Ces méthodes peuvent aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la neurologie et de l’ophtalmologie, et aider à évaluer une grande variété de rétinopathies et de manifestations rétiniennes dans divers modèles de rongeurs. Le principal avantage de ces techniques est que des investigations longitudinales non invasives peuvent être effectuées, réduisant la variabilité et réduisant le nombre d’animaux nécessaires aux expériences. Ces méthodes permettent une étude quantitative in vivo de la structure et de la fonction qui peut être utilisée pour étudier les conditions pathologiques, ou pour évaluer l’utilité potentielle de nouvelles thérapeutiques.
Cependant, en particulier l’application de la technologie de tomographie de cohérence optique dans les modèles de rongeurs est toujours difficile, principalement en raison de la petite taille des yeux. Michael Dietrich, doctorant de notre laboratoire, démontrera les procédures. Après anesthésier le rongeur, appliquer une goutte de Phényléphrine Tropicamide sur chaque œil pour la dilatation pupille.
Essuyez tout excès de gouttelette humide après une minute. Et lubrifier le gel ophtalmique à base de méthylcellulose pour éviter de sécher l’œil et de créer une cornée trouble. Utilisez ensuite des forceps pour placer une lentille de contact personnalisée sur l’œil.
Appuyez sur le bouton Démarrer dans le coin droit de l’écran du panneau de commande pour démarrer le mode d’acquisition. Ensuite, pour l’image de l’œil gauche, placez le support pour s’assurer que l’ampoule de l’œil gauche du rongeur fait face à la caméra. Réglez le niveau de filtre à R, et sélectionnez BR et OCT pour l’imagerie fundus reflets bleus et l’acquisition de B-scan dans le logiciel.
Ensuite, réglez la distance de mise au point à environ 38 diopters, en utilisant le bouton de mise au point à l’arrière de la caméra. Et zoomer sur la rétine, jusqu’à ce que le scan OCT soit visible à l’écran. Ensuite, pour assurer un chemin de faisceau à travers le milieu de la pupille, avec un angle orthogonal de la rétine dans tous les plans, placez le disque optique au milieu du champ illuminé.
Et ajustez les balayages horizontaux et verticaux de ligne B à un niveau horizontal en tournant le support. Sur l’écran du logiciel sélectionnez le mode d’analyse de volume, et réglez-le à 25 B-scans en mode haute résolution à 50 suivi automatique en temps réel. Centrez le milieu de la grille de balayage de volume sur le disque optique et commencez l’acquisition en appuyant sur le bouton de sensibilité noire, puis acquérir sur le panneau de commande.
Une fois l’acquisition terminée, réglez le niveau de filtre à A.Select Blue Autofluorescence sur le panneau de commande. Et ajustez la luminosité de l’image avec le bouton de sensibilité. Appuyez sur le bouton de sensibilité, puis acquérir à l’image des cellules fluorescentes ou des dépôts autofluorescents.
Pour l’analyse des analyses de volume, utilisez la segmentation automatisée du logiciel de l’appareil OCT en cliquant à droite sur l’analyse. Et sélectionnez Segmentation, puis Toutes les couches. Effectuez la correction manuelle des couches en cliquant en double sur l’analyse désirée.
Sélectionnez Profil d’épaisseur. Et cliquez sur Modifier les segmentations de calque. Sélectionnez une couche à la fois.
Et si nécessaire corriger la ligne verte en déplaçant les points rouges en faisant glisser et tomber à la bonne position. Sélectionnez ensuite la carte d’épaisseur de l’onglet. Choisissez la grille ETDRS de 1, 2, 3 millimètres.
Centrez le cercle intérieur sur le disque optique. Enfin, calculer l’épaisseur des couches rétiniennes à partir des valeurs d’épaisseur fournies par le logiciel pour les différents secteurs rétiniens d’intérêt. Pour calculer les valeurs d’épaisseur principale à partir des balayages de volume, utilisez l’ensemble de la grille ETDRS de 1, 2, 3 mm qui couvre un angle d’environ 25 degrés, à l’exclusion du cercle intérieur d’un millimètre qui contient le disque optique.
Commencez par choisir une plate-forme pour mesurer les rongeurs. Ouvrez la fenêtre Presettings en cliquant en double sur le logiciel. Sélectionnez Nouveau Groupe et choisissez le nom du groupe, le nombre de sujets, l’espèce et les souches.
Sélectionnez un stimulus variable, une fréquence spatiotemporale, une sensibilité au contraste, une vitesse ou une orientation dans le menu dropdown et appuyez sur Créer un nouveau groupe. Concentrez-vous sur la plate-forme en manipulant l’anneau de mise au point de la caméra sur le dessus de la chambre. Et calibrer le système en alignant le cercle rouge autour du cercle noir sur la plate-forme.
Ensuite, placez le rongeur sur la plate-forme et laissez-le s’adapter à l’environnement pendant environ cinq minutes. Ensuite, commencez la mesure en sélectionnant la flèche gauche pour oui ou le carré pour non, si l’animal suit ou ne suit pas respectivement. Sélectionnez manuellement la taille de l’étape du stimulus en cliquant sur les flèches de haut en bas à côté du stimulus variable.
Enfin, sélectionnez l’onglet Résumé et cliquez sur le fichier, le tableau d’exportation ou le graphique pour exporter l’ensemble de données souhaité. Les résultats indiquent que la dégénérescence des couches rétiniennes intérieures est réduite. Et un score clinique d’EAE est atténué pendant le cours d’EAE quand la substance 1 a été administrée.
En outre, OKR révèle une acuité visuelle améliorée des animaux traités avec la substance 1 comparée aux souris non traitées d’EAE de MOG mesurées par l’essai de seuil de fréquence spatiale sur une période de 120 jours. Lors de l’exécution des mesures oct, une étape critique est l’orientation orthogonale du faisceau laser dans tous les plans par rapport à la rétine pour assurer la qualité et la reproductibilité des valeurs d’épaisseur. Pour la technique OKR, la distinction entre le suivi et les mouvements comportementaux normaux de l’animal, nécessite une certaine formation de l’enquêteur.
Il est important d’être aveuglé pour le groupe expérimental. Après ces investigations des dommages structurels et fonctionnels se produisant dans le contexte de l’encéphalomyélite autoimmune expérimentale, la procédure peut également être utile dans d’autres modèles impliquant le système visuel, y compris mais pas limité aux modèles des rétinopathies, ou des dommages optiques de nerf. Ces techniques ouvrent la voie à la recherche in vivo dans les domaines de la neurologie et de l’ophtalmologie et sont facilement transférables aux essais cliniques.
