This material is based on the works supported by Nanyang Assistant Professorship (NAP, M4080740), Agency for Science, Technology and Research (A*STAR) Public Sector Research Funding (PSF, M4070190), A*STAR-JST (The Japan Science and Technology Agency) joint grant (M4070198), and Singapore Ministry of Education (MOE2013-T2-2-049). The authors would like to thank Mr. Roger Tan Kay Chia, Prof. Low Kin Huat, Mr. Poon Kee Chun, Mr. Chew Hock See, Mr. Lam Kim Kheong and Dr. Mao Shixin at School of MAE for their support in setting up and maintaining the research facilities. The authors thank Prof. Michel Maharbiz (U.C. Berkeley) his advice and discussion, Prof. Kris Pister and his group (U.C. Berkeley) for their support in providing the GINA used in this study.

1. Animal Studio <ol><li> Posteriori singoli coleotteri torquata Mecynorrhina (6 cm, 8 g) in contenitori di plastica separati con biancheria pellet. </li><li> Alimentare ogni coleottero una tazza di gelatina di zucchero (12 ml) ogni 3 giorni. </li><li> Mantenere la temperatura e l&#39;umidità della stanza allevamento a 25 ° C e 60%, rispettivamente. </li><li> Testare la capacità di volo di ogni coleottero prima di impiantare elettrodi a filo sottile. <ol><li> gettare delicatamente un coleottero in aria. Se lo scarafaggio può volare per più di 10 secondi per 5 prove consecutive, concludere che il coleottero ha capacità di volo regolari e impiegare per esperimenti di volo successivo. Per riprendere il coleottero, spegnere tutte le luci in sala per renderlo scuro. Questo fa sì che il coleottero di interrompere volo. Nota: Un coleottero inizia spontaneamente a volare via quando rilasciato nell&#39;aria. E &#39;meglio condurre gli esperimenti di volo in una grande camera chiusa come quella mostrata in Figura 1 (16 x 8 x 4 m <sup&gt; 3 con uno spazio di motion capture di 12,5 x 8 x 4 m 3), un coleottero volanti si muove molto velocemente (circa 3-5 m / sec) e attira grandi archi quando si gira in aria. </li></ol></li></ol> 2. impianto di elettrodi <ol><li> Anestetizzare il coleottero ponendolo in un contenitore di plastica pieno di CO 2 per 1 min 13,16,20-24. </li><li> Ammorbidire impronte dentarie immergendolo in acqua calda per 10 secondi. Posizionare il coleottero anestetizzato su un blocco di legno e immobilizzarlo con la cera dentale ammorbidita. La cera dentale raffredda naturalmente e solidifica in pochi minuti. </li><li> Tagliare i fili d&#39;argento isolati (127 micron di diametro nuda, 178 micron di diametro, quando rivestito con perfluoroalkoxy) in lunghezze di 25 mm da utilizzare come elettrodi a filo sottile per l&#39;impianto. </li><li> Esporre 3 mm di argento nuda sfiammando l&#39;isolatore a entrambe le estremità di ogni filo. </li><li> Sezionare la superficie superiore della cuticola del coleottero utilizzando una forbice a punta fine di creare un small finestra di circa 4 x 4 mm sulla metepisternum (figura 2c). Nota: Un cuticola morbida color marrone viene quindi esposto, come illustrato nelle figure 2c - e. Il muscolo 3AX si trova sotto la cuticola morbida. </li><li> Pierce due fori sulla cuticola marrone esposto usando un perno insetto (dimensione 00) con una distanza di 2 mm tra i due fori (figura 2d). </li><li> Inserire due elettrodi a filo (di cui uno elettrodi attivi e uno di ritorno previste al punto 2.4) con attenzione attraverso i fori e impiantare in ogni muscolo 3AX ad una profondità di 3 mm. </li><li> Fissare gli elettrodi impiantati e tenerli in atto per evitare il contatto e cortocircuiti facendo cadere la cera d&#39;api fusa sui fori. Se necessario, ridisporre la cera d&#39;api sopra la cuticola toccando la cera con la punta di un saldatore. La cera d&#39;api solidifica rapidamente e rafforza l&#39;impianto. Nota: Per verificare se l&#39;impianto è corretta, elitre della barbabietolale può essere sollevato per osservare il movimento del muscolo 3AX durante la stimolazione elettrica. </li></ol> 3. Montaggio zaino senza fili Nota: Lo zaino consisteva in un armadio a microcontrollore radio una stratificata FR-4 scheda 4 (1,6 x 1,6 cm 2). Lo zaino è stato guidato da un microbattery ai polimeri di litio (3,7 V, 350 mg, 10 mAh). La massa totale dello zaino compresa la batteria era 1,2 ± 0,26 g, che è inferiore alla capacità di carico utile del coleottero (30% di 10 g di peso corporeo). Lo zaino è stato pre-programmato per ricevere le comunicazioni wireless e aveva due canali di uscita. <ol><li> Pulire la superficie pronoto (rimuovere lo strato di cera sulla cuticola) usando del nastro biadesivo. Quindi, fissare lo zaino sul pronoto del coleottero con un pezzo di nastro biadesivo. </li><li> Collegare le estremità degli elettrodi impiantati alle uscite dello zaino. </li><li> Avvolgere nastro retro-riflettente intorno al microbattery per produrre un marcatore FOr telecamere motion capture per rilevare. </li><li> Fissare la microbattery all&#39;inizio dello zaino con un pezzo di nastro biadesivo in modo che il nastro retroriflettente può essere rilevato da telecamere motion capture. </li></ol> 4. Wireless Control System Nota: In questo caso, il sistema di controllo senza fili termine comprende un ricevitore per il telecomando, un computer portatile per eseguire il software di controllo di volo personalizzato, una stazione base, lo zaino, e il sistema di cattura di movimento. <ol><li> Collegare la stazione base e il ricevitore del telecomando al computer portatile tramite porte USB. </li><li> Accendere il sistema di motion capture e collegarlo al computer portatile tramite una porta Ethernet. </li><li> Eseguire la taratura del volume agitando la bacchetta di calibrazione (fornito dalla società fornitore del sistema di motion capture) per coprire completamente lo spazio motion capture. <ol><li> Aprire il software di motion capture dal desktop del portatile. Fare clic e drAG per selezionare tutte le telecamere sul menu &quot;Sistema&quot; del pannello &quot;Risorse&quot;. </li><li> Fare clic sul menu &quot;Prospettiva 3D&quot; e selezionare &quot;Camera&quot; per passare alla visualizzazione della telecamera. Fare clic sulla scheda &quot;Camera&quot; sul pannello &quot;Strumenti&quot; per mostrare l&#39;impostazione di calibrazione. Fai clic su &quot;Start&quot; sul menu &quot;creare maschere telecamera&quot; per eliminare il rumore dalle telecamere e poi &quot;Stop&quot; dopo il rumore è mascherato in blu. </li><li> Fare clic e selezionare &quot;5 Marker Wand &amp; L-Frame&quot; dal menu &quot;Wand&quot; e il menu &quot;L-Frame&quot; sulla scheda &quot;Camera&quot;. Impostare il &quot;conte Wand&quot; a 2.500, fai clic su &quot;Start&quot; sul menu &quot;Calibrate Telecamere&quot;, e sventolare la bacchetta di calibrazione attraverso l&#39;intero spazio motion capture. Il processo di calibrazione si arresta quando il conteggio raggiunge bacchetta 2.500. </li><li> Ripetere il processo di calibrazione se l&#39;errore di immagine (nella parte inferiore della scheda &quot;Camera&quot; del pannello &quot;Strumenti&quot;) è superiore a 0,3 fo di qualsiasi fotocamera. Dopo aver calibrato, mettere la bacchetta sul pavimento al centro dello spazio motion capture e fare clic su &quot;Start&quot; sul menu &quot;Imposta volume d&#39;origine&quot; per impostare l&#39;origine dello spazio motion capture. </li></ol></li><li> Verificare la copertura del sistema di motion capture con una prova senza per registrare il tracciato del movimento di un marcatore sventolato da un utente nello spazio motion capture e confermare se il marcatore viene rilevato e monitorato. Se l&#39;indicatore è spesso persa durante il rilevamento, ripetere la calibrazione del volume fino a quando il manichino di prova ha esito positivo. <ol><li> Fare clic sulla scheda &quot;Capture&quot; sul pannello &quot;Strumenti&quot; e poi &quot;Start&quot; sul menu &quot;Capture&quot; prima agitando il marcatore campione attraverso l&#39;intero spazio motion capture per registrare la sua traiettoria. </li><li> Dopo la registrazione, clicca su &quot;Esegue il gasdotto Ricostruire&quot; per ricostruire le posizioni del marcatore e controllare la qualità della registrazione. </li></ol></li><li> Collegare i terminali del MicroBattery (allegato al zaino nel passaggio 3.4) per i piedini di alimentazione dello zaino. </li><li> Testare la comunicazione wireless tra il computer portatile e lo zaino con il software di controllo di volo personalizzato. Fare clic sul comando &quot;Start&quot; sul software e verificare lo stato della connessione visualizzato. </li></ol> Esperimento 5. Volo Libero <ol><li> Effettuare l&#39;esperimento volo libero in un&#39;arena volo misura 16 x 8 x 4 m 3. </li><li> Inserire i parametri appropriati per il software di controllo di volo (tensione, larghezza d&#39;impulso, la frequenza, la durata e la stimolazione). Nota: Per la dimostrazione, abbiamo risolto la tensione di 3 V, durata dell&#39;impulso di 3 msec, e durata stimolo per 1 sec e varia la frequenza da 60 a 100 Hz. <ol><li> Nella schermata del software, tipo 3 per 3 V nella casella &quot;tensione&quot;, 1.000 per 1.000 msec nel box &quot;Stimolazione Durata&quot;, 3 per 3 ms nella casella &quot;Pulse Width&quot;, e una frequenza desiderata in Hz nel &quot; Frequenza &quot;scatola on la finestra di comando. </li></ol></li><li> Rilasciare il coleottero zaino montato in aria permettendo di volare liberamente all&#39;interno dell&#39;arena di volo. attivare manualmente la stimolazione quando il coleottero entra nello spazio motion capture. Premere il pulsante appropriato di comando (sinistra o destra) sul telecomando per stimolare il muscolo bersaglio sul lato sinistro o destro del coleottero. Nota: Una volta che il pulsante viene premuto, il software di controllo di volo in esecuzione sul computer portatile genera il comando e lo invia allo zaino. Lo zaino irradia il stimolo elettrico al muscolo di interesse (sul lato sinistro o destro). </li><li> Osservare la reazione del coleottero in tempo reale durante la stimolazione e ricostruire i dati utilizzando il software rappresentazione grafica 3D. <ol><li> Selezionare una delle prove registrate nella lista di dati della finestra &quot;Maggiolino Display&quot; e fare clic su &quot;Esporta Panda&quot; per copiare i dati di quel processo nella cartella di analisi ed eseguire il modulo di rappresentazione grafica 3D. </li><li> Premere il tasto &quot;N&quot; sula tastiera per combinare il segnale di stimolo con la traiettoria registrata. Premere I per mostrare la traiettoria del coleottero con i periodi di stimolazione evidenziati. </li></ol></li></ol>

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The authors declare that there are no conflicts of interest.

Il processo di impianto è importante, in quanto compromettono l&#39;affidabilità dell&#39;esperimento. Gli elettrodi devono essere inseriti nel muscolo ad una profondità pari o inferiore a seconda delle dimensioni del coleottero (evitando il contatto con muscoli adiacenti) 3 mm. Se gli elettrodi si toccano i muscoli circostanti, azioni motorie indesiderate e comportamenti si possono verificare a causa della contrazione dei muscoli vicini. I due elettrodi devono essere ben allineati per garantire che non si verifichino cortocircuiti. Nella fusione e cera d&#39;api reflow utilizzando un saldatore, sperimentatore deve essere attento e saldare il più rapidamente possibile, poiché il muscolo può essere bruciato dal contatto prolungato con elevate temperature, provocando malfunzionamenti del muscolo. Anche se la rimozione della cuticola è necessario per accedere al muscolo 3AX, l&#39;inserimento e il processo di tenuta richiede meno di un minuto ed è stato riusciti a ridurre al minimo i danni al muscolo. Gli insetti sono stati restituiti alla sala allevamento dopo gli esperimenti e potrebbero sopravvivere perfino a più di 3 mesi (fine del loro tempo di vita). Per mantenere buone prestazioni del coleottero, il coleottero dovrebbe essere alimentato e lasciato riposare per 3-4 ore dopo ogni 20 prove consecutive come l&#39;insetto può diventare affaticato dopo molte consecutivi prove di volo (40 a 50) e non può essere in grado di aprire le sue ali. Come per l&#39;esperimento volo libero, calibrazione del volume per il sistema motion capture è necessario, poiché colpisce il monitoraggio traiettoria precisione. È importante riempire visivo delle telecamere completo delle onde del bacchetta calibrazione con un errore immagine inferiore a 0,3 per tutte le telecamere per mantenere la precisione del sistema di inseguimento del movimento. Inoltre, la superficie del marcatore deve essere pulita, o il sistema motion capture 3D può spesso perdere il marcatore. Dopo la calibrazione, una prova senza dovrebbe essere effettuata agitando la batteria avvolta con nastro retro-riflettente nel volume definito controlla la copertura del sistema di motion capture. per il testla precisione di rilevamento del movimento, abbiamo misurato la distanza di due marker si muovono in campo volo. I marcatori sono stati fissati su un cartoncino con una distanza di 200 mm fra loro. La scheda è stata spostata in tutta la scena volo per ottenere diverse posizioni dei due marcatori. La deviazione standard è stato quindi calcolato di 1,3 mm (n = 3.000). L&#39;impianto di prova volo libero (figure 1 e 4) ci permette di tenere traccia della posizione (X, Y e Z) di un insetto volante con un timestamp. Poiché solo un singolo indicatore è collegato al coleottero e il sistema di motion capture 3D rileva solo indicatore, il coleottero è trattata come una particella o un punto di massa. In quanto tale, i dati dal coleottero volante ha informazioni di posizione, ma manca l&#39;orientamento. Pertanto, l&#39;analisi cinematica dai dati posizionali del coleottero fornisce solo la velocità di traslazione e accelerazione lungo gli assi X, Y, e Z assi senza velocità angolare o accelerazione angolarerotazioni attorno agli assi di imbardata, beccheggio e rollio. Marcatori multipli fissati su un coleottero (come quello illustrato in figura 6) deve essere usato per il sistema di motion capture 3D per trattare l&#39;insetto volante come un corpo rigido e la rotazione record di dati e di traduzione. Tuttavia, il sperimentatore deve prendere atto del contributo di questi marcatori per la cinetica di un coleottero che vola, perché il marcatore non è un piccolo pezzo di nastro, ma deve essere abbastanza grande per essere rilevata dal sistema di telecamere con perdita minima di monitoraggio. Una tale disposizione ed il collegamento di più marcatori possono aumentare notevolmente la sua massa e momento d&#39;inerzia 25. Inoltre, la dimensione dell&#39;arena volo può essere impostato più grande possibile all&#39;interno del campo di copertura del sistema di inseguimento del movimento per ridurre i vincoli al comportamento libera volo del coleottero. In questo documento, la dimensione dell&#39;arena volo si stabilisce in relazione la massima copertura del sistema di cattura del movimento (12,5 x 8 x 4 m 3). <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; esistono diverse possibilità di modificare questa tecnica insieme con l&#39;aumento del numero di marcatori per registrare l&#39;orientamento degli insetti come menzionato sopra. La stimolazione dei muscoli diversi in volo libero in grado di produrre vari comportamenti, per esempio., Il muscolo basalar per un turno controlaterale 7 e muscolare 3AX per una svolta omolaterale 13. Inoltre, alcune parti del sistema nervoso di un insetto possono indurre varie reazioni. La stimolazione del lobo ottico può indurre iniziazione volo 7, mentre la stimolazione delle antenne può indurre svolta controlaterale in un insetto camminare 12. Inoltre, possiamo modificare la funzione dello zaino dall&#39;essere un elettrostimolatore ad un registratore elettromiografia per registrare le attività di un insetto durante il suo comportamento naturale 3,26. La stimolazione volo libero del coleottero ha contribuito a rivelare e confermare la funzione naturale del muscolo 3AX da enabliosservazioni ng della reazione istantanea dell&#39;insetto muoversi liberamente in aria. Tali informazioni non sono disponibili in condizioni tethered 11,13,27-30. Il comportamento di un insetto è vincolato in condizioni frenati e può essere diversa da quella in volo libero, che possano portare ad una comprensione errata del comportamento degli insetti. Così, la stimolazione volo libero con questa tecnica è un forte strumento per convalidare le ipotesi tratte da esperimenti legato. Inoltre, un sistema ibrido insetto-macchina è superiore alla corrente artificiale sbattere robot in termini di capacità locomotiva e il consumo energetico 13,17,31,32. sistemi ibridi Insect-machine possono sostituire i robot artificiali in futuro, in quanto ereditano la struttura complessa e flessibile e capacità di locomotiva di un insetto che vive e ridurre il tempo di produzione del processo di fabbricazione. Varie funzionalità locomotiva può aiutare un sistema di insetto-macchina ibrida per operare in modo piùefficiente in spazi ridotti che comportano la combinazione di camminare e volare, ad esempio, in missioni di salvataggio. Inoltre, i sistemi ibridi insetto-macchina possono potenzialmente essere utilizzati come strumento per il controllo degli insetti in agricoltura come può essere in grado di fondere in colonie di insetti naturali e contribuire a controllare le loro attività.

An insect-machine hybrid system, often referred to as a cyborg insect or biobot, is the fusion of a living insect platform with a miniature mounted electronic device. The electronic device, which is wirelessly commanded by a remote user, outputs an electrical signal to electrically stimulate neuromuscular sites in the insect via implanted wire electrodes to induce user desired motor actions and behaviors. In the early stages of this research field, researchers were limited to conducting wireless recording of the muscular action of an insect, using simple analog circuits comprised of surface-mounted components1-3. The development of system-on-a-chip technology with radio frequency functionality enabled not only the wireless recording of neuromuscular signals but also the electrical stimulation of the neuromuscular sites in living insects. At present, a built-in radio microcontroller is small enough to be mounted on living insects without causing any obstructions to their locomotion4-13.
The development of the built-in radio microcontroller allows researchers to determine electrical stimulation protocols to induce desired motor actions to control the locomotion of the insect of interest. On the ground, researchers have demonstrated walking control by stimulating the neuromuscular sites of cockroaches4,12,14, spiders15, and beetles16,17. In the air, the initiation and cessation of flight were achieved using different methods such as the stimulation of the optic lobes (the massive neural cluster of a compound eye) in beetles7,9 and brain sub-regions in bees18, whereas turning control has been demonstrated by stimulating the antennae muscles and nervous system of the abdomens in moths11,19 and the flight muscles of beetles7,9,13. In most cases, a built-in radio microcontroller was integrated on a custom-designed printed circuit board to produce a miniature wireless stimulator (backpack), which was mounted on the insect of interest. This allows wireless electrical stimulation to be applied to a freely walking or flying insect. Such a microcontroller-mounted insect is what is referred to as an insect-machine hybrid system. 
This study describes the experimental protocols for building an insect-machine hybrid system, wherein a living beetle is employed as the insect platform, and instructs on how to operate the robot and test its flight control systems. The third axillary sclerite (3Ax) muscle was chosen as the muscle of interest for electrical stimulation and demonstration of left or right turning control13. A pair of thin silver wire electrodes was implanted in both the left and right 3Ax muscles. Moreover, a backpack was mounted on the living beetle. The other ends of the wire electrode were connected to the output pins of the microcontroller. The backpack was small enough for the beetle to carry in flight. Thus, this allows an experimentalist to remotely stimulate the muscle of interest of an insect in free flight and investigate its reactions to the stimulations.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Mecynorrhina torquata beetle</td>
			<td>Kingdom of Beetle Taiwan</td>
			<td></td>
			<td>10 g, 8 cm, pay load capacity is 30% of the body mass 
			Aproval of importing and using by Agri-Food and Veterinary Authority of Singapore (AVA; HS code: 01069000, product code: ALV002).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wireless backpack stimulator</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
			<td>TI CC2431 micocontroler 
			The board is custom made based on the GINA board from Prof. Kris Pister&#8217;s lab. The layout of GINA board can be found at&#160;&#160;&#160; https://openwsn.atlassian.net/wiki/display/OW/GINA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wii Remote control</td>
			<td>Nintendo</td>
			<td></td>
			<td>Bluetooth remote control to send the command to the operator laptop</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BeetleCommander v1.8</td>
			<td>Custom. Maharbiz group at UC Berkeley and Sato group at NTU</td>
			<td></td>
			<td>Establish the wireless communication of the backpack and the operator laptop. Configure the stimulus parameters and log the positional data. Visualize the flight data.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GINA base station</td>
			<td>Kris Pister group at UC Berkeley</td>
			<td></td>
			<td>TI MSP430F2618 and AT86RF231</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Motion capture system</td>
			<td>VICON</td>
			<td>T160</td>
			<td>8 cameras for a flight arena of 12.5 x 8 x 4 m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Motion capture system</td>
			<td>VICON</td>
			<td>T40s</td>
			<td>12 cameras for a flight arena of 12.5 x 8 x 4 m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro battery</td>
			<td>Fullriver</td>
			<td>&#160;201013HS10C&#160;</td>
			<td>3.7V, 10 mAh</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Retro reflective tape</td>
			<td>Reflexite</td>
			<td>V92-1549-010150</td>
			<td>V92 reflective tape, silver color</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PFA-Insulated Silver Wire&#160;</td>
			<td>A-M systems</td>
			<td>786000</td>
			<td>127 &#181;m bare, 177.8 &#181;m coated, 3 mm bare silver flame exposed at tips</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SMT Micro Header&#160;</td>
			<td>SAMTEC</td>
			<td>FTSH-110-01-L-DV</td>
			<td>0.3 x 6 mm, bend to make a 3 mm long slider to secure the electrode into the PCB header.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Beeswax</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Secure the electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Wax</td>
			<td>Vertex</td>
			<td></td>
			<td>Immobilize the beetle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insect pin</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-6082-30</td>
			<td>Size&#160; 00; 0.3mm Rod diameter; 0.03 mm tip width; 38 mm Length&#160; 
			Make electrode guiding holes on cuticle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tweezers</td>
			<td>DUMONT</td>
			<td>RS-5015</td>
			<td>Pattern #5; .05 X .01mm Tip Size; 110mm Length 
			Dissecting and implantation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5620</td>
			<td>Vannas Micro Dissecting Spring Scissors; Straight; 3mm Cutting Edge; 0.1mm Tip Width; 3&#34; Overall Length&#160; 
			Dissecting and implantation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potable soldering iron</td>
			<td>DAIYO</td>
			<td>DS241</td>
			<td>Reflow beeswax</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hotplate&#160;</td>
			<td>CORNING</td>
			<td>PC-400D</td>
			<td>Melting beeswax and dental wax</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flourescent lamp</td>
			<td>Philips</td>
			<td>TL5 14W</td>
			<td>Light the entire flight arena with 30 panels (60 x 60 cm2). Each panel has 3 lamps. 
			14 W, 549 mm x 17 mm&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

insect-machine hybrid system: remote radio control of a freely flying beetle (mercynorrhina torquata)

L&#39;aumento dei dispositivi elettronici digitali di radio-enabled ha spinto l&#39;uso di piccoli registratori neuromuscolari wireless e stimolatori per studiare il comportamento degli insetti in volo. Questa tecnologia consente lo sviluppo di un sistema ibrido insetto-macchina utilizzando una piattaforma di insetto che vive descritto in questo protocollo. Inoltre, questo protocollo presenta la configurazione del sistema e ponti procedure sperimentali gratuiti per valutare la funzione dei muscoli di volo in un insetto untethered. Per la dimostrazione, abbiamo mirato al terzo muscolo ascellare sclerite (3AX) per controllare e raggiungere svolta a sinistra oa destra di un coleottero che vola. Un sottile elettrodo filo d&#39;argento è stato impiantato sul muscolo 3AX su ciascun lato del coleottero. Questi sono stati collegati alle uscite di uno zaino wireless (cioè, uno stimolatore elettrico neuromuscolare) montato sul pronoto del coleottero. Il muscolo è stata stimolata in volo libero, alternando il lato stimolazione (sinistra o destra) oppure variando la stimulatiofrequenza n. Il coleottero si voltò verso il lato ipsilaterale quando il muscolo è stata stimolata ed esposto una risposta graduata ad una frequenza crescente. Il processo di impiantazione e calibrazione del volume del sistema di telecamere capture 3 dimensionale motion devono essere effettuate con cura per evitare di danneggiare il muscolo e perdere traccia del marcatore, rispettivamente. Questo metodo è estremamente utile per studiare volo degli insetti, in quanto contribuisce a rivelare le funzioni del muscolo volo di interesse volo libero.

La procedura di impianto di elettrodi è presentato in figura 2 elettrodi a filo d&#39;argento sottile sono stati impiantati nel muscolo 3AX del coleottero attraverso piccoli fori trafitto sulla cuticola morbida sul muscolo (figure 2d - e).. Questo cuticola morbida si trova appena sopra il apodema del muscolo basalar dopo aver rimosso la parte anteriore del metepisternum (figure 2d - c). Gli elettrodi sono stati poi fissati con cera d&#39;api (figura 2f). La Figura 3 illustra le procedure per la costruzione di un sistema ibrido insetto macchina utilizzando un coleottero intatta. Figure 2 e 3b illustrano i metodi per impiantare fili metallici sottili (elettrodi di stimolazione) nel muscolo di interesse (per esempio, nella Figura 2, il muscolo 3AX è stato utilizzato in questo studio) emontare uno zaino su pronoto di un coleottero. Le estremità libere dei fili sono stati inseriti nei fori del connettore ponticello sul zaino, che erano collegati elettricamente ai piedini di ingresso / uscita del microcontrollore integrato sullo zaino (figura 3c). Infine, un microbattery stato montato e il cavo di alimentazione della microbattery era collegato ai fori del connettore ponticello conducono ai terminali di terra e di alimentazione positiva del microcontrollore. Il sistema di controllo senza fili è mostrato in Figura 4. Quando l&#39;utente preme un pulsante di comando sul telecomando (figura 4c), il software di controllo di volo nel computer portatile (figura 4d) genera e invia in modalità wireless il comando per lo zaino attraverso la base stazione (Figura 4b). Il sistema di motion capture (Figura 4e) rileva la posizione (X, Y, e Z) della barbabietolaLe e segna con un timestamp. Questi dati vengono poi alimentati al computer portatile, e il software di controllo di volo sincronizza i dati con i segnali di stimolazione. Risultati del controllo turn rappresentativi sono mostrati in Figura 5. L&#39;attivazione del muscolo 3AX stato trovato per causare una riduzione della fascia battito ampiezza del lato omolaterale 13, conseguente coleottero eseguendo un turno omolaterale in volo libero. La stimolazione elettrica del muscolo 3AX ha mostrato un effetto simile come il coleottero si voltò verso il lato ipsilaterale quando il muscolo 3AX sinistra o di destra è stato stimolato 13. Il tasso di rotazione del coleottero è stata classificata come una funzione della frequenza di stimolazione. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54260/54260fig1.jpg" /> Figura 1:. Gratis disposizione Arena volo L&#39;arena volo libero è stato organizzato indue parti: lo spazio di controllo (3,5 x 8 x 4 m 3) è stato utilizzato per l&#39;installazione del kit di fissaggio (microscopio e dissezione strumenti) e cabina di regia (computer, stazione base wireless, e il controller della telecamera), mentre lo spazio motion capture ( 12.5 x 8 x 4 m 3) è stata coperta con 20 vicino infrarosso telecamere per registrare la posizione (x, Y, e Z) del coleottero. L&#39;arena di volo è stato dotato di 30 pannelli di illuminazione (60 x 60 cm 2, 48 W) per rendere più brillante come le condizioni di giorno durante l&#39;esperimento. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54260/54260fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/54260/54260fig2.jpg" /> Figura 2:. Procedura per l&#39;impianto di elettrodi Il coleottero è stato anestetizzato e immobilizzato con cera dentale su un blocco di legno per la procedura di impianto. (A - &lt;strong&gt; c) Una piccola finestra è stata aperta sulla metepisternum del coleottero per accedere al muscolo 3AX. (D) Uso di un pin insetto, due fori con una distanza di 2 mm sono stati trafitto sulla cuticola interna che porta il muscolo 3AX. (E) Gli elettrodi sono stati inseriti nei muscoli attraverso questi fori e conservati in luogo con una pinzetta per garantire che non si è verificato crosstalk tra le punte. . (F - g) Gli elettrodi sono stati poi fissati al coleottero utilizzando cera d&#39;api <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54260/54260fig2large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/54260/54260fig3.jpg" /> Figura 3:. Procedura per la produzione di un sistema ibrido insetto-macchina con un coleottero intatto spirito (a) Il muscolo di interesse su un coleottero che vive è stato impiantatodue ettari di elettrodi a filo d&#39;argento. (B) Dopo aver fissato gli elettrodi con cera d&#39;api, abbiamo montato lo zaino sul pronoto del coleottero con nastro biadesivo. (C) Le estremità libere degli elettrodi sono stati inseriti nelle uscite dello zaino e fissati con intestazioni MicroPin. (D) Un microbattery, che è stato coperto con del nastro retro-riflettente, è stato montato sullo zaino con del nastro biadesivo e collegato ai pin di alimentazione dello zaino. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54260/54260fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/54260/54260fig4.jpg" /> Figura 4:. Sistema wireless per sperimentare il volo libero Il sistema wireless è costituito da (a) un coleottero cyborg, (b) una stazione base wireless, (c </sTrong&gt;) un telecomando, (d) un laptop operante con un ricevitore Bluetooth collegato, e (e) un sistema di motion capture 3D. Quando l&#39;utente preme il pulsante di comando sul telecomando, il software di controllo di volo personalizzato sul portatile invia il comando di stimolazione in modalità wireless al coleottero cyborg attraverso una stazione base che viene collegato al computer portatile tramite una porta USB. Una volta che lo zaino riceve il comando, genera un segnale di stimolo elettrico che stimola il muscolo. Allo stesso tempo, il sistema di motion capture registra le coordinate 3D del coleottero e li invia al computer portatile per la sincronizzazione con i dati di stimolazione. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54260/54260fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/54260/54260fig5.jpg" /> Figura 5: Il comportamento del beetle data la stimolazione elettrica del muscolo 3AX in volo libero. (a) Il coleottero rivolta al lato omolaterale quando il muscolo 3AX sinistra o destra è stata stimolata, e il movimento rotatorio è stato classificato come una funzione della frequenza di stimolazione. (B) Il percorso a zig-zag del coleottero volo quando il muscolo 3AX sinistro o destro è stato stimolato in sequenza. I parametri di stimolo erano un&#39;ampiezza di 3 V, una larghezza di impulso di 3 ms, e una frequenza di 60-100 Hz. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54260/54260fig5large.jpg" target="_blank">Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/54260/54260fig6.jpg" /> Figura 6: Proposto set marcatori per il monitoraggio l&#39;orientamento 3D (rollio, beccheggio e imbardata) della configurazione coleottero utilizzando (a) tre marcatori, (b) quattro.marcatori, e (c) cinque marcatori. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54260/54260fig6large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

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Insect-machine Hybrid System: Remote Radio Control of a Freely Flying Beetle Mercynorrhina torquata

This protocol describes the process of constructing an insect-machine hybrid system and carrying out wireless electrical stimulation of the flight muscles required to control the turning motion of a flying insect.

Insect-macchina Sistema ibrido: radiocomandato di un coleottero liberamente Volare (<em&gt; Torquata Mercynorrhina</em&gt;)

The rise of radio-enabled digital electronic devices has prompted the use of small wireless neuromuscular recorders and stimulators for studying in-flight ...

insect-machine-hybrid-system-remote-radio-control-freely-flying

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Insect-machine Hybrid System: Remote Radio Control of a Freely Flying Beetle (Mercynorrhina torquata)

12.1K Views.  Nanyang Technological University. This protocol describes the process of constructing an insect-machine hybrid system and carrying out wireless electrical stimulation of the flight muscles required to control the turning motion of a flying insect.

Video: Insect-machine Hybrid System: Remote Radio Control of a Freely Flying Beetle Mercynorrhina torquata

Localizing Protein in 3D Neural Stem Cell Culture: a Hybrid Visualization Methodology

The importance of 3-dimensional (3D) topography in influencing neural stem and progenitor cell (NPC) phenotype is widely acknowledged yet challenging to study. When dissociated from embryonic or post-natal brain, single NPCs will proliferate in suspension to form neurospheres. Daughter cells within these cultures spontaneously adopt distinct developmental lineages (neurons, oligodendrocytes, and astrocytes) over the course of expansion despite being exposed to the same extracellular milieu. This progression recapitulates many of the stages observed over the course of neurogenesis and gliogenesis in post-natal brain and is often used to study basic NPC biology within a controlled environment. Assessing the full impact of 3D topography and cellular positioning within these cultures on NPC fate is, however, difficult. To localize target proteins and identify NPC lineages by immunocytochemistry, free-floating neurospheres must be plated on a substrate or serially sectioned. This processing is required to ensure equivalent cell permeabilization and antibody access throughout the sphere. As a result, 2D epifluorescent images of cryosections or confocal reconstructions of 3D Z-stacks can only provide spatial information about cell position within discrete physical or digital 3D slices and do not visualize cellular position in the intact sphere. Here, to reiterate the topography of the neurosphere culture and permit spatial analysis of protein expression throughout the entire culture, we present a protocol for isolation, expansion, and serial sectioning of post-natal hippocampal neurospheres suitable for epifluorescent or confocal immunodetection of target proteins. Connexin29 (Cx29) is analyzed as an example. Next, using a hybrid of graphic editing and 3D modelling softwares rigorously applied to maintain biological detail, we describe how to re-assemble the 3D structural positioning of these images and digitally map labelled cells within the complete neurosphere. This methodology enables visualization and analysis of the cellular position of target proteins and cells throughout the entire 3D culture topography and will facilitate a more detailed analysis of the spatial relationships between cells over the course of neurogenesis and gliogenesis in vitro.
Both Imbeault and Valenzuela contributed equally and should be considered joint first authors.

Here, we describe how to produce, expand, and immunolabel postnatal hippocampal neural progenitor cells (NPCs) in three-dimensional (3D) culture. Next, using hybrid visualization technologies, we demonstrate how digital images of immunolabelled cryosections can be used to reconstruct and map the spatial position of immunopositive cells throughout the entire 3D neurosphere.

Proteine ​​localizzazione in 3D Cultura cellule staminali neurali: una metodologia di visualizzazione ibrida

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Ricerca

Neuroscienze

Long-term Behavioral Tracking of Freely Swimming Weakly Electric Fish

Long-term behavioral tracking can capture and quantify natural animal behaviors, including those occurring infrequently. Behaviors such as exploration and social interactions can be best studied by observing unrestrained, freely behaving animals. Weakly electric fish (WEF) display readily observable exploratory and social behaviors by emitting electric organ discharge (EOD). Here, we describe three effective techniques to synchronously measure the EOD, body position, and posture of a free-swimming WEF for an extended period of time. First, we describe the construction of an experimental tank inside of an isolation chamber designed to block external sources of sensory stimuli such as light, sound, and vibration. The aquarium was partitioned to accommodate four test specimens, and automated gates remotely control the animals&#39; access to the central arena. Second, we describe a precise and reliable real-time EOD timing measurement method from freely swimming WEF. Signal distortions caused by the animal&#39;s body movements are corrected by spatial averaging and temporal processing stages. Third, we describe an underwater near-infrared imaging setup to observe unperturbed nocturnal animal behaviors. Infrared light pulses were used to synchronize the timing between the video and the physiological signal over a long recording duration. Our automated tracking software measures the animal&#39;s body position and posture reliably in an aquatic scene. In combination, these techniques enable long term observation of spontaneous behavior of freely swimming weakly electric fish in a reliable and precise manner. We believe our method can be similarly applied to the study of other aquatic animals by relating their physiological signals with exploratory or social behaviors.

We describe a set of techniques for studying spontaneous behavior of freely swimming weakly electric fish over an extended period of time, by synchronously measuring the animal&#39;s electric organ discharge timing, body position and posture both accurately and reliably in a specially designed aquarium tank inside a sensory isolation chamber.

A lungo termine comportamentale inseguimento di Liberamente Nuoto debolmente elettrico Pesce

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A Simplified Method for Ultra-Low Density, Long-Term Primary Hippocampal Neuron Culture

Culturing primary hippocampal neurons in vitro facilitates mechanistic interrogation of many aspects of neuronal development. Dissociated embryonic hippocampal neurons can often grow successfully on glass coverslips at high density under serum-free conditions, but low density cultures typically require a supply of trophic factors by co-culturing them with a glia feeder layer, preparation of which can be time-consuming and laborious. In addition, the presence of glia may confound interpretation of results and preclude studies on neuron-specific mechanisms. Here, a simplified method is presented for ultra-low density (~2,000 neurons/cm2), long-term (&#62;3 months) primary hippocampal neuron culture that is under serum free conditions and without glia cell support. Low density neurons are grown on poly-D-lysine coated coverslips, and flipped on high density neurons grown in a 24-well plate. Instead of using paraffin dots to create a space between the two neuronal layers, the experimenters can simply etch the plastic bottom of the well, on which the high density neurons reside, to create a microspace conducive to low density neuron growth. The co-culture can be easily maintained for &#62;3 months without significant loss of low density neurons, thus facilitating the morphological and physiological study of these neurons. To illustrate this successful culture condition, data are provided to show profuse synapse formation in low density cells after prolonged culture. This co-culture system also facilitates the survival of sparse individual neurons grown in islands of poly-D-lysine substrates and thus the formation of autaptic connections.

Low density cultures of primary hippocampal neurons usually require glia feeder layer to supply neurotrophic factors and sustain longevity. We describe here a simplified method to culture ultra-low density neurons on glass coverslips in the presence of a high density neuronal feeder layer, which facilitates investigation of specific neuronal-autonomous mechanisms.

Un metodo semplificato per Ultra-Low Density, Long-Term primaria ippocampale Neuron Cultura

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Optical Control of a Neuronal Protein Using a Genetically Encoded Unnatural Amino Acid in Neurons

Photostimulation is a noninvasive way to control biological events with excellent spatial and temporal resolution. New methods are desired to photo-regulate endogenous proteins expressed in their native environment. Here, we present an approach to optically control the function of a neuronal protein directly in neurons using a genetically encoded unnatural amino acid (Uaa). By using an orthogonal tRNA/aminoacyl-tRNA synthetase pair to suppress the amber codon, a photo-reactive Uaa 4,5-dimethoxy-2-nitrobenzyl-cysteine (Cmn) is site-specifically incorporated in the pore of a neuronal protein Kir2.1, an inwardly rectifying potassium channel. The bulky Cmn physically blocks the channel pore, rendering Kir2.1 non-conducting. Light illumination instantaneously converts Cmn into a smaller natural amino acid Cys, activating Kir2.1 channel function. We express these photo-inducible inwardly rectifying potassium (PIRK) channels in rat hippocampal primary neurons, and demonstrate that light-activation of PIRK ceases the neuronal firing due to the outflux of K+ current through the activated Kir2.1 channels. Using in utero electroporation, we also express PIRK in the embryonic mouse neocortex in vivo, showing the light-activation of PIRK in neocortical neurons. Genetically encoding Uaa imposes no restrictions on target protein type or cellular location, and a family of photoreactive Uaas is available for modulating different natural amino acid residues. This technique thus has the potential to be generally applied to many neuronal proteins to achieve optical regulation of different processes in brains. The current protocol presents an accessible procedure for intricate Uaa incorporation in neurons in vitro and in vivo to achieve photo control of neuronal protein activity on the molecular level.

Here, a procedure to selectively activate a neuronal protein with a short pulse of light by genetically encoding a photo-reactive unnatural amino acid into a target neuronal protein expressed in neurons in culture or in vivo is presented.

Controllo ottico di una proteina neuronale Utilizzando un acido Innaturale Amino geneticamente codificata in neuroni

Photostimulation is a noninvasive way to control biological events with excellent spatial and temporal resolution. New methods are desired to ...

Neuropharmacological Manipulation of Restrained and Free-flying Honey Bees, Apis mellifera

Honey bees demonstrate astonishing learning abilities and advanced social behavior and communication. In addition, their brain is small, easy to visualize and to study. Therefore, bees have long been a favored model amongst neurobiologists and neuroethologists for studying the neural basis of social and natural behavior. It is important, however, that the experimental techniques used to study bees do not interfere with the behaviors being studied. Because of this, it has been necessary to develop a range of techniques for pharmacological manipulation of honey bees. In this paper we demonstrate methods for treating restrained or free-flying honey bees with a wide range of pharmacological agents. These include both noninvasive methods such as oral and topical treatments, as well as more invasive methods that allow for precise drug delivery in either systemic or localized fashion. Finally, we discuss the advantages and disadvantages of each method and&#160;describe common hurdles and how to best overcome them. We conclude with a discussion on the importance of adapting the experimental method to the biological questions rather than the other way around.

Neuropharmacological Manipulation of Restrained and Free-flying Honey Bees, Apis mellifera

This manuscript describes several protocols for administering pharmacological agents to honey bees, including simple noninvasive methods for free-flying bees, as well as more invasive variants that allow precise localized treatment of restrained bees.

Manipolazione neurofarmacologico di sobrio e-volo libero api mellifere,<em&gt; Apis mellifera</em

Honey bees demonstrate astonishing learning abilities and advanced social behavior and communication. In addition, their brain is small, easy to visualize ...

Recording EEG in Freely Moving Neonatal Rats Using a Novel Method

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such as epilepsy and neurodegenerative disorders. However, it is technically difficult to obtain EEG recordings in neonates as it requires specialized handling and great care. Here, we present a novel method to record EEG in neonatal rat pups (P8-P15). We designed a simple and reliable electrode using computer pin loci; it can be easily implanted into the skull of a rat pup to record high-quality EEG signals in the normal and epileptic brain. Pups were given an intraperitoneal (i.p.) injection of the neurotoxin kainic acid (KA) to induce epileptic seizures. The surgical implantation performed in this procedure is less expensive than other EEG procedures for neonates. This method allows one to record high-quality and stable EEG signals for more than 1 week. Furthermore, this procedure can also be applied to adult rats and mice to study epilepsy or other neurological disorders.

Here, we introduce a novel technique designed to record electroencephalography (EEG) in freely moving neonatal epileptic pups and describe its procedures, features, and applications. This method allows one to record EEG for more than 1 week.

Registrazione di EEG nei ratti neonatali liberamente in movimento utilizzando un metodo novello

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such ...

Noninvasive EEG Recordings from Freely Moving Piglets

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel telemetric electroencephalography system in combination with standard self-adhesive hydrogel electrodes. The piglets are calmed down without the use of sedatives. After their release into the pigpen, the piglets behave normally&#8212;they drink and sleep in the same cycle as their siblings. Their sleep phases are used for the EEG recordings.

Here, we present a protocol to record telemetric electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen without the use of a sedative, making it possible to record typical EEG patterns during non-REM sleep, like spindle bursts.

Registrazioni di EEG non invadente da muoversi liberamente suinetti

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel ...

Long-term Sensory Conflict in Freely Behaving Mice

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning in mice. By permanently wearing a device fixed on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages. Therefore, this protocol readily enables the study of the visual system and multisensory interactions over an extended timeframe that would not be accessible otherwise. In addition to lowering the experimental costs of long-term sensory learning in naturally behaving mice, this approach accommodates the combination of in vivo and in vitro experiments. In the reported example, video-oculography is performed to quantify the vestibulo-ocular reflex (VOR) and optokinetic reflex (OKR) before and after learning. Mice exposed to this long-term sensory conflict between visual and vestibular inputs presented a strong VOR gain decrease but exhibited few OKR changes. Detailed steps of device assembly, animal care, and reflex measurements are hereby reported.

The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning. By permanently wearing a fixed device on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages.

A lungo termine conflitto sensoriale a comportarsi liberamente topi

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for ...

Hybrid Microdrive System with Recoverable Opto-Silicon Probe and Tetrode for Dual-Site High Density Recording in Freely Moving Mice

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, conventional microdrive designs often only allow use of one type of electrode to record from single or multiple regions, limiting the yield of single-unit or depth profile recordings. It also often limits the ability to combine electrode recordings with optogenetic tools to target pathway and/or cell type specific activity. Presented here is a hybrid microdrive array for freely moving mice to optimize yield and a description of its fabrication and reuse of the microdrive array. The current design employs nine tetrodes and one opto-silicon probe implanted in two different brain areas simultaneously in freely moving mice. The tetrodes and the opto-silicon probe are independently adjustable along the dorsoventral axis in the brain to maximize the yield of unit and oscillatory activities. This microdrive array also incorporates a set-up for light, mediating optogenetic manipulation to investigate the regional- or cell type-specific responses and functions of long-range neural circuits. In addition, the opto-silicon probe can be safely recovered and reused after each experiment. Because the microdrive array consists of 3D-printed parts, the design of microdrives can be easily modified to accommodate various settings. First described is the design of the microdrive array and how to attach the optical fiber to a silicon probe for optogenetics experiments, followed by fabrication of the tetrode bundle and implantation of the array into a mouse brain. The recording of local field potentials and unit spiking combined with optogenetic stimulation also demonstrate feasibility of the microdrive array system in freely moving mice.

This protocol describes the construction of a hybrid microdrive array that allows implantation of nine independently adjustable tetrodes and one adjustable opto-silicon probe in two brain regions in freely moving mice. Also demonstrated is a method for safely recovering and reusing the opto-silicon probe for multiple purposes.

Sistema microdrive ibrido con sonda Opto-Silicon recuperabile e tetrode per la registrazione ad alta densità a doppio sito in mouse in movimento libero

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, ...

Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain activity from freely moving fish would advance research on the neural basis of fish behavior considerably. Moreover, precise control of the recording location in the brain is critical to studying coordinated neural activity across regions in fish brain. Here, we present a technique that records wirelessly from the brain of freely swimming fish while controlling for the depth of the recording location. The system is based on a neural logger associated with a novel water-compatible implant that can adjust the recording location by microdrive-controlled tetrodes. The capabilities of the system are illustrated through recordings from the telencephalon of goldfish.

A novel wireless technique for recording extracellular neural signals from the brain of freely swimming goldfish is presented. The recording device is composed of two tetrodes, a microdrive, a neural data logger, and a waterproof case. All parts are custom-made except for the data logger and its connector.

Registrazione elettrofisiologica wireless dei neuroni da tetrodi mobili in pesci che nuotano liberamente

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...