation. However, the standard in vivo metastasis assay via tail vein injection of cancer cells produces predominantly lung metastatic lesions; animals usually succumb to the lung tumor burden before any meaningful outgrowth of brain metastasis. Intracardiac injection of tumor cells produces metastatic lesions to multiple organ sites including the brain; however, the variability of tumor growth produced with this model is large, dampening its utility in evaluating therapeutic efficacy. To generate reliable and consistent animal models for brain metastasis study, here we describe a procedure for producing experimental brain metastasis in the house mouse (Mus musculus) via intracarotid injection of tumor cells. This approach allows one to produce large number of brain metastasis-bearing mice with similar growth and mortality characteristics, thus facilitating research efforts to study basic biological mechanisms and to assess novel therapeutic agents.

Brain metastasis has become an urgent unmet medical need as its incidence has increased while therapeutic options have remained palliative. Creating experimental animal models of brain metastasis via intracarotid arterial injection of cancer cells facilitates mechanistic studies of the disease biology and evaluation of novel intervention regimens.

Intracarotidea Cancer Cell iniezione per produrre modelli murini di cervello Metastasi

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. ...

Acellular and Cellular Lung Model to Study Tumor Metastasis

It is difficult to isolate tumor cells at different points of tumor progression. We created an ex vivo lung model that can show the interaction of tumor cells with a natural matrix and continual flow of nutrients, as well as a model that shows the interaction of tumor cells with normal cellular components and a natural matrix. The acellular ex vivo lung model is created by isolating a rat heart-lung block and removing all the cells using the decellularization process. The right main bronchus is tied off and tumor cells are placed in the trachea by a syringe. The cells move and populate the left lung. The lung is then placed in a bioreactor where the pulmonary artery receives a continual flow of media in a closed circuit. The tumor grown on the left lung is the primary tumor. The tumor cells that are isolated in the circulating media are circulating tumor cells and the tumor cells in the right lung are metastatic lesions. The cellular ex vivo lung model is created by skipping the decellularization process. Each model can be used to answer different research questions.

Here, we present a protocol for an ex vivo lung cancer model that mimics the steps of tumor progression and helps to isolate a primary tumor, circulating tumor cells, and metastatic lesions.

Modello del polmone acellulare e cellulari per lo studio di metastasi del tumore

It is difficult to isolate tumor cells at different points of tumor progression. We created an ex vivo lung model that can show the interaction of tumor ...

Studying Triple Negative Breast Cancer Using Orthotopic Breast Cancer Model

Triple-negative breast cancer (TNBC) is an aggressive breast cancer subtype with limited therapeutic options. When compared to patients with less aggressive breast tumors, the 5-year survival rate of TNBC patients is 77% due to their characteristic drug-resistant phenotype and metastatic burden. Toward this end, murine models have been established aimed at identifying novel therapeutic strategies limiting TNBC tumor growth and metastatic spread. This work describes a practical guide for the TNBC orthotopic model where MDA-MB-231 breast cancer cells suspended in a basement membrane matrix are implanted in the fourth mammary fat pad, which closely mimics the cancer cell behavior in humans. Measurement of tumors by caliper, lung metastasis assessment via in vivo and ex vivo imaging, and molecular detection are discussed. This model provides an excellent platform to study therapeutic efficacy and is especially suitable for the study of the interaction between the primary tumor and distal metastatic sites.

This work presets an advanced protocol to accurately assess tumor loading by detection of green fluorescent protein and bioluminescence signals as well as the integration of quantitative molecular detection technique.

Studiare il cancro al seno triplo negativo utilizzando il modello di cancro al seno ortotopico

Triple-negative breast cancer (TNBC) is an aggressive breast cancer subtype with limited therapeutic options. When compared to patients with less ...

Combined Use of Tail Vein Metastasis Assays and Real-Time In Vivo Imaging to Quantify Breast Cancer Metastatic Colonization and Burden in the Lungs

Metastasis is the main cause of cancer-related deaths and there are limited therapeutic options for patients with metastatic disease. The identification and testing of novel therapeutic targets that will facilitate the development of better treatments for metastatic disease requires preclinical in vivo models. Demonstrated here is a syngeneic mouse model for assaying breast cancer metastatic colonization and subsequent growth. Metastatic cancer cells are stably transduced with viral vectors encoding firefly luciferase and ZsGreen proteins. Candidate genes are then stably manipulated in luciferase/ZsGreen-expressing cancer cells and then the cells are injected into mice via the lateral tail vein to assay metastatic colonization and growth. An in vivo imaging device is then used to measure the bioluminescence or fluorescence of the tumor cells in the living animals to quantify changes in metastatic burden over time. The expression of the fluorescent protein allows the number and size of metastases in the lungs to be quantified at the end of the experiment without the need for sectioning or histological staining. This approach offers a relatively quick and easy way to test the role of candidate genes in metastatic colonization and growth, and provides a great deal more information than traditional tail vein metastasis assays. Using this approach, we show that simultaneous knockdown of Yes associated protein (YAP) and transcriptional co-activator with a PDZ-binding motif (TAZ) in breast cancer cells leads to reduced metastatic burden in the lungs and that this reduced burden is the result of significantly impaired metastatic colonization and reduced growth of metastases.

The described approach combines experimental tail vein metastasis assays with in vivo live animal imaging to allow real-time monitoring of breast cancer metastasis formation and growth in addition to the quantification of metastasis number and size in the lungs.

Uso combinato dei saggi di metastasi della vena della coda e dell'imaging in vivo in tempo reale per quantificare la colonizzazione metastatica del cancro al seno e il carico nei polmoni

Metastasis is the main cause of cancer-related deaths and there are limited therapeutic options for patients with metastatic disease. The identification ...

Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells

Metastasis, the primary cause of morbidity and mortality for most cancer patients, can be challenging to model preclinically in mice. Few spontaneous metastasis models are available. Thus, the experimental metastasis model involving tail-vein injection of suitable cell lines is a mainstay of metastasis research. When cancer cells are injected into the lateral tail-vein, the lung is their preferred site of colonization. A potential limitation of this technique is the accurate quantification of the metastatic lung tumor burden. While some investigators count macrometastases of a pre-defined size and/or include micrometastases following sectioning of tissue, others determine the area of metastatic lesions relative to normal tissue area. Both of these quantification methods can be exceedingly difficult when the metastatic burden is high. Herein, we demonstrate an intravenous injection model of lung metastasis followed by an advanced method for quantifying metastatic tumor burden using image analysis software. This process allows for investigation of multiple end-point parameters, including average metastasis size, total number of metastases, and total metastasis area, to provide a comprehensive analysis. Furthermore, this method has been reviewed by a veterinary pathologist board-certified by the American College of Veterinary Pathologists (SEK) to ensure accuracy.

Intravenous injection of cancer cells is often used in metastasis research, but the metastatic tumor burden can be difficult to analyze. Herein, we demonstrate a tail-vein injection model of metastasis and include a novel approach to analyze the resulting metastatic lung tumor burden.

Analisi patologica delle metastasi polmonari a seguito di iniezione laterale della vena della coda di cellule tumorali

Metastasis, the primary cause of morbidity and mortality for most cancer patients, can be challenging to model preclinically in mice. Few spontaneous ...

Using Computer-based Image Analysis to Improve Quantification of Lung Metastasis in the 4T1 Breast Cancer Model

Breast cancer is a devastating malignancy, accounting for 40,000 female deaths and 30% of new female cancer diagnoses in the United States in 2019 alone. The leading cause of breast cancer related deaths is the metastatic burden. Therefore, preclinical models for breast cancer need to analyze metastatic burden to be clinically relevant. The 4T1 breast cancer model provides a spontaneously-metastasizing, quantifiable mouse model for stage IV human breast cancer. However, most 4T1 protocols quantify the metastatic burden by manually counting stained colonies on tissue culture plates. While this is sufficient for tissues with lower metastatic burden, human error in manual counting causes inconsistent and variable results when plates are confluent and difficult to count. This method offers a computer-based solution to human counting error. Here, we evaluate the protocol using the lung, a highly metastatic tissue in the 4T1 model. Images of methylene blue-stained plates are acquired and uploaded for analysis in Fiji-ImageJ. Fiji-ImageJ then determines the percentage of the selected area of the image that is blue, representing the percentage of the plate with metastatic burden. This computer-based approach offers more consistent and expeditious results than manual counting or histopathological evaluation for highly metastatic tissues. The consistency of Fiji-ImageJ results depends on the quality of the image. Slight variations in results between images can occur, thus it is recommended that multiple images are taken and results averaged. Despite its minimal limitations, this method is an improvement to quantifying metastatic burden in the lung by offering consistent and rapid results.

We describe a more consistent and expeditious method to quantify lung metastasis in the 4T1 breast cancer model by using Fiji-ImageJ.

Utilizzo dell'analisi delle immagini basata su computer per migliorare la quantificazione della metastasi polmonare nel modello di cancro al seno 4T1

Breast cancer is a devastating malignancy, accounting for 40,000 female deaths and 30% of new female cancer diagnoses in the United States in 2019 alone. ...

A Murine Ommaya Xenograft Model to Study Direct-Targeted Therapy of Leptomeningeal Disease

Leptomeningeal disease (LMD) is an uncommon type of central nervous system (CNS) metastasis to the cerebral spinal fluid (CSF). The most common cancers that cause LMD are breast and lung cancers and melanoma. Patients diagnosed with LMD have a very poor prognosis and generally survive for only a few weeks or months. One possible reason for the lack of efficacy of systemic therapy against LMD is the failure to achieve therapeutically effective concentrations of drug in the CSF because of an intact and relatively impermeable blood-brain barrier (BBB) or blood-CSF barrier across the choroid plexus. Therefore, directly administering drugs intrathecally or intraventricularly may overcome these barriers. This group has developed a model that allows for the effective delivery of therapeutics (i.e., drugs, antibodies, and cellular therapies) chronically and the repeated sampling of CSF to determine drug concentrations and target modulation in the CSF (when the tumor microenvironment is targeted in mice). The model is the murine equivalent of a magnetic resonance imaging-compatible Ommaya reservoir, which is used clinically. This model, which is affixed to the skull, has been designated as the &#34;Murine Ommaya.&#34; As a therapeutic proof of concept, human epidermal growth factor receptor 2 antibodies (clone 7.16.4) were delivered into the CSF via the Murine Ommaya to treat mice with LMD from human epidermal growth factor receptor 2-positive breast cancer. The Murine Ommaya increases the efficiency of drug delivery using a miniature access port and prevents the wastage of excess drug; it does not interfere with CSF sampling for molecular and immunological studies. The Murine Ommaya is useful for testing novel therapeutics in experimental models of LMD.

Here, we describe a murine xenograft model that functionally resembles an Ommaya reservoir in patients. We developed the Murine Ommaya to study novel therapeutics for the universally fatal leptomeningeal disease.

Un modello murino di ommaya xenotrapianto per studiare la terapia mirata diretta della malattia leptomeningea

Leptomeningeal disease (LMD) is an uncommon type of central nervous system (CNS) metastasis to the cerebral spinal fluid (CSF). The most common cancers ...

Modeling Brain Metastasis Via Tail-Vein Injection of Inflammatory Breast Cancer Cells

Metastatic spread to the brain is a common and devastating manifestation of many types of cancer. In the United States alone, about 200,000 patients are diagnosed with brain metastases each year. Significant progress has been made in improving survival outcomes for patients with primary breast cancer and systemic malignancies; however, the dismal prognosis for patients with clinical brain metastases highlights the urgent need to develop novel therapeutic agents and strategies against this deadly disease. The lack of suitable experimental models has been one of the major hurdles impeding advancement of our understanding of brain metastasis biology and treatment. Herein, we describe a xenograft mouse model of brain metastasis generated via tail-vein injection of an endogenously HER2-amplified cell line derived from inflammatory breast cancer (IBC), a rare and aggressive form of breast cancer. Cells were labeled with firefly luciferase and green fluorescence protein to monitor brain metastasis, and quantified metastatic burden by bioluminescence imaging, fluorescent stereomicroscopy, and histologic evaluation. Mice robustly and consistently develop brain metastases, allowing investigation of key mediators in the metastatic process and the development of preclinical testing of new treatment strategies.

We describe a xenograft mouse model of breast cancer brain metastasis generated via tail-vein injection of an endogenously HER2-amplified inflammatory breast cancer cell line.

Modellazione delle metastasi cerebrali tramite iniezione di vena della coda di cellule infiammatorie del cancro al seno

Metastatic spread to the brain is a common and devastating manifestation of many types of cancer. In the United States alone, about 200,000 patients are ...