This work was supported by grants from the Deutsche Forschungsgemeinschaft to SB (BR-2215; SFB 497/A9).

NOTA: Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati eseguiti in conformità con la legge tedesca e sono stati approvati dagli uffici governativi di Tübingen. 1. Preparazione di Micropipette, soluzioni e membrane <ol><li> Preparazione di Micropipette <ol><li> Tirare micropipette di vetro con un estrattore micropipetta con il seguente programma: Heat: 540, Pull: 125, Velocità: 20 e Delay: 140. Gli importi lunghezza dell&#39;ago a 5,5 centimetri. </li><li> Aghi conici con un Micromacinatore per ottenere un formato di punta adeguata di 4 mm. Conservare gli aghi in una scatola o 15 centimetri piastra di Petri per evitare di danneggiare le punte. </li></ol></li><li> Preparazione delle soluzioni <ol><li> Soluzione DNA plasmidico <ol><li> Preparare DNA plasmide contenente il costrutto cDNA desiderato utilizzando un kit Maxi-prep gratuito Endotoxin secondo il protocollo del produttore. </li><li> Regolare soluzione plasmide DNA per una concentrazione finale di 3 mg / mL (senza GFP spike vettoriale) o 4 mg /pl (con 1 mg di GFP picco vettore) in endotossine liberare tampone Tris-EDTA contenente verde veloce (concentrazione finale 0,05%). </li></ol></li><li> Soluzione laminina Archivio <ol><li> Sciogliere 1 mg di laminina in acqua sterile fino ad un volume finale di 1 ml. Preparare aliquote di 100 microlitri e conservare a -80 ° C. </li></ol></li><li> Poly-L-lisina soluzione Stock <ol><li> Sciogliere 50 mg di poli-L-lisina in 50 ml di acqua sterile ad una concentrazione finale di 1 mg / ml. Preparare 1 ml aliquote e conservare a -20 ° C. </li></ol></li><li> Completa soluzione salina bilanciata di Hank (HBSS Complete) <ol><li> Preparare Complete HBSS combinando 100 ml di 10x HBSS, 2,5 ml di buffer di 1 M HEPES (pH 7.4), 30 ml di 1 M D-glucosio, 10 ml di 100 mM CaCl 2, 10 ml di 100 mm MgSO 4, e 4 ml di 1 M NaHCO 3. Aggiungere acqua sterile fino a 1 L e conservare a 4 ° C. NOTA: Autoclave tutte le soluzioni tampone aspettarsi 1 M HEPES e 1 M D-glucosio, che sono filter sterilizzato. </li></ol></li><li> Fetta Cultura Media <ol><li> Preparare fetta mezzo di coltura con l&#39;aggiunta di 35 ml di basale medio Aquila, 12,9 ml di completo HBSS (1.2.4), 1,35 ml di 1 M D-glucosio, 250 ml di 200 mM L-glutammina, e 500 ml di penicillina streptomicina per ottenere un volume finale di 50 ml. Aggiungi siero di cavallo a una concentrazione finale di 5% e conservare a 4 ° C. </li></ol></li><li> Low-Punto di fusione (LMP) Agarose <ol><li> Preparare una soluzione di agarosio al 4% LMP aggiungendo 2 g di agarosio LMP a 50 ml di HBSS completa (1.2.4) seguita da riscaldamento in un forno a microonde per 1-2 minuti ad alta potenza. Conservare la soluzione in un bagno di acqua a 37-39 ° C. Conservare la soluzione a 4 ° C e il riutilizzo. </li></ol></li><li> Paraformaldeide Solution <ol><li> In una cappa preparare una soluzione al 4% paraformaldeide (PFA) aggiungendo 4 g di paraformaldeide a 100 ml di PBS 1x. Riscaldare la soluzione a 60 ° C e aggiungere qualche goccia di NaOH 1 N fino a quando la soluzione diventa clear. </li></ol></li><li> Permeabilization Solution <ol><li> Sciogliere 9 g di BSA in 300 ml di 1x PBS contenente 0,3% Trition X-100 e conservare a 4 ° C. Aggiungere 10% di sodio azide per la conservazione a lungo termine. </li></ol></li></ol></li><li> Rivestimento di membrana Inserti <ol><li> Diluire un&#39;aliquota di soluzione laminina magazzino (1.2.2) ed una aliquota della soluzione madre poli-L-lisina (1.2.3) in acqua sterile per un volume finale di 12 ml. </li><li> Mettere inserti di membrana in 6 pozzetti con ogni ben contenente 2 ml di acqua sterile. Aggiungere 1 ml di soluzione di rivestimento sulla parte superiore della membrana e incubare O / N a 37 ° C in un incubatore CO 2 5%. </li><li> Dopo incubazione lavare la membrana inserisce tre volte con 1 ml di acqua sterile e asciutta. Utilizzare inserti membrana rivestiti nello stesso giorno o conservare a 4 ° C per un massimo di quattro settimane in un 6 piastra ben asciutta. </li></ol></li></ol> 2. iniezione DNA ed elettroporazione di E15.5 e E18.5 embrioni <ol><li&gt; Anestetizzare volta accoppiato topo femmina ponendolo in una camera anestetizzante saturata con 5% isoflurano e collegato ad un vaporizzatore. Circolare isoflurano e ossigeno ad una velocità di 1 L / min. Tenere l&#39;animale in scatola per 2-4 minuti o fino a quando inconscia che viene testato da pizzicare tra le zampe del mouse. </li><li> Euthanize il mouse inconscio dislocazione cervicale giorno embrionale (E) 15.5 o 18.5. Sezionare l&#39;utero contenente gli embrioni 13 e metterlo in una capsula di Petri contenente 15-20 ml di freddo completo HBSS. NOTA: Da questo punto in poi, a mantenere gli embrioni e tessuti su ghiaccio. </li><li> Utilizzare un paio di forbici per separare ogni embrione dal corno uterino e posto in un secondo piatto di Petri contenente freddo completa HBSS. </li><li> Sotto un microscopio da dissezione, recidere la parete muscolare dell&#39;utero e la placenta con un paio di pinze sottili (# 55) e forbici. Staccare con cautela l&#39;embrione dal sacco vitellino. </li><li> Utilizzare un paio di forbici a Bonn decapitate gli embrioni appena sopra gli arti anteriori ad un angolo di 60 °. Se l&#39;esperimento richiede genotipizzazione degli embrioni, raccogliere un campione di tessuto per l&#39;isolamento del DNA genomico (un piccolo pezzo di coda). </li><li> Trasferire la testa di una capsula di Petri pulita e asciutta. Perché la testa era stata decapitata in un angolo di 60 °, la testa deve inclinarsi da un lato, quando sono immessi dorsale verso l&#39;alto. </li><li> Inserire un ago con attenzione in mezzo dell&#39;emisfero vicino al bregma (Figura 1A, B). Iniettare circa 2-3 microlitri (a 3 o 4 mg / mL) di soluzione di DNA dal passo sul pedale del picospritzer III utilizzando 30 libbre di pressione per la durata del 10-15 msec per impulso, applicando impulsi di 5-8. La durata e il numero degli impulsi dipende dal diametro dell&#39;apertura dell&#39;ago con aperture più piccole che richiedono più tempo. L&#39;intervallo tra ogni impulso è pari a 1 sec. </li><li> Prima di posizionare gli elettrodi, applicare alcune gocce di completo HBSS sulla testa del embryo. Posizionare gli elettrodi in modo tale che il terminale &#39;negativo&#39; è sullo stesso lato come il ventricolo iniettato e l&#39;elettrodo &#39;positiva&#39; sul lato opposto del ventricolo iniettato sotto l&#39;orecchio della testa dell&#39;embrione (Figura 1C, D). Applicare 5 impulsi di 50 V. <ol><li> Utilizzare 3 elettrodi mm per E 15,5 e 5 elettrodi mm per E 18,5. </li></ol></li></ol> 3. La dissezione del cervello <ol><li> Dopo l&#39;elettroporazione, staccare la pelle dalla testa con l&#39;aiuto di un paio di pinze sottili. Utilizzando un paio di forbici molla fare una piccola incisione nel mezzo del cervelletto alla linea mediana del cranio. </li><li> Inserire le forbici primavera nell&#39;incisione e tagliare longitudinalmente lungo la sutura sagittale. Staccare il cranio e staccare il cervello dal cranio, utilizzando una pinza sottile. Trasferire l&#39;intero cervello in 15-20 ml fredda soluzione completa HBSS. </li><li> Nel frattempo, versate 4% LMP agarosio,mantenuti a 37-39 ° C in un bagno d&#39;acqua, in uno stampo pelabile. </li><li> Prendete il cervello dalla completa HBSS da una piccola paletta spatola e drenare l&#39;eccesso di HBSS utilizzando carta velina fine o Kimwipes. </li><li> Posizionare l&#39;intero cervello delicatamente nel agarosio e regolarne la posizione con un ago sottile. Mantenere lo stampo in ghiaccio fino al agarosio è solidificato e il blocco viene sezionato (per le sezioni coronali bulbi olfattivi punto up). </li></ol> 4. Vibratome Sezioni e Slice Cultura <ol><li> Tagliare i blocchi agarosio LMP e incollarli alla fase provino con &#39;super colla&#39;. Dopo che la colla è secca la fase di trasferimento del campione al vassoio buffer vibratome e riempire con ghiaccio freddo completare HBSS finché il blocco viene immerso nella soluzione. NOTA: Sterilizzare tutte le superfici degli strumenti e macchinari con il 70% di etanolo prima sezionamento. </li><li> Preparare 250 micron sezioni vibratome spesse con una nuova lama come seguito. <ol><li> Tagliare il blocco with le seguenti impostazioni; Frequenza - 60 Hz, ampiezza - 0,7 micron, velocità 16-18 mm / sec. Tagliare le sezioni contenenti il ​​tessuto desiderato con le impostazioni di cui sopra a bassa velocità (9 mm / sec). Avvio del sezionamento del hindbrain, raccogliere 5-7 sezioni del cervello. </li><li> Trasferire le sezioni per un piatto di cultura 6 ben pulito contenente 5 ml di ghiaccio freddo completare HBSS con l&#39;aiuto di una spatola piegata e tenere in ghiaccio fino a tutte le sezioni sono raccolte (Figura 1E). </li></ol></li><li> Bagnare la membrana in modo incrociato con 100 ml di HBSS completa prima di sezioni sulla membrana, per facilitare l&#39;orientamento delle sezioni. </li><li> Trasferire le sezioni usando una spatola piegata sulla membrana (prendere un angolo della sezione con una pinza e tirare sulla spatola e poi usare il forcipe per spingere la sezione sulla membrana). Luogo fino a cinque sezioni su una membrana e di organizzare, utilizzando una pinza (Figura 1F). Non sovrapporre le sezioni tra loro. <ol><li> Prendere l&#39;eccesso di HBSS fuori della membrana con una pipetta. Le membrane specifici utilizzati qui sono fissati ad un telaio e inserite nella piastra di coltura tissutale, che permette il tessuto di essere in contatto, ma non coperti dal mezzo. </li></ol></li><li> Posizionare gli inserti membrana in una piastra da 6 pozzetti contenenti 1,8 ml di terreno di coltura fetta (1.2.5) (Figura 1G, H). Incubare la piastra di coltura a 37 ° C con 5% di CO 2 per 11 o 14 DIV DIV. Cambiare metà del mezzo (0,9 ml) a giorni alterni. NOTA: In questa fase, aggiungere i reagenti come Bromodeossiuridina (BrdU; 10 micron concentrazione finale) per l&#39;etichettatura cellule proliferanti ai media per il primo 20 ore del tempo di cultura. </li></ol> 5. Fissazione delle Sezioni Seguito da immunofluorescenza colorazione <ol><li> Utilizzare una lama di bisturi pulito e affilato per tagliare e tagliare le membrane a seconda dell&#39;orientamento disezioni. </li><li> Trasferire sezioni con la membrana ad una piastra 24 pozzetti contenenti 1 ml di 4% PFA (1.2.7). Incubare le sezioni per 1 ora a RT seguito da 3 lavaggi con PBS 1x per 15 min ciascuno. Incubare sezioni O / N con la soluzione di permeabilizzazione a 4 ° C con agitazione. </li><li> Il giorno seguente, incubare le sezioni con anticorpi primari appropriati, diluito in soluzione permeabilizzazione, O / N o per 48 ore a 4 ° C con agitazione. </li><li> Lavare le sezioni 3 volte per 15 min con 1x PBS e incubare O / N a 4 ° C con gli opportuni anticorpi secondari diluito in soluzione permeabilizzazione. </li><li> Dopo l&#39;incubazione con anticorpi secondari, lavare una volta con sezioni 1x PBS per 15 minuti seguita da colorazione DAPI per 10 min. </li><li> Lavare le sezioni 3 volte con 1x PBS per 15 minuti ciascuno e trasferire al microscopio diapositive. Aggiungere ImmunoMount e delicatamente posto un coprioggetto sopra le sezioni. Asciugare il slides O / N a 4 ° C e seal con smalto. NOTA: Mantenere le diapositive sempre a 4 ° C. <ol><li> Analizzare le culture fetta di microscopia confocale (Figura 1I). </li></ol></li></ol>

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The authors declare that they have no competing financial interests.

L&#39;ippocampo ha una funzione importante nell&#39;apprendimento e nella memoria. Il giro dentato è anche una delle due regioni del cervello in cui si verifica la neurogenesi non solo durante lo sviluppo, ma anche in età adulta. Postnatale e adulti procede neurogenesi dell&#39;ippocampo in modo simile che coinvolge molti fattori comuni. Definizione dei meccanismi regolatori di questi fattori sarà molto utile per capire le malattie neurodegenerative che a sua volta portare a nuove terapie e misure preventive. Per ottenere queste informazioni si richiede un sistema per manipolare le cellule singole e osservarli nel loro ambiente nativo come dimostrato dalla elettroporazione ex utero seguita dalla cultura fetta organotipica. Ex utero elettroporazione è stato applicato con successo in studio dello sviluppo della corteccia 11,16. A nostra conoscenza esaminando il ruolo di Bcl11b in sviluppo dell&#39;ippocampo è la prima che descrive ex utero elettroporazione di DNA in giro dentato tessuti 8. Abbiamo basato il nostro protocollo sui metodi pubblicati dal gruppo di studio dello sviluppo della corteccia Polleux 11,12. Per applicare con successo questo metodo per studiare giro dentato le dimensioni e la posizione degli elettrodi dovevano essere regolato. Posizionando l&#39;elettrodo negativo corteccia vicino al sito di iniezione e l&#39;elettrodo positivo al lato opposto sotto l&#39;orecchio cambiato la polarità della elettroporazione e riuscirono a introdurre DNA in cellule del giro dentato. Posizionamento degli elettrodi correttamente e applicando una corrente di 0,06-0,08 mA rivelato essere passi molto importanti per ottenere risultati soddisfacenti elettroporazione. Per ottenere la corrente più adeguata dipende principalmente dal corretto posizionamento degli elettrodi come descritto sopra. Ulteriori passaggi critici del protocollo stanno iniettando il materiale nel ventricolo e gestire le fette dopo vibratome sezionamento. Il tessuto cerebrale non è fisso durante l&#39;intera procedura equindi il tessuto è molto morbido e facilmente distruttibili durante il trasferimento dal vibratome sulla membrana per la coltivazione. Le sezioni devono anche essere trattati con grande cura quando si avvia il immunocolorazione. Con queste modifiche e considerazioni manipolazioni di cellule singole di giro dentato sono stati correttamente effettuati sulla risposta alle domande relative regolamentazione Bcl11b dello sviluppo dell&#39;ippocampo precoce (Figura 2 e 3; questi dati sono stati modificati da 8). Come accennato in precedenza manipolare cellule singole e osservare loro destino è il principale vantaggio di ex elettroporazione utero. Un grave inconveniente dell&#39;approccio ex utero in confronto con in utero elettroporazione è il tempo limitato per mantenere fette in coltura. E &#39;anche possibile che le condizioni di coltura ex utero potrebbero causare un ritardo nello sviluppo. Nei nostri esperimenti finora siamo stati in grado di tenere le fette nella cultura up a 18 giorni che corrisponde all&#39;età di P14. Coltivazione di fette organotipiche oltre tale termine portare alla disintegrazione del tessuto. Un ulteriore svantaggio dell&#39;approccio ex utero è il numero limitato di embrioni che possono essere elettroporate per madre. A differenza di elettroporazione in utero dove fino a 8 embrioni possono essere trattati questo numero è limitato a 4 embrioni nell&#39;approccio ex utero. Dissezione degli embrioni, elettroporazione, vibratome sezionamento e il trasferimento delle fette in condizioni di coltura devono essere eseguiti in tempi brevi per garantire culture fetta di successo. Perché i grandi eventi dello sviluppo giro dentato si verificano tra P14 e P30, sarebbe necessario mantenere fette organotipiche in coltura per periodi di tempo prolungati. In un primo tentativo di estendere la cultura electroporations tempo sono stati eseguiti a E 18,5 regolando le condizioni di conseguenza (Figura 4; vedi protocollo). Electroporating a Thè punto di tempo permette di mantenere le sezioni di cervello in coltura fino a P17 o 18. Inoltre la formazione dell&#39;ippocampo è ulteriormente sviluppato a E 18,5 rispetto al 15,5 E, ad esempio, le strutture dell&#39;ippocampo sono già formati e più facilmente riconoscibili. In futuro vorremmo effettuare ex utero elettroporazione in anche più tardi punti di tempo, ad esempio, P0 a P4 per esaminare i cambiamenti durante lo sviluppo giro dentato fino a P30.

L&#39;ippocampo gioca un ruolo importante nella memoria e dell&#39;apprendimento e comportamento emotivo. Una funzione principale consiste consolidamento della memoria a breve termine in memoria a lungo termine, che richiede alta plasticità del sistema nervoso. Il giro dentato dell&#39;ippocampo agisce come gateway principale per le informazioni in ingresso ed è anche una delle due regioni cerebrali con la neurogenesi in corso in tutta l&#39;età adulta 1,2. Lo sviluppo della struttura dell&#39;ippocampo si verifica durante l&#39;embriogenesi tardiva e in particolare durante la prima 3 a 4 settimane postnatale 3. Durante lo sviluppo iniziale del giro dentato un pool di cellule staminali è istituito a richiesta per postnatale e adulta neurogenesi 4. Neuroni in via di sviluppo passano attraverso varie fasi, dalla cellule staminali attraverso diverse fasi di cellule progenitrici per la immatura e, infine, il neurone maturo durante postnatale e neurogenesi adulta. Alle diverse fasi della neurogenesi l&#39;espressione digeni specifici è necessario per consentire la maturazione e l&#39;integrazione dei nuovi neuroni nei circuiti dell&#39;ippocampo 5,6. Utilizzando genetica del topo e analisi fenotipo mediante immunoistochimica e metodi molecolari consentiti definire il pattern di espressione e la funzione di molti di questi geni. Inoltre l&#39;analisi microarray e immunoprecipitazione della cromatina (ChIP) fornito informazioni sui potenziali geni bersaglio diretti e indiretti 7,8. Tuttavia, ci sono ancora molte questioni aperte riguardanti i meccanismi di regolazione dello sviluppo dell&#39;ippocampo, in particolare lo sviluppo del giro dentato. Per ottenere una visione di come i geni specifici sono regolati è necessario un sistema che permette la manipolazione di un piccolo numero di cellule da down o up-regolazione del gene di interesse e / o dei suoi geni bersaglio e seguire il loro destino durante lo sviluppo. In utero elettroporazione di shRNAs, cDNA di geni di interesse o Cre recombinase fornisce un tale strumento. Per assicurare la presenza del DNA desiderato o piccoli RNA plasmidi di espressione dovrebbe essere utilizzato per elettroporazione. Questo approccio è implementata con successo in studio dello sviluppo corticale 9,10, ma è un approccio più impegnativo esaminando lo sviluppo del giro dentato causa della posizione delle strutture ippocampali negli strati più profondi del cervello. Elettroporazione utero Ex seguita dalla cultura fetta organotipica è un approccio per aggirare questo problema 11,12. In contrasto in utero non elettroporazione tutta dell&#39;embrione ma solo la testa è usato permettendo quindi di posizionare gli elettrodi in modo più favorevole per dirigere la shRNA / DNA verso l&#39;ippocampo e giro dentato. Il nostro gruppo impiegato con successo ex utero elettroporazione per studiare il ruolo del fattore di trascrizione Bcl11b durante lo sviluppo giro dentato 8. Bcl11b ha un duplice ruolo in sviluppo giro dentato per regulating proliferazione delle cellule progenitrici nonché la differenziazione come è stato dimostrato da immunoistochimica. Per definire ulteriormente un meccanismo di coinvolgimento Bcl11b in questi processi, protocolli del gruppo Polleux 11,12 sono stati adeguati per studiare giro dentato come descritto di seguito nella sezione del protocollo. In un primo approccio alla questione è stata affrontata se Bcl11b regolamenta autonomamente cellule differenziamento delle cellule neuronali. Un secondo approccio esaminato se desmoplakin, un gene bersaglio diretto di Bcl11b, è sufficiente per salvare il fenotipo Bcl11b.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="271">
	<tbody>
		<tr height="106">
			<td height="106" style="height:106px;width:71px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:73px;">Company</td>
			<td style="width:63px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:64px;">Comments/ Description</td>
		</tr>
		<tr height="106">
			<td height="106" style="height:106px;width:71px;">Flaming/ Brown Micropipette Puller</td>
			<td style="width:73px;">Sutter Instruments Company (USA)</td>
			<td style="width:63px;">P-97</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">Fine Glass Pipettes</td>
			<td style="width:73px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:63px;">G100F-4</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:71px;">Microgrinder</td>
			<td style="width:73px;">Narishige, Japan</td>
			<td style="width:63px;">EG-44</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:71px;">Anesthetic Bracket unit</td>
			<td style="width:73px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:63px;">PY2 34-0412</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">Halovet Vaporizer</td>
			<td style="width:73px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:63px;">PY2 34-0398</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">Fluovac System</td>
			<td style="width:73px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:63px;">PY2 34-0387</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">IMS Fluosorber</td>
			<td style="width:73px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:63px;">PY2 34-0415</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">Anesthetizing Chamber</td>
			<td style="width:73px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:63px;">PY2 34-0460</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">Electroporator</td>
			<td style="width:73px;">BEX Company</td>
			<td style="width:63px;">CUY21 EDIT</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="106">
			<td height="106" style="height:106px;width:71px;">Tweezers with disk electrodes</td>
			<td style="width:73px;">BEX Company</td>
			<td style="width:63px;">LF650P3</td>
			<td style="width:64px;">3 mm electrodes for E15.5</td>
		</tr>
		<tr height="106">
			<td height="106" style="height:106px;width:71px;">Tweezers with disk electrodes</td>
			<td style="width:73px;">BEX Company</td>
			<td style="width:63px;">LF650P5</td>
			<td style="width:64px;">5 mm electrodes for E18.5</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:71px;">Picospritzer III</td>
			<td style="width:73px;">Parker Hannifin Corporation</td>
			<td style="width:63px;">P/N 052-0500-900</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="148">
			<td height="148" style="height:148px;width:71px;">HM 650V Vibrating Blade Microtome, 230V</td>
			<td style="width:73px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:63px;">920120</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="106">
			<td height="106" style="height:106px;width:71px;">Dissection Microscope</td>
			<td style="width:73px;">Carl Zeiss Microscopy Gmbh</td>
			<td style="width:63px;">Stemi SV8</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">Inverted Microscope</td>
			<td style="width:73px;">Leica</td>
			<td style="width:63px;">Leica DM IL LED</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">Confocal Microscope</td>
			<td style="width:73px;">Leica</td>
			<td style="width:63px;">Sp5II</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="42" rowspan="2" style="height:42px;width:71px;">6 well dish</td>
			<td rowspan="2" style="width:73px;">BD Falcon</td>
			<td rowspan="2" style="width:63px;">#353502</td>
			<td rowspan="2" style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:71px;">6 well dish</td>
			<td style="width:73px;">CELLSTAR</td>
			<td style="width:63px;">#657160</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">Tissue culture inserts</td>
			<td style="width:73px;">BD Falcon</td>
			<td style="width:63px;">#353090</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:71px;">Fast Green</td>
			<td style="width:73px;">Sigma</td>
			<td style="width:63px;">F7252</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:71px;">Laminin</td>
			<td style="width:73px;">Sigma</td>
			<td style="width:63px;">#L2020</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:71px;">Poly-L-lysine</td>
			<td style="width:73px;">Sigma</td>
			<td style="width:63px;">#P5899</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">Spring scissors</td>
			<td style="width:73px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:63px;">15003-08</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:71px;">Extra Fine Bonn Scissors</td>
			<td style="width:73px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:63px;">14084-08</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:71px;">Forceps</td>
			<td style="width:73px;">Dumont #55</td>
			<td style="width:63px;">11255-20 Inox</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">HBSS 10X</td>
			<td style="width:73px;">Life Technology</td>
			<td style="width:63px;">14180-046</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">BME</td>
			<td style="width:73px;">Life Technology</td>
			<td style="width:63px;">41010-26</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

ex utero electroporation and organotypic slice culture of mouse hippocampal tissue

Mouse genetics offers a powerful tool determining the role of specific genes during development. Analyzing the resulting phenotypes by immunohistochemical and molecular methods provides information of potential target genes and signaling pathways. To further elucidate specific regulatory mechanisms requires a system allowing the manipulation of only a small number of cells of a specific tissue by either overexpression, ablation or re-introduction of specific genes and follow their fate during development. To achieve this ex utero electroporation of hippocampal structures, especially the dentate gyrus, followed by organotypic slice culture provides such a tool. Using this system to generate mosaic deletions allows determining whether the gene of interest regulates cell-autonomously developmental processes like progenitor cell proliferation or neuronal differentiation. Furthermore it facilitates the rescue of phenotypes by re-introducing the deleted gene or its target genes. In contrast to in utero electroporation the ex utero approach improves the rate of successfully targeting deeper layers of the brain like the dentate gyrus. Overall ex utero electroporation and organotypic slice culture provide a potent tool to study regulatory mechanisms in a semi-native environment mirroring endogenous conditions.

Ablazione del fattore di trascrizione Bcl11b causa la perdita di valore della proliferazione delle cellule progenitrici e la differenziazione neuronale con conseguente dimensioni giro dentato ridotto e il numero di cellule. Inoltre neuroni mutanti non riescono a integrarsi nel circuito dell&#39;ippocampo causando l&#39;apprendimento e la memoria di valore 8. Per rispondere alle domande riguardanti il meccanismo di regolazione (s) di Bcl11b in questi processi ex elettroporazione utero è stato impiegato. Affrontare la questione se Bcl11b cellulare autonomamente regola il differenziamento delle cellule neuronali, delezioni mosaico di Bcl11b sono stati generati da ex utero elettroporazione di un ricombinasi costrutto o solo GFP 11 GFP Cre in Bcl11b flox / flox ippocampi a E15.5 seguita dalla cultura fetta organotipica up a 18 giorni dopo l&#39;elettroporazione (Figura 2A, B, questa figura è stata modificata da 8). Per determinare se Bcl11b regola differenziazione delle cellule granulari cellule autonomamente colorazione immunofluorescenza è stata eseguita utilizzando anticorpi specifici che riconoscono NeuroD nonché GFP. NeuroD è espresso in stadi mitotici 2b / 3 e prime cellule postmitotici 14. Abbiamo dimostrato precedentemente che il numero di cellule positive NeuroD è significativamente aumentata nei mutanti condizionali Bcl11b indicano un arresto di differenziazione neuronale 8. Mentre il numero delle sole cellule GFP positive e / NeuroD cellule GFP positive non differiva in cellule di controllo e mutanti di un significativo aumento delle cellule positive NeuroD è stata osservata nel giro dentato dove le cellule avevano ricevuto Cre ricombinasi (Figura 2C, questa cifra è stata modificata da 8). Trovare cellule positive NeuroD non solo nelle cellule che avevano ricevuto Cre ricombinasi ma anche in cellule wild-type ha suggerito che i meccanismi indiretti sono coinvolti nella regolazione Bcl11b della differenziazione delle cellule neuronali. Da questi dati, tuttavia, AdditNon si possono escludere le funzioni delle cellule-autonomous ionale di Bcl11b. In precedenza, desmoplakin stato determinato come un gene bersaglio diretto di Bcl11b 8. E &#39;stato anche dimostrato che desmoplakin è coinvolto nella regolazione della proliferazione delle cellule progenitrici e la differenziazione dei cheratinociti 15. Per dimostrare se desmoplakin è coinvolto nella regolazione della proliferazione delle cellule progenitrici e / o differenziazione neuronale del dentato DNA giro plasmide che esprime GFP solo o GFP e desmoplakin sotto il controllo del promotore CMV è stato elettroporate in controllo e Bcl11b cervelli mutanti (figura 3A - C, questa cifra è stata modificata da 8). Le fette di cervello sono state coltivate per la prima 20 h in presenza di BrdU (concentrazione finale 10 uM). Al giorno 11 dopo l&#39;elettroporazione le culture fetta sono stati fissati seguiti da BrdU immunostaining e il numero di cellule positive BrdU è stata determinata. Bcl11b tissu mutantee elettroporate con GFP conteneva solo significativamente minor numero di cellule positive BrdU rispetto al tessuto di controllo. Tuttavia, co-elettroporazione di GFP e desmoplakin salvato il numero di cellule positive BrdU per controllare i livelli (Figura 3D, questa figura è stata modificata da 8). Presi insieme questi dati confermano ulteriormente desmoplakin come gene bersaglio diretto di Bcl11b e il suo ruolo nella regolazione della proliferazione delle cellule progenitrici. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52550/52550fig1highres.jpg" /> Figura 1. Set-up di ex utero elettroporazione e la cultura fetta organotipica a E15.5. (A) iniezione di DNA in un emisfero. (B) Schema di iniezione DNA. (C) Posizionamento degli elettrodi. (D) Schema disegno di posizionamento degli elettrodi. (E) Vibratome sezionamento e hGe stione di sezioni di cervello. (F) Posizionamento sezioni di cervello sulle membrane specifiche. (GI) Bright-campo (G) e la fluorescenza (H, GFP) analisi delle culture fetta il giorno 1 dopo l&#39;elettroporazione. (I) immagine confocale del giro dentato al giorno 11 dopo l&#39;elettroporazione utilizzando DAPI e GFP colorazione. La linea tratteggiata indica giro dentato. Scala bar = 100 micron. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52550/52550fig1large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52550/52550fig2highres.jpg" /> Figura 2. Mosaico cancellazione di Bcl11b dall&#39;ex elettroporazione utero e cultura fetta organotipica (modificato da 8). Elettroporazione di controllo vettoriale pCIG2 solo (A) e pCIG2- Cre construct (B) nel giro dentato a E15.5 seguita dalla cultura fetta organotipica per 18 giorni. Le sezioni sono state immunostained da utilizzando anticorpi che riconoscono GFP (green) e NeuroD (rosso). Inserti visualizzare GFP (green) e Bcl11b (rosso) colorazione a maggiore ingrandimento per dimostrare la perdita di espressione Bcl11b in cellule che esprimono Cre -recombinase. (C) Analisi statistica di GFP, NeuroD e / NeuroD cellule GFP positive. Le linee tratteggiate indicano giro dentato. t-test, * p &lt;0,005; barre di errore, sd; n = 5. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52550/52550fig2large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52550/52550fig3highres.jpg" /> Figura 3. Bcl11b fenotipo è salvato da re-introduzione di desmoplakin (modificato da 8). Solo GFP (A, B), nonché GFP e desmoplakin (C) sono stati elettroporate nel giro dentato di controllo (A) e mutante (B, C) ​​il cervello a E15.5 seguita dalla cultura fetta organotipica per 11 giorni. Le sezioni sono state immunostained da utilizzando anticorpi che riconoscono GFP (green) e BrdU (rosso). (D) Analisi statistica di cellule positive BrdU. Le linee tratteggiate indicano giro dentato. Inserti visualizzare desmoplakin colorazione (verde) a maggiore ingrandimento. t-test, * p &lt;0.01; barra di errore, sem; n = 4. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52550/52550fig3large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52550/52550fig4highres.jpg" /> Figura 4. Ex utero elettroporazione a E 18,5 seguita dalla cultura fetta organotipica.L&#39;iniezione di DNA che esprimono GFP in un emisfero seguito da immunocolorazione al giorno 16 dopo l&#39;elettroporazione (A) colorazione DAPI;. (B) GFP colorazione; (C) fusa immagine. La linea tratteggiata indica giro dentato. Scala bar = 100 micron. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52550/52550fig4large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

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Ex Utero Electroporation and Organotypic Slice Culture of Mouse Hippocampal Tissue

Here we present a protocol providing a tool to examine regulatory mechanisms of specific genes during hippocampal development. Employing ex utero electroporation and organotypic slice culture allows the up- and down-regulation of the expression of genes of interest in single cells and follow their fate during development.

Ex utero elettroporazione e Organotipica Fetta Cultura del mouse ippocampale Tissue

Mouse genetics offers a powerful tool determining the role of specific genes during development. Analyzing the resulting phenotypes by immunohistochemical ...

ex-utero-electroporation-organotypic-slice-culture-mouse-hippocampal

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Ex Utero Electroporation and Organotypic Slice Culture of Mouse Hippocampal Tissue

9.4K Views.  University of Ulm. Here we present a protocol providing a tool to examine regulatory mechanisms of specific genes during hippocampal development. Employing ex utero electroporation and organotypic slice culture allows the up- and down-regulation of the expression of genes of interest in single cells and follow their fate during development.

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Induction of Protein Deletion Through In Utero Electroporation to Define Deficits in Neuronal Migration in Transgenic Models

Genetic deletion using the Cre-Lox system in transgenic mouse lines is a powerful tool used to study protein function. However, except in very specific Cre models, deletion of a protein throughout a tissue or cell population often leads to complex phenotypes resulting from multiple interacting mechanisms. Determining whether a phenotype results from disruption of a cell autonomous mechanism, which is intrinsic to the cell in question, or from a non-cell autonomous mechanism, which would result from impairment of that cell&#8217;s environment, can be difficult to discern. To gain insight into protein function in an in vivo context, in utero electroporation (IUE) enables gene deletion in a small subset of cells within the developing cortex or some other selected brain region. IUE can be used to target specific brain areas, including the dorsal telencephalon, medial telencephalon, hippocampus, or ganglionic eminence. This facilitates observation of the consequences of cell autonomous gene deletion in the context of a healthy environment. The goal of this protocol is to show how IUE can be used to analyze a defect in radial migration in a floxed transgenic mouse line, with an emphasis on distinguishing between the cell autonomous and non-cell autonomous effects of protein deletion. By comparing the phenotype resulting from gene deletion within the entire cortex versus IUE-mediated gene deletion in a limited cell population, greater insight into protein function in brain development can be obtained than by using either technique in isolation.

Induction of Protein Deletion Through In Utero Electroporation to Define Deficits in Neuronal Migration in Transgenic Models

Neuron migration is regulated by numerous cell autonomous and non-cell autonomous factors. This protocol shows how in utero electroporation can be used to determine whether a phenotype in a transgenic mouse is due to disruption of a cell intrinsic mechanism or impairment of interaction between the neuron and its environment.

L&#39;induzione di proteine ​​Cancellazione Through<em&gt; In Utero</em&gt; Elettroporazione per definire deficit in migrazione neuronale in modelli transgenici

Genetic deletion using the Cre-Lox system in transgenic mouse lines is a powerful tool used to study protein function. However, except in very specific ...

Ricerca

Biologia dello sviluppo

Efficient Gene Transfer in Chick Retinas for Primary Cell Culture Studies: An Ex-ovo Electroporation Approach

The cone photoreceptor-enriched cultures derived from embryonic chick retinas have become an indispensable tool for researchers around the world studying the biology of retinal neurons, particularly photoreceptors. The applications of this system go beyond basic research, as they can easily be adapted to high throughput technologies for drug development. However, genetic manipulation of retinal photoreceptors in these cultures has proven to be very challenging, posing an important limitation to the usefulness of the system. We have recently developed and validated an ex&#160;ovo plasmid electroporation technique that increases the rate of transfection of retinal cells in these cultures by five-fold compared to other currently available protocols1. In this method embryonic chick eyes are enucleated at stage 27, the RPE is removed, and the retinal cup is placed in a plasmid-containing solution and electroporated using easily constructed custom-made electrodes. The retinas are then dissociated and cultured using standard procedures. This technique can be applied to overexpression studies as well as to the downregulation of gene expression, for example via the use of plasmid-driven RNAi technology, commonly achieving transgene expression in 25% of the photoreceptor population. The video format of the present publication will make this technology easily accessible to researchers in the field, enabling the study of gene function in primary retinal cultures. We have also included detailed explanations of the critical steps of this procedure for a successful outcome and reproducibility.

Efficient Gene Transfer in Chick Retinas for Primary Cell Culture Studies: An Ex-ovo Electroporation Approach

Embryonic chick retinal cell cultures constitute valuable tools for the study of photoreceptor biology. We have developed an efficient gene transfer technique based on ex&#160;ovo plasmid electroporation of the retinas prior to culture. This technique considerably increases transfection efficiencies over currently available protocols, making genetic manipulation feasible for this system.

Trasferimento efficiente Gene in Chick retine per cellulari primarie Cultura Studies: An<em&gt; Ex-ovo</em&gt; Elettroporazione Approach

The cone photoreceptor-enriched cultures derived from embryonic chick retinas have become an indispensable tool for researchers around the world studying ...

Culture of Embryonic Mouse Cochlear Explants and Gene Transfer by Electroporation

Auditory hair cells located within the mouse organ of Corti detect and transmit sound information to the central nervous system. The mechanosensory hair cells are aligned in one row of inner hair cells and three rows of outer hair cells that extend along the basal to apical axis of the cochlea. The explant culture technique described here provides an efficient method to isolate and maintain cochlear explants from the embryonic mouse inner ear. Also, the morphology and molecular characteristics of sensory hair cells and nonsensory supporting cells within the cochlear explant cultures resemble those observed in vivo and can be studied within its intrinsic cellular environment. The cochlear explants can serve as important experimental tools for the identification and characterization of molecular and genetic pathways that are involved in cellular specification and patterning. Although transgenic mouse models provide an effective approach for gene expression studies, a considerable number of mouse mutants die during embryonic development thereby hindering the analysis and interpretation of developmental phenotypes. The organ of Corti from mutant mice that die before birth can be cultured so that their in vitro development and responses to different factors can be analyzed. Additionally, we describe a technique for electroporating embryonic cochlear explants ex vivo which can be used to downregulate or overexpress specific gene(s) and analyze their potential endogenous function and test whether specific gene product is necessary or sufficient in a given context to influence mammalian cochlear development1-8.

We present a method that describes isolation and culture of cochlear explants from embryonic mouse inner ear. We also demonstrate a method for gene transfer into cochlear explants via square-wave electroporation. The in vitro explant culture coupled with gene transfer technique enables researchers to study the effects of altering gene expression during development.

Cultura della embrionali di topo cocleari espianti e Gene Transfer con elettroporazione

Auditory hair cells located within the mouse organ of Corti detect and transmit sound information to the central nervous system. The mechanosensory hair ...

Organotypic Slice Cultures for Studies of Postnatal Neurogenesis

Here we describe a technique for studying hippocampal postnatal neurogenesis in the rodent brain using the organotypic slice culture technique. This method maintains the characteristic topographical morphology of the hippocampus while allowing direct application of pharmacological agents to the developing hippocampal dentate gyrus. Additionally, slice cultures can be maintained for up to 4 weeks and thus, allow one to study the maturation process of newborn granule neurons. Slice cultures allow for efficient pharmacological manipulation of hippocampal slices while excluding complex variables such as uncertainties related to the deep anatomic location of the hippocampus as well as the blood brain barrier. For these reasons, we sought to optimize organotypic slice cultures specifically for postnatal neurogenesis research.

Here we describe a technique for studying hippocampal postnatal neurogenesis using the organotypic slice culture technique. This method allows for in vitro manipulation of adult neurogenesis and allows for the direct application of pharmacological agents to the cultured hippocampus.

Colture organotipiche Slice di studi di post-natale neurogenesi

Here we describe a technique for studying hippocampal postnatal neurogenesis in the rodent brain using the organotypic slice culture technique. This ...

Culture and Co-Culture of Mouse Ovaries and Ovarian Follicles

The mammalian ovary is composed of ovarian follicles, each follicle consisting of a single oocyte surrounded by somatic granulosa cells, enclosed together within a basement membrane. A finite pool of follicles is laid down during embryonic development, when oocytes in meiotic arrest form a close association with flattened granulosa cells, forming primordial follicles. By or shortly after birth, mammalian ovaries contain their lifetime&#8217;s supply of primordial follicles, from which point onwards there is a steady release of follicles into the growing follicular pool.
The ovary is particularly amenable to development in vitro, with follicles growing in a highly physiological manner in culture. This work describes the culture of whole neonatal ovaries containing primordial follicles, and the culture of individual ovarian follicles, a method which can support the development of follicles from an immature through to the preovulatory stage, after which their oocytes are able to undergo fertilization in vitro. The work outlined here uses culture systems to determine how the ovary is affected by exposure to external compounds. We also describe a co-culture system, which allows investigation of the interactions that occur between growing follicles and the non-growing pool of primordial follicles.

This protocol describes the primary culture/co-culture of mouse ovarian tissue, using ovaries from neonatal mice and individual ovarian follicles from prepubertal mice. The culture techniques support development in a highly physiological manner, allowing investigation of the effect of extrinsic agents on the ovary, and of interactions between ovarian follicles.

Cultura e co-coltura di mouse ovaie e follicoli ovarici

The mammalian ovary is composed of ovarian follicles, each follicle consisting of a single oocyte surrounded by somatic granulosa cells, enclosed together ...

Ex Vivo Culture of Chick Cerebellar Slices and Spatially Targeted Electroporation of Granule Cell Precursors

The cerebellar external granule layer (EGL) is the site of the largest transit amplification in the developing brain, and an excellent model for studying neuronal proliferation and differentiation. In addition, evolutionary modifications of its proliferative capability have been responsible for the dramatic expansion of cerebellar size in the amniotes, making the cerebellum an excellent model for evo-devo studies of the vertebrate brain. The constituent cells of the EGL, cerebellar granule progenitors, also represent a significant cell of origin for medulloblastoma, the most prevalent paediatric neuronal tumour. Following transit amplification, granule precursors migrate radially into the internal granular layer of the cerebellum where they represent the largest neuronal population in the mature mammalian brain. In chick, the peak of EGL proliferation occurs towards the end of the second week of gestation. In order to target genetic modification to this layer at the peak of proliferation, we have developed a method for genetic manipulation through ex vivo electroporation of cerebellum slices from embryonic Day 14 chick embryos. This method recapitulates several important aspects of in vivo granule neuron development and will be useful in generating a thorough understanding of cerebellar granule cell proliferation and differentiation, and thus of cerebellum development, evolution and disease.

Ex Vivo Culture of Chick Cerebellar Slices and Spatially Targeted Electroporation of Granule Cell Precursors

The cerebellar external granule layer is the site of the largest transit amplification in the developing brain. Here, we present a protocol to target genetic modification to this layer at the peak of proliferation using ex vivo electroporation and culture of cerebellar slices from embryonic Day 14 chick embryos.

Ex Cultura Vivo del Chick cerebellare fette e spazialmente mirata elettroporazione di granuli precursori delle cellule

The cerebellar external granule layer (EGL) is the site of the largest transit amplification in the developing brain, and an excellent model for studying ...

Dissection and Culture of Mouse Embryonic Kidney

The goal of this protocol is to describe a method for the dissection, isolation, and culture of mouse metanephric rudiments. 
During mammalian kidney development, the two progenitor tissues, the ureteric bud and the metanephric mesenchyme, communicate and reciprocally induce cellular mechanisms to eventually form the collecting system and the nephrons of the kidney. As mammalian embryos grow intrauterine and therefore are inaccessible to the observer, an organ culture has been developed. With this method, it is possible to study epithelial-mesenchymal interactions and cellular behavior during kidney organogenesis. Furthermore, the origin of congenital kidney and urogenital tract malformations can be investigated. After careful dissection, the metanephric rudiments are transferred onto a filter that floats on culture medium and can be kept in a cell culture incubator for several days. However, one must be aware that the conditions are artificial and could influence the metabolism in the tissue. Also, the penetration of test substances could be limited due to the extracellular matrix and basal membrane present in the explant.
One main advantage of organ culture is that the experimenter can gain direct access to the organ. This technology is cheap, simple, and allows a large number of modifications, such as the addition of biologically active substances, the study of genetic variants, and the application of advanced imaging techniques.

This protocol describes a method for isolating and culturing metanephric rudiments from mouse embryos.

Dissezione e cultura del rene embrionale del mouse

The goal of this protocol is to describe a method for the dissection, isolation, and culture of mouse metanephric rudiments. 
During mammalian kidney ...

Dissection and Coronal Slice Preparation of Developing Mouse Pituitary Gland

The pituitary gland or hypophysis is an important endocrine organ secreting hormones essential for homeostasis. It consists of two glands with separate embryonic origins and functions &#8212; the neurohypophysis and the adenohypophysis. The developing mouse pituitary gland is tiny and delicate with an elongated oval shape. A coronal section is preferred to display both the adenohypophysis and neurohypophysis in a single slice of the mouse pituitary.
The goal of this protocol is to achieve proper pituitary coronal sections with well-preserved tissue architectures from developing mice. In this protocol, we describe in detail how to dissect and process pituitary glands properly from developing mice. First, mice are fixed by transcardial perfusion of formaldehyde prior to dissection. Then three different dissecting techniques are applied to obtain intact pituitary glands depending on the age of mice. For fetal mice aged embryonic days (E) 17.5 - 18.5 and neonates up to 4 days, the entire sella regions including the sphenoid bone, gland, and trigeminal nerves are dissected. For pups aged postnatal days (P) 5 - 14, the pituitary glands connected with trigeminal nerves are dissected as a whole. For mice over 3 weeks old, the pituitary glands are carefully dissected free from the surrounding tissues. We also display how to embed the pituitary glands in a proper orientation by using the surrounding tissues as landmarks to obtain satisfying coronal sections. These methods are useful in analyzing histological and developmental features of pituitary glands in developing mice.

We present a protocol to dissect pituitary glands and prepare pituitary coronal sections from developing mice.

Dissezione e preparazione coronale fetta di sviluppare la ghiandola pituitaria del Mouse

The pituitary gland or hypophysis is an important endocrine organ secreting hormones essential for homeostasis. It consists of two glands with separate ...

CRISPR-mediated Loss of Function Analysis in Cerebellar Granule Cells Using In Utero Electroporation-based Gene Transfer

Brain malformation is often caused by genetic mutations. Deciphering the mutations in patient-derived tissues has identified potential causative factors of the diseases. To validate the contribution of a dysfunction of the mutated genes to disease development, the generation of animal models carrying the mutations is one obvious approach. While germline genetically engineered mouse models (GEMMs) are popular biological tools and exhibit reproducible results, it is restricted by time and costs. Meanwhile, non-germline GEMMs often enable exploring gene function in a more feasible manner. Since some brain diseases (e.g., brain tumors) appear to result from somatic but not germline mutations, non-germline chimeric mouse models, in which normal and abnormal cells coexist, could be helpful for disease-relevant analysis. In this study, we report a method for the induction of CRISPR-mediated somatic mutations in the cerebellum. Specifically, we utilized conditional knock-in mice, in which Cas9 and GFP are chronically activated by the CAG (CMV enhancer/chicken &#223;-actin) promoter after Cre-mediated recombination of the genome. The self-designed single-guide RNAs (sgRNAs) and the Cre recombinase sequence, both encoded in a single plasmid construct, were delivered into cerebellar stem/progenitor cells at an embryonic stage using in utero electroporation. Consequently, transfected cells and their daughter cells were labeled with green fluorescent protein (GFP), thus facilitating further phenotypic analyses. Hence, this method is not only showing electroporation-based gene delivery into embryonic cerebellar cells but also proposing a novel quantitative approach to assess CRISPR-mediated loss-of-function phenotypes.

CRISPR-mediated Loss of Function Analysis in Cerebellar Granule Cells Using In Utero Electroporation-based Gene Transfer

Conventional loss-of-function studies of genes using knockout animals have often been costly and time-consuming. Electroporation-based CRISPR-mediated somatic mutagenesis is a powerful tool to understand gene functions in vivo. Here, we report a method to analyze knockout phenotypes in proliferating cells of the cerebellum.

CRISPR-mediata di perdita di funzione di analisi in granuli cerebellari cellule utilizzando nell'Utero basati su elettroporazione trasferimento del Gene

Brain malformation is often caused by genetic mutations. Deciphering the mutations in patient-derived tissues has identified potential causative factors ...

Organotypic Culture Method to Study the Development Of Embryonic Chicken Tissues

The embryonic chicken is commonly used as a reliable model organism for vertebrate development. Its accessibility and short incubation period makes it ideal for experimentation. Currently, the study of these developmental pathways in the chicken embryo is conducted by applying inhibitors and drugs at localized sites and at low concentrations using a variety of methods. In vitro tissue&#160;culturing is a technique that enables the study of tissues separated from the host organism, while simultaneously bypassing many of the physical limitations present when working with whole embryos, such as the susceptibility of embryos to high doses of potentially lethal chemicals. Here, we present an organotypic culturing protocol for culturing the embryonic chicken half head in vitro, which presents new opportunities for the examination of developmental processes beyond the currently established methods.

Here, we present an organotypic culturing protocol to grow embryonic chicken organs in vitro. Using this method, the development of embryonic chicken tissue can be studied, while maintaining a high degree of control over the culture environment.

Metodo di coltura organotypic per studiare lo sviluppo dei tessuti embrionali di pollo

The embryonic chicken is commonly used as a reliable model organism for vertebrate development. Its accessibility and short incubation period makes it ...