The authors are very thankful to the Federal Ministry of Education and Research (BMBF) of Germany for the funding of their work. Also, the authors thank Ines Lemser, Sylke Stahlberg, Ingolf R&#252;cknagel and all the other colleagues working in the team of the animal house (FLI, Germany) for their technical assistance with the bronchoscopies. They are very thankful to Maria-Christina Haase (FLI, Germany) for her help in providing literature. Furthermore, the authors wish to express their gratitude to Dr. Angela Berndt (FLI, Germany) and Nicolette Bestul (University of Wisconsin-River Falls) for critical reading of the manuscript.

הצהרת אתיקה מחקר זה בוצע בהתאם קפדן עם חוק אירופאי והלאומי לטיפול ושימוש בבעלי חיים. הפרוטוקול אושר על ידי ועדת האתיקה של ניסויים בבעלי חיים וההגנה על בעלי חיים במדינת תורינגיה, גרמניה (מספר אישור: 04-004/11). כל הניסויים בוצעו תחת פיקוח של הסוכן המוסדי המורשים להגנה על בעלי החיים. ברונכוסקופיה בוצעה אך ורק תחת הרדמה כללית. במהלך המחקר, נעשה כל מאמץ על מנת למזער אי נוחות או סבל. הערות כלליות הטכניקות המתוארות פותחו עבור השוקיים של כ 6-8 שבועות של גיל, במשקל של כ 60-80 קילוגרם. לשימוש במינים אחרים של בעלי חיים גדולים או השוקיים שונים בגיל ובמשקל גוף, הטכניקות צריכה להיות מותאמות כך שיתאימו לגודל ומשקל ולקחת בחשבון את האנטומיה הריאות של מיני בעלי חיים המסוים. כלציוד המשמש חייב להיות סטרילי. psittaci כלמידיה הוא חיידק zoonotic אשר עלול לגרום למחלות בדרכי הנשימה ובכלל בבני אדם. ג שאינו העופות זן psittaci DC15 שימוש בפרוטוקול הנוכחי יש לטפל בם במסגרת בטיחות ביולוגית ברמה 2. כל העבודה עם הפתוגן ועם בעלי חיים נגועים חייבת להתבצע לובשת ציוד מגן אישי, כגון מכונת נשמה, סרבל הוכחת מים סנסציה, מגפי גומי וכפפות. לובש הנשמה מתאימה הוא בעלת חשיבות רבה, שכן התוואי הטבעי של זיהום לג psittaci הוא aerogen. אריזה וסימון של דגימות חייבת להיות הוכחת חיטוי מאז יש להתייחס אל כל הדברים בחומר חיטוי יעיל נגד chlamydiae על פי הוראות היצרן לפני שעזב את יחידת הדיור של בעלי החיים. 1. הכנת בעלי החיים לרונכוסקופיה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבוע את משקליו של העגל למינון של חומרי הרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח (IV) גישה לורידn וריד הצוואר השמאלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ראשית, להזריק לאט xylazine (0.2 מ&quot;ג / קילוגרם משקל גוף) על פני כ 30 שניות, ולאחר מכן, לאחר הרגעה מתרחשת, להזריק קטמין (2.0 מ&quot;ג / קילוגרם משקל גוף). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרם את בעלי החיים על השולחן ומניח אותו בכיבה לרוחב נכון. לאחר החיה ממוקמת כראוי על השולחן, לבדוק אם גישת IV היא עדיין במקום ולתקן אותו במידת צורך. במהלך הרדמה, לבדוק באופן קבוע את רפלקס העפעף כדי לקבוע את עומק ההרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שבעל החיים הוא נושמים בקצב קבוע, שיש מישהו למשוך את הלשון החוצה ולמתוח את הצוואר. מניחים ספקולום צינור מתכת בפיו של בעל החיים, תוך שימוש בתנועות סיבוב קלות. דחוף את ספקולום קדימה תחת שליטת ראייה, תוך שימוש בפנס, עד שהגרון הוא גלוי לעין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשמור על הרדמה לאורך כל הליך אנדוסקופי על ידי הזרקת בולוס של 7 xylazine מ&quot;ג ו70 קטמין מ&quot;ג לפי צורך. </li></ol> . 2 חיסון (חיסון אתרים: איור 1) </p&gt; <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן 3 מזרקים עם הבידוד, המכילים 1, 2, ו 5 מיליליטר של הבידוד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס צינור טפלון לערוץ החוזר של אנדוסקופ. הצינור לא צריך לבלוט מהקצה של אנדוסקופ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את אנדוסקופ דרך ספקולום המתכת. readjustments הקל של ספקולום עשוי להיות נחוץ כדי לאפשר לפטירתו של הגרון. Trachealis הסמפונות, שמתפצל לצד ימין, עוזר ליישר את התמונה על המסך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף את המזרק עם הבידוד 5 מיליליטר לקצה צינורית הטפלון. נווט בצינור לסניפים שבי הבידוד יופקד ולהחיל את הכמות הרצויה (ריאה ימנית: medius Lobus: 0.5 מיליליטר, accessorius Lobus: 0.5 מיליליטר, Lobus caudalis: 0.5 מיליליטר ו1.0 מיליליטר; שמאל ריאות: cranialis Lobus, Pars cranialis : 0.5 מיליליטר, Pars caudalis: 0.5 מיליליטר, Lobus caudalis: 1.5 מיליליטר). צרף את המזרק עם 1 &amp;# 160; מיליליטר הבידוד לצינור, ואז לנווט לtrachealis הסמפונות ולהפקיד את הבידוד (cranialis Lobus, Pars caudalis: 1.0 מיליליטר). זה מועיל תמיד להתקרב מגויר באותו סדר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את אנדוסקופ וספקולום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספריי 1 מיליליטר של הבידוד לכל נחיר עם מפעיל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להביא את בעלי החיים בחזרה לאורווה ולמקם אותו בעמדה נוטה להתעוררות. אל תשאיר את בעלי החיים ללא השגחה או בחברתם של בעלי חיים אחרים עד שהוא חזר להכרה מספיק כדי לשמור על עינת חזה. יציב ההתאוששות צריך להיות ממוזג, שכן יכולתו של בעל החיים לויסות חום היא ירד בהרדמה כללית. הערה: סימנים קליניים ראשונים אמורים להתרחש על 24-36 שעות לאחר חיסון, בהתאם לפתוגן בשימוש. </li></ol> . 3 נהלי דגימה (Sampling אתרים: איור 2) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את בעלי החיים כפי שמתואר ב1.1-1.6 צעדים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברונכואלוואולרית שטיפה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקום 5 מזרקים בכל המכילים 20 מיליליטר של תמיסת מלח איזוטונית סטרילית, במי אמבטיה ולאפשר להם לחמם עד כ 38 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס קטטר שטיפה לערוץ החוזר של אנדוסקופ, ולאחר מכן להכניס את אנדוסקופ לתוך ספקולום המתכת ולנווט קדימה לתוך הסמפונות העיקרית של הריאה השמאלית עד שתגיע &quot;עמדת הטריז&quot; שבו אנדוסקופ לא יכול להיות דחף כל עוד לפנינו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בזה אחר זה, לצרף את המזרקים עם פתרון NaCl החם לשטיפת קטטר, להחדיר את הנוזל ולשאוב אותו ישירות. נוזל שטיפת רונכואלוואולרית חייב להיות מאוחסן בבקבוקי זכוכית siliconized ולשים על קרח מייד לאחר התאוששות כדי למנוע מקרופאגים מכתשיים מהצמדה למשטח הזכוכית. שים לב גם את הכמות של תמיסת מלח והחדיר את כמות הנוזלים התאוששו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את צנתר שטיפה מהערוץ עובד. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צחצוח הסימפונות<ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נווט באנדוסקופ למיקום הדגימה הרצוי, בפרוטוקול המתואר זה tracheae Bifurcatio. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כסה את המברשת עם הצינור לפני הכנסתו לערוץ החוזר של אנדוסקופ עד הקצה של המברשת מופיע על הצג. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדחוף את המברשת עם צינור הפלסטיק קדימה כ -5 ס&quot;מ ולחשוף אותו מצינור הפלסטיק על ידי לחיצה על הידית, ואז לנווט אותו למיקום שהוא להיות מוברש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תדבק שיחות אפיתל בעדינות על ידי דוחף ומושך את המברשת קדימה ואחורה בזמן ניווט אנדוסקופ כדי להבטיח מגע בין המברשת והקיר של הסמפונות. תפסיק לשפשף כאשר מתרחש דימום. כסה את המברשת עם הצינור לפני תלישה של הערוץ עובד בו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן עד חמישה כתמים על שקופיות מיקרוסקופ על ידי בעדינות מגלגל את המברשת על השקופית. לקבע את המריחות במתנול הקר עבור 10 דקות, אוויר יבש ולאחסן ב -20 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המברשת ניתן לשטוף באמצעי תקשורת שונים, בהתאם לצורך של תאי שנדגמו. אם לוקח brushings מרובה עם אותה המברשת, הקפד לשטוף אותו רק בתקשורת שאינו מגרה את הרירית. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביופסיה הריאה Transbronchial <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נווט באנדוסקופ למיקום הדגימה הרצוי, בפרוטוקול המתואר זה caudalis Pars של cranialis Lobus. לפני החדרת המלקחיים הביופסיה לתוך תעלת העבודה פתוחה ולסגור אותו כמה פעמים כדי לוודא שהוא עובד בצורה חלקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דחוף את המלקחיים ביופסיה לסניף הזנב של הסמפונות trachealis עד התנגדות קלה מתרחשת. משוך לאחור 2-3 סנטימטר, פתח את המלקחיים, לדחוף קדימה על 2 סנטימטר, לסגור את המלקחיים, למשוך בחזרה והסר את המלקחיים מהערוץ עובד. זה דורש קצת תרגול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מוציא בזהירות את הרקמה מביופסית המלקחיים, תוך שימוש במחט או מלקחיים קטנים. בהתאם לשימוש נוסף של הרקמות, לאחסן אותו בnitr הנוזליעוגן או בינוני קיבוע מתאים. זה צריך לקרות מייד אחרי ההסרה כדי למנוע תהליכי autolytic. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טיפול שלאחר פרוצדורליים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להביא את בעלי החיים בחזרה לאורווה ולמקם אותו בעמדה נוטה להתעוררות. אל תשאיר את בעלי החיים ללא השגחה או בחברתם של בעלי חיים אחרים עד שהוא חזר להכרה מספיק כדי לשמור על עינת חזה. יציב ההתאוששות צריך להיות ממוזג, שכן יכולתו של בעל החיים לויסות חום היא ירד בהרדמה כללית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפקח על בעלי החיים מקרוב אחר סימנים של חזה אוויר לשעה 24 הבאה. לספק מזון ומים טריים, כאשר בעל החיים חזרו להכרה מלאה. </li></ol></li></ol>

יש המחברים אין לחשוף.

שיטת bronchoscopic של חיסון שפותחה ושיטות דגימת bronchoscopic שונות הותאמו לשימוש בבעלי חיים גדולים בתנאי ניסוי. הטכניקות המתוארות הן קלים ללימוד, אפילו עבור בוחנים עם ניסיון מועט באנדוסקופיה. התהליך של ברונכוסקופיה הוא פולשנית וללא תופעות לוואי הקשורות בשיטות של החיסון, כמו גם את שיטות הדגימה תיארו (BAL, ביופסיה של הריאה transbronchial, צחצוח הסימפונות), שראו אי פעם בכל אחד מבעלי החיים. הסיבוכים הקשורים בביופסיות ריאה transbronchial בבני האדם מדממים וחזה האוויר 48, כל אלה לא נראו בשוק שעברו הליך זה. הביופסיה הריאה transbronchial היא זמן רב יותר ודורשת יותר ציוד מאשר בשיטת transcutaneous, אבל זה פחות פולשני ואינו נושא בסיכון לזיהום פצע. , השיטה אנדוסקופית חזותי המבוקר של inoculatיון מאפשר התצהיר של כמות מוגדרת של הפתוגן באתרים ספציפיים של הריאות. לפיכך, תוצאה הוא ממצאים קליניים ופתולוגי מאוד עקביים בכל בעלי החיים מחוסן 32-34. עם זאת, זה לא דומה לכל התכונות של זיהום טבעי בשוק. במודל של ג נשימה זיהום psittaci, הטכניקה המתוארת של חיסון הוביל לנגעי ריאות הקשורים לאתרים של מיקום הפתוגן 34, ואילו, בעגלי זיהומים שנרכשו באופן טבעי בדרך כלל לפתח דלקת ריאות של אונות הפסגה. עובדה זו צריכה להילקח בחשבון כאשר לפרש את הרלוונטיות של ממצאי ניסוי בהקשר של דלקות ריאות נרכשות טבעיות בראשי בקר. Videoendoscopic BAL מאפשר דגימת אזור מוגדר של הריאות. לצורך ניסויים, זה יתרון בהשוואה לשימוש בקטטר באף בתנאים עיוורים. בשל האנטומיה של ריאות שור, שהצנתר בצורה עיוורת יהיה דחיפהאד לאונה סרעפתית הנכונה ברוב המקרים 53,54 והבוחן אין לו השפעה על האזור של הריאות כי הוא lavaged. יתרון נוסף של BAL אנדוסקופית בשוק הרדים שכיבו לרוחב הוא שיעור ההחלמה הממוצע הגבוה של נוזל החדיר של יותר מ 80%. השוואה עם מחקרים אחרים מגלה כי, בעמידה, עגלים מסוממים, התאוששות של 133.3 ± 1.6 מיליליטר 46 ו127.13 ± 3.53 מיליליטר 45 לאחר החדרה של 240 מיליליטר נוזל לתוך האונה הזנב הוא מדווחת. בעגלים מסוממים בעינת חזה 51% מהנוזל החדיר יכולים להיות התאוששו מהאונה הגולגולת ו62% מהאונה הזנב 43. משמעות דבר היא כי כמחצית מהנוזל החדיר יכולה להיות התאוששה בתנוחה זקופה של העגל. בהתאם לכמות של בלף הדרוש להכנת מדגם נוספת, זה לא יכול להשאיר מספיק חומר כדי לבצע את כל הניסויים הרצויים. BAL בבקר כבר בשימוש על ידי קבוצות מחקר רבות ורביםפרמטרים שונים שנבדקו בתנאים שונים. רוב המחברים ביצעו שטיפה של אונות בסיס 43,45,46, אבל את כמות הנוזלים המשמשים לשטיפה שונה בין קבוצות המחקר. זה מוביל לחוסר עקביות בדילול של התאים התאוששו, חלבונים וחומרים אחרים, ולכן קשה להשוות את הממצאים מפרסומים שונים. לכן, לשימוש בבקר מומלץ שטיפה עם חמישה שברים של 20 מיליליטר (כלומר 100 מיליליטר בסך הכל) מי מלח חם, איזוטוני גוף, שהם התאוששו מייד לאחר החדרה. בעת שימוש בקטטר שטיפה עם קוטר גדול (כלומר&gt; 2 מ&quot;מ), הנפח של כל חלק צריך להיות גדל במעט, תלוי בכמות הנוזלים שתישאר בקטטר. האנטומיה מפולחות מאוד של ריאות השור מובילה להגבלה שיטתית; תוצאות שהתקבלו מחלק אחד של הריאה לא יכולות להיות נכונות גם לגבי שאר הריאות. מאחר ואיןשליטת מראה של אזור הריאה כולה נחקר על ידי ביופסיה ושטיפה transbronchial, הבוחן לא יכול לדעת אם האזורים שנדגמו היו בריאים או חולים. לכן, זה מאוד חשוב למקומות בהם הפתוגן היה מחוסן לפני על מנת שיהיה קצב התאוששות גבוה יותר של הפתוגן ויש אפשרות גבוהה יותר של דגימת אזורי ריאה פגועות לטעום. מגבלה נוספת היא הסיכון המוגבר הרדמה בבעלי חיים של מצב קליני ירוד. יש להשתמש בשיטות שתוארו רק בדגמים של קל עד בינוניים למחלה לשמור את הנטל לבעלי החיים נמוכים ככל האפשר. הרדמה כללית במעלי גירה תמיד צריכה להיות כל הזמן קצר ככל האפשר, כמו פיתוח הגז בכרס הפנימי מגדיל את הסיכון בהרדמת מינים אלה. בעלי חיים חייבים להיות ממוקמים בעמדה נוטה מייד לאחר ברונכוסקופיה, כדי לאפשר הזרימה של הגז שפותח וחייבים להיות במעקב צמוד עד שהתאוששו לגמרי מהרדמה. כמו כן, הטכניקות המתוארות אינן suitable לדגימה במרווחים של פחות מ 24 שעות. הפרוטוקול המתואר יכול להיות מותאם לחומרים מזהמים אחרים. חיסון אנדוסקופי של פתוגנים שונים תואר, כגון ג psittaci 32-34, haemolytica Pasteurella 38-40,42, somni Haemophilus 55, ווירוס שלשולים נגיפי שור 44. כמו כן, האתרים של הפקדת פתוגן בריאה יכולים להיות מותאמים למודל הרצוי. כשאתה בוחר את אתרי דגימה, כמה עובדות חשובות צריכים להילקח בחשבון: יש לבחור באתרים (i) דגימה המבוססים על מיקומם של חיסון ועל הממצאים פתולוגיים הצפויים. (Ii) כאשר נתיחה לאחר מוות הוא שיש לבצע יש להקפיד להשאיר את אזורי הריאה unsampled מספיק עבור vivo לשעבר דגימה. (Iii) יש לבחור מקומות באתר דגימה כך שניתן יהיה להגיע עם הציוד. במיוחד לביופסית ריאות transbronchial, יש מגבלות בשל אורכו של מלקחיים ביופסיה. (Iv) Tהוא בסדר גודל של דגימה הוא צחצוח חשוב, הסימפונות וביופסית ריאות transbronchial עלול להוביל לדימום קל, אשר היו לזהם את בלף. לכן, חייב להיות תמיד מתקבל בלף ראשון. בעת השימוש בפרוטוקול במינים אחרים, האנטומיה ריאות המינים ספציפיים חייבת להילקח בחשבון.

הערכים של מודלים בבעלי חיים גדולים במחקר ביו במחקר ביו תחומי מודרני, מודלים של בעלי החיים הם עדיין הכרחיים כדי להבהיר אינטראקציות מורכבות - הקשורים לבריאות או מצב מחלה - בתוך אורגניזמים יונקים. למרות 17 פרסי הנובל שהוענק למדענים שחקרו בקר, סוסים, כבשים, או עופות כמודלים למחקר ביו 1, כיום רובם המכריע של ניסויים בבעלי החיים מתבצעים עם מכרסמים, בעוד שפחות מ 1% מהמחקרים עובדים עם חיות בית או בעלי חיים. בעלי חיים קטנים מציעים הרבה יתרונות מעשיים (כלומר בעלות נמוכה, גמישות גנטית, תפוקה גבוהה, זמינות של מספר רב של גנטי, וכלים וערכות חיסוניים), ומודלים עכבריים מהונדסים גנטי הם מקובלים לבצע מחקרים מכניסטית לגלות מסלולים מולקולריים מסוימים. במחקר ביו של מערכות, לא מורכביםהוא רלוונטי ביולוגי ותועלת קלינית של מודלים בעכברים הופכים יותר ויותר בספק. הם יכולים להיות מטעים ולשאת בסיכון של פשטנות של מורכבות ביולוגיות 2-9. בשל ייחוד בין מינים, לא בעלי חיים יחיד יהיו במראה לחלוטין את המצב האנושי, ונראה את השימוש במודל אחד או יותר כדי להיות מועיל בגישת מחקר ביו בינתחומי. בהקשר של רפואת translational, בעלי חיים גדולים מציעים את ההזדמנות לשרת את המודלים השוואתיים כלספק תוצאות עם שייכות ביולוגית גבוהה של שימוש כפול עבור שני בני אדם וחיות בריאות 1. למרבה הפלא, את הגנום האנושי הוא דומה באופן הדוק יותר על ידי הגנום השור מאשר על ידי הגנום של מכרסמים מעבדה. כמו כן, אושר לאחרונה כי, בהשוואה למינים אחרים, הגנום של עכברים הוא הרבה יותר מחדש 10-12. במערך מחקר מורכב, שימוש בבעלי החיים מציעים uniqהזדמנות UE של מחקרים על ידי איסוף חוזר ונשנה של מגוון רחב של דגימות in vivo מהאחד ו- אותו individuum מבלי להקריב בעלי החיים התוך בודדים, לטווח ארוך. לכן, ניתן לנטר שינויים פונקציונליים, דלקתיים ומורפולוגיים באותו הנושא על פני תקופה מסוימת של זמן 13. ריאות שור כמודל נשימה מתאים בשל המספר הגבוה של הבדלים משמעותיים באנטומיה ריאות, פיזיולוגיה נשימה, ואימונולוגיה ריאות, עכברים לא מתרבים היבטים רבים pathophysiological חשובות של מחלת ריאות אנושית. זה חייב להילקח בחשבון בעת שימוש בהם כמודלים של בעלי חיים למחלות בדרכי הנשימה 2,9,14-16. למרות מוזרויות של האנטומיה ומבנה קיימות עבור כל ריאות של יונקים, מאפיינים פונקציונליים (כרכי ריאות כלומר, זרמי אוויר ומכניקת נשימה) הם טובים יותר להשוואה בין בני אדם בוגרים ועגלים בשל משקלי גוף דומים(50-100 קילוגרם). מאפייני המינים ספציפיים של הריאה השור הם כדלהלן: הריאה השמאלית מורכבת משתי אונות (cranialis lobus, אשר מחולקת לשני חלקים, וcaudalis lobus), בעוד שהריאה הימנית מורכבת מארבע אונות (lobus cranialis, lobus medius, caudalis lobus, וaccessorius lobus). בניגוד לאנטומיה הריאות של רוב יונקים אחרים, הסמפונות של הסניפים תקין גולגולת אונה ישירות מהצד לרוחב ימין של קנה הנשימה. עם כל כבוד לsubgross אנטומיה, ריאות השור מציגה רמה גבוהה של lobulation ואחוז גבוה של רקמת ביניים 17,18 המוביל לעמידת ריאות ספציפית נמוכה יחסית והתנגדות רקמות pulmonic גבוהה 19. לכן, פעילות הנשימה הנדרשת היא גבוהה למדי בהשוואה למינים אחרים 20,21. הרמה הגבוהה של lobulation מובילה לעצמאות חזקה מהמגזרים. לפיכך, infתהליכי lammatory הם מוגבלים על ידי septa רקמת חיבור, ומגזרים חולים ובריאים לעתים קרובות נמצאים בתוך אותה האונה. בשל המחסור בדרכי נשימה בטחונות, ריאות שור הוא מתאים במיוחד למראה תפקוד ריאות חסימתית 13. באשר לכלי הדם של ריאת השור, עורקי ריאה הקטנים מראים שכבות שריר חלק בולטות מאוד. לכן, השוקיים עשויים גם לשמש כמודל בבעלי חיים מבוסס של יתר לחץ דם או בכלי דם הריאתיים שיפוץ 22-24. עם כל כבוד לזיהומים בדרכי הנשימה, מחלות באופן טבעי קיימות בבעלי חיים שחולקות קווי דמיון רבים עם המחלה הדומה באדם. דוגמאות אופייניות הן שחפת שור 25, וירוס סינסיציאלי נשימה זיהומים (RSV) בשוק 26-28, או זיהומי כלמידיה שנרכשו באופן טבעי 29. לפיכך, מודלים של בעלי חיים גדולים שמקרוב דומים למצב במארח הטבעי. לכן, הם רוב useful לחקר אינטראקציות בין המאכסן לפתוגן והפתופיזיולוגיה המורכבת של המחלה המקבילה בבני אדם 30,31. כמודל רלוונטי מבחינה ביולוגית של זיהום psittaci כלמידיה בדרכי הנשימה, שוקיים נבחרו מאז ראשי בקר מייצגים פונדקאים טבעיים לפתוגן זה 32-35. מידע המתקבל ממודל זה, ביחס לפתוגנזה של המחלה או נתיבי הולכה אפשריים בין בעלי חיים ובני האדם, יסייע להרחיב את הידע שלנו עם השפעה לשתי בהמות ואדם. המודל גם יכול לעזור כדי לוודא אפשרויות טיפוליות חלופיות מקובלות ולחיסולה של ג ריאתי זיהומי psittaci, שהוא, שוב, עניין בשתי רפואת הווטרינרית ואנושית. טכניקות יישומים ולדוגמאות אפשר להשיג ממערכת הנשימה שור מאמר זה מתאר וממחיש את הטכניקות ושיטות אבחון applicablדואר לריאות שור והשתמש במודל שלנו להערכה גם את ההשפעות של הפתוגן על הריאות של יונקים ואת היעילות של התערבות טיפולית. ברונכוסקופיה שבוצעה ברפואה אנושית מאז 1960s, והוא נחשב הליך בטוח 36. בשוק, ברונכוסקופיה הניסיונית תוארה ב -1968 בפעם הראשונה 37. יישום intrabronchial של פתוגנים הוצע על ידי Potgieter et al. כשיטת אמינה כדי לייצר מחלה בדרכי נשימה תחתונה בשוק 38 וכיום היא שיטה נפוצה במחקר שור 34,39,40. חיסון Intrabronchial של כמות מוגדרת של הפתוגן תחת שליטת videoendoscopic מאפשר להשמה סלקטיבית של הגורם המזהם בריאות. זה מוביל לממצאים קליניים ופתולוגיים עקביים בכל בעלי החיים 34 ומאפשר דגימה ממוקדת של אזורי ריאה אשר צפויים להשתנות כתוצאה מחשיפת הפתוגן. <pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; נוזל שטיפה ברונכואלוואולרית (בלף) הוא אינדיקטור שתואר היטב לנוכחות והחומרה של דלקת ריאות. שטיפה ברונכואלוואולרית (BAL) היא הליך סטנדרטי ברפואה אנושית לאבחון של מגוון רחב של מחלות בדרכי הנשימה 41. בבקר חי, BAL הוצג על ידי ווילקי ומרקם בסוף שנות השבעים של המאה שעברה 42. זה נחשב טכניקה בטוחה ודיר כדי ללמוד את דרכי נשימה התחתונות של הבקר. בשל היעדר נתונים מספקים על הפרמטרים בלף בבעלי חיים בריאים, בשינה 1988 BAL ביצע פרינגל et al. על עגלים בריאים עם bronchoscope סיב אופטי גמיש. המחברים גם הצביעו על הצורך לתקנן פרוטוקולי BAL תחת תנאי ניסויים לרכוש תוצאות דומות 43. BAL עדיין משמש כשיטת דגימת in vivo בשוק 44-46. צחצוח הסימפונות משמש ברפואה אנושית בכינויוכלי אבחון כדי לדגום נגעי neoplastic או לניתוח מיקרוביולוגית 36. למטרות מחקר, ניתן להשיג בתרביות תאים ראשוניות של תאי האפיתל שנקטפו על ידי צחצוח ציטולוגית 47. בבקר, השימוש בbrushings הסימפונות לניתוח מיקרוביולוגית תואר לאפיין את סביבת החיידקים של הריאות 43. ביופסיה הריאה Transbronchial מספקת דגימות רקמת ריאה והוא כלי אבחון בעל ערך עבור מפוזר מחלות ריאה בבני אדם. pneumothorax אבחנה רפואי ודימום הקשורים בהליך הם סיבוכים הקשורים לטכניקה זו. השכיחות שלהם היא דיווחה להיות פחות מאחוז אחד בחולים אנושיים 48. הביופסיה הריאה Transbronchial היא לא שיטה נפוצה לשימוש בבקר, בשל העלות הגבוהה של הציוד הנדרש והזמן הדרוש כדי להשיג ביופסיות. במקום זאת, ביופסיות הריאה transcutaneous יותר נוחים בתנאי שדה 49-51.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1174">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:192px;">Veterinary Video Endoscope</td>
			<td style="width:419px;">Karl Storz GmbH &#38; Co. KG, Tuttlingen, Germany</td>
			<td style="width:121px;">PV-SG 22&#8211;140</td>
			<td style="width:443px;">diameter: 9 mm, working channel: 2,2 mm, working length 140 cm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">lavage catheter&#160;</td>
			<td>Karl Storz GmbH &#38; Co. KG, Tuttlingen, Germany</td>
			<td></td>
			<td>diameter: 2 mm; length: 180 cm, Luer-lock-adapter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">acuator</td>
			<td>WEPA Apothekenbedarf GmbH &#38; Co KG, Hillscheid, Germany</td>
			<td>32660</td>
			<td>length: 60 mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">biopsy forceps</td>
			<td>Karl Storz GmbH &#38; Co. KG, Tuttlingen, Germany</td>
			<td>REF 60180LT</td>
			<td>1.8 mm, serrated, oval</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Omnifix 20 ml, Luer-Lock</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany</td>
			<td>4617207V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">cytology brush</td>
			<td>mtp GmbH, Neuhausen ob Eck, Germany</td>
			<td>110240-10&#160;</td>
			<td>working length 180 cm, brush length: 15 mm, diameter 1.8 mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">iv acess&#160;</td>
			<td>Henry Schein Vet GmbH, Hamburg, Germany</td>
			<td>370-211</td>
			<td>diameter 1.2 mm, length 43 mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Rompun 2% (xylazin)</td>
			<td>Bayer Vital GmbH, Leverkusen, Germany</td>
			<td></td>
			<td>0.2 mg/kg bodyweight</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ketamin 10% (ketamine)</td>
			<td>bela-pharm GmbH &#38; Co. KG, Vechta, Germany</td>
			<td></td>
			<td>2.0 mg/kg bodyweight</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">isotonic saline solution</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany</td>
			<td>3200950</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">SUB 6 waterbath</td>
			<td>CLF analytische Laborger&#228;te GmbH, Emersacker, Germany</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">metal tube speculum&#160;</td>
			<td>n/a</td>
			<td>n/a</td>
			<td>diameter: 3.5 cm, length: 35 cm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">flashlight</td>
			<td>n/a</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">siliconized glass bottles</td>
			<td>n/a</td>
			<td>n/a</td>
			<td>siliconize with Sigmacote (Sigma-Aldrich Co. LLC)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Omnifix Luer 3 ml</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany</td>
			<td>4616025V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Omnifix Luer 5 ml</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany</td>
			<td>4616057V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sealing plugs</td>
			<td>Henry Schein Vet GmbH, Hamburg, Germany</td>
			<td>900-3057</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">inoculum</td>
			<td></td>
			<td>n/a</td>
			<td>dilute pathogen in 8mL buffer</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the bovine lung in biomedical research: visually guided bronchoscopy, intrabronchial inoculation and in vivo sampling techniques

יש חיפוש מתמשך למודלים של בעלי חיים אלטרנטיביים במחקר של רפואה בדרכי הנשימה. בהתאם למטרה של המחקר, בעלי חיים גדולים כמודלים של מחלת ריאות לעתים קרובות דומים למצב של אדם הריאות הרבה יותר טוב מאשר עכברים לעשות. עבודה עם בעלי חיים גדולים גם מציעה את ההזדמנות לטעום אותו בבעלי החיים שוב ושוב על קורס מסוים של זמן, המאפשר מחקרים ארוך טווח, מבלי להקריב את בעלי החיים. המטרה הייתה להקים בvivo שיטות דגימה לשימוש במודל שור של זיהום psittaci כלמידיה בדרכי הנשימה. דגימה צריכה להתבצע בנקודות זמן שונות בכל בעל חיים במהלך תקופת המחקר, והדגימות צריכה להיות מתאימות כדי ללמוד את התגובה המארחת, כמו גם את הפתוגן בתנאי ניסוי. ברונכוסקופיה היא כלי אבחון חשוב ברפואת אדם ולשימוש וטרינרים. זהו הליך בטוח ופולשנית. ארטיק זהle מתאר את חיסון intrabronchial של עגלים, כמו גם שיטות דגימה לדרך הנשימה התחתונה. Videoendoscopic, חיסון intrabronchial מוביל לממצאים קליניים ופתולוגי מאוד עקביים בכל בעלי החיים מחוסן, והוא, אם כן, מתאים היטב לשימוש במודלים של מחלת ריאות זיהומית. שיטות הדגימה המתוארות הן שטיפה ברונכואלוואולרית, צחצוח הסימפונות וביופסית ריאות transbronchial. כל אלה הם כלי אבחון חשובים ברפואה אנושית ויכול להיות מותאם למטרות ניסיוניות לעגלים בגילי 6-8 שבועות. הדגימות שהתקבלו היו מתאימות גם לזיהוי הפתוגן ואפיון של החומרה של דלקת ריאות במארח.

מהלך המחלה ההשפעה של הפתוגן על בריאותם של בעלי החיים ניתן להעריך על ידי בדיקה קלינית. במודלים של הזיהום בדרכי הנשימה שלנו, בעלי חיים נבדקו פעמיים ביום ותצפיות קליניות נרשמו באמצעות שיטת ניקוד. מידע נוסף נכבש על ידי ביצוע in vivo שיטות אחרות דגימה, למשל, אוסף של דם ומטליות או מדידת תפקוד ריאות. בדיקות פתולוגיות בוצעו בנקודות זמן שונות לאחר חיסון כדי לתאר את ההתקדמות של הזיהום 32-34. בלף שיעור ההחלמה קצב ההתאוששות של הנוזל החדיר היה 83.05 ± 4.58% (ממוצע ± סטיית תקן). איתור פתוגן Recultivation של הפתוגן יכול להתבצע מbrushings הסימפונות. כמו כן, הקרנת PCR של דגימות שונות אפשר לזהות את הפתוגן, למשל tiביופסיה ssue, מדגם מברשת ציטולוגיה, בלף-תאים 52 או ספוגית בלוע. ויזואליזציה של פתוגן אפשרית על ידי ביצוע אימונוהיסטוכימיה סעיפים קפוא של ביופסיות הריאה והכנות שקיעה של בלף-התאים (איור 3). בניסויים קודמים, ה-PCR של דגימות דם ודגימות (הלחמית, צואה, אף) בוצעה כדי לאפיין את ההתפשטות ושפיכה של הפתוגן 32. סמנים של דלקת המקומית של רקמת הריאה בבלף, פרמטרים שונים של דלקת ריאות ניתן ללמוד. ספירת התאים בסך הכל, ואת חלקם של הנויטרופילים בדרך כלל להגדיל כאשר דלקת ריאות היא הווה. להתמיינות תאים, יכולות להיות מוכתמות הכנות שקיעה של בלף-תאים פי Giemsa ומובחן באמצעות טבילת שמן (איור 4). פרופורציות נייד ונוזליות של בלף מופרדות על ידי צנטריפוגה (XG 300; 20 דקות). בלף-Supernatant מכיל סמנים שונים המשתנים במהלך תהליכים דלקתיים בריאה וניתן ללמוד תחת תנאי ניסוי. דוגמאות לכך הן חלבון וeicosanoids 29,34 סך הכל. סקירה סכמטית של שימוש נוסף האפשרי של הדגימות תיארו מוצגת באיור 5. <img alt="איור 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51557/51557fig1highres.jpg" width="500" /> איור 1. תכנית של הריאה השור עם אתרי חיסון (צהוב). המספרים מציינים את הסדר שבו הבידוד מנוהל לתוך הסמפונות שונה. R: ימין; L: עזב. ריאה ימנית: medius Lobus 1: 0.5 מיליליטר, 2 accessorius Lobus: 0.5 מיליליטר, 3 caudalis Lobus: 0.5 מיליליטר ו -4 1.0 מיליליטר; ריאה שמאלית: cranialis Lobus, <strong&gt; 5 Pars cranialis: 0.5 מיליליטר, caudalis 6 Pars: 0.5 מיליליטר, 7 caudalis Lobus: 1.5 מיליליטר, 8 cranialis Lobus, Pars caudalis: 1.0 מיליליטר. <img alt="איור 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51557/51557fig2highres.jpg" width="500" /> . איור 2 תכנית של הריאה השור עם אתרי חיסון (צהוב) ואתרי דגימה:. שטיפה ברונכואלוואולרית (כחולה), צחצוח הסימפונות (ירוקה), וביופסית ריאה (כתום) שים לב כי כל הדגימות שהתקבלו מאזורים שבם הפתוגן הופקד לפני. R: ימין, L: עזב. <img alt="איור 3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51557/51557fig3highres.jpg" width="500" /> איור 3.) ביופסיה ריאות מעגל מחוסן עם Chl<html> psittaci amydia 4 ימים לאחר החיסון (dpi), ב) משקעים סלולריים של בלף מעגל מחוסן עם ג dpi psittaci 9. תיוג immunohistochemical לchlamydiae. תכלילים כלמידיה (חיצים) נמצאים הריאה (א) ובמקרופאגים מכתשיים (ב). counterstain hematoxylin. <img alt="איור 4" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51557/51557fig4highres.jpg" width="500" /> איור 4. משקעים נייד של בלף מעגל מחוסן עם ג מקרופאגים psittaci 9 dpi. מכתשיים (#) הם סוג התא הדומיננטי בבלף. הסכום של גרנולוציטים נויטרופילים (*) עולה כאשר תהליכים דלקתיים הם הווה. מכתים פפנהיים השתנה. &quot;Width =&quot; es.jpg 600 &quot;/&gt; איור 5. שיטות אפשריות להכנת מדגם. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51557/51557fig5highres.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a>

Watch this Scientific Journal Video about The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques at JoVE.com

The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques

מאמר זה מתאר טכניקות bronchoscopic בריאת השור תחת תנאי ניסוי, כלומר חיסון מודרך bronchoscopically, שטיפה ברונכואלוואולרית, צחצוח הסימפונות, וביופסית ריאות transbronchial.

ברונכוסקופיה מודרכת מבחינה ויזואלית, Intrabronchial הרכבת חיסון ו: ריאות שור במחקר ביו<em&gt; בVivo</em&gt; טכניקות דגימה

There is an ongoing search for alternative animal models in research of respiratory medicine. Depending on the goal of the research, large animals as ...

the-bovine-lung-biomedical-research-visually-guided-bronchoscopy

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques

23.1K Views.  Friedrich-Loeffler-Institut.  מאמר זה מתאר טכניקות bronchoscopic בריאת השור תחת תנאי ניסוי, כלומר חיסון מודרך bronchoscopically, שטיפה ברונכואלוואולרית, צחצוח הסימפונות, וביופסית ריאות transbronchial. 

Video: The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques

Making Sense of Listening: The IMAP Test Battery

The ability to hear is only the first step towards making sense of the range of information contained in an auditory signal. Of equal importance are the abilities to extract and use the information encoded in the auditory signal. We refer to these as listening skills (or auditory processing AP). Deficits in these skills are associated with delayed language and literacy development, though the nature of the relevant deficits and their causal connection with these delays is hotly debated.
When a child is referred to a health professional with normal hearing and unexplained difficulties in listening, or associated delays in language or literacy development, they should ideally be assessed with a combination of psychoacoustic (AP) tests, suitable for children and for use in a clinic, together with cognitive tests to measure attention, working memory, IQ, and language skills. Such a detailed examination needs to be relatively short and within the technical capability of any suitably qualified professional. Current tests for the presence of AP deficits tend to be poorly constructed and inadequately validated within the normal population. They have little or no reference to the presenting symptoms of the child, and typically include a linguistic component. Poor performance may thus reflect problems with language rather than with AP. To assist in the assessment of children with listening difficulties, pediatric audiologists need a single, standardized child-appropriate test battery based on the use of language-free stimuli.
We present the IMAP test battery which was developed at the MRC Institute of Hearing Research to supplement tests currently used to investigate cases of suspected AP deficits. IMAP assesses a range of relevant auditory and cognitive skills and takes about one hour to complete. It has been standardized in 1500 normally-hearing children from across the UK, aged 6-11 years. Since its development, it has been successfully used in a number of large scale studies both in the UK and the USA. IMAP provides measures for separating out sensory from cognitive contributions to hearing. It further limits confounds due to procedural effects by presenting tests in a child-friendly game-format. Stimulus-generation, management of test protocols and control of test presentation is mediated by the IHR-STAR software platform. This provides a standardized methodology for a range of applications and ensures replicable procedures across testers. IHR-STAR provides a flexible, user-programmable environment that currently has additional applications for hearing screening, mapping cochlear implant electrodes, and academic research or teaching.

A test battery (IMAP) for performing an in-depth assessment of auditory and cognitive abilities contributing to listening skills is described. It is quick to administer, child-friendly and free from linguistic confounds. Stimulus generation and protocol management are controlled via a software platform (IHR-STAR) to ensure replicable procedures.

יצירת תחושה של הקשבה: סוללה מבחן IMAP

The ability to hear is only the first step towards making sense of the range of information contained in an auditory signal. Of equal importance are the ...

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. As this technology expands and improves, the ability to potentially evaluate and improve the quality of substandard lungs prior to transplant is a critical need. In order to more rigorously evaluate these approaches, a reproducible animal model needs to be established that would allow for testing of improved techniques and management of the donated lungs as well as to the lung-transplant recipient. In addition, an EVLP animal model of associated pathologies, e.g., ventilation induced lung injury (VILI), would provide a novel method to evaluate treatments for these pathologies. Here, we describe the development of a rat EVLP lung program and refinements to this method that allow for a reproducible model for future expansion. We also describe the application of this EVLP system to model VILI in rat lungs. The goal is to provide the research community with key information and &#8220;pearls of wisdom&#8221;/techniques that arose from trial and error and are critical to establishing an EVLP system that is robust and reproducible.

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. Here, we describe the development of a rat EVLP program and refinements that allow for a reproducible model for future expansion.

שיטה של ​​מבודד<em&gt; Ex Vivo</em&gt; ריאות זלוף במודל עכברוש: ​​לקחים מפיתוח תכנית EVLP עכברוש

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed ...

Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer research. Although there are a number of methods that have been published showing how to intubate mice for pulmonary function measurements, none are without potential problems for rapid tracheal instillation in large cohorts of mice. In the present paper, a simple and quick method is described that enables an investigator to carry out such instillations in an efficient manner. The method does not require any special tools or lighting and can be learned with very little practice. It involves anesthetizing a mouse, making a small incision in the neck to visualize the trachea, and then inserting an intravenous catheter directly. The small incision is quickly closed with tissue adhesive, and the mice are allowed to recover. A skilled student or technician can do instillations at an average rate of 2 min/mouse. Once the cancer is established, there is frequently a need for quantitative histologic analysis of the lungs. Traditionally pathologists usually do not bother to standardize lung inflation during fixation, and analyses are often based on a scoring system that can be quite subjective. While this may sometime be sufficiently adequate for gross estimates of the size of a lung tumor, any proper stereological quantification of lung structure or cells requires a reproducible fixation procedure and subsequent lung volume measurement. Here we describe simple reliable procedures for both fixing the lungs under pressure and then accurately measuring the fixed lung volume. The only requirement is a laboratory balance that is accurate over a range of 1 mg&#8211;300 g. The procedures presented here thus could greatly improve the ability to create, treat, and analyze lung cancers in mice.

The goal of this paper is to describe simple methods that will greatly aid in the setup and analysis of mouse lungs with lung cancer or other pathologies. We present 3 protocols to simply and reliably carry out lung instillations, fixation, and lung volume measurements.

שיטות החדרה וקיבוע שימושיות בחקר סרטן ריאות עכבר

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer ...

Depletion of Mouse Cells from Human Tumor Xenografts Significantly Improves Downstream Analysis of Target Cells

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic patient tumors in different assays1. Human tumor xenografts represent the gold standard with respect to tumor biology, drug discovery, and metastasis research 2-4. Tumor xenografts can be derived from different types of material like tumor cell lines, tumor tissue from primary patient tumors4 or serially transplanted tumors. When propagated in vivo, xenografted tissue is infiltrated and vascularized by cells of mouse origin. Multiple factors such as the tumor entity, the origin of xenografted material, growth rate and region of transplantation influence the composition and the amount of mouse cells present in tumor xenografts. However, even when these factors are kept constant, the degree of mouse cell contamination is highly variable.
Contaminating mouse cells significantly impair downstream analyses of human tumor xenografts. As mouse fibroblasts show high plating efficacies and proliferation rates, they tend to overgrow cultures of human tumor cells, especially slowly proliferating subpopulations. Mouse cell derived DNA, mRNA, and protein components can bias downstream gene expression analysis, next-generation sequencing, as well as proteome analysis 5. To overcome these limitations, we have developed a fast and easy method to isolate untouched human tumor cells from xenografted tumor tissue. This procedure is based on the comprehensive depletion of cells of mouse origin by combining automated tissue dissociation with the benchtop tissue dissociator and magnetic cell sorting. Here, we demonstrate that human target cells can be can be obtained with purities higher than 96% within less than 20 min independent of the tumor type.

Human tumor xenografts are vascularized and infiltrated by cells of mouse origin during the growth phase in vivo. To circumvent the bias caused by these contaminating cells during downstream analysis, we developed a method allowing for comprehensive depletion of all mouse cells by magnetic cell sorting.

חסך בתאי עכבר מן xenografts גידול האנושי משפר משמעותי ניתוח במורד זרם של תאי יעד

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic ...

Phosphorus-31 Magnetic Resonance Spectroscopy: A Tool for Measuring In Vivo Mitochondrial Oxidative Phosphorylation Capacity in Human Skeletal Muscle

Skeletal muscle mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) capacity, which is critically important in health and disease, can be measured in vivo and noninvasively in humans via phosphorus-31 magnetic resonance spectroscopy (31PMRS). However, the approach has not been widely adopted in translational and clinical research, with variations in methodology and limited guidance from the literature. Increased optimization, standardization, and dissemination of methods for in vivo 31PMRS would facilitate the development of targeted therapies to improve OXPHOS capacity and could ultimately favorably impact cardiovascular health. 31PMRS produces a noninvasive, in vivo measure of OXPHOS capacity in human skeletal muscle, as opposed to alternative measures obtained from explanted and potentially altered mitochondria via muscle biopsy. It relies upon only modest additional instrumentation beyond what is already in place on magnetic resonance scanners available for clinical and translational research at most institutions. In this work, we outline a method to measure in vivo skeletal muscle OXPHOS. The technique is demonstrated using a 1.5 Tesla whole-body MR scanner equipped with the suitable hardware and software for 31PMRS, and we explain a simple and robust protocol for in-magnet resistive exercise to rapidly fatigue the quadriceps muscle. Reproducibility and feasibility are demonstrated in volunteers as well as subjects over a wide range of functional capacities.

Phosphorus-31 Magnetic Resonance Spectroscopy: A Tool for Measuring In Vivo Mitochondrial Oxidative Phosphorylation Capacity in Human Skeletal Muscle

This work demonstrates the feasibility of an in vivo phosphorus-31 magnetic resonance spectroscopy (31PMRS) technique to quantify mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) capacity in human skeletal muscle.

זרחן-31 ספקטרוסקופיה תהודה מגנטית: כלי למדידת<em&gt; In vivo</em&gt; קיבולת זרחון חמצוני מיטוכונדריאלי של שריר שלד אדם

Skeletal muscle mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) capacity, which is critically important in health and disease, can be measured in vivo ...

Sampling Strategies and Processing of Biobank Tissue Samples from Porcine Biomedical Models

In translational medical research, porcine models have steadily become more popular. Considering the high value of individual animals, particularly of genetically modified pig models, and the often-limited number of available animals of these models, establishment of (biobank) collections of adequately processed tissue samples suited for a broad spectrum of subsequent analyses methods, including analyses not specified at the time point of sampling, represent meaningful approaches to take full advantage of the translational value of the model. With respect to the peculiarities of porcine anatomy, comprehensive guidelines have recently been established for standardized generation of representative, high-quality samples from different porcine organs and tissues. These guidelines are essential prerequisites for the reproducibility of results and their comparability between different studies and investigators. The recording of basic data, such as organ weights and volumes, the determination of the sampling locations and of the numbers of tissue samples to be generated, as well as their orientation, size, processing and trimming directions, are relevant factors determining the generalizability and usability of the specimen for molecular, qualitative, and quantitative morphological analyses. Here, an illustrative, practical, step-by-step demonstration of the most important techniques for generation of representative, multi-purpose biobank specimen from porcine tissues is presented. The methods described here include determination of organ/tissue volumes and densities, the application of a volume-weighted systematic random sampling procedure for parenchymal organs by point-counting, determination of the extent of tissue shrinkage related to histological embedding of samples, and generation of randomly oriented samples for quantitative stereological analyses, such as isotropic uniform random (IUR) sections generated by the &#34;Orientator&#34; and &#34;Isector&#34; methods, and vertical uniform random (VUR) sections.

The practical application and performance of methods for generation of representative tissue samples of porcine animal models for a broad spectrum of downstream analyses in biobank projects are demonstrated, including volumetry, systematic random sampling, and differential processing of tissue samples for qualitative and quantitative morphologic and molecular analyses types.

אסטרטגיות דגימה ועיבוד של דגימות רקמה Biobank של מודלים ביו חזירי

In translational medical research, porcine models have steadily become more popular. Considering the high value of individual animals, particularly of ...

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

מינהל הארגון הישיר כדי לשפר את הסוכן הסלקטיבי התצהיר בתוך הריאה של העכבר

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

On-Site Sampling and Extraction of Brain Tumors for Metabolomics and Lipidomics Analysis

Despite the variety of tools available for cancer diagnosis and classification, methods that enable fast and simple characterization of tumors are still in need. In recent years, mass spectrometry has become a method of choice for untargeted profiling of discriminatory compound as potential biomarkers of a disease. Biofluids are generally considered as preferable matrices given their accessibility and easier sample processing while direct tissue profiling provides more selective information about a given cancer. Preparation of tissues for the analysis via traditional methods is much more complex and time-consuming, and, therefore, not suitable for fast on-site analysis. The current work presents a protocol combining sample preparation and extraction of small molecules on-site, immediately after tumor resection. The sampling device, which is of the size of an acupuncture needle, can be inserted directly into the tissue and then transported to the nearby laboratory for instrumental analysis. The results of metabolomics and lipidomics analyses demonstrate the capability of the approach for the establishment of phenotypes of tumors related to the histological origin of the tumor, malignancy, and genetic mutations, as well as for the selection of discriminating compounds or potential biomarkers. The non-destructive nature of the technique permits subsequent performance of routinely used tests e.g., histological tests, on the same samples used for SPME analysis, thus enabling attainment of more comprehensive information to support personalized diagnostics.

The manuscript presents on-site sampling of human brain tumors with solid phase microextraction followed by their biochemical profiling towards the discovery of biomarkers.

באתר דגימה וחילוץ של גידולים במוח עבור מטבולומיקה וניתוח Lipidomics

Despite the variety of tools available for cancer diagnosis and classification, methods that enable fast and simple characterization of tumors are still ...

Ex Vivo and In Vivo Animal Models for Mechanical and Chemical Injuries of Corneal Epithelium

Corneal injury to the ocular surface, including chemical burn and trauma, may cause severe scarring, symblepharon, corneal limbal stem cells deficiency, and result in a large, persistent corneal epithelial defect. Epithelial defect with the following corneal opacity and peripheral neovascularization result in irreversible visual impairment and hinder future management, especially keratoplasty. Since the animal model can be used as an effective drug development platform, models of corneal injury to the mouse and alkali burn to rabbit corneal epithelium are developed here. New Zealand white rabbit is used in the alkali burn model. Different concentrations of sodium hydroxide can be applied onto the central circular area of the cornea for 30 s under intramuscular and topical anesthesia. After copious isotonic normal saline irrigation, residual loose corneal epithelium was removed with corneal burr deep down to the Bowman's layer within this circular area. Wound healing was documented by fluorescein staining under Cobalt blue light. C57BL/6 mice were used in the traumatic model of murine corneal epithelium. The murine central cornea was marked using a skin punch, 2 mm in diameter, and then debrided by a corneal rust ring remover with a 0.5 mm burr under a stereomicroscope. These models can be prospectively used to validate the therapeutic effect of eye drops or mixed agents such as stem cells, which potentially facilitate corneal epithelial regeneration. By observing corneal opacity, peripheral neovascularization, and conjunctival congestion with stereomicroscope and imaging software, therapeutic effects in these animal models can be monitored.

Ex Vivo and In Vivo Animal Models for Mechanical and Chemical Injuries of Corneal Epithelium

Here, animal models based on mouse and rabbit are developed for mechanical and chemical injury of corneal epithelium to screen new therapeutics and the underlying mechanism.

מודלים של בעלי חיים של Ex Vivo ו-In Vivo לפציעות מכניות וכימיות של אפיתל הקרנית

Corneal injury to the ocular surface, including chemical burn and trauma, may cause severe scarring, symblepharon, corneal limbal stem cells deficiency, ...

Standardization and Maintenance of 3D Canine Hepatic and Intestinal Organoid Cultures for Use in Biomedical Research

Dogs develop complex multifactorial diseases analogous to humans, including inflammatory diseases, metabolic diseases, and cancer. Therefore, they represent relevant large animal models with the translational potential to human medicine. Organoids are 3-dimensional (3D), self-assembled structures derived from stem cells that mimic the microanatomy and physiology of their organ of origin. These translational in vitro models can be used for drug permeability and discovery applications, toxicology assessment, and to provide a mechanistic understanding of the pathophysiology of multifactorial chronic diseases. Furthermore, canine organoids can enhance the lives of companion dogs, providing input in various areas of veterinary research and facilitating personalized treatment applications in veterinary medicine. A small group of donors can create a biobank of organoid samples, reducing the need for continuous tissue harvesting, as organoid cell lines can be sub-cultured indefinitely. Herein, three protocols that focus on the culture of intestinal and hepatic canine organoids derived from adult stem cells are presented. The Canine Organoid Isolation Protocol outlines methods to process tissue and embedding of the cell isolate in a supportive matrix (solubilized extracellular membrane matrix). The Canine Organoid Maintenance Protocol describes organoid growth and maintenance, including cleaning and passaging along with appropriate timing for expansion. The Organoid Harvesting and Biobanking Protocol describes ways to extract, freeze, and preserve organoids for further analysis.

Experimental methods to harvest adult stem cells from canine intestinal and hepatic tissues to establish 3D organoid cultures are described. Furthermore, the laboratory techniques to ensure consistent growth and provide standard operating procedures to harvest, biobank, and revive canine intestinal and hepatic organoid cultures are discussed.