Name: a novel microsurgical model for heterotopic, en bloc chest wall, thymus, and heart transplantation in mice
Uploaded: 2016-01-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 24 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice at JoVE.com

This work was funded by the American Association of Plastic Surgeons 2014 Academic Scholar Award.

כל הנהלים האופרטיביים הושלמו בעמידה באוניברסיטת ג&#39;ונס הופקינס וארצות הברית מחלקת החקלאות וצריכת שירותי בריאות הציבור. פרוטוקול זה כדלקמן ועדת אוניברסיטת ג&#39;ונס הופקינס טיפול בבעלי חיים ושימוש, לוח הסקירה מוסדי אישר הנחיות (מספר פרוטוקול M013M490). נתוני הישרדות סופיים נרשמו להליכים כירורגיים המתוארים להלן. שני החיות התורם והמקבל יקבלו הרדמה מנע באמצעות עצירות ברמה של 0.1 מ&quot;ג / קילוגרם sc שעה אחת לפני ניתוח ובעצירות החיה נמען מחדש מנוהלות באותו המינון לאחר השתלה מחדש במינון לפי צורך ב -48 השעות הראשונות לאחר ניתוח. 1. תורם שחזור שתל הערה: בגין חלק התורם של דקות השתלת 40 לפני השתלת הנמען כדי למזער את זמן הרדמה נמען וכדי להקל על שעת סיום בו זמנית או מעט אוזןשעת סיום Lier לעומת הכנת הנמען. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משתמש במכשירים סטנדרטיים סטרילי מייקר וכפפות סטריליות להליך. המעבדה שלנו משתמשת עיקור החיטוי של מכשירי מייקרו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את עכבר התורם (זכר) באמצעות מכשיר אדים אינדוקציה isoflurane ב 4%. קוצץ מכאני atraumatic באמצעות להסיר את השיער מצוואר הרחם, החזה, ואזור בטן. מניחים את החיה במצב שכיבה ולשמור isoflurane על 1-2% בחרטום. ודא הרדמה נאותה לאורך כל ההליך על ידי מעת לעת הערכת רפלקס נסיגת קמצוץ הבוהן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני החתך בעור, באופן נרחב להכין אופרטיבי על ידי יישום יוד povidone חיטוי ואחריו אלכוהול איזופרופיל באמצעות מקלון צמר גפן סטרילי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תתחיל עם חתך בעור רוחבי שטחי עם מספריים על פני העור בצוואר הרחם ובטן. חבר שני החתכים בילטרלי לאורך קווי midaxillary. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מלקחיים מייקרלנתח את אזור צוואר הרחם דו-צדדי לזהות, לקשור ולחלק את ורידי הצוואר החיצוניים עם תפר 6-0 משי ומספריים. אז electrocautery באמצעות לחלק את שרירי sternocleidomastoid לחשוף את ורידי הצוואר הפנימיים ועורקי תרדמה משותפים, דו-צדדי. לעבור תפר 6-0 משי תחת שמאל-צדדי וזכות-צדדי תרדמה משותפת וורידי הצוואר פנימיים באופנה בתפזורת. הערה: הם יהיו קשורים ומחולקים מאוחר יותר בשלב 1.9. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חדות לחלק את שרירי הרצועה ורקמת areolar רופף נלוות, הממוקמים קדמית לקנה הנשימה, באמצעות מספריים כדי לשחרר את הקבצים המצורפים שנותרו באזור צוואר הרחם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות electrocautery דו קוטבי ונתיחה חדה, לחלק את השרירים גדולים pectoralis ובריח לחשוף את כלי ולקשור (6-0 תפר משי) subclavian ולחלק proximally. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלב הבא, בעדינות, לתפוס ולמשוך את איבר המין של בעלי החיים. לאורך dorsum של הפין לדמיין את וריד הגב של הפין, ולחטאאזור עם אלכוהול איזופרופיל. באמצעות מחט 30 G, להזריק 30,000 יחידות של הפרין לוריד דרך וריד הגב ולאפשר הפין להירתע חזרה לעמדתו המקורית. דליפה חלקית של פתרון הפרין לרקמה הסובבת עלולה להתרחש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות הקשרים בתפזורת הניחו בעבר סביב עורק תרדמה משותף ווריד הצוואר פנימי, לקשור ולחלק את המבנים, דו-צדדי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מספריים שימוש הבא לעשות חתך רוחבי intrabdominal. כסח את המעיים כדי לחשוף את נחות הווריד הנבוב infrahepatic ולהזריק 2 מיליליטר של תמיסת cardioplegia האירו-קולינס הקר לתוך הווריד הנבוב הנחות infrahepatic. להבטיח הזרקה נאותה על ידי לדמיין שינוי צבע כבד והפסקת פעימות הלב לפני קידום לשלב הבא. הערה: פתרון האירו-קולינס מוכן במעבדה שלנו, ראה טבלה של ריאגנטים ומכשירים ספציפיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מספריים בגישת חלל intrathoracic באמצעות diaph הדו-צדדיחתך ragmatic מהבטן החשופה. להאריך את החתך cephalad דרך השרירים הבין צלעיים וצלעות. משקף קיר חזה חושף את הלב, התימוס, וכלי גדול, תוך הבטחת שמירה על כלי בית החזה הפנימיים לאורך קיר החזה בו זמנית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזריק את נחות הווריד הנבוב suprahepatic עם 4 מיליליטר של תמיסת cardioplegia האירו-קולינס קר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את השורש של אב העורקים ואת עקבות distally לאב העורקים היורדים. באופן חד לחתוך את אב העורקים היורדים (שימור אורך מקסימאלי). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את תא המטען ריאתי ולחלק רק הפרוקסימלי לנקודת הסניף שלה (שימור אורך מקסימאלי). לאחר מכן באמצעות 2 מיליליטר של תמיסת cardioplegia האירו-קולינס קר, לשטוף את תא מטען ולב ריאה על ידי הצבת קטטר קצה פלסטיק רך ללומן של תא המטען ריאתי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות תפר 6-0 משי, לקשור ולחלק את הווריד הנבוב הנחות, נקודת המפגש של ורידי ריאה, וסניפי אבזר של הווריד הנבוב מעולה בין שתי המדינות. אז לרומםולנתח את cephalad הלב מהקבצים המצורפים לאורך הסמפונות העיקרית גזע וקנה נשימה בזהירות שלא להיכנס לדרך הנשימה. באמצעות electrocautery החד ודו קוטבי לנתח את החזה, התימוס, והלב משחרר אותו לחלוטין מעכבר התורם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבסוף, לקצץ את קיר חזה שתל vivo לשעבר לגודל קטן יותר, באמצעות מספריים, לאורך עצם החזה וcostae רוחב, בזהירות שלא לשבש את כלי הפנימיים של בית החזה (איור 1 א). כדי למזער את הדימום הבא revascularization, להשתמש electrocauterization דו קוטבי לאורך הגבולות של עצם החזה osteomusculocutaneous. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את השתל ב 10 מיליליטר של (צלזיוס 4 O) הקרה פתרון האירו-קולינס אם הנמען אינו מוכן להבלעה. עם זאת, אם המקבל הוא מוכן להבלעה, להעביר את השתל ישר לשדה הנמען האופרטיבי. </li></ol> 2. הכנת נמען הערה: כדי לצמצם את זמן הרדמה נמען,מתחיל בהכנת הנמען בתחנה אופרטיבית נפרדת כ 40 דקות לפני סיום קציר שתל תורם. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בערכה של מכשירים סטנדרטיים סטרילי מייקר וכפפות סטריליות להליך נפרדת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את עכבר הנמען (זכר או נקבה) באמצעות מכשיר אדים אינדוקציה isoflurane ב 4%. באמצעות קוצץ מכאני atraumatic להסיר את השיער מאזור צוואר הרחם ובית החזה הימני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר בעמדה וזווית האיבר הימני העליון מעט inferiorly להרכיב זווית 110 מעלות בין הראש והגפיים ימני העליונים שכיבה. לשמור על הרדמה על isoflurane 1-2% באמצעות חרטומו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח משחת עיני נפט בעיני העכבר באמצעות מוליך קצה כותנה. לפני החתך בעור, להכין נרחב האתר האופרטיבי באמצעות יוד povidone חיטוי ואחריו אלכוהול איזופרופיל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מספריים, לעשות חתך בעור מקו האמצע לאורך בור הנחותה תקיןדר של הלסת התחתונה ולהרחיב את החתך infero-רוחבית לאזור בית החזה הימני. באמצעות נתיחה בוטה עם מלקחיים כלי דם, לגייס את וריד הצוואר החיצוני על ידי circumferentially חופשי הכלי מרקמות וadventitia רכים. לחלק את כל הסניפים באמצעות electrocautery, ולהסיר את האונה הימנית של בלוטת submandibular באמצעות נתיחה וelectrocautery חדות למקום פנוי עבור השתל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא מספיק אורך של וריד הצוואר החיצוני לאוורט על שרוול, ולקשור את הצוואר החיצוני וריד באמצעות תפר 6-0 משי. הכנס את הווריד באמצעות לומן של שרוול polyimide החתוך ולהשתמש מהדק כלי דם בולדוג לתקן מורכב כלי-שרוול במקום. לאחר מכן באמצעות מספריים, proximally לחלק את וריד הצוואר החיצוני, אוורט על השרוול, ולתקן במקום עם תפר 10-0 ניילון. (איור 1) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחלקים את השרירים sternocleidomastoid תקין עם electrocautery דו קוטבי לחשוף את עורק תרדמה המשותף. אספסוף circumferentiallyilize העורק cephalad לרוב נקודת דיסטלי באזור צוואר הרחם. המטרה זו מושגת באמצעות נתיחה בוטה של ​​כלי השיט עם מלקחיים כדי להסיר רקמות רכות וadventitia שמסביב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות תפר 6-0 משי, לקשור ולחלק את עורק תרדמה המשותף. להעביר את העורק באמצעות לומן של שרוול polyimide החתוך ולתקן אותה במקום עם מהדק כלי דם בולדוג קרוב לכניסה של בית החזה ככל האפשר. מחלקים את כלי distally, בעדינות להרחיב את הכלי באמצעות מרחיב מייקר, אוורט על השרוול, ולתקן במקום עם תפר 10-0 ניילון. (איור 1) הערה: מרחיב המייקר הספציפי מתואר בטבלה של חומרים כימיים ומכשירים ספציפיים. </li></ol> 3. שתל הבלעה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשמור על מכשור סטרילי סטנדרטי וכפפות סטריליות למקום השתל בתוך אזור צוואר רחם הנמען במהופך ועמדה אלכסונית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר מכן, הנח את AOR יורד תורםלומן טיק מעל מבנה שרוול עורקים של הנמען ולתקן אותה במקום זה עם תפר 10-0 ניילון (איור 1 ג ו1D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אופנה באותה ההשקה כמו בשלב 3.2 בין עורק הריאה התורם ומבנה וריד הצוואר השרוול החיצוני כלפי חוץ של עכבר הנמען (איור 1 ג ו1D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ראשית להסיר מהדק ורידי כלי דם (מהדק וריד הצוואר חיצוני) ולאחר מכן שחרר את המהדק העורק (מהדק עורק תרדמה משותפת). במהלך reperfusion עורקים, לבדוק את השלמות של השתל לענות על כל דימום. אם הדימום הוא דמיין, החל מחדש את המהדק העורק כדי להקטין את איבוד דם ולמתן את מקור הדימום באמצעות electrocautery דו קוטבי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק את השתל ולהבטיח עצירת דימום. לשחרר ולהסיר את מהדק כלי דם עורקים לחלוטין. שים לב ללב להראות סימנים של reperfusion, אשר יהיו באופן מיידי נראית לעין עם הרחבת נפח מהירה של תאי לב, ולחכות לבאכילה להתחיל בתוך 0.5-1 דקות. השתמש במלח חם (35 מעלות צלזיוס) כדי ללחלח את הלב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעטוף את החזה לעמדה אנטומית כדי שלא לגרום לכל מסתלסלים או מתחים על anastomoses. סגור את העור של פצע הניתוח הוא באמצעות 6-0 תפרי ניילון רציפים (איור 1E). </li></ol> 4. לאחר ניתוח טיפול <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל בולוס נוזלי intraperitoneal מלוח 0.3 מיליליטר נורמלי מייד לאחר הניתוח להחלפת נוזל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אז תת עורי להזריק עצירות (0.1mg / קילוגרם) וEnrofloxacin (5mg / קילוגרם) לטיפול מונע כאב ודלקת, בהתאמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החיה תחת מנורת חום עד שהתעורר מהרדמה ולחזור לכיבה sternal. במהלך התאוששות, לבדוק את הצוואר כדי להמחיש את פעימת לב הרעד הזה של שתל הבטחת זלוף שתל המתאים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע ער ובמצב שכיבה, להחזיר את העכבר לכלוב נפרד (ללא החברה של עכברים אחרים) בו הוא יכול לקבל מזון ומים כרצונך. בשל כל תנועה מגבילה קטין זמנית של האיבר הימני העליון, לעזוב מקור מזון ג&#39;לטין על רצפת הכלוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים לב לעכבר הנמען עבור שעה 1 לאחר הניתוח ולאחר מכן להחזיר אותו למתקן הכלוב שבו הוא יכול לקבל כרצונך מזון ומים ונבדק שלוש פעמים ביום במשך 24 שעות הראשונות לפעילות והצריכה תזונתית. צג עכברי סימנים של כאב ומצוקה ומחדש מנה עם עצירות (0.1mg / kg) תת עורי פעמיים ביום לפי צורך לשעה 72 הראשונה. בדוק את החיות יומיות לאחר מכן ולשקול אותם בכל שבוע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התייעץ עם חבר צוות וטרינרים עם אם כל עכברים להציג סימנים של כאב, מצוקה, או ירידה בצריכת מזון. לשקול המתת חסד מוקדמת (בפרוטוקול שלנו טכניקת המתת חסד מעסיקה CO 2 ממנת יתר ל7 דקות, ואחריו נקע בצוואר הרחם). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפסקה של לב שתל הפעימה מוגדרת כנקודת סיום ספציפית שגרמה בעכבר כדי להיות שלacrificed. </li></ol>

The authors do not have any conflicts of interest or financial disclosures to declare.

יש המון תופעות שגורמות לחקירה החיסונית של allotransplantation, הכולל אך אינם מוגבלים למנגנונים של דחייה אקוטית וכרונית, מצגת אנטיגן ישירה ועקיפה, רגישות נמען, או האינדוקציה המעורב chimerism. 19 מודלים בבעלי חיים הפכו תקן הזהב לחקר אימונולוגיה השתלה, ומודלי עכבר עממי יושמו בשל עלותם הנמוכה, הזמינות של עכברים הטרנסגניים ונוקאאוט הגן, נוגדנים חד שבטיים זמינים מסחרי, ביחס ירד דרישות וטרינריות ודיור, ואת הקלות של שכפול. עד כה, מודלים השתלת לב מרובים תוכננו ללמוד השתלת איברים מוצקה. 19,22-27 כמו כן, שפע של דגמי עכבר פותחו ללמוד allotransplantation מרוכבים כלי הדם. 28 עם זאת, המחקר של איבר מוצק בשילוב וallotransplantation מרוכבים כלי הדם מוגבל,והטכניקות עדיין לא הוקמו בעכברים. קיר חזה גוש, התימוס, ומודל en השתלת לב עכברי שהוצג כאן הוא כלי אמין ושכפול כדי לחקור את ההשפעות ומנגנונים חיסוניים של איברים מוצקים בשילוב וallotransplantation מרוכבים כלי הדם. לקדם את התחום של השתלה נוספת, ההבטחה של הארכת הישרדות שתל ומזעור הדיכוי החיסוני באמצעות שיטות טיפול חדשניות חייבת להיות רדופה. גישה אחת כזו היא באמצעות הגיוס של מעורב chimerism (engraftment החלקית של תאי hematopoietic התורם בנמען), אשר יכול להוביל לסובלנות ספציפית תורם ללא דיכוי חיסוני, גם אם בחלק מהמקרים לא נגרם chimerism. 29,30 עצם עירוי מח / השתלת זיווג עם איבר מוצק 31 או 32,33 allotransplanation מרוכבים כלי דם דורשת נפשית מראש נרחב פוזות אתגר משמעותי. כלי דם במח עצם,חלק של מבנה של שתל מרוכבים כלי דם, יכול לעקוף את הבעיה הזו. השתלת מח עצם כלי דם מאפשרת ההעברה הרצופה של תאי מח עצם תורם בתוך מייקרו-סביבת התורם נשמר, ונחשבת למעולה להשתלת מח עצם סלולרית לבד באינדוקציה של סובלנות וצמצום דרישות דיכוי חיסוני. 34-36 יתר על כן, ההתאגדות של רקמת בלוטת התימוס עם השתלת מח עצם כלי דם הראה להגדיל chimerism T-cell ממוצא תורם סופו של דבר לשחק תפקיד תומך באינדוקציה והתחזוקה של chimerism. 2,9 האסטרטגיות האמורות להאריך הישרדות שתל ומזעור דיכוי חיסוני היה הבסיס להמשיג איבר בשילוב מוצק, התימוס, ומודל עכבר שתל מרוכבים כלי דם. Heterotopic en קיר חזה גוש, התימוס, והשתלת לב הוא מיזוג של מספר רב שלומודלים של בעלי החיים torical. השתלת לב בצוואר הרחם Heterotopic באמצעות שרוול שאינו תפר בעכברים כבר מבוססת היטב ונחשבת פחות תובעני מבחינה טכנית מאשר השתלת לב כלי דם בבטן heterotopic. 19 למעשה, טכניקת השרוול יושמה בדגמי השתלת בעלי חיים רבים אחרים. 37-44 Heterotopic השתלת עצם חזה בחולדות הוצגה בשנת 1999 על ידי אל סנטיאגו et. כשיטת חלופית ללמוד השתלת מח עצם כלי דם. 1 הם הצליחו להראות chimerism לטווח ארוך היקפי, סובלנות, והישרדות הבאה הפסקת דיכוי חיסוני ביום לאחר ניתוח 30. 1 Bozkurt et al. לאחר מכן פיתח מודל חולדה בשנת 2013 כדי לשלב את התימוס ואת מלוא היקף חלק osteomyocutaneous של קיר החזה. יש לציין, עם זאת, כי מודל זה שונה מהמודל שלנו בהיבטים רבים. זה כולל: (1) המודל שלהם להיות נטול כל מוצקאיברים, (2) שהושלמו בחולדות באמצעות טכניקות מייקר מסורתיות, (3) קשירה של כלי בית החזה הפנימיים במהלך מסיק תורם, יישום pedicle חד-צדדי, אחת באמצעות עורק תרדמה משותף ווריד הצוואר חיצוני, ו( 4) (5 השתלה) של השתל לאזור המפשעה. 2 עם זאת, המודל שלהם הצליח להוכיח שהתימוס של תורם-המוצא משחק תפקיד משמעותי לא רק להגדלת chimerism אלא גם לתחזוקת chimerism לעומת השתלת מח עצם כלי דם לבד. 2 המודלים חזירים הבאים של שיתוף השתלה של התימוס והלב הראו השפעה מעולה על הישרדות שתל לב. 10,11 היתרונות של כל המודלים של בעלי החיים, אבל חוסר מכניסטית במחקרי vivo הנוגע לאיבר בשילוב מוצק, התימוס, וכלי דם allotransplantation מרוכבים תתבקש הקבוצה שלנו לעצב את המודל הזה. לשעבר הניסיוןecuting מודל הרומן הזה הציג שיעורים מסוימים הדורשים צוות שלנו להנהיג שינויים על מנת להשיג הישרדות של בעלי חיים טובים יותר. מודל זה היה ניסיון עם מפעיל אחד, שסופו של דבר האריך את זמן הניתוח והרדמה ליותר מ 3-4 שעות וגם זמן איסכמיה הקרה ממושך. בעלי חיים לא ער לאחר סיומו של ההליך. יישום של גישת שני צוות לחתוך זמן הניתוח והרדמה הכולל של 90 דקות. זה בא לידי ביטוי ב -60 דקות זמן הרדמה של עכבר הנמען, וזמן איסכמיה הקרה 0-10 דקות שתל. במהלך reperfusion שתל, העכבר הוא רגיש לדימום, אשר יכול להגביל את השרידות שלו בפרי הניתוח המיידי. אנחנו תומכים בדיקה מדוקדקת של vivo לשעבר שתל למקורות פוטנציאליים של דימום, כמו גם שחרור עדין של כלי דם מהדק בולדוג במהלך reperfusion שתל. על ידי הצבת השתל בעמדה לידי ביטוי קל יותר לזהות אתרים ספציפיים שלמְדַמֵם. יתר על כן, עמדת הבלעה שתל זה מטפח שכב ארגונומי ביותר של כלי ממזער את הסיכון של מסתלסל כלי. לבסוף, עם 48 שעות הראשונות של התאוששות, מגוון של עכבר הנמען הימני העליון של תנועת גפיים עלול להתעכב בכל הקשור לטיפוס הכלוב כדי להשיג מזון ומים. לכן, אנו ממליצים מיקום של מקורות תזונתיים ג&#39;לטין לאורך הכלוב כדי להקל על הצריכה תזונתית. בדרך כלל ביום שלאחר ניתוח 3, טווח תנועה מלא מוחזר בתוך הגפיים ימני העליונים. למרות שיש מגבלות למודל זה, הכוללים את הצורך במיומנות טכנית במייקרו, זמינות של שני מיקרוסקופים בו זמנית, ודרישה של גישת שני צוות, זה הראה בכל זאת להיות גישה מוצלחת לבצע מחקרים חיסוניים מכניסטית הקשורים ל איבר בשילוב מוצק וallotransplantation מרוכבים כלי דם. היישום הרחב יותר שלה עשוי לתרום עוד יותר לפתח immun רומןפרוטוקולי osuppressive, מכניקת הלימוד של דחייה אקוטית וכרונית, ויישומן של אסטרטגיות פוטנציאליות לגרום וללקיים chimerism, ולהאריך את הישרדות שתל.

Cardiac transplantation is the treatment of choice for end-stage heart failure. Both technical advancements and pharmacological innovations have propelled the field to early graft acceptance rates above 90%.12,13 Despite this, 60-80% 5-year graft survival is at a standstill and chronic rejection, characterized by transplant vasculopathy, remains inevitable.14-16 Furthermore, patients are subjected to multiple surgical procedures and lifelong immunosuppression, which are associated with chest wall deformities and medical sequelae and toxicities, respectively. The need for innovative approaches to extend allograft survival, minimize the immunosuppressive requirements, and offer reconstructive options for anatomical deformities is pressing.
Vascularized composite allotransplantation offers a unique strategy for improving heart transplant outcomes both from an immunological aspect as well as a reconstructive perspective.17 Vascularized composite allografts are also unique in a way that they have an inherent source of donor-derived hematopoietic stem cells which has shown a favorable ability to reduce immunosuppression and induce and sustain mixed chimerism.1-8 Additionally, co-transplantation of the thymus has shown to prolong survival of both, solid organ transplants and vascularized composite allografts.2,9-11 Combining these strategies with heart transplantation offers a novel solution to the aforementioned challenges facing heart transplantation.18
Murine models serve as excellent platforms for mechanistic in vivo investigation because of the availability of antibodies and well-defined inbred and knockout strains.19-21 Although heart transplantation in mice is commonly studied using a heterotopic intraabdominal microsurgical suture transplant model22-25, a heterotopic, cervical, non-suture cuff technique model has shown to be extremely replicable, reliable, and carries fewer rates of thrombosis.19,26,27 The goal of this study is to develop a heterotopic en bloc osteomyocutaneous chest wall, thymus, and heart transplant technique in mice to study the immunological mechanisms of combined solid organ and vascularized composite allotransplantation using a cervical non-suture cuff technique. This cluster allograft is perfused through the anastomosis of the donor descending aorta to the right common carotid artery and the donor pulmonary artery to the right external jugular vein. Preservation of the internal thoracic vessels and associated thymus branches is paramount to perfusing the chest wall (sternum, ribs, muscles, and skin) and thymus.

<table><tbody><tr><td>Euro-Collins Solution</td><td></td><td></td><td>The solution is not commercially purchased but rather prepared in the laboratory. To make a 500 ml solution add the ingredient listed below to a 330 ml of double distilled water. Mix well, and then fill in the rest of the 170 ml of double distilled water into the solution to a final volume of 500 ml.&lt;br/&gt; Ingredients: 1.02 g KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;, 3.66 g K&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;, 0.56 g KCl, 0.42 g NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;, and 17.52 g of glucose.</td></tr><tr><td>Suture</td><td>Ethilon</td><td>MWI 72667</td><td>6-0 Ethilon


https://www.mwivet.com (MWI - Veterinary Supplies)</td></tr><tr><td>Polyimide Cuff Vein (21G)</td><td>Vention Medical</td><td>141-0043</td><td>http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/</td></tr><tr><td>Polyimide Cuff Artery (24G)</td><td>Vention Medical</td><td>141-0027</td><td>http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/</td></tr><tr><td>Soft plastic tip catheter</td><td>Terumo</td><td>SR*OX2419CA</td><td>24G x 3/4&quot;&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Microsurgical dilator</td><td>S&amp;amp;T</td><td>D-5a.1</td><td>Dilator, 11 cm, FH, 0.1 mm AT10d</td></tr></tbody></table>

a novel microsurgical model for heterotopic, en bloc chest wall, thymus, and heart transplantation in mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

Syngeneic C57BL / 6 השתלות השיגו הישרדות לטווח ארוכה. העיצוב של השתל (איור 1) הוכח כמוצלח מבחינה ההישרדות של בעלי חיים ואת היכולת להעריך הישרדות שתל מתמשכת. זה הודגם באמצעות עור שמעליה נותר צמיחה בת-קיימא, פעילה שתל מתמשך שיער, ופעימות לב היינו יכול להיות מוערך עם הדמיה ומישוש אצבע. נתוני הישרדות מיוצגים באיור 2 לעכברי syngeneic מושתלים. זמן ההישרדות הממוצע היה גדול יותר מאשר 109 ימים. בהתבסס על נתוני ההישרדות, סביר להסיק שההיבט הטכני של השתל המושתל נועד perfuse השלמות של קיר חזה, התימוס, ולב. יתר על כן, היכולת של בעלי החיים syngeneic לשרוד לטווח ארוך תומכת עוד כי מודל עכבר זה לא רק אפשרי אלא יכול להיות משוכפל. הוכחה של מושג זה en קיר חזה גוש, התימוס, והשתלת לב מאמתת המודל עכברי דואר ללמוד בשילוב איבר מוצק וallotransplantation מרוכבים כלי הדם. <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/53442/53442fig1.jpg" /> איור 1. תמונות Intraoperative. (א) קיר החזה, התימוס, ושתל לב הוא התאושש בהצלחה, גזוז, ומדמיין vivo לשעבר מההיבט האחורי. כלי בית החזה הפנימיים בין שתי המדינות יישמרו. (ב) הנמען חיצוני וריד הצוואר (החץ) ועורק תרדמה משותף (ראש החץ) הוא כלפי חוץ קבוע מעל אזיקי polyimide בהכנה להשקת כלי דם. Anastomoses כלי דם (C) השתל הושלם. החץ מראה את ההשקה בין עורק הריאה התורם ווריד הצוואר החיצוני הנמען. ראש החץ מראה את ההשקה בין אב העורקים היורדים תורם ועורק התרדמה משותפת נמען. הכוכבית מזהה את בלוטת התימוס וקיר החזה משתקף היא דמיין overlיינג התימוס. (ד) הגדלה גבוהה יותר מראה את כלי הדם anastomoses השרוול. הבלעה שתל מלאה (ה). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53442/53442fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/53442/53442fig2.jpg" /> קיר חזה, התימוס, והישרדות איור 2. מקשת לב שתל עקומות הישרדות קפלן-מאייר של en קיר חזה גוש, התימוס, וallotransplant לב בעכברי C57BL / 6 syngeneic (n = 3;. זמן ממוצע הישרדות היה גבוה יותר מאשר 109 ימים). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53442/53442fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a>

Watch this Scientific Journal Video about A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice at JoVE.com

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

Microsurgical דגם חדשני לHeterotopic, כמקשה אחת בחזה קיר, קורנית, ולב השתלה בעכברים

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

a-novel-microsurgical-model-for-heterotopic-en-bloc-chest-wall-thymus

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

9.2K Views.  Johns Hopkins University School of Medicine. To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

Video: A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Heterotopic Heart Transplantation in Mice

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable for studying rejection and immune response now that newer transgenic and gene knockout mice are available, and a large number of immunologic reagents have been developed. The heart transplant model is less stringent than the skin transplant models, although technically more challenging. We have developed a modified technique and have completed over 1000 successful cases of heterotopic heart transplantation in mice. When making anastomosis of the ascending aorta and abdominal aorta, two stay sutures are placed at the proximal and distal apexes of recipient abdominal aorta with the donor s ascending aorta, then using 11-0 suture for anastomosis on both side of aorta with continuing sutures. The stay sutures make the anastomosis easier and 11-0 is an ideal suture size to avoid bleeding and thrombosis.
When making anastomosis of pulmonary artery and inferior vena cava, two stay sutures are made at the proximal apex and distal apex of the recipient s inferior vena cava with the donor s pulmonary artery. The left wall of the inferior vena cava and donor s pulmonary artery is closed with continuing sutures in the inside of the inferior vena cava after, one knot with the proximal apex stay suture the right wall of the inferior vena cava and the donor s pulmonary artery are closed with continuing sutures outside the inferior vena cave with 10-0 sutures. This method is easier to perform because anastomosis is made just on the one side of the inferior vena cava and 10-0 sutures is the right size to avoid bleeding and thrombosis. In this article, we provide details of the technique to supplement the video.

The mouse heterotopic heart transplantation model has been proven by many investigators to be an important method for studying mechanisms of rejection and immune response. However, the techniques involved are still challenging. By modifying standard techniques we have had success with more than 1000 transplants.

השתלת הלב Heterotopic ב עכברים

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable ...

Biology

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

עכברי צוואר הרחם לב השתלת דגם שימוש בטכניקת חפתים השתנה

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

שיטה שונה לHeterotopic מאוס לב Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

טכניקת השתלות Murine Heterotopic לב

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotopic צוואר הרחם לב השתלה בעכברים

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

Optimization of the Cuff Technique for Murine Heart Transplantation

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to improve surgical efficiency. In our lab, we have optimized the cuff technique with two major steps. First, we used the inner tube technique to insert a temporary inner tube into the external jugular vein and carotid artery blood vessel to facilitate eversion of the vessel over the cuff. Second, we performed complete heterotopic cardiac transplantation through the collaboration of two experienced surgeons. These modifications effectively reduced the operation time to 25 minutes, with a success rate of 95%. In this report, we describe these procedures in detail and provide a supplemental video. We believe that this report on the improved cuff technique will offer practical guidance for murine heterotopic heart transplantation and will enhance the utility of this mouse model for basic research.

We introduce an inner tube approach to the cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation to help evert the vessel over the cuff. We found that cooperation between two experienced surgeons markedly shortens the operation time.

אופטימיזציה של טכניקת השרוול עבור השתלת לב מוריין

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to ...

Immunology and Infection

A Pre-Clinical Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart failure. Multiple small-animal models of heart transplantation have been used to study the acute and long-term effects of novel therapies. However, few are tested and demonstrated success in clinical trials. It is of critical importance to evaluate new therapies in a clinically relevant large-animal model for efficient and reliable translation of basic studies&#39;&#160;findings. Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and previously used to investigate novel cardioprotective strategies. This procedure focuses on acute ischemia-reperfusion injury and is a reliable method to investigate novel interventions which have been tested and validated in smaller experimental models, such as the murine model. We demonstrate its usefulness in assessing cardiac performance during the early post-transplantation period and other potential possibilities enabled by the model.

Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and utilized to investigate novel cardioprotective strategies.

מודל הפרה-קליני של השתלת לב אורתוטופית

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart ...

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after transplantation, and the impact of immunomodulatory therapies on graft rejection. Heterotopic cervical heart transplantation in mice was first described in 1991 using sutured anastomoses and subsequently modified to include cuff techniques. This modification allowed for improved success rates, and since then, there have been multiple reports that have proposed further technical improvements. However, translation into more widespread utilization remains limited due to the technical difficulty associated with graft anastomoses, which requires precision to achieve adequate length and caliber of the cuffs to avoid vascular anastomotic twisting or excessive tension, which can result in damage to the graft. The present protocol describes a modified technique for performing heterotopic cervical cardiac transplantation in mice which involves cuff placement on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery in alignment with the direction of the blood flow.

Mouse cardiac transplantation models represent valuable research tools for studying transplantation immunology. The present protocol details mouse heterotopic cervical cardiac transplantation that involves the placement of cuffs on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery trunk to allow for laminar blood flow.

השתלת לב צוואר הרחם הטרוטופית בעכבר תוך שימוש באזיקי כלי דם

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

שחזור מעגל הדם במודל השתלת לב של עכבר בטן

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

טכניקת שרוול שונה למודל השתלת לב הטרוטופי של עכבר צוואר הרחם

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...