Il finanziamento è stato fornito dal NIH MH-64611 e NARSAD premio Young Investigator. Gli autori desiderano inoltre ringraziare Adam Beagley, Mark Dikopf, e Ben Smith, per la loro assistenza tecnica.

SU-8 stampo di fabbricazione Maestro preparazione <ol><li> Il SU-8 master sul substrato di wafer di silicio viene preparato utilizzando un due fasi di serie negativa resistere processo di litografia. </li><li> I segni di allineamento sul wafer di silicio vengono rimossi con una lametta come l&#39;altezza di queste strutture (che si trova lungo il perimetro esterno del wafer) è più che le strutture di dispositivo reale. </li><li> Il wafer di silicio viene poi pulita con alcool isopropilico e asciugato in un flusso di N 2. Pilastri di sostegno fatto di nastro con spessore inferiore della struttura più alta dispositivo sostituire i contrassegni di allineamento sui quattro lati del wafer. Nota: Se l&#39;altezza di supporto pilastri è più che le strutture di più alto dispositivo, attraverso i fori non si formano nello stampo PDMS. </li><li> Il wafer di silicio master è collocato su una piastra calda a temperatura ambiente. </li></ol> PDMS soluzione di preparazione <ol><li> Quattro grammi di polidimetilsilossano (PDMS) soluzione viene preparata grazie alla miscelazione 10 parti di elastomero di silicone con 1 parte di catalizzatore. Nota: Assicurarsi che le due soluzioni vengono mescolate in modo uniforme per ottenere simili proprietà fisiche in tutto lo stampo PDMS. </li><li> Le bolle generate nella soluzione PDMS durante il processo di miscelazione vengono rimossi con un essiccatore a vuoto. </li></ol> PDMS rivestimento e la cura <ol><li> La bolla senza soluzione di PDMS sta lentamente erogata sul SU-8 maestro assicurandosi che le bolle non sono generati durante il processo di erogazione. </li><li> Un termine di una scrittura su pellicola trasparente viene posto sulla piastra riscaldante e lentamente immessi sul PDMS soluzione per diffondere uniformemente il PDMS sul SU-8 master. Eventuali bolle d&#39;generati durante questo processo devono essere rimossi mediante una sonda. [Nota: Non sollevare la trasparenza per impedire la produzione di più bolle.] </li><li> Una lastra Borofloat è posto sulla parte superiore del foglio di trasparenza per applicare una pressione uniforme. Leggera pressione viene applicata sulla superficie superiore del più alto strutture circolari (che si trova a metà strada della lunghezza di canale e centrato tutta la larghezza dei canali) tale che non vi è minima o nessuna PDMS inserita tra la trasparenza e il SU-8 superficie della circolare strutture. </li><li> Tre lastre Borofloat più sono posti sulla parte superiore del sandwich di wafer di silicio-Borofloat lastra di applicare una pressione costante sulla superficie superiore delle strutture apertura circolare prima e durante il processo di polimerizzazione. </li><li> La temperatura della piastra calda viene poi aumentata a 75 ° C e il PDMS è curata a questa temperatura per 1 ora. La piastra calda è portato ad una temperatura di 50 ° C. </li><li> Le lastre vengono rimosse e la trasparenza viene delicatamente rimosso lasciando il master e il foglio sottile PDMS rivestito su di esso. </li></ol> La costruzione del dispositivo a microfluidi Rimozione del foglio PDMS da maestro <ol><li> Il confine esterno della camera di perfusione è scolpito sul foglio PDMS con una lama di rasoio dopo aver allineato le porte della camera di perfusione con i porti sul SU-8 master. </li><li> Il foglio PDMS viene poi delicatamente rimosso dal maestro, tirando su tutta la lunghezza dei canali per evitare strappi di PDMS. Il foglio PDMS è posizionato su un foglio trasparente con la superficie della rete microfluidica verso l&#39;alto. </li><li> Le porte di entrata e di uscita sono poi effettuata utilizzando un piralide del sughero. </li></ol> Incollaggio di fogli PDMS al vetro coprioggetto <ol><li> La superficie di incollaggio del foglio PDMS (la superficie che contiene la rete microfluidica) e un coprioggetto di vetro vengono poi delicatamente puliti con un nastro adesivo 3M, posta su un foglio di trasparenza e, infine, collocato nella camera 2 O plasma. </li><li> Le superfici interessate sono trattate con 165 Watt plasma per 10 s. La superficie trattata al plasma del vetrino di vetro è subito incollata alla superficie trattata al plasma del foglio PDMS. Nota: Applicare una leggera pressione sulla superficie del vetro per eliminare eventuali bolle d&#39;aria intrappolate tra le superfici di incollaggio. </li><li> A 5 minuti di ottenere una buona aderenza tra il PDMS e vetro. Dopo 5 minuti rimuovere delicatamente la trasparenza su cui è stato posto il foglio PDMS per il processo di incollaggio. </li><li> Il dispositivo a microfluidi viene inserito nel sistema di plasma di ossigeno per rendere i canali idrofili. Il trattamento al plasma è fatto a 165 Watt per 1 minuto. </li></ol> Integrazione di dispositivo a microfluidi e da camera perfusione Preparazione della camera di perfusione <ol><li> Un off-the-shelf camera di perfusione è stato ordinato, e le porte di ingresso e di uscita sono stati perforati in modo che quando il dispositivo microfluidica e la camera sono legati, le porte della camera e il dispositivo siano allineati. La superficie inferiore della camera di perfusione è rivestita con PDMS di ottenere una perfetta tenuta tra la camera e il dispositivo a microfluidi. </li><li> Una scrittura su un foglio trasparente viene posto su una piastra calda a temperatura ambiente. </li><li> Un grammo PDMS soluzione viene preparata in un processo simile a quello descritto in precedenza. La bolla senza soluzione di PDMS è poi lentamente erogato sulla generazione foglio trasparenza evitando di bolle. </li><li> La camera di perfusione viene posto sulla soluzione PDMS. </li><li> Una lastra Borofloat viene posto sulla parte superiore della camera di applicare una pressione uniforme e di ottenere uno strato sottile di PDMS sulla superficie inferiore della camera. </li><li> La temperatura della piastra calda viene poi aumentata a 75 ° C e il PDMS è curata a questa temperatura per 1 ora. </li></ol> Incollaggio di dispositivo a microfluidi e da camera perfusione <ol><li> La lastra viene rimosso e la trasparenza viene delicatamente rimosso lasciando la camera di perfusione e la sottile lamiera PDMS sulla sua superficie inferiore. Indesiderati PDMS è rimosso con una lama di rasoio e una sonda punta acuminata per la rimozione PDMS da porte di accesso. </li><li> La superficie PDMS del dispositivo microfluidica e la superficie inferiore PDMS della camera sono poi delicatamente puliti con un nastro 3M, posto su un foglio di trasparenza e, infine, collocato nella camera di plasma di ossigeno. </li><li> Le superfici sono trattate con 165 Watt plasma per 10 s. La superficie rivestita PDMS della camera è immediatamente incollata alla superficie PDMS del dispositivo a microfluidi. Nota: Applicare una leggera pressione sulla superficie del vetro per eliminare eventuali bolle d&#39;aria intrappolate tra le superfici di incollaggio. </li><li> Immediatamente prima dell&#39;uso, il dispositivo viene inserito nel sistema di plasma di ossigeno per rendere i canali idrofili. Il trattamento al plasma è fatto a 165 Watt per 1 minuto. </li></ol> L&#39;esposizione fettine di cervello di microambiente neurochimiche utilizzando il dispositivo a microfluidi <ol><li> Il microcanali idrofilo del (dispositivo a microfluidi) - (camera di perfusione) combinazione sono pieni di serie ACSF (Artificial fluido cerebro-spinale) soluzione. </li><li> Dispensare piccole gocce di soluzione ACSF nei porti di entrata e lasciare che la soluzione deve essere malvagio fino nei canali. Eliminare eventuali bolle d&#39;sinistra utilizzando una siringa dal foro di uscita. Dispensare una grossa goccia di soluzione ACSF alla porta di uscita per permettere il pompaggio passivo di fluidi da entrata a uscita del dispositivo microfluidica. Nota: Si deve prestare attenzione a rimuovere tutte le bolle dai canali per consentire il flusso dei fluidi utilizzando il metodo passivo di pompaggio. </li><li> Fissare il (dispositivo a microfluidi) - (camera di perfusione) combo nella piattaforma pianura e fissare la piattaforma comune nel adattatore per microscopio. </li><li> Collegare l&#39;ingresso standard e scarico (aspirazione) tubo alla camera di perfusione per perfusione continua della fetta cervello con soluzione standard ACSF. La soluzione ACSF è continuamente aspirato con il 95% O2-5% di CO 2. Nota: Regolare la posizione del tubo di aspirazione per mantenere costante il livello di ACSF nel bagno della camera di perfusione. </li><li> Una volta che la camera di perfusione è riempita con una soluzione ACSF, una fetta del cervello nella camera di perfusione con un contagocce. Utilizzando una sonda, la posizione la fetta cervello sopra le aperture circolari nel dispositivo microfluidica. Una volta che la fetta cervello è nella posizione desiderata sopra le aperture circolari, utilizzare un ancoraggio fetta per immobilizzare la fetta cervello. </li><li> Il dispositivo a microfluidi può ora essere utilizzato per esporre le fette di cervello (posto nella camera di perfusione e sulla parte superiore della rete microfluidica) per vari neurotrasmettitori utilizzando passiva pompaggio di fluidi. </li></ol>

<ol>
	<li>Blake, A. J., Pearce, T. M., Rao, N. S., Johnson, S. M., Williams, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multilayer+PDMS+microfluidic+chamber+for+controlling+brain+slice+microenvironment.">Multilayer PDMS microfluidic chamber for controlling brain slice microenvironment.</a> Lab on a Chip. 7, 842-849 (2007).</li><li>Walker, G. M., Beebe, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+passive+pumping+method+for+microfluidic+devices.">A passive pumping method for microfluidic devices.</a> Lab on a Chip. 2, 131-134 (2002).</li></ol>

Gli autori sono aperti a collaborazioni che coinvolgono la tecnologia microfluidica dimostrato per diversi campi della biologia.

Macroscala esistenti o microscala perfusione cerebrale camere fetta sono limitati in termini di risoluzione spaziale che forniscono ad esporre fettine di cervello di neurotrasmettitori. La tecnologia microfluidica dispositivo dimostrato qui supera questa limitazione utilizzando semplici tecniche bioMEMS. Si prevede che la semplicità nella fabbricazione del dispositivo microfluidica e la facilità di integrazione con esistenti configurazioni elettrofisiologia permetterà l&#39;applicazione diffusa della tecnologia dei dispositivi dimostrata. Esperimenti interessanti che non erano possibili in precedenza possono essere eseguite con il dispositivo corrente microfluidica. Microambienti diversi della fetta cervello può essere esposto a diversi neurotrasmettitori in diverse scale temporali. Il dispositivo prototipo attuale comprende solo quattro canali paralleli e aperture circolari situati uno accanto all&#39;altro. Tuttavia, questa disposizione dispositivo può essere facilmente modificata mediante l&#39;attuazione di diversi modelli che sarebbero aperture di diverse forme o dimensioni, o il microcanali potrebbe essere serpeggiava in un modo che avrebbe portato al posizionamento delle aperture in differenti microambienti di fette di cervello.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>RC-26GPL</td>
<td>Tool</td>
<td>Warner Instruments</td>
<td>W2-64-0236</td>
<td>Low Profile Large Bath RC-26GLP Recording Chamber</td>
</tr>
<tr>
<td>SHD-26GH/10</td>
<td>Tool</td>
<td>Warner Instruments</td>
<td>W2-64-0253</td>
<td>Stainless steel slice hold-down for RC-26G, 1.0 mm thread spacing </td>
</tr>
<tr>
<td>PDMS (polydimethylsiloxane)</td>
<td>Reagent</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>Sylgard 184</td>
<td>Silicone Elastomer Kit</td>
</tr>
<tr>
<td>Plasma Preen-II 862</td>
<td>Tool</td>
<td>Plasmatic Systems, Inc.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Microwave plasma system</td>
</tr>
<tr>
<td>Model P-1</td>
<td>Tool</td>
<td>Warner Instruments</td>
<td>W2-64-0277</td>
<td>Series 20 Plain Platform, Model P-1</td>
</tr>
<tr>
<td>SA-NIK</td>
<td>Tool</td>
<td>Warner Instruments</td>
<td>W2-64-0291</td>
<td>Adapter for Nikon Diaphot/TE200/TE2000, SA-NIK</td>
</tr>
<tr>
<td>Oxygenated, heated ACSF (Artificial cerebro-spinal fluid)</td>
<td>Reagent</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Exact composition will vary with application</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

brain slice stimulation using a microfluidic network and standard perfusion chamber

Abbiamo dimostrato la realizzazione di due livelli dispositivo a microfluidi che possono essere facilmente integrati con configurazioni elettrofisiologia esistenti. I due livelli dispositivo a microfluidi è fabbricato con un passo a due di serie negativa resistere processo di litografia 1. Il primo livello contiene microcanali con aspirazione e scarico ad ogni estremità. Il secondo livello contiene microscala fori circolari trova a metà strada della lunghezza di canale e centrato con larghezza del canale. Passiva metodo di pompaggio è utilizzato per pompare fluidi dal tubo di ingresso alla porta di uscita 2. Il dispositivo a microfluidi è integrato con off-the-shelf camere di perfusione e consente una perfetta integrazione con l&#39;impostazione di elettrofisiologia. I fluidi presentata al flusso di ingresso porte attraverso i microcanali verso i porti di uscita e di fuga attraverso le aperture circolari situato sulla parte superiore del microcanali nel bagno della perfusione. Così la superficie inferiore della fetta cervello nel bagno camera di perfusione e sopra il dispositivo a microfluidi può essere esposto con i neurotrasmettitori diversi. Lo spessore del dispositivo microscala microfluidica e trasparente la natura dei materiali [vetro coprioggetto e PDMS (polidimetilsilossano)] usato per fare il dispositivo a microfluidi permettono microscopia della fetta cervello. Il dispositivo a microfluidi consente la modulazione (sia spaziale e temporale) degli stimoli chimici introdotti microambienti fetta del cervello.

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Brain Slice Stimulation Using a Microfluidic Network and Standard Perfusion Chamber

Dimostriamo realizzazione di un semplice dispositivo a microfluidi che possono essere integrati con standard di configurazioni di elettrofisiologia per esporre superfici microscala di una fetta del cervello in un modo ben controllata da diversi neurotrasmettitori.

La stimolazione cerebrale Slice Utilizzando una rete Microfluidic e della Camera di perfusione standard

We have demonstrated the fabrication of a two-level microfluidic device that can be easily integrated with existing electrophysiology setups. The ...

brain-slice-stimulation-using-microfluidic-network-standard-perfusion

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

10.8K Views.  University of Illinois, Chicago. Dimostriamo realizzazione di un semplice dispositivo a microfluidi che possono essere integrati con standard di configurazioni di elettrofisiologia per esporre superfici microscala di una fetta del cervello in un modo ben controllata da diversi neurotrasmettitori.

Video: Brain Slice Stimulation Using a Microfluidic Network and Standard Perfusion Chamber

Fabrication of a Microfluidic Device for the Compartmentalization of Neuron Soma and Axons

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for culturing neurons. Previously, a silicon wafer was patterned with the design for the neuron microfluidic device using SU-8 and photolithography to create a master mold, or what we simply refer to as a "master". Next, we pour the silicon polymer PDMS on top of the master which is then cured by heating the PDMS to 80&deg;C for 1 hour. The PDMS forms a negative mold of the device. The PDMS is then carefully cut and lifted away from the master. Holes are punched where the reservoirs will be and the excess PDMS trimmed away from the device. Nitrogen is used to blow away any excess debris from the device. At this point the devices are now ready for use and can either bonded to corning No. 1 cover glass with a plasma sterilizer/cleaner or can be reversibly bound to the cover glass by simply placing the device on top of the cover glass. The reversible bonding of the device to glass is covered in a separate video and requires first that the device be sterilized either with 70% ethanol or by autoclaving. Plasma treating sterilizes the devices so no further treatment is necessary. It is, however, important, when plasma-treating the devices, to add liquid to the devices within 10 minutes of the plasma treatment while the surfaces are still hydrophilic. Waiting longer than 10 minutes to add liquid to the device makes it difficult for the liquid to enter the device. The neuron devices are typically plasma-bound to cover glass and 0.5 mg/ml poly-L-lysine (PLL) in pH 8.5 borate buffer is immediately added to the device. After a minimum of 3 hours incubating with PLL, the devices are washed with dH2O water a minimum of 3 times with at least 15 minutes between each wash. Next, the water is removed and fresh media is added to the device. At this point the device is ready for use. It is important to remember at this point to never remove all the media from the device. Always leave media in the main channel.

In this video we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to farbricate a microfluidic device for culturing neurons.

Fabbricazione di un dispositivo a microfluidi per la compartimentazione dei Neuron Soma e assoni

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for ...

Ricerca

Biologia

Preparing E18 Cortical Rat Neurons for Compartmentalization in a Microfluidic Device

In this video, we demonstrate the preparation of E18 cortical rat neurons. E18 cortical rat neurons are obtained from E18 fetal rat cortex previously dissected and prepared. The E18 cortex is, upon dissection, immediately dissociated into individual neurons. It is possible to store E18 cortex in Hibernate E buffer containing B27 at 4&deg;C for up to a week before the dissociation is performed. However, there will be a drop in cell viability. Typically we obtain our E18 Cortex fresh. It is transported to the lab in ice cold Calcium free Magnesium free dissection buffer (CMFM). Upon arrival, trypsin is added to the cortex to a final concentration of 0.125%. The cortex is then incubated at 37&deg;C for 8 minutes. DMEM containing 10% FBS is added to the cortex to stop the reaction. The cortex is then centrifuged at 2500 rpm for 2 minutes. The supernatant is removed and 2 ml of Neural Basal Media (NBM) containing 2% B27 (vol/vol) and 0.25% Glutamax (vol/vol) is added to the cortex which is then re-suspended by pipetting up and down. Next, the cortex is triturated with previously fire polished glass pipettes, each with a successive smaller opening. After triturating, the cortex is once again centrifuged at 2500 rpm for 2 minutes. The supernatant is then removed and the cortex pellet re-suspended with 2 ml of NBM containing B27 and Glutamax. The cell suspension is then passed through a 40 um nylon cell strainer. Next the cells are counted. The neurons are now ready for loading into the neuron microfluidic device.

In this video we demonstrate the preparation of E18 Cortical Rat Neurons.

Preparazione E18 neuroni corticali di ratto per compartimentazione in un dispositivo a microfluidi

In this video, we demonstrate the preparation of E18 cortical rat neurons. E18 cortical rat neurons are obtained from E18 fetal rat cortex previously ...

CD4+ T-Lymphocyte Capture Using a Disposable Microfluidic Chip for HIV

CD4 + T-linfociti Capture utilizzando un chip monouso Microfluidic per l&#39;HIV

Cell Capture Using a Microfluidic Device

Cattura cellula Utilizzando un dispositivo a microfluidi

Assessing Neural Stem Cell Motility Using an Agarose Gel-based Microfluidic Device

While microfluidic technology is reaching a new level of maturity for macromolecular assays, cell-based assays are still at an infant stage1. This is largely due to the difficulty with which one can create a cell-compatible and steady microenvironment using conventional microfabrication techniques and materials. We address this problem via the introduction of a novel microfabrication material, agarose gel, as the base material for the microfluidic device. Agarose gel is highly malleable, and permeable to gas and nutrients necessary for cell survival, and thus an ideal material for cell-based assays. We have shown previously that agarose gel based devices have been successful in studying bacterial and neutrophil cell migration2. In this report, three parallel microfluidic channels are patterned in an agarose gel membrane of about 1mm thickness. Constant flows with media/buffer are maintained in the two side channels using a peristaltic pump. Cells are maintained in the center channel for observation. Since the nutrients and chemicals in the side channels are constantly diffusing from the side to center channel, the chemical environment of the center channel is easily controlled via the flow along the side channels. Using this device, we demonstrate that the movement of neural stem cells can be monitored optically with ease under various chemical conditions, and the experimental results show that the over expression of epidermal growth factor receptors (EGFR) enhances the motility of neural stem cells. Motility of neural stem cells is an important biomarker for assessing cells aggressiveness, thus tumorigenic factor3. Deciphering the mechanism underlying NSC motility will yield insight into both disorders of neural development and into brain cancer stem cell invasion.

We demonstrate that the over expression of epidermal growth factor receptors (EGFR) enhances the motility of neural stem cells(NSCs) using a novel agarose gel based microfluidic device. This technology can be readily adaptable to other mammalian cell systems where cell sources are scarce, such as human neural stem cells, and the turn around time is critical.

Valutare motilità delle cellule staminali neurali L&#39;utilizzo di un gel a base di Agarose dispositivo a microfluidi

While microfluidic technology is reaching a new level of maturity for macromolecular assays, cell-based assays are still at an infant stage1. This is ...

Counting and Determining the Viability of Cultured Cells

Determining the number of cells in culture is important in standardization of culture conditions and in performing accurate quantitation experiments. A hemacytometer is a thick glass slide with a central area designed as a counting chamber. Cell suspension is applied to a defined area and counted so cell density can be calculated. 

Determining the number of cells in culture is important in standardization of culture conditions and in performing accurate quantitation experiments. In this video, we demonstrate how cells are counted using a hemacytometer.

Conteggio e determinazione della vitalità delle cellule in coltura

Determining the number of cells in culture is important in standardization of culture conditions and in performing accurate quantitation experiments. A ...

Trypsinizing and Subculturing Mammalian Cells

As cells reach confluency, they must be subcultured or passaged. Failure to subculture confluent cells results in reduced mitotic index and eventually in cell death. The first step in subculturing is to detach cells from the surface of the primary culture vessel by trypsinization or mechanical means. The resultant cell suspension is then subdivided, or reseeded, into fresh cultures. Secondary cultures are checked for growth and fed periodically, and may be subsequently subcultured to produce tertiary cultures. The time between passaging of cells varies with the cell line and depends on the growth rate.

As cells reach confluency, they must be subcultured or passaged. This video will demonstrate a procedure for subculturing both adherent and suspension cells.

Trypsinizing e Trapianto cellule di mammifero

As cells reach confluency, they must be subcultured or passaged. Failure to subculture confluent cells results in reduced mitotic index and eventually in ...

Freezing, Thawing, and Packaging Cells for Transport

Cultured mammalian cells are used extensively in cell biology studies. It requires a number of special skills in order to be able to preserve the structure, function, behavior, and biology of the cells in culture. This video describes the basic skills required to freeze and store cells and how to recover frozen stocks. 

Cultured mammalian cells are used extensively in cell biology studies. This video describes the basic skills required to freeze and store cells and how to recover frozen stocks.

Congelamento, lo scongelamento, e celle di imballaggio per il trasporto

Cultured mammalian cells are used extensively in cell biology studies. It requires a number of special skills in order to be able to preserve the ...

Platelet Adhesion and Aggregation Under Flow using Microfluidic Flow Cells

Platelet aggregation occurs in response to vascular injury where the extracellular matrix below the endothelium has been exposed. The platelet adhesion cascade takes place in the presence of shear flow, a factor not accounted for in conventional (static) well-plate assays. This article reports on a platelet-aggregation assay utilizing a microfluidic well-plate format to emulate physiological shear flow conditions. Extracellular proteins, collagen I or von Willebrand factor are deposited within the microfluidic channel using active perfusion with a pneumatic pump. The matrix proteins are then washed with buffer and blocked to prepare the microfluidic channel for platelet interactions. Whole blood labeled with fluorescent dye is perfused through the channel at various flow rates in order to achieve platelet activation and aggregation. Inhibitors of platelet aggregation can be added prior to the flow cell experiment to generate IC50 dose response data.

The platelet adhesion cascade takes place in the presence of shear flow, a factor not accounted for in conventional (static) well-plate assays. This article reports on a platelet-aggregation assay utilizing a microfluidic well-plate format to emulate physiological shear flow conditions.

L&#39;adesione e aggregazione piastrinica in condizioni di flusso utilizzando celle di flusso Microfluidic

Platelet aggregation occurs in response to vascular injury where the extracellular matrix below the endothelium has been exposed. The platelet adhesion ...

Mapping the After-effects of Theta Burst Stimulation on the Human Auditory Cortex with Functional Imaging

Auditory cortex pertains to the processing of sound, which is at the basis of speech or music-related processing1. However, despite considerable recent progress, the functional properties and lateralization of the human auditory cortex are far from being fully understood. Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) is a non-invasive technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability via the application of localized magnetic field pulses, and represents a unique method of exploring plasticity and connectivity. It has only recently begun to be applied to understand auditory cortical function 2. 
An important issue in using TMS is that the physiological consequences of the stimulation are difficult to establish. Although many TMS studies make the implicit assumption that the area targeted by the coil is the area affected, this need not be the case, particularly for complex cognitive functions which depend on interactions across many brain regions 3. One solution to this problem is to combine TMS with functional Magnetic resonance imaging (fMRI). The idea here is that fMRI will provide an index of changes in brain activity associated with TMS. Thus, fMRI would give an independent means of assessing which areas are affected by TMS and how they are modulated 4. In addition, fMRI allows the assessment of functional connectivity, which represents a measure of the temporal coupling between distant regions. It can thus be useful not only to measure the net activity modulation induced by TMS in given locations, but also the degree to which the network properties are affected by TMS, via any observed changes in functional connectivity.
Different approaches exist to combine TMS and functional imaging according to the temporal order of the methods. Functional MRI can be applied before, during, after, or both before and after TMS. Recently, some studies interleaved TMS and fMRI in order to provide online mapping of the functional changes induced by TMS 5-7. However, this online combination has many technical problems, including the static artifacts resulting from the presence of the TMS coil in the scanner room, or the effects of TMS pulses on the process of MR image formation. But more importantly, the loud acoustic noise induced by TMS (increased compared with standard use because of the resonance of the scanner bore) and the increased TMS coil vibrations (caused by the strong mechanical forces due to the static magnetic field of the MR scanner) constitute a crucial problem when studying auditory processing. 
This is one reason why fMRI was carried out before and after TMS in the present study. Similar approaches have been used to target the motor cortex 8,9, premotor cortex 10, primary somatosensory cortex 11,12 and language-related areas 13, but so far no combined TMS-fMRI study has investigated the auditory cortex. The purpose of this article is to provide details concerning the protocol and considerations necessary to successfully combine these two neuroscientific tools to investigate auditory processing. 
Previously we showed that repetitive TMS (rTMS) at high and low frequencies (resp. 10 Hz and 1 Hz) applied over the auditory cortex modulated response time (RT) in a melody discrimination task 2. We also showed that RT modulation was correlated with functional connectivity in the auditory network assessed using fMRI: the higher the functional connectivity between left and right auditory cortices during task performance, the higher the facilitatory effect (i.e. decreased RT) observed with rTMS. However those findings were mainly correlational, as fMRI was performed before rTMS. Here, fMRI was carried out before and immediately after TMS to provide direct measures of the functional organization of the auditory cortex, and more specifically of the plastic reorganization of the auditory neural network occurring after the neural intervention provided by TMS. 
Combined fMRI and TMS applied over the auditory cortex should enable a better understanding of brain mechanisms of auditory processing, providing physiological information about functional effects of TMS. This knowledge could be useful for many cognitive neuroscience applications, as well as for optimizing therapeutic applications of TMS, particularly in auditory-related disorders.

Auditory processing is the basis of speech and music-related processing. Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) has been used successfully to study cognitive, sensory and motor systems but has rarely been applied to audition. Here we investigated TMS combined with functional Magnetic Resonance Imaging to understand the functional organization of auditory cortex.

Mappatura delle postumi di Theta Burst stimolazione sulla corteccia uditiva umana con imaging funzionale

Auditory cortex pertains to the processing of sound, which is at the basis of speech or music-related processing1. However, despite considerable recent ...