The authors have nothing to disclose.

Tutte le procedure e test comportamentali sono stati approvati da Research Animal Comitato Etico dell&#39;Università di MacEwan con il numero di protocollo 06-11-12, che è in conformità con il Consiglio canadese per le linee guida di cura degli animali per la cura e l&#39;uso di animali da esperimento. 1. Preparare dosaggio Serbatoi, soluzioni e schema di somministrazione <ol><li> Preparare un programma di somministrazione tale che gli animali vengono dosati nello stesso ambiente e nello stesso momento della giornata per evitare confusioni di tempo o di polarizzazione a stimoli visivi. </li><li> Ottenere il maggior numero di identici, 1.5 L, chiare come serbatoi necessari per il numero di gruppi di dimensioni polipropilene di deposizione delle uova. Utilizzare i gruppi di 8 pesci per vasca, che permette per 2 gruppi di pesci da esaminare al giorno più avanti nella procedura (vedi punto 3). Utilizzare un serbatoio e un serbatoio di dosaggio per gruppo (2x numero totale di gruppi). <ol><li> Mettere 400 micron inserti di riproduzione in tutti i serbatoi. Fill i serbatoi con acqua habitat o ad osmosi inversa alla giusta temperatura (per zebrafish, 25-28 ° C), che è coerente con il pesce di temperatura sono normalmente alloggiati a. NOTA: Ci possono essere interazioni chimiche indesiderate tra alcuni farmaci e le componenti chimiche dell&#39;acqua habitat tamponata. In questa situazione, utilizzare acqua ad osmosi inversa tamponata con sali minimi o nessun acquario per la somministrazione del farmaco, così come per i gruppi di controllo. </li><li> Assicurarsi che i serbatoi sono in un ambiente neutrale per evitare di condizionamento pesce a stimoli visivi esterni durante il dosaggio. </li></ol></li><li> Preparare la soluzione di droga. Mescolare la giusta quantità di farmaco con l&#39;acqua habitat nelle vasche di riproduzione. Preparare la soluzione etanolica 0,2% combinando 3 ml di etanolo alto grado (95% etanolo non denaturato) con 1,497 ml di acqua. Preparare la soluzione etanolica 1,4% combinando 21 ml di etanolo con 1479 ml di acqua. </li></ol> 2. Rete di pesce e EtProcedura di Amministrazione hanol <ol><li> Pesce con attenzione netti da loro carri armati di habitat e il trasferimento nel serbatoio appropriato contenente l&#39;inserto di deposizione delle uova. Idealmente, ospitare il pesce nel foglietto deposizione delle uova per eliminare compensazione del tutto. </li><li> Con tutti i pesci nei loro rispettivi serbatoi di contenimento, sollevare delicatamente la deposizione delle uova inserire fuori dal serbatoio e posizionarlo nel serbatoio della soluzione farmacologica appropriata (Figura 1A). <ol><li> Registrare il tempo di dosaggio, come richiesto. Utilizzare 30 min in soluzione di etanolo per la procedura qui descritta. </li><li> Se possibile, assistenti aiutano con il trasferimento di tutti i gruppi sperimentali alla soluzione farmaco simultaneamente per garantire un tempo preciso dosaggio. In alternativa, trasferire un gruppo alla volta e tenere traccia dei singoli gruppi di dosaggio volte (Figura 1A). </li></ol></li><li> Alla fine del periodo di somministrazione prevista, togliere il pesce dalla soluzione di etanolo sollevando attentamente l&#39;inserto riproduttivadalla soluzione droga e posizionando di nuovo nel serbatoio. </li><li> Delicatamente netto il pesce nelle di mantenimento e ricollocarle nel loro habitat fino alla prossima volta dosaggio programmato, o inserire inserire di nuovo nel serbatoio la deposizione delle uova per eliminare rete. </li><li> Come accennato in precedenza, se possibile entro i parametri delle apparecchiature di stabulazione degli animali, la casa degli animali nella stessa vasca e l&#39;inserto di deposizione delle uova che viene utilizzato come serbatoio. In questo modo si elimina la compensazione del tutto durante la procedura di amministrazione. </li></ol> 3. Test comportamentale <ol><li> Ottenere una luce / arena scuro larghezza 9,5 centimetri con 55 cm di lunghezza e 9,5 cm di profondità con un pavimento bianco impermeabile (Figura 1B). Fissare impermeabile carta non riflettente bianco e nero alle pareti interne della Arena utilizzando velcro, con la metà dell&#39;arena coperta di bianco e per metà coperto di nero. Riempire la scena ad una profondità di 5 cm con acqua ambiente alla temperatura di 25-28 ° C. Maintain questa temperatura durante tutto il test. </li><li> Minimo lo stimoli visivi esterni con la costruzione di una recinzione bianca a tre lati per l&#39;arena di essere situato in. Assicurarsi che l&#39;area di prova è diffusa illuminazione ambientale che non provochi riflessi sulla superficie dell&#39;acqua, ma è sufficientemente luminoso per il software di monitoraggio movimento, o per posta -hoc quantificazione manuale da immagini video. </li><li> Posizionare l&#39;arena nel recinto e impostare i parametri di registrazione e di analisi del movimento del software di monitoraggio comportamento. Impostare la durata di prova per 5-15 minuti, a seconda della domanda di ricerca. NOTA: Qui, abbiamo usato 5 min. </li><li> Trasportare il gruppo di pesci da testare per l&#39;area di ricerca nel serbatoio habitat e metterli al di fuori del recinto dell&#39;arena. Acclimatare il pesce per 10 minuti. </li><li> Un pesce delicatamente netta del gruppo e il luogo appropriato nel centro della luce / arena scuro, avendo cura di rilasciare il pesce quando è posizionato parallelamente all&#39;asse lungo dell&#39;arena di Avoid polarizzazione il pesce per la luce o zona oscura. </li><li> Inizia comportamento registrazione immediatamente dopo che l&#39;animale è stato rilasciato. Guarda per eventuali problemi di software con monitoraggio del pesce o per il salto di pesce o di congelamento. Ruotare l&#39;arena di 180 ° dopo la metà dei soggetti sono stati testati per evitare che confonde a causa di pregiudizi derivanti dalla quale estremità dell&#39;arena è orientata verso l&#39;estremità aperta del contenitore. </li><li> Dopo il processo è terminato, delicatamente rete e togliere il pesce dal nell&#39;arena per un serbatoio o serbatoio di habitat. </li></ol> 4. Analisi <ol><li> Esaminare il tempo trascorso in luce rispetto a zone scure. Per ogni gruppo e ogni pesce, ottenere il relativo tempo trascorso in zone chiare e scure e analizzare utilizzando un t-test un campione (o di Wilcoxon per dati non parametrica; differenza (metà del tempo di prova totale) 150 sec) per determinare se i gruppi preferiscono significativamente una zona sopra l&#39;altra. </li><li> Per confrontare le preferenze, calcolare un preferiscaIndice renza sottraendo il tempo trascorso nella zona di luce dal tempo trascorso nella zona di buio e confrontare le differenze tra i gruppi. t-test può essere utilizzato per confrontare due gruppi. Confronta più gruppi con una analisi a senso unico della varianza utilizzo di test HSD di Tukey post hoc dove (o test di Kruskal-Wallis con comparazione multipla di Dunn post hoc test per dati non parametrico) necessari. </li><li> Confrontare la velocità, il numero di transizioni di zona, serpeggianti, e l&#39;immobilità tra i gruppi. Utilizzare una analisi della varianza utilizzando test di HSD post-hoc di Tukey dove (prova o Kruskal-Wallis con comparazione multipla di Dunn post hoc test per dati non parametrico) necessari. </li></ol>

<ol>
	<li>Spence, R., Gerlach, G., Lawrence, C., Smith, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+behaviour+and+ecology+of+the+zebrafish,+Danio+rerio.">The behaviour and ecology of the zebrafish, Danio rerio.</a> Biological Reviews. 83 (1), 13-34 (2008).</li><li>Langheinrich, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish:+A+new+model+on+the+pharmaceutical+catwalk.">Zebrafish: A new model on the pharmaceutical catwalk.</a> BioEssays. 25 (9), 904-912 (2003).</li><li>Santoriello, C., Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hooked!+Modeling+human+disease+in+zebrafish.">Hooked! Modeling human disease in zebrafish.</a> Journal of Clinical Investigation. 122 (7), 2337-2343 (2012).</li><li>Miller, N., Greene, K., Dydinski, A., Gerlai, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+nicotine+and+alcohol+on+zebrafish+(+Danio+rerio)+shoaling.">Effects of nicotine and alcohol on zebrafish ( Danio rerio) shoaling.</a> Behavioural brain research. , (2012).</li><li>Bencan, Z., Sledge, D., Levin, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Buspirone,+chlordiazepoxide+and+diazepam+effects+in+a+zebrafish+model+of+anxiety.">Buspirone, chlordiazepoxide and diazepam effects in a zebrafish model of anxiety.</a> Pharmacology Biochemistry and Behavior. 94 (1), 75-80 (2009).</li><li>Holcombe, A., Howorko, A., Powell, R. A., Schalomon, M., Hamilton, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reversed+Scototaxis+during+Withdrawal+after+Daily-Moderate,+but+Not+Weekly-Binge+Administration+of+Ethanol+in+Zebrafish.">Reversed Scototaxis during Withdrawal after Daily-Moderate, but Not Weekly-Binge Administration of Ethanol in Zebrafish.</a> PLoS ONE. 8 (5), (2013).</li><li>Mathur, P., Guo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differences+of+acute+versus+chronic+ethanol+exposure+on+anxiety-like+behavioral+responses+in+zebrafish.">Differences of acute versus chronic ethanol exposure on anxiety-like behavioral responses in zebrafish.</a> Behavioural Brain Research. 219 (2), 234-239 (2011).</li><li>Dlugos, C., Rabin, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ethanol+effects+on+three+strains+of+zebrafish:+model+system+for+genetic+investigations.">Ethanol effects on three strains of zebrafish: model system for genetic investigations.</a> Pharmacology Biochemistry and Behavior. , (2003).</li><li>Maximino, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Scototaxis+as+anxiety-like+behavior+in+fish.">Scototaxis as anxiety-like behavior in fish.</a> Nature Protocols. 5 (2), 209-216 (2010).</li><li>Gerlai, R., Lee, V., Blaser, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+acute+and+chronic+ethanol+exposure+on+the+behavior+of+adult+zebrafish+(Danio+rerio).">Effects of acute and chronic ethanol exposure on the behavior of adult zebrafish (Danio rerio).</a> Pharmacology Biochemistry and Behavior. 85 (4), 752-761 (2006).</li><li>Egan, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Understanding+behavioral+and+physiological+phenotypes+of+stress+and+anxiety+in+zebrafish.">Understanding behavioral and physiological phenotypes of stress and anxiety in zebrafish.</a> Behavioural brain research. 205 (1), 38-44 (2009).</li><li>Gebauer, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+anxiolytics+in+zebrafish:+Similarities+and+differences+between+benzodiazepines,+buspirone+and+ethanol.">Effects of anxiolytics in zebrafish: Similarities and differences between benzodiazepines, buspirone and ethanol.</a> Pharmacology Biochemistry and Behavior. 99 (3), 480-486 (2011).</li><li>Serra, M. C., Mattioli, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Natural+preference+of+zebrafish+(Danio+rerio)+for+a+dark+environment.">Natural preference of zebrafish (Danio rerio) for a dark environment.</a> Braz J Med Biol Res. 32 (12), 1551-1553 (1999).</li><li>Maximino, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+and+neurochemical+changes+in+the+zebrafish+leopard+strain.">Behavioral and neurochemical changes in the zebrafish leopard strain.</a> Genes Brain Behav. 12 (5), 576-582 (2013).</li><li>Levin, E. D., Bencan, Z., Cerutti, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anxiolytic+effects+of+nicotine+in+zebrafish.">Anxiolytic effects of nicotine in zebrafish.</a> Physiology &amp; Behavior. 90 (1), 54-58 (2007).</li><li>Gerlai, R., Chatterjee, D., Pereira, T., Sawashima, T., Krishnannair, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+and+chronic+alcohol+dose:+population+differences+in+behavior+and+neurochemistry+of+zebrafish.">Acute and chronic alcohol dose: population differences in behavior and neurochemistry of zebrafish.</a> Genes, Brain and Behavior. 8 (6), 586-599 (2009).</li><li>Mathur, P., Berberoglu, M. A., Guo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preference+for+ethanol+in+zebrafish+following+a+single+exposure.">Preference for ethanol in zebrafish following a single exposure.</a> Behavioural Brain Research. 217 (1), 128-133 (2011).</li><li>Renninger, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Investigating+the+genetics+of+visual+processing,+function+and+behaviour+in+zebrafish.">Investigating the genetics of visual processing, function and behaviour in zebrafish.</a> Neurogenetics. 12, 97-116 (2011).</li><li>Crawshaw, L. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tolerance+and+withdrawal+in+goldfish+exposed+to+ethanol.">Tolerance and withdrawal in goldfish exposed to ethanol.</a> Physiology &amp; Behaviour. 87 (3), 460-468 (2006).</li><li>Hamilton, T. J., Holcombe, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tresguerres,+M.CO2-induced+ocean+acidification+increases+anxiety+in+rockfish+via+alteration+of+GABAA+receptor+functioning.">Tresguerres, M.CO2-induced ocean acidification increases anxiety in rockfish via alteration of GABAA receptor functioning.</a> Proceedings of the Royal Society B. , (2014).</li><li>Ramsay, J. M., Feist, G. W., Varga, Z. M., Westerfield, M., Kent, M. L., Schreck, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-body+cortisol+response+of+zebrafish+to+acute+net+handling+stress.">Whole-body cortisol response of zebrafish to acute net handling stress.</a> Aquaculture. 297 (1-4), 157-164 (2009).</li><li>Hamilton, T. J., Paz-Yepes, J., Morrison, R. A., Palenik, B., Tresguerres, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exposure+to+bloom-like+concentrations+of+two+marine+Synechococcus+cyanobacteria+(strains+CC9311+and+CC9902)+differentially+alters+fish+behaviour.">Exposure to bloom-like concentrations of two marine Synechococcus cyanobacteria (strains CC9311 and CC9902) differentially alters fish behaviour.</a> Conservation Physiology. 2 (1), (2014).</li></ol>

Gli autori riconoscono Joshua Gallup per l&#39;uso della sua fotografia attrezzature utilizzate per la Figura 1. Questo lavoro è stato sostenuto da un Consiglio di Ricerca di Ingegneria concessione (NSERC) Canada Discovery Scienze Naturali e (a TJH).

Precedenti studi che coinvolgono la somministrazione del farmaco in zebrafish hanno semplicemente fatto affidamento sulla compensazione di pesce per il loro trasporto dal proprio serbatoio di casa nella soluzione della droga 12,16. La compensazione non è sempre coerente e spesso richiede più tempo del previsto a causa della risposta di fuga del pesce zebra, che ha una significativa variabilità individuale. Metodi di trasferimento tradizionali, pur utile, possono essere migliorate riducendo la quantità di tempo totale dei pesci passano fuori dell&#39;acqua, e diminuendo la quantità di variabilità nel tempo di trasferimento tra animali. Oltre a migliorare la praticità, questo metodo fornisce ai ricercatori la possibilità di dosare grandi gruppi di pesci contemporaneamente in una soluzione per una precisa quantità di tempo. I metodi precedenti che richiedano la somministrazione di un singolo pesce, o il tentativo di netto tutto gruppi di pesci contemporaneamente. Il primo è lento e diminuisce la velocità, mentre il secondo è un compito scomodo e difficile. Inoltre, sistemi di Motion Tracking che cdi valutare il comportamento dei pesci multipli contemporaneamente possono beneficiare della precisione di questo metodo. Pesce potrebbe essere trasferito direttamente dal inserto deposizione delle uova nell&#39;arena shoaling, che garantirebbe vicino l&#39;esposizione simultanea a l&#39;arena per tutti i pesci. Utilizzando questo nuovo metodo ha prodotto risultati significativi quando implementate su tre gruppi di zebrafish per un periodo di 21 giorni. Pesci di controllo ha ricevuto niente alcool, pesce tutti i giorni-moderata ha ricevuto una piccola quantità di alcol una volta al giorno, e pesce settimanale-binge ricevuto una buona dose di alcol una volta alla settimana durante il periodo di 21 giorni. Alla luce / buio compito, il dosaggio ma non ha modificato la normale preferenza del pesce zebra per la zona oscura in condizioni di controllo. Tuttavia, dopo 2 giorni di astinenza etanolo, zebrafish nel gruppo tutti i giorni-moderata ha preferito la zona di luce dell&#39;arena, una inversione di preferenza. L&#39;analisi statistica conferma un cambiamento significativo nella zona di preferenza. È possibile che il dosaggio Operaziri portato in etanolo comportamento di ricerca a causa di un posto preferenza condizionata (CPP), con il pesce cerca di etanolo (uno stimolo appetitivo), e preferendo la zona bianca a causa della sua somiglianza rispetto all&#39;area dosaggio luminosa. Una recente ricerca rivela che CPP può verificarsi in zebrafish e nelle zone in cui zebrafish vengono dosati con etanolo 17,18. Settimanale binge-pesce non ha mostrato alcuna preferenza 2 giorni dopo l&#39;etanolo, e anche se le prove sui meccanismi neurali che rappresentano questo dato manca, è possibile che le dosi poco frequenti ma grandi di alcol può danneggiare il cervello, possibilmente lasciando il pesce in grado di discriminare tra le zone. Un altro vantaggio che questa procedura di dosaggio conferisce ricercatori è la sua generalizzabilità. Come descritto, la procedura produce risultati chiari e utili in zebrafish. Tuttavia, la procedura non è limitata ai soli zebrafish. I vincoli sulla procedura sono riportate le dimensioni e limiti dei serbatoi di dosaggio, animali e testiApparecchiatura ng, così come la capacità di analizzare i dati. Con l&#39;uso di software di motion tracking, studi recenti hanno trattato molte variabili aggiuntive per tutta la prova. Bianco evitare assuefazione, piazze incrociate, locomozione assuefazione, la latenza alla zona bianca, nuoto irregolare, thigmotaxis (tempo trascorso vicino alle mura arena), e la valutazione dei rischi possono essere quantificati 14. È concepibile utilizzare questa procedura in altri organismi modello, come pesci rossi, che sono stati precedentemente utilizzati per studiare il ruolo della tolleranza e recesso 19. I ricercatori sperano di studiare gli effetti di altri agenti farmacologici o tossine ambientali, l&#39;uso di altri test comportamentali, o altri animali marini o di acqua dolce, potrebbe anche utilizzare questa metodologia di base. Usando questo protocollo è semplice ed efficace. Tuttavia, se i risultati non sono quelli previsti, in considerazione risoluzione dei problemi del sistema di motion tracking per garantire la corretta raccolta dei dati. Tracking deve essere morbido e preciso attraverso le prove. Il sistema di monitoraggio deve essere registrando il movimento del corpo centrale del pesce in ogni momento. Qualsiasi saltare o movimenti incontrollati di tracking dot a causa di artefatti visivi, come riflessi di luce sul increspature dell&#39;acqua, o le impostazioni di tracciamento sbagliato può confondere i risultati. Alcune discrepanze nei risultati possono derivare da piccole differenze nel design arena o ambienti di dosaggio. Per essere sicuri di replica, l&#39;arena dovrebbe essere come descritto, con particolare riguardo all&#39;utilizzo di un pavimento bianco per massimizzare l&#39;efficienza di monitoraggio in zebrafish. Con altri pesci che sono di colore più chiaro, un pavimento scuro dovrebbe essere utilizzato per aiutare nella motion tracking. Allo stesso modo, il dosaggio del pesce in un ambiente che è esente da stimoli visivi che potrebbe BIAS il pesce è estremamente importante. Qualsiasi colore distinto, modello o colore che è percepibile ai pesci potrebbero confondere i risultati. È raccomandato un sfondo di colore chiaro neutro simile a quella del sistema di allevamento. &lt;/ P&gt; Anche se è possibile modificare questo metodo, se necessario, per le altre specie di pesci, i risultati possono variare in termini di luce innata / preferenza scuro 20-21. E &#39;anche importante notare anche la procedura qui descritta causa ancora qualche stress. Sebbene compensazione è notevolmente ridotta, la procedura prevede ancora un brevissimo periodo di tempo in cui il pesce deve essere fuori di acqua, eventualmente indurre una risposta allo stress. Ramsay e colleghi hanno scoperto che 22 zebrafish compensate aveva almeno il doppio i livelli di cortisolo nel loro corpo rispetto a quelle che non sono state compensate. Dal momento che il cortisolo è un ormone legato allo stress 11 si può alterare la risposta comportamentale che viene misurato. Mentre il nostro metodo riduce compensazione, non elimina. Tuttavia, dà ai ricercatori la possibilità di eliminare l&#39;incidenza di compensazione se il desiderio da abitazioni zebrafish negli inserti di riproduzione. Gli studi futuri dovrebbero esaminare se l&#39;uso del inser deposizione delle uovat per il trasferimento di pesce può ridurre la risposta allo stress rispetto alla rete. Inoltre, è di fondamentale importanza per mantenere i tempi di dosaggio precisi e tempi di trasferimento tra i gruppi. Le variazioni di orari o grandi differenze di dosaggio nel tempo trascorso fuori dall&#39;acqua potrebbe alterare i risultati. Per ridurre possibili effetti circadiani, è anche fondamentale per dosare il pesce in tempi simili della giornata. Nel pesce esperimento in corso sono stati trattati e testati 10:00-14:00. Replica precisa e affidabile di questo procedimento si basa sul ripetere il protocollo con precisione.

Il pesce zebra (Danio rerio) è una piccola specie di teleostei originario dell&#39;India che è un organismo modello utile per comportamentale 1 e Medical Research 2,3. Zebrafish sono anche comunemente usato nella sperimentazione di varie sostanze farmacologiche per caratterizzare il loro impatto sul comportamento. Vari dosaggi e orari di somministrazione dei farmaci sono stati utilizzati per studiare il comportamento del pesce zebra dopo la somministrazione di composti come stimolanti 4, ansiolitici 5 e etanolo 6-8. Il nostro laboratorio ha studiato gli effetti dei diversi orari di somministrazione di etanolo su ansia zebrafish e locomozione in chiaro / scuro ben validato test 9, 20, anche comunemente indicato come il test scototaxic. Un nuovo metodo di somministrazione di etanolo è stata sviluppata per aumentare l&#39;efficienza di ripetitivo, somministrazione giornaliera per un lungo periodo di tempo (21 giorni) 6 </sup&gt;. Metodi utilizzati in precedenza erano pratici, tuttavia, abbiamo cercato di sviluppare un metodo che ha ridotto rete, con i suoi costi di tempo connessi, e ha permesso simultanea, la somministrazione a tempo proprio del farmaco di interesse per un gran numero di pesci. Nella ricerca utilizzando tradizionali etanolo, zebrafish vengono compensate e trasferito da un serbatoio all&#39;altro contenente la miscela appropriata di etanolo ed acqua 10-12. Anche se questo metodo è ampiamente accettato, compensazione zebrafish può aumentare la variabilità del tempo necessario per introdurre e togliere il pesce dalla soluzione della droga. Pertanto, l&#39;esatta esposizione al composto di interesse può variare nel corso di un esperimento che coinvolge somministrazione ripetuta. Un metodo che riduce le fonti di errore derivante dalla variabilità dei tempi di trasporto è quindi desiderabile. Con il nostro metodo siamo in grado di spostare tutti i pesci simultaneamente, con conseguente tempo di dosaggio identico in ogni pesce. Dopo l&#39;esposizione di etanolo (qui descritto), zebrafish può essere verificato in qualsiasi number di test comportamentali, compresi quelli che valutano l&#39;ansia. Gruppi di pesci dosaggio utilizzando il nuovo metodo ha applicazioni pratiche al di là della capacità di replicare in modo accurato e standardizzare il dosaggio tra soggetti e tra gruppi di pesci. L&#39;avvento di un nuovo software che consente la tracciabilità dei pesci multipli in una sola volta può vedere i ricercatori utilizzano i nostri metodi per garantire la replicabilità e la precisione nei loro esperimenti. Considerando l&#39;uso diffuso di zebrafish come organismo modello per le neuroscienze comportamentali, questo metodo aumenta l&#39;efficienza e praticità nei futuri studi farmacologici. In questo paradigma, un programma di dosaggio ripetuto è stato impiegato che rispecchia circa orari bere umani. I pesci sono stati assegnati in modo casuale a uno dei tre gruppi: controllo, tutti i giorni-moderata, o settimanale-binge. Il programma di dosaggio è stato di 21 giorni di durata, scelto perché ha superato in modo significativo i tempi di esposizione in studi precedenti 7. Pesci di controllo ha ricevuto lo zero alcohol, pesce tutti i giorni-moderata ha ricevuto 0,2% di alcol una volta al giorno, e pesce settimanale-binge ricevuto 1,4% di alcol una volta alla settimana. Il / compito buio la luce è stata utilizzata per valutare l&#39;ansia dopo 2 giorni di astinenza. Questo è relativamente semplice test per amministrare che utilizza un&#39;arena rettangolare, in cui le pareti da un lato sono bianchi e dall&#39;altro lato sono scuri 9. Zebrafish adulti preferiscono robusto il lato oscuro della scena in condizioni di controllo 6,9,13. Aumento ansia è operativamente definita come molto più tempo trascorso nella zona di buio, e diminuita l&#39;ansia può essere assunta quando il pesce spende relativamente più tempo trascorso nella zona di luce. Con il software motion-tracking, altre variabili informative possono essere quantificati, tra cui velocità media, l&#39;immobilità, meandri, e la zona transizioni 14. Il metodo di dosaggio sviluppato nel nostro laboratorio può applicare a qualsiasi ricerca in cui i composti idrosolubili vengono somministrati una o più zebrafish. Molti altri agenti farmacologici che possono beneficiare di questa metodologia sono attualmente in fase di sperimentazione in zebrafish. Comunemente composti testati includono la nicotina, clordiazepossido, buspirone, e scopolamina, che vengono sciolti in un modo simile a etanolo; mescolando la quantità appropriata della sostanza chimica in acqua. Pertanto, la portata generale di questa procedura è molto più ampio e non limitato a etanolo. Inoltre, dopo la somministrazione di farmaci per più giorni, la luce / buio compito è soltanto uno dei molti test comportamentali che potrebbero essere impiegati. Dopo la somministrazione del farmaco o durante l&#39;astinenza, altri saggi popolari che possono essere utilizzati includono il test di immersione romanzo serbatoio 15 e le prove di comportamento sociale, come shoaling 16. La procedura che segue illustrerà un metodo efficiente di trasferire più volte gruppi di pesci o di singoli pesci in soluzioni contenenti un composto farmacologico di interesse. Inoltre, il processo di ansia test con la luce di prova / scuroin gruppi di pesci che sono in ritiro dopo essere stati esposti a lunghi orari di somministrazione alcole verrà descritto.

<table><tbody><tr><td>Three shelf benchtop housing system</td><td><a href="http://aquatichabitats.com/research-systems/z-hab-system/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Aquatic Habitats</a></td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>1.5 L Spawning tank w/400 &amp;mu;m baffle</td><td><a href="http://aquatichabitats.com/consumables/tanks-lids-and-baffles/info/nursery-tank-and-baffles/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Aquatic Habitats</a></td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Pure Grain Ethanol</td><td><a href="http://www.luxco.com/brands/vodka-neutral-spirits-neutral-spirits-everclear" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Luxco, INC</a></td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Ethovision XT Motion tracking software</td><td><a href="http://www.noldus.com/animal-behavior-research/products/ethovision-xt" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Noldus Information Technology</a></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipette</td><td><a href="http://eshop.eppendorf.ca/categories/1" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Eppendorf Canada</a></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Light/Dark Arena</td><td>Custom</td><td></td><td>Construct as per procedure description. 9.5 cm wide, 9.5 cm deep, 55 cm long.</td></tr></tbody></table>

a novel method of drug administration to multiple zebrafish (danio rerio) and the quantification of withdrawal

Anxiety testing in zebrafish is often studied in combination with the application of pharmacological substances. In these studies, fish are routinely netted and transported between home aquaria and dosing tanks. In order to enhance the ease of compound administration, a novel method for transferring fish between tanks for drug administration was developed. Inserts that are designed for spawning were used to transfer groups of fish into the drug solution, allowing accurate dosing of all fish in the group. This increases the precision and efficiency of dosing, which becomes very important in long schedules of repeated drug administration. We implemented this procedure for use in a study examining the behavior of zebrafish in the light/dark test after administering ethanol with differing 21 day schedules. In fish exposed to daily-moderate amounts of alcohol there was a significant difference in location preference after 2 days of withdrawal when compared to the control group. However, a significant difference in location preference in a group exposed to weekly-binge administration was not observed. 
This protocol can be generalized for use with all types of compounds that are water-soluble and may be used in any situation when the behavior of fish during or after long schedules of drug administration is being examined. The light/dark test is also a valuable method of assessing withdrawal-induced changes in anxiety.

Per mantenere la precisione e controllo in studi farmacologici con zebrafish è importante volta la durata della somministrazione di etanolo costantemente e accuratamente come descritto sopra. La procedura può aumentare la facilità e la velocità del procedimento di dosaggio. La somministrazione di etanolo nei tempi previsti sia un settimanale o giornaliera, binge-moderata ha determinato livelli di ansia alterati, misurati con la luce / buio di prova, rispetto ai controlli. Quando la prova due giorni dopo l&#39;ultima somministrazione, zebrafish nel gruppo di controllo (che hanno ricevuto niente alcool, ma erano ancora trasferito ai serbatoi di dosaggio) visualizzato nelle modalità previste di comportamento, con una spesa di pesce di controllo molto più tempo sul lato oscuro dell&#39;arena ( Figura 2A) simile a zebrafish ingenuo in altri studi 6,9,13. Pesce nel gruppo binge settimanale ha mostrato alcuna preferenza né per l&#39;chiare o scure zone del compito durante il test due giorni dopo l&#39;ultima somministrazione di etanolo (Figura 2B </strong&gt;). È interessante notare che i pesci nel gruppo tutti i giorni-moderata preferito in modo significativo il lato chiaro dell&#39;arena (Figura 2C); in contrasto con il gruppo di controllo. L&#39;indice di preferenza indicato una differenza significativa tra i gruppi di controllo e tutti i giorni-moderati (Figura 2D). Non ci sono state differenze significative nella velocità di nuoto, o immobilità tra i gruppi (Tabella 1), e, quindi, questo effetto non è stato a causa di un deficit motorio nel pesce. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/51851/51851fig1highres.jpg" /> Figura 1:. Procedura di trasferimento e la Luce / arena scuro Le foto rappresentano la procedura di trasferimento (A) In primo luogo, i pesci si trovano nel serbatoio di trasferimento (a sinistra).. Dosaggio serbatoio contenente etanolo è dipinto (destra). (BC) Spostando il pesce dal serbatoio trasferimento alla soluzione etanolica richiede l&#39;Researcher per sollevare l&#39;inserto deposizione dal serbatoio trasferimento e nel serbatoio della soluzione di etanolo. (D) La luce / buio dell&#39;arena come illustrato misurata larghezza 9,5 centimetri di 9,5 cm di profondità e 55 cm di lunghezza. Pavimento bianco viene utilizzato, insieme con pareti nere su mezzo dell&#39;arena (sinistra) e pareti bianche sull&#39;altra metà, creando una zona di luce e buio. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/51851/51851fig2display.jpg" /> Figura 2: Risultati rappresentativi e trackplots interno etanolo dosaggio su tre gruppi di zebrafish dopo 2 giorni diritto di recesso. (A) Un trackplot rappresentante di un unico percorso di movimento per il controllo zebrafish per tutta la 5 min chiaro / scuro di prova. Sotto è la stessa trackplot zebrafish rappresentato come heatmap, che è una rappresentazione colorata di movimento zebrafish tutto il processo, in base al tempo trascorso il pesce nella posizione rappresentata da ciascun pixel. (B) rapprese Atrackplot entative di un singolo zebrafish dal gruppo settimanale-binge tutta la 5 min chiaro / scuro compito. Di seguito è riportato il heatmap dallo stesso zebrafish. (C) Un trackplot rappresentante di un unico movimento zebrafish quotidiano-moderata in tutta la 5 min chiaro / scuro di prova. Di seguito la mappa termica della stessa zebrafish. (D) L&#39;indice di preferenza è stato calcolato per tutte le di tempo trascorso nella zona di luce dal tempo trascorso nella zona oscura sottraendo. I numeri negativi indicano la preferenza per la zona scura. I numeri positivi indicano preferenza per la zona di luce. I risultati indicano una differenza significativa nella preferenza tra controllo e gruppi di tutti i giorni-moderati a 2 giorni diritto di recesso * p &lt;0.05 (ANOVA). Nota c&#39;è anche una preferenza significativa per scuro nel gruppo di controllo, p &lt;0.05 (un campione t-test, differenza 0), e una preferenza significativa per la luce nel gruppo giornaliero-moderata, p &lt;0.05 (un campione &lt;em&gt; t-test, differenza 0). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51851/51851fig2highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr height="21"><td height="43" rowspan="2" style="height:42px;width:125px;"></td><td style="width:89px;"> Velocità </td><td style="width:100px;"> Immobilità </td></tr><tr height="22"><td height="22" style="height:22px;width:89px;"> (Cm / sec) </td><td style="width:100px;"> (Sec) </td></tr><tr height="42"><td height="42" style="height:43px;width:125px;"></td><td style="width:89px;"> 2 giorni Wd </td><td style="width:100px;"> 2 giorni Wd </td></tr><tr height="22"><td height="22" style="height:22px;width:125px;"> Controllo (n = 13) </td><td style="width:89px;"> 9.1 ± 0.6 </td><td style="width:100px;"> 1.9 ± 0.6 </td></tr><tr height="22"><td height="22" style="height:22px;width:125px;"> Binge (n = 14) </td><td style="width:89px;"> 9.8 ± 0.5 </td><td style="width:100px;"> 0,8 ± 0,2 </td></tr><tr height="22"><td height="22" style="height:22px;width:125px;"> Cronica (n = 15) </td><td style="width:89px;"> 10.3 ± 0.5 </td><td style="width:100px;"> 2.5 ± 1.0 </td></tr></tbody></table> Tabella 1: Velocità media e l&#39;immobilità durante la lampada di prova / scuro. La velocità media di nuoto (cm / sec) e l&#39;immobilità (sec) di un gruppo rappresentativo di zebrafish dopo 2 giorni di astinenza (media ± SEM). Qui, non sono state trovate differenze significative in entrambe le velocità o l&#39;immobilità. Usato con il permesso di Holcombe et al., (2013).

Watch this Scientific Journal Video about A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish Danio rerio and the Quantification of Withdrawal at JoVE.com

A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish Danio rerio and the Quantification of Withdrawal

A novel method for reducing variability when exposing fish to drugs is explained. Fish exposed to various patterns of ethanol exposure were found to have altered anxiety levels during withdrawal in a light/dark scototaxic assay.

Un nuovo metodo di Drug Administration per multipli Zebrafish (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) E la quantificazione di Recesso

Anxiety testing in zebrafish is often studied in combination with the application of pharmacological substances. In these studies, fish are routinely ...

a-novel-method-drug-administration-to-multiple-zebrafish-danio-rerio

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish (Danio rerio) and the Quantification of Withdrawal

12.1K Views.  MacEwan University. A novel method for reducing variability when exposing fish to drugs is explained. Fish exposed to various patterns of ethanol exposure were found to have altered anxiety levels during withdrawal in a light/dark scototaxic assay.

Video: A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish Danio rerio and the Quantification of Withdrawal

Drug Screening of Primary Patient Derived Tumor Xenografts in Zebrafish

Patient derived xenograft models are critical in defining how different cancers respond to drug treatment in an in vivo system. Mouse models are the standard in the field, but zebrafish have emerged as an alternative model with several advantages, including the ability for high-throughput and low-cost drug screening. Zebrafish also allow for in vivo drug screening with large replicate numbers that were previously only obtainable with in vitro systems. The ability to rapidly perform large scale drug screens may open up the possibility for personalized medicine with rapid translation of results back to clinic. Zebrafish xenograft models could also be used to rapidly screen for actionable mutations based on tumor response to targeted therapies or to identify new anti-cancer compounds from large libraries. The current major limitation in the field has been quantifying and automating the process so that drug screens can be done on a larger scale and be less labor-intensive. We have developed a workflow for xenografting primary patient samples into zebrafish larvae and performing large scale drug screens using a fluorescence microscope equipped imaging unit and automated sampler unit. This method allows for standardization and quantification of engrafted tumor area and response to drug treatment across large numbers of zebrafish larvae. Overall, this method is advantageous over traditional cell culture drug screening as it allows for growth of tumor cells in an in vivo environment throughout drug treatment, and is more practical and cost-effective than mice for large scale in vivo drug screens.

Zebrafish xenograft models allow for high-throughput drug screening and fluorescent imaging of human cancer cells in an in vivo microenvironment. We developed a workflow for large scale, automated drug screening on patient-derived leukemia samples in zebrafish using an automated fluorescence microscope equipped imaging unit.

Screening farmacologico del paziente primario - Tumore derivato Xenotrapianto nel pesce zebra

Patient derived xenograft models are critical in defining how different cancers respond to drug treatment in an in vivo system. Mouse models are the ...

Ricerca

Ricerca sul cancro

Behavioral Approaches to Studying Innate Stress in Zebrafish

Responding appropriately to stressful stimuli is essential for survival of an organism. Extensive research has been done on a wide spectrum of stress-related diseases and psychiatric disorders, yet further studies into the genetic and neuronal regulation of stress are still required to develop better therapeutics. The zebrafish provides a powerful genetic model to investigate the neural underpinnings of stress, as there exists a large collection of mutant and transgenic lines. Moreover, pharmacology can easily be applied to zebrafish, as most drugs can be added directly to water. We describe here the use of the 'novel tank test' as a method to study innate stress responses in zebrafish, and demonstrate how potential anxiolytic drugs can be validated using the assay. The method can easily be coupled with zebrafish lines harboring genetic mutations, or those in which transgenic approaches for manipulating precise neural circuits are used. The assay can also be used in other fish models. Together, the described protocol should facilitate the adoption of this simple assay to other laboratories.

This manuscript describes a simple method to measure stress behaviorally in adult zebrafish. The approach takes advantage of the innate tendency that zebrafish prefer the bottom half of a tank when in a stressful state. We also describe methods for coupling the assay with pharmacology.

Approcci comportamentali allo studio dello stress innato nel zebrafish

Responding appropriately to stressful stimuli is essential for survival of an organism. Extensive research has been done on a wide spectrum of ...

Comportamento

Automated High-throughput Behavioral Analyses in Zebrafish Larvae

We have created a novel high-throughput imaging system for the analysis of behavior in 7-day-old zebrafish larvae in multi-lane plates. This system measures spontaneous behaviors and the response to an aversive stimulus, which is shown to the larvae via a PowerPoint presentation. The recorded images are analyzed with an ImageJ macro, which automatically splits the color channels, subtracts the background, and applies a threshold to identify individual larvae placement in the lanes. We can then import the coordinates into an Excel sheet to quantify swim speed, preference for edge or side of the lane, resting behavior, thigmotaxis, distance between larvae, and avoidance behavior. Subtle changes in behavior are easily detected using our system, making it useful for behavioral analyses after exposure to environmental toxicants or pharmaceuticals.

Our laboratory developed a novel high-throughput automated imaging system that is useful for the detection of several different behaviors in 7-day-old zebrafish larvae. The system can be used for detecting subtle changes in behavior after the larvae have been exposed to environmental toxicants or pharmaceuticals.

Automatizzati high-throughput analisi comportamentali nelle larve Zebrafish

We have created a novel high-throughput imaging system for the analysis of behavior in 7-day-old zebrafish larvae in multi-lane plates. This system ...

Neuroscienze

Optimized Intravenous Injection in Adult Zebrafish

Intravenous (IV) injection is widely recognized as the most effective and commonly utilized method for achieving systemic delivery of substances in mammalian research models. However, its application in adult zebrafish for drug delivery, stem cell transplantation, and regenerative and cancer studies has been limited due to the challenges posed by their small body size and intricate blood vessels. To overcome these limitations, alternative injection techniques such as intracardiac and retro-orbital (RO) injection have been explored in the past for stem cell transplantation in adult zebrafish. However, these techniques have their drawbacks, including the need for meticulous injection techniques or increased risk of mortality.
In this study, we have developed a refined and optimized IV injection procedure specifically tailored to adult zebrafish, addressing the challenges associated with their unique anatomy. To demonstrate the effectiveness of this technique, we performed successful IV injections of whole kidney marrow cells from Tg(mpo: EGFP) fish and FITC-dextran dye into adult Casper fish. The subsequent visualization of injected cells and dyes using a fluorescence microscope confirmed their successful delivery and engraftment within the zebrafish. Furthermore, we demonstrated that compared with the intracardiac and RO injections, the IV injection resulted in improved survival rates and engraftment efficiency in treated zebrafish. This approach enables precise delivery and localization of substances and holds great potential for large-scale drug and chemical screening using adult zebrafish. Additionally, the ability to visually track the injected cells and dyes provides invaluable insights into their engraftment, migration, and interactions with host tissues, enabling a more comprehensive evaluation of therapeutic effects and biological processes in zebrafish models.

Here, we present an optimized and effective protocol for the intravenous injection of cells or pharmacological agents into adult zebrafish, resulting in enhanced cell engraftment and increased survival rates of the treated zebrafish.

Iniezione endovenosa ottimizzata nel pesce zebra adulto

Intravenous (IV) injection is widely recognized as the most effective and commonly utilized method for achieving systemic delivery of substances in ...

Oral Intubation of Adult Zebrafish: A Model for Evaluating Intestinal Uptake of Bioactive Compounds

Most pathogens invade organisms through their mucosa. This is particularly true in fish as they are continuously exposed to a microbial-rich water environment. Developing effective methods for oral delivery of immunostimulants or vaccines, which activate the immune system against infectious diseases, is highly desirable. In devising prophylactic tools, good experimental models are needed to test their performance. Here, we show a method for oral intubation of adult zebrafish and a set of procedures to dissect and prepare the intestine for cytometry, confocal microscopy and quantitative polymerase chain reaction (qPCR) analysis. With this protocol, we can precisely administer volumes up to 50 &#181;L to fish weighing approximately 1 g simply and quickly, without harming the animals. This method allows us to explore the direct in vivo uptake of fluorescently labelled compounds by the intestinal mucosa and the immunomodulatory capacity of such biologics at the local site after intubation. By combining downstream methods such as flow cytometry, histology, qPCR and confocal microscopy of the intestinal tissue, we can understand how immunostimulants or vaccines are able to cross the intestinal mucosal barriers, pass through the lamina propria, and reach the muscle, exerting an effect on the intestinal mucosal immune system. The model could be used to test candidate oral prophylactics and delivery systems or the local effect of any orally administered bioactive compound.

The protocol describes intubating adult zebrafish with a biologic; then dissecting and preparing the intestine for cytometry, confocal microscopy and qPCR. This method allows administration of bioactive compounds to monitor intestinal uptake and the local immune stimulus evoked. It&#160;is relevant for testing the intestinal dynamics of oral prophylactics.

Intubazione orale di Zebrafish adulto: un modello per valutare l'assorbimento intestinale di sostanze bioattive

Most pathogens invade organisms through their mucosa. This is particularly true in fish as they are continuously exposed to a microbial-rich water ...

Immunologia e infezioni

Gavaging Adult Zebrafish

The zebrafish has become an important in vivo model in biomedical research. Effective methods must be developed and utilized to deliver compounds or agents in solutions for scientific research. Current methods for administering compounds orally to adult zebrafish are inaccurate due to variability in voluntary consumption by the fish. A gavage procedure was developed to deliver precise quantities of infectious agents to zebrafish for study in biomedical research. Adult zebrafish over 6 months of age were anesthetized with 150 mg/L of buffered MS-222 and gavaged with 5 &mu;l of solution using flexible catheter implantation tubing attached to a cut 22-G needle tip. The flexible tubing was lowered into the oral cavity of the zebrafish until the tip of the tubing extended past the gills (approximately 1 cm). The solution was then injected slowly into the intestinal tract. This method was effective 88% of the time, with fish recovering uneventfully. This procedure is also efficient as one person can gavage 20-30 fish in one hour. This method can be used to precisely administer agents for infectious diseases studies, or studies of other compounds in adult zebrafish.

The increasing use of zebrafish as an animal model requires the development of effective methods for the delivery of known quantities of compounds and solutions. The gavage procedure described below allows for the oral delivery of precise volumes of solution reliably, safely and efficiently to adult zebrafish.

Gavaging Zebrafish adulti

The zebrafish has become an important in vivo model in biomedical research. Effective methods must be developed and utilized to deliver compounds or ...

Biologia

Rapid Evaluation of Toxicity of Chemical Compounds Using Zebrafish Embryos

The zebrafish is a widely used vertebrate model organism for the disease and phenotype-based drug discovery. The zebrafish generates many offspring, has transparent embryos and rapid external development. Zebrafish embryos can, therefore, also be used for the rapid evaluation of toxicity of the drugs that are precious and available in small quantities. In the present article, a method for the efficient screening of the toxicity of chemical compounds using 1-5-day post fertilization embryos is described. The embryos are monitored by stereomicroscope to investigate the phenotypic defects caused by the exposure to different concentrations of compounds. Half-maximal lethal concentrations (LC50) of the compounds are also determined. The present study required 3-6 mg of an inhibitor compound, and the whole experiment takes about 8-10 h to be completed by an individual in a laboratory having basic facilities. The current protocol is suitable for testing any compound to identify intolerable toxic or off-target effects of the compound in the early phase of drug discovery and to detect subtle toxic effects that may be missed in the cell culture or other animal models. The method reduces procedural delays and costs of drug development.

Zebrafish embryos are used for evaluating the toxicity of chemical compounds. They develop externally and are sensitive to chemicals, allowing detection of subtle phenotypic changes. The experiment only requires a small amount of compound, which is directly added to the plate containing embryos, making the testing system efficient and cost-effective.

Rapida valutazione della tossicità dei composti chimici utilizzando gli embrioni di pesce zebra

The zebrafish is a widely used vertebrate model organism for the disease and phenotype-based drug discovery. The zebrafish generates many offspring, has ...

Medicina

High-throughput Measurement of Gut Transit Time Using Larval Zebrafish

Zebrafish are used as alternative model organisms for drug safety testing. The gastrointestinal (GI) tract of zebrafish has genetic, neuronal, and pharmacological similarities to that of the mammals. GI intolerance during clinical testing of drug candidates is common and may pose a serious threat to human health. Testing for GI toxicity in preclinical mammalian models can be expensive in terms of time, test compound, and labor. The high-throughput method presented here may be used to predict GI safety issues. Compared to mammalian models, this method allows for more expedient assessment of test compound effects on GI transit while using low quantities of compound. In this method, larval zebrafish (7 days post fertilization) are fed food containing a fluorescent label. After feeding, each larval fish is placed into a well of a 96-conical-bottom-well plate and dosed with test compound (dissolved in water) or the vehicle. As gut transit occurs, fecal matter accumulates on the bottom of the wells, and the rate at which this happens is monitored by measuring fluorescence from the bottom of the well repeatedly over time using a plate spectrophotometer. The fluorescence from larvae in a given treatment group are averaged and these values are graphed along with standard error, for each measurement time, yielding a curve representing average transit of food over time. Effects on gut transit time are identified by comparing the area under the curve for each treatment group to that of the vehicle-treated group. This method detected changes in zebrafish GI transit time induced by drugs with known clinical GI effects; it can be employed to interrogate dozens of treatments for GI effects per day. As such, safer compounds can be quickly prioritized for mammalian testing, which expedites discovery and proffers 3Rs advancement.

The goal of this protocol is to measure the transit time of fluorescently labeled food through the gut of larval zebrafish in a high throughput fashion.

High-throughput misurazione del tempo di transito dell'intestino utilizzando Zebrafish larvale

Zebrafish are used as alternative model organisms for drug safety testing. The gastrointestinal (GI) tract of zebrafish has genetic, neuronal, and ...

Iniezione intraperitoneale ottimizzata per la somministrazione di composti in zebrafish adulti

An Intraperitoneal Injection Technique in Adult Zebrafish that Minimizes Body Damage and Associated Mortality

The adult zebrafish (Danio rerio), which is genetically accessible, is being employed as a valuable vertebrate model to study human disorders such as cardiomyopathy. Intraperitoneal (IP) injection is an important method that delivers compounds to the body for either testing therapeutic effects or generating disease models such as doxorubicin-induced cardiomyopathy (DIC). Currently, there are two methods of IP injection. Both&#160;methods have limitations when handling toxic compounds such as doxorubicin, which result in side effects manifesting as severe damage to the body shape and fish death. While these shortcomings could be overcome by extensive investigator training, a new IP injection method that has minimal side effects is desirable. Here, a unique IP injection method that is able to handle toxic compounds is reported. Consistently reduced cardiac function can result without incurring significant fish death. The technique can be easily mastered by researchers who have minimal experience with adult zebrafish.

Autore in primo piano: Nuovo metodo di iniezione intraperitoneale per modelli di cardiotossicità del pesce zebra

A new intraperitoneal (IP) injection method in adult zebrafish is described. When handling toxic compounds such as doxorubicin, this procedure is more effective than the two previously reported IP methods. The technique is designed to be easily adopted by researchers with limited experience in the zebrafish model.

Una tecnica di iniezione intraperitoneale nel pesce zebra adulto che riduce al minimo i danni al corpo e la mortalità associata

The adult zebrafish (Danio rerio), which is genetically accessible, is being employed as a valuable vertebrate model to study human disorders such as ...

Un nuovo metodo di Drug Administration per multipli Zebrafish (

Riepilogo

Esplora Altri Video

Capitoli in questo video

Screening farmacologico del paziente primario - Tumore derivato Xenotrapianto nel pesce zebra

Approcci comportamentali allo studio dello stress innato nel zebrafish

Automatizzati high-throughput analisi comportamentali nelle larve Zebrafish

Iniezione endovenosa ottimizzata nel pesce zebra adulto

Intubazione orale di Zebrafish adulto: un modello per valutare l'assorbimento intestinale di sostanze bioattive

Gavaging Zebrafish adulti

Rapida valutazione della tossicità dei composti chimici utilizzando gli embrioni di pesce zebra

High-throughput misurazione del tempo di transito dell'intestino utilizzando Zebrafish larvale

Una tecnica di iniezione intraperitoneale nel pesce zebra adulto che riduce al minimo i danni al corpo e la mortalità associata

Una tecnica di iniezione intraperitoneale nel pesce zebra adulto che riduce al minimo i danni al corpo e la mortalità associata