SG נתמכת על ידי קרנות מאוניברסיטת המדינה של ניו יורק ב באפלו ומ ג&#39;ון ר Oishei קרן.

<html> 1. הכנה של ריאגנטים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את הצפת PEMFA באמצעות צינורות 100mm, 2mm EGTA, ו 1 mM MgSO 4. התאם את ה-pH של המאגר כדי 7.0. המאגר PEMFA מעוקר לסנן מאוחסנים 4 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן PBT ידי הוספת 1ml של טריטון X-100 ל 100 מ&quot;ל 1x PBS (בופר פוספט) (pH 7.0). חנות ב 4 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן BSA 5% (שור אלבומין) עם NaAcide 0.01% ב 1x PBS (pH 7.0). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את תמיסת מלח באמצעות 0.7% NaCl ו - 0.03% Triton X-100 במים deionized. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את מקבע על ידי שילוב של 4 חלקים חיץ PEMFA עם פורמלדהיד 1 חלק 37%. </li></ol> 2. אוסף של עוברים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכינו כלוב עבור המתח תסיסנית הריבית על ידי הצבת&gt; 100 זבובים בבקבוק פלסטיק המכיל מתאם עם צלחת האכלה אגר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השאירו את הכלוב של זבובים בחושך בטמפרטורת החדר למשך 72 שעות, שינוי לוחות כל 8-12 שעות, כך זבובים יתרגלו הכלוב לא מחזיקים את ביציהם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לצורך הניסוי לאסוף עוברי למשך 12 שעות. הסר את צלחת פטרי מן המיכל ולהחליף אותו. קח את צלחת פטרי להסיר ולשטוף את העוברים מעל המנה בעזרת תמיסת מלח ומברשת צבע נקיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> איסוף עוברים מסננת דקה. לשטוף עם מי מלח כדי להסיר כל עודף שמרים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מרית בעדינות להרים את העוברים ולמקם אותם בתוך בקבוק זכוכית קטן עם כובע. הוסף על 1ml של תמיסת מלח. </li></ol> 3. הסרת ממברנות סיסית ו Vitelline ו קיבוע <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעקבות האוסף של עוברים, להכין את הפתרון heptane-Fix על ידי שילוב של 50% ו heptane מקבע 50%. הפתרון יהיה שכבתית עם heptane על גבי ואת מקבע על התחתונה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בכל בקבוקון הזכוכית לשטוף את העוברים על ידי דוגרים להם בפתרון מלח במשך 5 דקות. הסר מלוחים עודף באמצעות פיפטה פסטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שוטפים את העוברים עם מים deionized. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Dechorionate את העוברים על ידי דוגרים עליהם אקונומיקה 50% במשך 3 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שוטפים את העוברים ביסודיות במים deionized. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תקן את העוברים על ידי דוגרים עליהם במשך 30 דקות בתמיסה heptane-Fix עם רעד עדין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת פיפטה פסטר להחליף את (השכבה התחתונה) מקבע עם מתנול עוזב את heptane בצינור. Shake במרץ כדי להסיר את הקרום vitelline. עוברים devitellinized ישקעו לתחתית הצינור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אסוף את העוברים בתוך צנצנת זכוכית חדשה באמצעות פיפטה פסטר. שוטפים את העוברים חמש פעמים עם מתנול, בכל פעם לדגור העוברים במשך 5 דקות. </li></ol> 4. מכתים נוגדן, הרכבה, וכן ויזואליזציה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רעננותם העוברים בתערובת של פתרון PBT 50% מתנול 50% במשך 5 דקות. ואז רעננותם בפתרון PBT 100% במשך 5 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חסום את העוברים על ידי דוגרים אותם BSA 5% עם פתרון NaAcide 0.01% במשך שעה 1 ב 4 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עוברים מוכנים כעת עבור מכתים נוגדן. הכן את הנוגדן הראשוני על ידי דילול אותו ריכוז המתאימה באמצעות BSA 5% עם פתרון NaAcide 0.01%. אנו משתמשים נוגדן נגד החלבון ציסטאין מחרוזת (CSP), חלבון הסינפטי שלפוחי ו אנטי HRP או סוס peroxidase צנון נוגדנים, אשר מזהה מחצית עצבי ספציפי פחמימות נוכח גליקופרוטאינים על פני השטח כל התוויות נוירונים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה עוברים לילה בשעה 4 ° C בתמיסה הנוגדן הראשוני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למחרת, לשטוף את העוברים 10 פעמים עם PBT במשך שעה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את הפתרון נוגדנים משני על ידי דילול הריכוז המתאים. אנו משתמשים נוגדנים אלקסה משני בריכוז של 1:200. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה עוברים במשך שעתיים ב 4 ° C בפתרון נוגדנים משני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שטפו את העוברים 10 פעמים עם PBT במשך שעה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה עוברים לילה Vectashield הרכבה בינונית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הר עוברים בשקופית זכוכית לאטום את תלוש לכסות עם לק. דמיינו עוברים באמצעות מיקרוסקופ פלואורסצנטי. </li></ol> 5. נציג תוצאות <img src="/files/ftp_upload/2150/2150fig1a.jpg" alt="איור 1" /> CSP <img src="/files/ftp_upload/2150/2150fig1b.jpg" alt="איור 1" /> HRP-FITC <img src="/files/ftp_upload/2150/2150fig1c.jpg" alt="איור 1" /> שמוזגו איור 1: תמונות נציג מראה את מערכת העצבים המרכזית עובריים בשלב 16-17, באמצעות נוגדנים נגד CSP (אדום) HRP (ירוק). שים לב מכתים נפרדים של השליכה. <img src="/files/ftp_upload/2150/2150fig2a.jpg" alt="איור 2" /> CSP <img src="/files/ftp_upload/2150/2150fig2b.jpg" alt="איור 2" /> HRP-FITC &quot;/&gt; שמוזגו איור 2: תמונות נציג מראה את PNS עובריים בשלב 16-17 באמצעות נוגדנים נגד CSP (אדום) HRP (ירוק). הערה דפוסי חוזרות ונשנות של הנוירונים ההיקפיים.

<ol>
	<li>Bodmer, R., Barbel, S., Sheperd, S., Jack, J. W., Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transformation+of+sensory+organs+by+mutations+of+the+cut+locus+of+D.+melanogaster.">Transformation of sensory organs by mutations of the cut locus of D. melanogaster.</a> Cell. 51, 293-307 (1987).</li><li>Bodmer, R., Carretto, R., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurogenesis+of+the+peripheral+nervous+system+in+Drosophila+embryos:+DNA+replication+patterns+and+cell+lineages.">Neurogenesis of the peripheral nervous system in Drosophila embryos: DNA replication patterns and cell lineages.</a> Neuron. 3, 21-32 (1989).</li><li>Campos-Ortega, J. A., Hartenstein, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Embryonic Development of Drosophila melanogaster. , (1985).</li><li>Carroll, S. B., Scott, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Localization+of+the+fushi+tarazu+protein+during+Drosophila+embryogenesis.">Localization of the fushi tarazu protein during Drosophila embryogenesis.</a> Cell. 43, 47-57 (1985).</li><li>Dambly-Chaudi&#232;re, C., Ghysen, A., Jan, Y. N., Jan, L. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Muscle+connections+between+imaginal+discs+in+Drosophila.">Muscle connections between imaginal discs in Drosophila.</a> Developmental Biology. 113, 288-294 (1986).</li></ol>

אין ניגודי אינטרסים הכריז.

העובר תסיסנית היא מערכת רבת עוצמה על חקירת השינויים תאית ומולקולרית במהלך ההתפתחות העצבית. בפרוטוקול זה יש לנו הדגימו כיצד להכין עוברים הר שלם אימונוהיסטוכימיה. אנחנו צריכים להתאים את פרוטוקול מן הפרוטוקול המתואר קרול סקוט, 1985. פרוטוקול זה גם יכול להיות מותאם כדי לבדוק נוגדנים נוירונים אחרים, אבל אופטימיזציה של נוגדנים צריך להיעשות. יתר על כן, מומים התפתחותיים של PNS ו CNS עובריים ניתן דמיינו בקלות על ידי השוואת עוברים מקווי מוטנטים שונים. השתמשנו בהצלחה בפרוטוקול זה כדי להמחיש את PNS ו CNS בעוברים נושאת חלבון מוטנטים המנוע. תחת הגדלה גבוה לנו להעריך גם את הרצועות axonal בתוך PNS ו CNS עובריים.

<table><tbody><tr><td>37% formaldehyde</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP531-25</td><td></td></tr><tr><td>CSP</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td><td></td><td></td></tr><tr><td>HRP-FITC</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>323-095-021</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 568 Goat Anti-Mouse IgG</td><td>Invitrogen</td><td>A-11004</td><td></td></tr><tr><td>Vectashield Mounting Medium</td><td>Vector Laboratories</td><td>H-1000</td><td></td></tr></tbody></table>

visualization of the embryonic nervous system in whole-mount drosophila embryos

העובר תסיסנית היא מערכת מודל אטרקטיבי עבור חוקרת את בסיס תאית ומולקולרית של התפתחות עצבית. כאן אנו מתארים את הליך להדמיה של מערכת העצבים העוברית תסיסנית באמצעות נוגדנים חלבונים עצביים. מאז כל המערכות עובריים העצבים ההיקפית העצבים המרכזית מאופיינים גם ברמה של תאים בודדים (Dambly-Chaudière et al, 1986;.. בודמר et al, 1987;. בודמר et al, 1989), כל סטיות למערכות אלו יכולים ניתן לזהות בקלות באמצעות נוגדנים חלבונים עצביים שונים. עוברים לפתח נאספות בזמנים מסוימים על מנת להבטיח כי העוברים נמצאים בשלבי ההתפתחות הנכון להדמיה. לאחר איסוף, שכבות החיצוני של העובר, הקרום סיסית ואת המעטפה vitelline העוטף את העובר, יוסרו לפני קיבעון. עוברים מודגרת אז עם נוגדנים עצב דמיינו באמצעות נוגדנים משני שכותרתו fluorescently. עוברים בשלבים 12-17 הם דמיינו לגשת את מערכת העצבים העוברית. בשלב 12 את הלהקה CNS נבט מתחיל קיצור שלב 15 דפוס סופי של השליכה הושגה. עד שלב 17 CNS החוזים ואת PNS היא מפותחת (קמפוס, אורטגה et al. 1985). לפיכך שינויים בדפוס של PNS ו CNS ניתן להבחין בקלות במהלך השלבים ההתפתחותיים.

Watch this Scientific Journal Video about Visualization of the Embryonic Nervous System in Whole-mount Drosophila Embryos at JoVE.com

Visualization of the Embryonic Nervous System in Whole-mount Drosophila Embryos

אנו מתארים את הליך להכין מבוים<em&gt; תסיסנית</em&gt; עוברים להדמיה של מערכת העצבים העוברית במהלך embryogenesis.

ויזואליזציה של מערכת העצבים כולה עובריים-Mount תסיסנית עוברים

The Drosophila embryo is an attractive model system for investigating the cellular and molecular basis of neuronal development. Here we describe the ...

visualization-embryonic-nervous-system-whole-mount-drosophila

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Visualization of the Embryonic Nervous System in Whole-mount Drosophila Embryos

13.2K Views.  SUNY-University at Buffalo. אנו מתארים את הליך להכין מבוים תסיסנית עוברים להדמיה של מערכת העצבים העוברית במהלך embryogenesis.

Video: Visualization of the Embryonic Nervous System in Whole-mount Drosophila Embryos

Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to examine the expression of various novel and marker proteins.  Staining of whole larvae is impractical because the tough cuticle prevents antibodies from penetrating inside the body cavity.  In order to stain these tissues it is necessary to dissect the animal prior to fixing and staining.  In this article we demonstrate how to dissect Drosophila larvae without damaging the CNS.  Begin by tearing the larva in half with a pair of fine forceps, and then turn the cuticle "inside-out" to expose the CNS.  If the dissection is performed carefully the CNS will remain attached to the cuticle.  We usually keep the CNS attached to the cuticle throughout the fixation and staining steps, and only completely remove the CNS from the cuticle just prior to mounting the samples on glass slides.  We also show some representative images of a larval CNS stained with Eve, a transcription factor expressed in a subset of neurons in the CNS.  The article concludes with a discussion of some of the practical uses of this technique and the potential difficulties that may arise.

In this article we demonstrate how to dissect the central nervous system from third instar Drosophila larvae.

Dissection של מערכת העצבים המרכזית הזחל ב תסיסנית melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to ...

Biology

Visualization of Larval Segmental Nerves in 3rd Instar Drosophila Larval Preparations

Drosophila melanogaster is emerging as a powerful model system for studying the development and function of the nervous system, particularly because of its convenient genetics and fully sequenced genome. Additionally, the larval nervous system is an ideal model system to study mechanisms of axonal transport as the larval segmental nerves contain bundles of axons with their cell bodies located within the brain and their nerve terminals ending along the length of the body. Here we describe the procedure for visualization of synaptic vesicle proteins within larval segmental nerves. If done correctly, all components of the nervous system, along with associated tissues such as muscles and NMJs, remain intact, undamaged, and ready to be visualized. 3rd instar larvae carrying various mutations are dissected, fixed, incubated with synaptic vesicle antibodies, visualized and compared to wild type larvae. This procedure can be adapted for several different synaptic or neuronal antibodies and changes in the distribution of a variety of proteins can be easily observed within larval segmental nerves.

Visualization of Larval Segmental Nerves in 3rd Instar Drosophila Larval Preparations

Drosophila melanogaster larvae provide an ideal model system to investigate the mechanisms of axonal transport within larval segmental nerves. Using this procedure, 3rd instar larvae carrying various mutations can be compared to wild type larvae.

ויזואליזציה של עצבים המגזרי הזחל ב 3 Rd Instar תסיסנית הכנות הזחל

Drosophila melanogaster is emerging as a powerful model system for studying the development and function of the nervous system, particularly because of ...

Protocols for Visualizing Steroidogenic Organs and Their Interactive Organs with Immunostaining in the Fruit Fly Drosophila melanogaster

In multicellular organisms, a small group of cells is endowed with a specialized function in their biogenic activity, inducing a systemic response to&#160;growth and reproduction. In insects, the larval prothoracic gland (PG) and the adult female ovary play essential roles in biosynthesizing the principal steroid hormones called ecdysteroids. These ecdysteroidogenic organs are innervated from the nervous system, through&#160;which the timing of biosynthesis is affected by environmental cues. Here we describe a protocol for visualizing ecdysteroidogenic organs and their interactive organs in larvae and adults of the fruit fly Drosophila melanogaster, which provides a suitable model system for studying steroid hormone biosynthesis and its regulatory mechanism. Skillful dissection allows us to maintain the positions of ecdysteroidogenic organs and their interactive organs including the brain, the ventral nerve cord, and other tissues. Immunostaining with antibodies against ecdysteroidogenic enzymes, along with transgenic fluorescence proteins driven by tissue-specific promoters, are available to label ecdysteroidogenic cells. Moreover, the innervations of the ecdysteroidogenic organs can also be labeled by specific antibodies or a collection of GAL4 drivers in various types of neurons. Therefore, the ecdysteroidogenic organs and their neuronal connections can be&#160;visualized simultaneously&#160;by immunostaining and transgenic techniques. Finally, we describe how to visualize germline stem cells, whose proliferation and maintenance are controlled by ecdysteroids. This method contributes to comprehensive understanding of steroid hormone biosynthesis and its neuronal regulatory mechanism.

Protocols for Visualizing Steroidogenic Organs and Their Interactive Organs with Immunostaining in the Fruit Fly Drosophila melanogaster

We describe a protocol for dissection, fixation, and immunostaining of steroidogenic organs in Drosophila larvae and adult females to study steroid hormone biosynthesis and its regulatory mechanism. In addition to steroidogenic organs, we visualize the innervation of steroidogenic organs as well as steroidogenic target cells such as germline stem cells.

הפרוטוקולים המאפשר הדמיה איברים Steroidogenic ואורגנים אינטראקטיבית שלהם עם Immunostaining ב זבוב הפירות<em&gt; תסיסנית</em

In multicellular organisms, a small group of cells is endowed with a specialized function in their biogenic activity, inducing a systemic response ...

Developmental Biology

Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains

Nervous system development involves a sequential series of events that are coordinated by several signaling pathways and regulatory networks. Many of the proteins involved in these pathways are evolutionarily conserved between mammals and other eukaryotes, such as the fruit fly Drosophila melanogaster, suggesting that similar organizing principles exist during the development of these organisms. Importantly, Drosophila has been used extensively to identify cellular and molecular mechanisms regulating processes that are required in mammals including neurogenesis, differentiation, axonal guidance, and synaptogenesis. Flies have also been used successfully to model a variety of human neurodevelopmental diseases. Here we describe a protocol for the step-by-step microdissection, fixation, and immunofluorescent localization of proteins within the adult Drosophila brain. This protocol focuses on two example neuronal populations, mushroom body neurons and retinal photoreceptors, and includes optional steps to trace individual mushroom body neurons using Mosaic Analysis with a Repressible Cell Marker (MARCM) technique. Example data from both wild-type and mutant brains are shown along with a brief description of a scoring criteria for axonal guidance defects. While this protocol highlights two well-established antibodies for investigating the morphology of mushroom body and photoreceptor neurons, other Drosophila brain regions and the localization of proteins within other brain regions can also be investigated using this protocol.

Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains

This protocol describes the dissection and immunostaining of adult Drosophila melanogaster brain tissues. Specifically, this protocol highlights the use of Drosophila mushroom body and photoreceptor neurons as example neuronal subsets that can be accurately used to uncover general principles underlying many aspects of neuronal development.

ניתוח Immunofluorescent מכתים של פטריות הגוף והנפש ומה קולט אור נוירונים במוח למבוגרים דרוזופילה melanogaster

Nervous system development involves a sequential series of events that are coordinated by several signaling pathways and regulatory networks. Many of the ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

תיוג של תאים בודדים במערכת העצבים המרכזית של<em&gt; דרוזופילה melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Visualize Drosophila Leg Motor Neuron Axons Through the Adult Cuticle

The majority of work on the neuronal specification has been carried out in genetically and physiologically tractable models such as C. elegans, Drosophila larvae, and fish, which all engage in undulatory movements (like crawling or swimming) as their primary mode of locomotion. However, a more sophisticated understanding of the individual motor neuron (MN) specification&#8212;at least in terms of informing disease therapies&#8212;demands an equally tractable system that better models the complex appendage-based locomotion schemes of vertebrates. The adult Drosophila locomotor system in charge of walking meets all of these criteria with ease, since in this model it is possible to study the specification of a small number of easily distinguished leg MNs (approximately 50 MNs per leg) both using a vast array of powerful genetic tools, and in the physiological context of an appendage-based locomotion scheme. Here we describe a protocol to visualize the leg muscle innervation in an adult fly.

Visualize Drosophila Leg Motor Neuron Axons Through the Adult Cuticle

Here we describe a protocol to visualize the axonal targeting with a florescent protein in adult legs of Drosophila by fixation, mounting, imaging, and post-imaging steps.

דמיינו דרוזופילה הרגל מוטור נוירון אקסונים דרך הקוטיקולה למבוגרים

The majority of work on the neuronal specification has been carried out in genetically and physiologically tractable models such as C. elegans, Drosophila ...

Retrograde Tracing of Drosophila Embryonic Motor Neurons Using Lipophilic Fluorescent Dyes

We describe a technique for retrograde labeling of motor neurons in Drosophila. We use an oil-dissolved lipophilic dye and deliver a small droplet to an embryonic fillet preparation by a microinjector. Each motor neuron whose membrane is contacted by the droplet can then be rapidly labeled. Individual motor neurons are continuously labeled, enabling fine structural details to be clearly visualized. Given that lipophilic dyes come in various colors, the technique also provides a means to get adjacent neurons labeled in multicolor. This tracing technique is therefore useful for studying neuronal morphogenesis and synaptic connectivity in the motor neuron system of Drosophila.

Retrograde Tracing of Drosophila Embryonic Motor Neurons Using Lipophilic Fluorescent Dyes

We describe a method for retrograde tracing of the Drosophila embryonic motor neurons using lipophilic fluorescent dyes.

מעקב רטרוגרדי של דרוזופילה ממונע נוירונים מוטוריים שימוש בצבעי פלורסנט

We describe a technique for retrograde labeling of motor neurons in Drosophila. We use an oil-dissolved lipophilic dye and deliver a small droplet to an ...

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given their relevance to development and disease, understanding the mechanisms that govern asymmetric stem cell division has been a robust area of study. Because they are genetically tractable and undergo successive rounds of cell division about once every hour, the stem cells of the Drosophila central nervous system, or neuroblasts, are indispensable models for the study of stem cell division. About 100 neural stem cells are located near the surface of each of the two larval brain lobes, making this model system particularly useful for live imaging microscopy studies. In this work, we review several approaches widely used to visualize stem cell divisions, and we address the relative advantages and disadvantages of those techniques that employ dissociated versus intact brain tissues. We also detail our simplified protocol used to explant whole brains from third instar larvae for live cell imaging and fixed analysis applications.

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

This protocol details a streamlined method used to conduct live cell imaging in the context of an intact larval brain. Live cell imaging approaches are invaluable for the study of asymmetric neural stem cell divisions as well as other neurogenic and developmental processes, consistently uncovering mechanisms that were previously overlooked.

הדמיה חיה של<em&gt; דרוזופילה</em&gt; הזחל Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given ...

Dissection, Immunohistochemistry and Mounting of Larval and Adult Drosophila Brains for Optic Lobe Visualization

The Drosophila optic lobe, comprised of four neuropils: the lamina, medulla, lobula and lobula plate, is an excellent model system for exploring the developmental mechanisms that generate neural diversity and drive circuit assembly. Given its complex three-dimensional organization, analysis of the optic lobe requires that one understand how its adult neuropils and larval progenitors are positioned relative to each other and the central brain. Here, we describe a protocol for the dissection, immunostaining and mounting of larval and adult brains for optic lobe imaging. Special emphasis is placed on the relationship between mounting orientation and the spatial organization of the optic lobe. We describe three mounting strategies in the larva (anterior, posterior and lateral) and three in the adult (anterior, posterior and horizontal), each of which provide an ideal imaging angle for a distinct optic lobe structure.

Dissection, Immunohistochemistry and Mounting of Larval and Adult Drosophila Brains for Optic Lobe Visualization

This protocol describes three steps to prepare larval and adult Drosophila optic lobes for imaging: 1) brain dissections, 2) immunohistochemistry and 3) mounting. Emphasis is placed on step 3, as distinct mounting orientations are required to visualize specific optic lobe structures.&#160;

דיסקציה, אימונוהיסטוכימיה והרכבה של מוחות זחלים ודרוזופילה בוגרים להדמיית האונה האופטית

The Drosophila optic lobe, comprised of four neuropils: the lamina, medulla, lobula and lobula plate, is an excellent model system for exploring the ...

Upright Imaging of Drosophila Embryos

Several well-known morphogenetic gradients and cellular movements occur along the dorsal/ventral axis of the Drosophila embryo. However, the current techniques used to view such processes are somewhat limited. The following protocol describes a new technique for mounting fixed and labeled Drosophila embryos for coronal viewing with confocal imaging. This method consists of embedding embryos between two layers of glycerin jelly mounting media, and imaging jelly strips positioned upright. The first step for sandwiching the embryos is to make a thin bedding of glycerin jelly on a slide. Next, embryos are carefully aligned on this surface and covered with a second layer of jelly. After the second layer is solidified, strips of jelly are cut and flipped upright for imaging. Alternatives are described for visualizing the embryos depending upon the type of microscope stand to be used. Since all cells along the dorsal-ventral axis are imaged within a single confocal Z-plane, our method allows precise measurement and comparison of fluorescent signals without photobleaching or light scattering common to 3D reconstructions of longitudinally mounted embryos.

Upright Imaging of Drosophila Embryos

Here we present a mounting protocol for stained Drosophila embryos in an upright position that allows imaging of cross-sections using Confocal microscopy.

הדמיה של זקופה תסיסנית עוברים

Several well-known morphogenetic gradients and cellular movements occur along the dorsal/ventral axis of the Drosophila embryo. However, the current ...

ויזואליזציה של מערכת העצבים כולה עובריים-Mount תסיסנית עוברים

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

Dissection של מערכת העצבים המרכזית הזחל ב תסיסנית melanogaster

ויזואליזציה של עצבים המגזרי הזחל ב 3^Rd Instar תסיסנית הכנות הזחל

הפרוטוקולים המאפשר הדמיה איברים Steroidogenic ואורגנים אינטראקטיבית שלהם עם Immunostaining ב זבוב הפירות

ניתוח Immunofluorescent מכתים של פטריות הגוף והנפש ומה קולט אור נוירונים במוח למבוגרים דרוזופילה melanogaster

תיוג של תאים בודדים במערכת העצבים המרכזית של

דמיינו דרוזופילה הרגל מוטור נוירון אקסונים דרך הקוטיקולה למבוגרים

מעקב רטרוגרדי של דרוזופילה ממונע נוירונים מוטוריים שימוש בצבעי פלורסנט

הדמיה חיה של

דיסקציה, אימונוהיסטוכימיה והרכבה של מוחות זחלים ודרוזופילה בוגרים להדמיית האונה האופטית

הדמיה של זקופה תסיסנית עוברים