Segna McCauley è supportato da un mentore-formazione NIH concedere 5T32HL066991-07 Xander Wehrens è supportato da NIH / NHLBI concede 1R01HL091947-01A209 e 3R01HL089598-03S109

1. Preparazione del Telemetro per impianto chirurgico <ol><li> Prima di inserire un telemetro ECG nel mouse, è importante assicurarsi che il telemetro ECG è sterile e in buone condizioni. Nuovi dispositivi di telemetria sono di norma forniti in confezione sterile da parte del fabbricante. Telemetri ECG possono essere riutilizzate a condizione che il dispositivo viene pulito con soluzione Tergazyme 1% per almeno 4 ore. Si può lavare il telemetro con acqua sterile dopo la pulizia con Tergazyme. Inoltre, l&#39;uso Wavicide-01 disinfettante durante la notte per sterilizzare il telemetro ECG. Assicurarsi di lavare disinfettante con acqua sterile 48 ore prima l&#39;impianto in topi. Conservare in un contenitore sterile. </li><li> Controllare il telemetro porta per l&#39;integrità di entrambi i fili conduttori e la guaina isolante. Accendere il trasmettitore telemetria con un magnete sventolato entro 5 cm dal telemetro, e testare il segnale con una radio AM, 530 frequenza. Il segnale deve essere forte e chiara e dovrebbe variare di intensità e tono basata sulla manipolazione dei fili. Registrare il numero di modello, il numero di telemetro di serie e il valore di calibrazione ECG. I produttori spesso raccomandano che il telemetro dovrebbe essere per 24 ore prima dell&#39;impianto, consultare il manuale di istruzioni del telemetro specifiche per i dettagli. In questo esempio, useremo un Data Scienze Internazionali (DSI) telemetro per l&#39;impianto. </li><li> Preparazione di piombo telemetro può essere raggiunto tagliando il negativo (bianco) portare a circa 3,5 cm e il positivo (rosso) a 2,5 cm. Queste sono le lunghezze ottimali per l&#39;impianto del polo negativo nel petto a destra, e portare in positivo l&#39;addome a sinistra (vedi figura 2). Quindi, rimuovere la guaina isolante di esporre 7 mm di filo. Dipingi la fine del piombo metallo con colla sterile, come Vet-Bond, e quindi collegare tappi portare le punte di metallo. Questi tappi eviterà l&#39;erosione della pelle a causa di guidare il posizionamento. Circa 2-3 millimetri filo metallico deve essere esposto per il rilevamento elettrico del ritmo cardiaco nativo. </li></ol> 2. L&#39;impianto chirurgico dei Telemetro <ol><li> Per poter utilizzare una tecnica sterile in chirurgia murini, avrete bisogno di guanti sterili, un telino sterile, e 6-0 punti di sutura Prolene. Si avrà bisogno anche di 2 paia di pinzette sterilizzate, 1 paio di blunt-ended forbici, un bisturi, e un driver ago. Gli strumenti chirurgici possono essere sterilizzati in uno sterilizzatore a sfere di vetro riscaldato a 250 gradi Celsius. Assicurati di sterilizzare e lavare il telemetro come descritto in precedenza prima dell&#39;uso. </li><li> Preparare il mouse per un intervento chirurgico per prima anestetizzare il mouse in una scatola di induzione utilizzando 3% isoflurano a 0,5 L / min 100% O2. Utilizzare una piastra elettrica, come una T-pompa che fa circolare acqua calda, per mantenere la temperatura del mouse è anestetizzato. Temperatura può essere controllata con sonda rettale, se lo si desidera. Quando il mouse è adeguatamente sedato, radersi completamente l&#39;addome e il torace del mouse con tagliaunghie elettrici. Re-anestetizzare il mouse con isoflurano prima di trasferire il mouse su un flusso costante tubo, supina, con la testa rivolta verso la coda verso di voi. Nastro giù le zampe del mouse sul tavolo riscaldato chirurgico. Pulire l&#39;addome con un tampone imbevuto di alcool per rimuovere i capelli rasati e per pulire il campo operatorio. Applicare tre strati separati di betadine con tamponi per disinfettare l&#39;addome e torace. Verificare il corretto livello di anestesia applicando pressione sul letto ungueale del mouse. Dopo il mouse è stato preparato per un intervento chirurgico, utilizzare guanti sterili e applicare la garza sterile al campo chirurgico. </li><li> Impianto telemetro intraperitoneale offre il vantaggio di sperimentazione fisiologia. Per l&#39;inserimento intraperitoneale, iniziare intervento chirurgico utilizzando un bisturi per creare una incisione verticale mediana della cute sovrastante l&#39;addome circa 2,5 cm di lunghezza. Cura della pelle separato dal sottostante tessuto connettivo con blunt-ended forbici. Quindi, creare una incisione verticale mediana in linea alba sovrastante il peritoneo, circa 1,5 cm di lunghezza. Inoltre, creare un piccolo foro nel peritoneo appena sopra (craniale) per l&#39;incisione peritoneale, che servirà come valvola di sfogo per via sottocutanea porta. Durante l&#39;esecuzione di interventi chirurgici, mantenere umido il sito chirurgico di tanto in tanto stillicidio soluzione salina sterile sul campo operatorio. </li><li> Inserire il telemetro nella cavità peritoneale a destra. Inserire pinza nel foro superiore al telemetro e tirare entrambi i cavi attraverso il foro di piombo in modo che siano sporgenti dal peritoneo. Uso continuo 6-0 punti di sutura per chiudere la Prolene cm 1.5 incisione peritoneale linea mediana verticale. </li></ol> 3. Piombo impianto dell&#39;ovulo e chiusura addominale <ol><li> Le derivazioni ECG sono posti nella configurazione di piombo II. Il piombo, con il bianco / trasparente guaina è negativo, ed è collocato in addome alto a sinistra. In primo luogo, creare una incisione cutanea 0,5 cm di petto in alto a destra del mouse.Quindi, usare il forbici per creare un tunnel indietro l&#39;incisione addominale. Tirare il cavo attraverso il tunnel e usare un 6-0 sutura Prolene per ancorare il cavo al muscolo pettorale. Assicurarsi che la sutura è in cima alla parte esposta del piombo, e crea un buon contatto tra piombo e muscoli sottostanti. Utilizzare una sutura secondo prossimale al citato uno, per immobilizzare il cavo al muscolo. Chiudere l&#39;incisione cutanea con un 6-0 sutura Prolene. </li><li> Il cavo positivo (guaina rosso) viene inserito nell&#39;addome sinistra sotto il diaframma sinistra e sotto il cuore. Il cavo è ancorato al tessuto sottostante peritoneale da 6-0 sutura Prolene e deve avere un buon contatto con il tessuto peritoneale. Una incisione addizionale non è necessaria in questa fase perché il sito dell&#39;impianto piombo è vicino alla linea mediana incisione verticale, possono quindi essere facilmente accessibili con il campo esistente chirurgico. Si noti che il tessuto peritoneale deve essere sollevato per evitare la perforazione dell&#39;intestino sottostante. </li><li> Chiudere la fascia addominale e la pelle in modo sequenziale con 6-0 Prolene a strati. </li></ol> 4. Cure post-operatorie <ol><li> Dare il 0,1 mL del mouse su [1 mg / ml] buprenorfina per l&#39;analgesia immediatamente dopo la chirurgia. Lasciare che il mouse per riprendersi da un intervento chirurgico su un tappetino riscaldato. Se il mouse ha prolungato intervento chirurgico&gt; 30 min, o se il mouse appare secco, si può iniettare 0,2-0,3 ml di soluzione salina sterile nel peritoneo per la reidratazione. Per continuato analgesia post-operatoria è pratica standard per fornire topi con buprenorfina due volte al giorno per tre giorni, e poi, se necessario ogni otto ore. </li><li> Pulire betadine con un batuffolo di cotone imbevuto di alcol per evitare irritazioni post-chirurgica. Ricordatevi di registrare il post-chirurgico di peso per la successiva determinazione di post-chirurgica salute. </li><li> 8-24 ore dopo l&#39;intervento, dare il mouse analgesia supplementari con buprenorfina, quando necessario, in quanto riduce il dolore e ridurre l&#39;insuccesso di piombo di collocamento da topo artigliare a livello post-chirurgiche. </li></ol> 5. Rappresentante Risultati Quando eseguito correttamente, il mouse dovrebbe aver chiuso incisioni addominali con sottocutaneo porta sotto la pelle. Solitamente, il mouse prende 10-30 minuti per il recupero dall&#39;anestesia. Ci vogliono circa 7-10 giorni prima che i topi hanno completamente recuperato da un intervento chirurgico, come dimostra il recupero post-operatorio di perdita di peso e la normalizzazione della mobilità. La complicanza più comune dalla chirurgia è l&#39;erosione della porta degli arti attraverso la pelle nei primi 10 giorni dopo l&#39;intervento chirurgico. Questa complicanza comune possono essere evitate con fermezza aderendo sottocutaneo porta a dei tessuti sottocutanei o del peritoneo. Questa tecnica evita porta molle, che creano la pressione e l&#39;attrito sulla pelle quando il mouse ambulates. Anche se meno comuni, l&#39;infezione e sepsi può verificarsi da errori di tecnica sterile, o dalla pulizia incompleta telemetri utilizzati. Uscita ECG può essere registrato da una matrice ricevitore accoppiato con software di acquisizione dati, come dati Sciences International (DSI). Risultati della forma d&#39;onda dovrebbe includere un onda ben definito P, che denota depolarizzazione atriale, e anche un&#39;onda QRS che significa depolarizzazione ventricolare, come mostrato nella Figura 3. Una buona qualità del tracciato ECG dovrebbe avere un onda ben definita P che precede un ben definito QRS onda in un rapporto di 1:1. Ci dovrebbe essere segnale di fondo basso e gli intervalli RR dovrebbe essere regolare in topi wild-type. Una scarsa qualità tracciato ECG può essere indistinta o onde P, QRS, o segnale di fondo, che può rendere l&#39;analisi del computer successive difficile. Un povero tracciato ECG può essere fissato di re-impianto porta telemetro, di solito uno alla volta. Per re-impianto un cavo telemetro, posizionare il mouse in anestesia, e usando la tecnica chirurgica, fare un&#39;incisione nella pelle direttamente sovrastante il cavo in questione. Quando il cavo si accede, tagliare la sutura di ancoraggio del piombo, e spostare il cavo nella posizione desiderata prima di ancorare il cavo di nuovo. Infine, chiudere il sito chirurgico con 6-0 Prolene. <img src="/files/ftp_upload/1739/1739fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1: Un esempio di un telemetro piccolo animale con i cavi positivi e negativi. In generale, il cavo rosso è il conduttore positivo, e la biacca è il cavo negativo. Ogni cavo deve avere una guaina isolante, 5-7 mm di filo a vista, e una punta in plastica con tappo, che impedisce l&#39;erosione del cavo attraverso la pelle. <img src="/files/ftp_upload/1739/1739fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2: Cartoon mostrando adeguata siti telemetro impianto di un mouse. Il bianco (negativo) viene impiantato nel petto alto a destra del mouse, e la (positiva) rosso piombo è posizionato nell&#39;addome di sinistra, in modo tale che i sensi telemetro del &quot;portare due&quot; di configurazione. &lt;p class = &quot;jove_content&quot;&gt; <img src="/files/ftp_upload/1739/1739fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3: forme d&#39;onda rappresentante di un topo nella normale ritmo sinusale. P onda rappresenta depolarizzazione atriale e complesso QRS rappresenta la depolarizzazione ventricolare. Una forma d&#39;onda di alta qualità deve avere un onda distinte P che precede ogni complesso QRS in un rapporto di 1:1.

<ol>
	<li>Cerrone, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bidirectional+ventricular+tachycardia+and+fibrillation+elicited+in+a+knock-in+mouse+model+carrier+of+a+mutation+in+the+cardiac+ryanodine+receptor.">Bidirectional ventricular tachycardia and fibrillation elicited in a knock-in mouse model carrier of a mutation in the cardiac ryanodine receptor.</a> Circ Res. 96 (10), e77-e77 (2005).</li><li>Chelu, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calmodulin+kinase+II-mediated+sarcoplasmic+reticulum+Ca2++leak+promotes+atrial+fibrillation+in+mice.">Calmodulin kinase II-mediated sarcoplasmic reticulum Ca2+ leak promotes atrial fibrillation in mice.</a> J Clin Invest. 119 (7), 1940-1940 (1940).</li><li>Sood, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+calcium+leak+due+to+FKBP12.6+deficiency+in+mice+facilitates+the+inducibility+of+atrial+fibrillation.">Intracellular calcium leak due to FKBP12.6 deficiency in mice facilitates the inducibility of atrial fibrillation.</a> Heart Rhythm. 5 (7), 1047-1047 (2008).</li><li>Swoap, S. J., Gutilla, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiovascular+changes+during+daily+torpor+in+the+laboratory+mouse.">Cardiovascular changes during daily torpor in the laboratory mouse.</a> Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 297 (3), R769-R769 (2009).</li><li>Costa-Goncalves, d. a., C, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+the+multidomain+protein+spinophilin+in+blood+pressure+and+cardiac+function+regulation.">Role of the multidomain protein spinophilin in blood pressure and cardiac function regulation.</a> Hypertension. 52 (4), 702-702 (2008).</li><li>Wehrens, X. H., Kirchhoff, S., Doevendans, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+electrocardiography:+an+interval+of+thirty+years.">Mouse electrocardiography: an interval of thirty years.</a> Cardiovasc Res. 45 (1), 231-231 (2000).</li></ol>

I passi fondamentali di questa procedura sono una corretta pulizia e preparazione del mouse prima dell&#39;intervento sopravvivenza. Quando un telemetro e la sede operativa del mouse sono adeguatamente puliti, c&#39;è un molto migliore post-chirurgica risultato. Inoltre, attenzione a guidare il posizionamento post-chirurgica riduce l&#39;erosione della pelle. Eventuali modifiche alla tecnica comprendono configurazioni alternative per valutare la funzione della parete laterale LV (piombo I configurazione), o l&#39;uso del telemetro non solo per l&#39;analisi della forma d&#39;onda ECG, ma anche per la temperatura e la pressione anche analisi del sangue [oltre gli scopi di questo articolo] . Un percorso alternativo per la registrazione di telemetria ECG è portare il posizionamento sottocutaneo con fili esterni, cioè un telemetro non impiantati. Questo è appropriato per la registrazione di forme d&#39;onda ECG neonatale, ma non è pratico per ambulatoriali telemetria ECG. Impianto telemetro è un potente strumento per il monitoraggio ECG ambulatoriale, ed è stato utilizzato per valutare l&#39;insorgenza di tachicardia ventricolare, morte improvvisa cardiaca, blocco AV nodali, e la fibrillazione atriale. 1,2,3 dati Inoltre, le applicazioni di analisi telemetria hanno prodotto importanti per quanto riguarda il controllo della frequenza cardiaca e variabilità della frequenza cardiaca. 4,5 progressi recenti nella tecnologia ECG telemetro hanno incluso misure sensibile della temperatura corporea e la pressione sanguigna. 6 Così, l&#39;impianto telemetro è una tecnica utile per saggiare cambiamenti fisiologici nei topi e altri modelli animali della malattia.

<table><tbody><tr><td>Steri 250 Bead Sterilizer</td><td>Inotech</td><td>IS-250</td><td></td></tr><tr><td>Blunt-Ended Scissors</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5980</td><td></td></tr><tr><td>Blunt-Ended Forceps (x2)</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5138</td><td></td></tr><tr><td>Veterinary Anesthesia Vaporizer</td><td>Surgivet</td><td>Isotec 4</td><td></td></tr><tr><td>T/Pump</td><td>Gaymar Industries</td><td>P/N11184-000</td><td></td></tr><tr><td>Propylene Blue Monofilament Suture</td><td>Ethicon Inc.</td><td>8718</td><td></td></tr><tr><td>Povodone Iodine, 10%</td><td>Equate</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Alcohol Swabs</td><td>PDI</td><td>B339</td><td></td></tr><tr><td>Tergazyme</td><td>Alconox, Inc.</td><td>21837-118</td><td></td></tr><tr><td>Wavidicde-01</td><td>Medical Chemical Corporation</td><td>Wavicide-01</td><td></td></tr><tr><td>ECG Telemeter</td><td>DataSciences International</td><td>EA-F20</td><td></td></tr></tbody></table>

ambulatory ecg recording in mice

Telemetrici registrazione ECG nei topi è essenziale per comprendere i meccanismi alla base aritmie, disturbi della conduzione, e morte cardiaca improvvisa. Anche se la superficie ECG è utilizzato per misure a breve termine degli intervalli di forma d&#39;onda, non è pratico di studi a lungo termine della variabilità della frequenza cardiaca o la cattura di rari episodi di aritmie. Impiantabili telemetri ECG offrire i vantaggi di semplice impianto chirurgico, a lungo termine la registrazione di elettrogrammi nei topi ambulatoriale, e la scalabilità con registrazioni simultanee di animali diversi. Qui vi presentiamo uno step-by-step per l&#39;impianto di telemetri per la registrazione ECG ambulatoriale nei topi. Stretta aderenza alla tecnica asettica è necessario per la sopravvivenza risultati favorevoli con la possibilità di impianto e la registrazione da settimane a mesi. Così, impiantabile telemetria ECG è uno strumento prezioso per la rilevazione di informazioni critiche sui elettrofisiologia cardiaca nei modelli animali ambulatoriale come il mouse.

Watch this Scientific Journal Video about Ambulatory ECG Recording in Mice at JoVE.com

Ambulatory ECG Recording in Mice

Telemetrico ECG è emerso come uno strumento essenziale per la valutazione dei modelli animali per aritmie cardiache e morte cardiaca improvvisa. Qui vi presentiamo una guida graduale per telemetrici registrazioni ECG per l&#39;applicazione nel monitoraggio a lungo termine ECG ambulatoriale nei topi.

La registrazione ECG ambulatoriale nei topi

Telemetric ECG recording in mice is essential to understanding the mechanisms behind arrhythmias, conduction disorders, and sudden cardiac death. Although ...

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

23.6K Views.  Baylor College of Medicine (BCM). Telemetrico ECG è emerso come uno strumento essenziale per la valutazione dei modelli animali per aritmie cardiache e morte cardiaca improvvisa. Qui vi presentiamo una guida graduale per telemetrici registrazioni ECG per l'applicazione nel monitoraggio a lungo termine ECG ambulatoriale nei topi.

Video: Ambulatory ECG Recording in Mice

Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

The laboratory mouse is the animal species of choice for most biomedical research, in both the academic sphere and the pharmaceutical industry. Mice are a manageable size and relatively easy to house. These factors, together with the availability of a wealth of spontaneous and experimentally induced mutants, make laboratory mice ideally suited to a wide variety of research areas.
In cardiovascular, pharmacological and toxicological research, accurate measurement of parameters relating to the circulatory system of laboratory animals is often required. Determination of heart rate, heart rate variability, and duration of PQ and QT intervals are based on electrocardiogram (ECG) recordings. However, obtaining reliable ECG curves as well as physiological data such as core body temperature in mice can be difficult using conventional measurement techniques, which require connecting sensors and lead wires to a restrained, tethered, or even anaesthetized animal. Data obtained in this fashion must be interpreted with caution, as it is well known that restraining and anesthesia can have a major artifactual influence on physiological parameters1, 2.
Radiotelemetry enables data to be collected from conscious and untethered animals. Measurements can be conducted even in freely moving animals, and without requiring the investigator to be in the proximity of the animal. Thus, known sources of artifacts are avoided, and accurate and reliable measurements are assured. This methodology also reduces interanimal variability, thus reducing the number of animals used, rendering this technology the most humane method of monitoring physiological parameters in laboratory animals3, 4. Constant advancements in data acquisition technology and implant miniaturization mean that it is now possible to record physiological parameters and locomotor activity continuously and in realtime over longer periods such as hours, days or even weeks3, 5.
Here, we describe a surgical technique for implantation of a commercially available telemetry transmitter used for continuous measurements of core body temperature, locomotor activity and biopotential (i.e. onelead ECG), from which heart rate, heart rate variability, and PQ and QT intervals can be established in freeroaming, untethered mice. We also present pre-operative procedures and protocols for post-operative intensive care and pain treatment that improve recovery, well-being and survival rates in implanted mice5, 6.

A surgical technique for implantation of commercially available telemetry transmitters used for continuous measurement of biopotential (one-lead ECG), heart rate, core body temperature and locomotor activity in freely moving mice is shown. Recommendations and protocols for post-operative care and pain relief, improving recovery, well being and survival rate are also presented.

L&#39;impianto di trasmettitori Radiotelemetry Cedendo dati su ECG, frequenza cardiaca, temperatura corporea e attività di movimento libero topi di laboratorio

The laboratory mouse is the animal species of choice for most biomedical research, in both the academic sphere and the pharmaceutical industry. Mice are a ...

Ricerca

Medicina

Polygraphic Recording Procedure for Measuring Sleep in Mice

Recording of the epidural electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in small animals, like mice and rats, has been pivotal to study the homeodynamics and circuitry of sleep-wake regulation. In many laboratories, a cable-based sleep recording system is used to monitor the EEG and EMG in freely behaving mice in combination with computer software for automatic scoring of the vigilance states on the basis of power spectrum analysis of EEG data. A description of this system is detailed herein. Steel screws are implanted over the frontal cortical area and the parietal area of 1 hemisphere for monitoring EEG signals. In addition, EMG activity is monitored by the bilateral placement of wires in both neck muscles. Non-rapid eye movement (Non-REM; NREM) sleep is characterized by large, slow brain waves with delta activity below 4 Hz in the EEG, whereas a shift from low-frequency delta activity to a rapid low-voltage EEG in the theta range between 6 and 10 Hz can be observed at the transition from NREM to REM sleep. By contrast, wakefulness is identified by low- to moderate-voltage brain waves in the EEG trace and significant EMG activity.

The recording of electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in freely behaving mice is a critical step to correlate behavior and physiology with sleep and wakefulness. The experimental protocol described herein provides a cable-based system for acquiring EEG and EMG recordings in mice.

Procedura di registrazione poligrafica per la misurazione del sonno nei topi

Recording of the epidural electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in small animals, like mice and rats, has been pivotal to study the ...

Neuroscienze

Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality worldwide. In humans, a pathologic occlusion forms in a coronary artery and reperfusion of that occluded artery is considered essential to maintain viability of the myocardium at risk. Although essential for myocardial recovery, reperfusion of the ischemic myocardium creates its own tissue injury. The physiologic response and healing of an ischemia/reperfusion injury is different from a chronic occlusion injury. Myocardial ischemia/reperfusion injury is gaining recognition as a clinically relevant model for myocardial infarction studies. For this reason, parallel animal models of ischemia/reperfusion are vital in advancing the knowledge base regarding myocardial injury. Typically, ischemia of the mouse heart after left anterior descending (LAD) coronary artery occlusion is confirmed by visible pallor of the myocardium below the occlusion (ligature). However, this offers only a subjective way of confirming correct or consistent ligature placement, as there are multiple major arteries that could cause pallor in different myocardial regions. A method of recording electrocardiographic changes to assess correct ligature placement and resultant ischemia as well as reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, would help yield consistent infarct sizes in mouse models. In turn, this would help decrease the number of mice used. Additionally, electrocardiographic changes can continue to be recorded non-invasively in a time-dependent fashion after the surgery. This article will demonstrate a method of electrocardiographically confirming myocardial ischemia and reperfusion in real time.

During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

La conferma di ischemia miocardica e riperfusione nei topi mediante il rilievo della superficie elettrocardiografia

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality ...

Repeated Measurement of Respiratory Muscle Activity and Ventilation in Mouse Models of Neuromuscular Disease

Accessory respiratory muscles help to maintain ventilation when diaphragm function is impaired. The following protocol describes a method for repeated measurements over weeks or months of accessory respiratory muscle activity while simultaneously measuring ventilation in a non-anesthetized, freely behaving mouse. The technique includes the surgical implantation of a radio transmitter and the insertion of electrode leads into the scalene and trapezius muscles to measure the electromyogram activity of these inspiratory muscles. Ventilation is measured by whole-body plethysmography, and animal movement is assessed by video and is synchronized with electromyogram activity. Measurements of muscle activity and ventilation in a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis are presented to show how this tool can be used to investigate how respiratory muscle activity changes over time and to assess the impact of muscle activity on ventilation. The described methods can easily be adapted to measure the activity of other muscles or to assess accessory respiratory muscle activity in additional mouse models of disease or injury.

This paper introduces a method for repeated measurements of ventilation and respiratory muscle activity in a freely behaving amyotrophic lateral sclerosis (ALS) mouse model throughout disease progression with whole-body plethysmography and electromyography via an implanted telemetry device.

Misurazione ripetuta di attività muscolare respiratoria e ventilazione in modelli murini di malattie neuromuscolari

Accessory respiratory muscles help to maintain ventilation when diaphragm function is impaired. The following protocol describes a method for repeated ...

Noninvasive Electrocardiography in the Perinatal Mouse

Electrocardiography (ECG) has long been relied upon as an effective and reliable method of assessing cardiovascular (and cardiopulmonary) function in both human and animal models of disease. Individual heart rate, rhythm, and regularity, combined with quantitative parameters collected from ECG, serve to assess the integrity of the cardiac conduction system as well as the integrated physiology of the cardiac cycle. This article provides a comprehensive description of the methods and techniques used to perform a noninvasive ECG on perinatal and neonatal mouse pups as early as the first postnatal day, without requiring the use of anesthetics. This protocol was designed to directly address a need for a standardized and repeatable method for obtaining ECG in newborn mice. From a translational perspective, this protocol proves to be entirely effective for characterization of congenital cardiopulmonary defects generated using transgenic mouse lines, and particularly for analysis of defects causing lethality at or during the first postnatal days. This protocol also aims to directly address a gap in the scientific literature to characterize and provide normative data associated with maturation of the early postnatal cardiac conduction system. This method is not limited to a specific postnatal timepoint, but rather allows for ECG data collection in neonatal mouse pups from birth to postnatal day 10 (P10), a window that is of critical importance for modeling human diseases in vivo, with particular emphasis on congenital heart disease (CHD).

Here, we present a noninvasive electrocardiography (ECG) protocol, optimized for early postnatal mice, that does not require the use of anesthetics.

Elettrocardiografia non invasiva nel topo perinatale

Electrocardiography (ECG) has long been relied upon as an effective and reliable method of assessing cardiovascular (and cardiopulmonary) function in both ...

Electrocardiogram Recordings in Anesthetized Mice using Lead II

The electrocardiogram is a valuable tool for evaluating the cardiac conduction system. Animal research has helped generate novel genetic and pharmacological information regarding the electrocardiogram. However, making electrocardiogram measurements in small animals in vivo, such as mice, has been challenging. To this end, we used an electrocardiogram recording method in anesthetized mice with many advantages: it is a technically simple procedure, is inexpensive, has short measuring time, and is affordable, even in young mice. Despite the limitations with using anesthesia, comparisons between control and experimental groups can be performed with enhanced sensitivity. We treated mice with agonists and antagonists of the autonomic nervous system to determine the validity of this protocol and compared our results with previous reports. Our ECG protocol detected increased heart rates and QTc intervals on treatment with atropine, decreased heart rates and QTc intervals after carbachol treatment, and higher heart rates and QTc intervals with isoprenaline but did not note any change in ECG parameters on administration of propranolol. These results are supported by previous reports, confirming the reliability of this ECG protocol. Thus, this method can be used as a screening approach to making ECG measurements that otherwise would not be attempted due to high cost and technical difficulties.

We present an ECG protocol that is technically easy, inexpensive, fast, and affordable in small mice, and can be performed with enhanced sensitivity. We suggest this method as a screening approach for studying pharmacological agents, genetic modifications, and disease models in mice.

Elettrocardiogramma Registrazioni in Topi anestesizzati utilizzando Lead II

The electrocardiogram is a valuable tool for evaluating the cardiac conduction system. Animal research has helped generate novel genetic and ...

Revealing Subtle Changes in Cardiac Function using Transthoracic Dobutamine Stress Echocardiography in Mice

Left ventricular (LV) dysfunction paves the final pathway for a multitude of cardiac disorders. With the non-invasive high-frequency transthoracic dobutamine stress echocardiography in humans, a reductionist investigation approach to unmask subtle changes in cardiac function has become possible. Here, we provide a protocol for using this technique in mice to facilitate expanded analysis of LV architecture and function in physiology and pathology enabling the observation of alterations in models of cardiac disease hidden in unstressed hearts. This investigation can be performed in one and the same animal and allows both, basal and pharmacologically stress-induced measurements. We outline detailed criteria for appropriate anesthesia, imaging-based LV analysis, consideration of intra- and interobserver variability, and obtaining positive inotrope response that can be attained in mice after intraperitoneal injection of dobutamine under near physiological conditions. To recapitulate the characteristics of human physiology and disease in small animal models, we highlight critical pitfalls in evaluation, e.g., a pronounced Bowditch effect in mice. To further meet translational objectives, we compare stress-induced effects in humans and mice. When used in translational studies, attention must be paid to physiological differences between mice and human. Experimental rigor dictates that some parameters assessed in patients can only be used with caution due to restrictions in spatial and temporal resolution in mouse models.

Left ventricular dysfunction constitutes the final common pathway for a host of cardiac disorders. We here provide a detailed protocol of transthoracic dobutamine stress echocardiography approach for comprehensive evaluation of the left ventricular function of mouse models of cardiac disease as well as cardiac phenotyping.

Left ventricular (LV) dysfunction paves the final pathway for a multitude of cardiac disorders. With the non-invasive high-frequency transthoracic ...

Implantation of Combined Telemetric ECG and Blood Pressure Transmitters to Determine Spontaneous Baroreflex Sensitivity in Conscious Mice

Blood pressure (BP) and heart rate (HR) are both controlled by the autonomic nervous system (ANS) and are closely intertwined due to reflex mechanisms. The baroreflex is a key homeostatic mechanism to counteract acute, short-term changes in arterial BP and to maintain BP in a relatively narrow physiological range. BP is sensed by baroreceptors located in the aortic arch and carotid sinus. When BP changes, signals are transmitted to the central nervous system and are then communicated to the parasympathetic and sympathetic branches of the autonomic nervous system to adjust HR. A rise in BP causes a reflex decrease in HR, a drop in BP causes a reflex increase in HR.
Baroreflex sensitivity (BRS) is the quantitative relationship between changes in arterial BP and corresponding changes in HR. Cardiovascular diseases are often associated with impaired baroreflex function. In various studies reduced BRS has been reported in e.g., heart failure, myocardial infarction, or coronary artery disease. 
Determination of BRS requires information from both BP and HR, which can be recorded simultaneously using telemetric devices. The surgical procedure is described beginning with the insertion of the pressure sensor into the left carotid artery and positioning of its tip in the aortic arch to monitor arterial pressure followed by the subcutaneous placement of the transmitter and ECG electrodes. We also describe postoperative intensive care and analgesic management. After a two-week period of post-surgery recovery long-term ECG and BP recordings are performed in conscious and unrestrained mice. Finally, we include examples of high-quality recordings and the analysis of spontaneous baroreceptor sensitivity using the sequence method.

The baroreflex is a heart-rate regulation mechanism by the autonomic nervous system in response to blood-pressure changes. We describe a surgical technique to implant telemetry transmitters for continuous and simultaneous measurement of electrocardiogram and blood pressure in mice. This can determine spontaneous baroreflex sensitivity, an important prognostic marker for cardiovascular disease.

Impianto combinato di ECG telemetrico e trasmettitori di pressione sanguigna per determinare la sensibilità baroriflessa spontanea in topi coscienti

Blood pressure (BP) and heart rate (HR) are both controlled by the autonomic nervous system (ANS) and are closely intertwined due to reflex mechanisms. ...

Analyzing Long-Term Electrocardiography Recordings to Detect Arrhythmias in Mice

Arrhythmias are common, affecting millions of patients worldwide. Current treatment strategies are associated with significant side effects and remain ineffective in many patients. To improve patient care, novel and innovative therapeutic concepts causally targeting arrhythmia mechanisms are needed. To study the complex pathophysiology of arrhythmias, suitable animal models are necessary, and mice have been proven to be ideal model species to evaluate the genetic impact on arrhythmias, to investigate fundamental molecular and cellular mechanisms, and to identify potential therapeutic targets.
Implantable telemetry devices are among the most powerful tools available to study electrophysiology in mice, allowing continuous ECG recording over a period of several months in freely moving, awake mice. However, due to the huge number of data points (&gt;1 million QRS complexes per day), analysis of telemetry data remains challenging. This article describes a step-by-step approach to analyze ECGs and to detect arrhythmias in long-term telemetry recordings using the software, Ponemah, with its analysis modules, ECG Pro and Data Insights, developed by Data Sciences International (DSI). To analyze basic ECG parameters, such as heart rate, P wave duration, PR interval, QRS interval, or QT duration, an automated attribute analysis was performed using Ponemah to identify P, Q, and T waves within individually adjusted windows around detected R waves. 
Results were then manually reviewed, allowing adjustment of individual annotations. The output from the attribute-based analysis and the pattern recognition analysis was then used by the Data Insights module to detect arrhythmias. This module allows an automatic screening for individually defined arrhythmias within the recording, followed by a manual review of suspected arrhythmia episodes. The article briefly discusses challenges in recording and detecting ECG signals, suggests strategies to improve data quality, and provides representative recordings of arrhythmias detected in mice using the approach described above.

Here we present a step-by-step protocol for a semiautomated approach to analyze murine long-term electrocardiography (ECG) data for basic ECG parameters and common arrhythmias. Data are obtained by implantable telemetry transmitters in living and awake mice and analyzed using Ponemah and its analysis modules.

Analisi delle registrazioni elettrocardiografiche a lungo termine per rilevare le aritmie nei topi

Arrhythmias are common, affecting millions of patients worldwide. Current treatment strategies are associated with significant side effects and remain ...

Real-Time Electrocardiogram Monitoring During Treadmill Training in Mice

Regular physical exercise is a major contributor to cardiovascular health, influencing various metabolic as well as electrophysiological processes. However, in certain cardiac diseases such as inherited arrhythmia syndromes, e.g., arrhythmogenic cardiomyopathy (ACM) or myocarditis, physical exercise may have negative effects on the heart leading to a proarrhythmogenic substrate production. Currently, the underlying molecular mechanisms of exercise-related proarrhythmogenic remodeling are largely unknown, thus it remains unclear which frequency, duration, and intensity of exercise can be considered safe in the context of disease(s).
The proposed method allows to study proarrhythmic/antiarrhythmic effects of physical exercise by combining treadmill training with real-time monitoring of the ECG. Implantable telemetry devices are used to continuously record the ECG of freely moving mice over a period of up to 3 months both at rest and during treadmill training. Data acquisition software with its analysis modules is used to analyze basic ECG parameters such as heart rate, P wave duration, PR interval, QRS interval, or QT duration at rest, during and after training. Furthermore, heart rate variability (HRV) parameters and occurrence of arrhythmias are evaluated. In brief, this manuscript describes a step-by-step approach to experimentally explore exercise induced effects on cardiac electrophysiology, including potential proarrhythmogenic remodeling in mouse models.

Electrocardiogram (ECG) is the key variable to understanding cardiac electrophysiology. Physical exercise has beneficial effects but may also be harmful in the context of cardiovascular diseases. This manuscript provides a method of recording real-time ECG during exercise, which can serve to investigate its effects on cardiac electrophysiology in mice.

Monitoraggio dell'elettrocardiogramma in tempo reale durante l'allenamento sul tapis roulant nei topi

Regular physical exercise is a major contributor to cardiovascular health, influencing various metabolic as well as electrophysiological processes. ...