Method Article
Nous rapportons ici les méthodes courantes pour analyser la fonction phagocytaire des macrophages alvéolaires murines et clairance bactérienne du poumon. Ces méthodes d’étudient de la phagocytose des perles de l’isothiocyanate de fluorescéine in vitro et in vivo phagocytose de Pseudomonas aeruginosa Green Fluorescent Protein. On décrit également une méthode de dégagement de P. aeruginosa chez la souris.
Les macrophages alvéolaires (AMs) gardent l’espace alvéolaire des poumons. Phagocytose par AMs joue un rôle essentiel dans la défense contre l’invasion des agents pathogènes, l’élimination des cellules mortes ou des particules étrangères et dans la résolution des réactions inflammatoires et le remodelage des tissus, des processus qui sont véhiculées par les différents récepteurs de surface l’AMs. Nous rapportons ici les méthodes pour l’analyse de la fonction phagocytaire des AMs à l’aide d’essais in vitro et in vivo et stratégies expérimentales de différencier entre les récepteurs de reconnaissance de pattern - récepteur complément- et Fc gamma médiée par les récepteurs phagocytose. Finalement, nous discutons une méthode afin d’établir et de caractériser un modèle de pneumonie P. aeruginosa chez la souris afin d’évaluer la clairance bactérienne in vivo. Ces tests représentent les méthodes les plus courantes pour évaluer les fonctions AM et peuvent également être utilisés pour étudier la fonction des macrophages et la clairance bactérienne dans d’autres organes.
AMs sont les principaux phagocytes résidents dans les alvéoles à l’étape de repos et l’un des principaux acteurs de la réponse immunitaire innée grâce à la reconnaissance et l’internalisation des pathogènes inhalés et particules étrangères1,2. Il a été rapporté que AMs sont essentiels pour le dédouanement rapid de nombreux pathogènes pulmonaires telles que P. aeruginosa et Klebsiella pneumonie3,4, donc une carence dans la phagocytose AM aboutit souvent à des voies respiratoires infections, telles que la pneumonie aiguë, entraînant des taux plus élevés de mortalité et de morbidité.
AMs aussi initier des réactions inflammatoires innées dans le poumon par la production de cytokines et chimiokines, comme le TNF-α et IL-1β, les interférences avec d’autres cellules de l’environnement alvéolaire pour produire des chimiokines et recruter inflammatoires polynucléaires neutrophiles, monocytes, et cellules immunitaires adaptatives dans le poumon5. Par exemple, IL-1β produites par AMs contribue à amorcer la libération de la chimiokine neutrophile CXCL8 des cellules épithéliales6. En outre, AMs contribuent à la phagocytose d’apoptotic polynucléaires (PN), échec de ce qui conduit à la fuite soutenue des enzymes intracellulaires de l’APF aux tissus environnants, ce qui entraîne des lésions tissulaires et inflammation prolongée 7 , 8 , 9.
Phagocytose de l’AMs est médiée par une reconnaissance directe de profils moléculaires de micro-organismes pathogènes associés à la surface de l’agent pathogène par les récepteurs de reconnaissance de modèle (SDRP) de l’AMs ou par la liaison des pathogènes opsonisées avec les récepteurs immunitaires effecteurs de l’AMs 10. pour ces derniers, AMs peuvent reconnaître les objectifs opsonized avec les immunoglobulines (IgG) par le biais de leurs récepteurs Fcγ (FcγR) ou les agents pathogènes enduits avec des fragments du complément, C3b et C3bi, par le biais de leurs récepteurs de complément (CR)11. Parmi les récepteurs du complément, le CR de la superfamille des immunoglobulines (CRIg) est exprimé sélectivement dans des macrophages de tissu12, et une découverte récente a mis en évidence le rôle de la CRIg phagocytose AM dans le contexte de la pneumonie P. aeruginosa 13.
Plusieurs études originales utilisent des méthodes pour évaluer la phagocytose des macrophages pour décrire les mécanismes moléculaires du macrophage function14,15. Cependant, les méthodes comme in vivo la phagocytose nécessitent une quantification précise de phagocytose. Nous résumons ici, une méthodologie détaillée pour phagocytose in vitro et in vivo à l’aide de l’isothiocyanate de fluorescéine (FITC)-microbilles de verre et P. aeruginosa vert fluorescent protein (GFP), respectivement. En outre, nous expliquer la méthode de différenciation entre PRR-, CR- et phagocytose médiée par les FcγR. Enfin, nous présentons une méthode pour caractériser la clairance bactérienne chez la souris par rapport à P. aeruginosa pneumonie.
Ce protocole suit les directives de l’animalier institutionnel et utilisation Comité (IACUC) de Eastern Virginia Medical School.
1. fluorescent perles phagocytose
2. FcγR et CR-médiée par phagocytose
3. PRR médiée par phagocytose
4. in Vivo la phagocytose par les Macrophages alvéolaires
NOTE : Ensemencer de P. aeruginosa GFP sur une gélose nutritive et incuber les plaques à 37 ° C pendant la nuit. Le lendemain, ensemencer la seule colonie à 2 mL de bouillon nutritif et cultiver les bactéries à 37° C pendant la nuit.
5. in Vivo à l’aide de la clairance de bactéries de P. aeruginosa
6. analyse statistique
Nous avons tout d’abord réalisé l’expérience pour analyser la phagocytose de souris primaires AMs. Tout au long de toutes les analyses, nous avons comparé les AMs isolées des sourisKO de WT et TRIM72. Comme illustré dans la Figure 1A, microscopie à fluorescence a révélé que la phagocytose des perles de verre-FITC de souris primaires AMs survient après 1 h d’incubation. Figure 1 B montre l’analyse de phagocytose par cytométrie en flux. La quantification de phagocytose mesurée par microscopie et cytométrie en flux est représentée dans la Figure 1C etDde la Figure 1, respectivement. FcγR et CR-médiée par phagocytose par les cellules MH-S est représentée dans la Figure 2Aet la Figure 2B montre la quantification. Ces résultats montrent que l’expression de TRIM72 dans les cellules MH-S a entraîné une baisse de plus de cinq fois dans la phagocytose de complément. Images représentatives de l’ingestion de particules de zymosan-A conjugué Alexa Fluor-488-par AMs primaires isolée du WT ou TRIM72 sourisKO sont illustrés à la Figure 2C, et la quantification est présentée dans la Figure 2D . Les résultats in vivo de la phagocytose sont représentées dans la Figure 3. Figure 3 A montre différentiel coloration identifier la présence de AMs, neutrophiles, lymphocytes et les cellules phagocytaires GFP+ . Le pourcentage de cellules BALF et la quantification de la phagocytose sont représentés dans la Figure 3B etCde la Figure 3, respectivement. Le pourcentage de perte de poids corporel chez les souris après l’administration intratrachéale d’une dose de P. aeruginosa est montré dans la Figure 4 a, et le pourcentage de survie des souris au jour 2 après une dose létale de P. aeruginosa est indiqué dans la Figure 4 b. Figure 4 C montre un diagramme de dispersion de la charge bactérienne ensemble-poumons au moment du décès ou au 2e jour après l’infection à P. aeruginosa chez la souris.
Figure 1 : Phagocytose, macrophages de souris primaire alvéolaire. (A) des images représentatives de faible par rapport à hauts index phagocytaire montrant AMs primaires contenant des billes de fluorescentes vert (à gauche) ; images représentant présentant des pourcentages faibles et élevées de AMs phagocytaires. Flèches : faible indice phagocytaire AMs ; pointes de flèches : haut indice phagocytaire AMs. La barre d’échelle = 25 µm pour les deux images gauche et 50 µm pour les images à droite deux. (B) représentant flux cytometry détection de phagocytose des cellules dans le contrôle non-perles, WT + perles et TRIM72KO + perles AMs. La population de cellules de définir la perle contenant de barres (en pourcentage) et l’intensité moyenne fluorescence (IFM). (C) statistiques de l’indice moyen de phagocytaire et le pourcentage d’AMs phagocytaires chez le WT et TRIM72KO AMs ; n = 5 pour les deux groupes, *p < 0,05. (D) statistiques de flux cytometry MFI et le pourcentage de cellules FITC+ WT et TRIM72KO AMs ; n = 3 pour les deux groupes, *p < 0,05. Ce chiffre est reproduit avec la permission de l' American Thoracic Society13. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : FcγR et CR-médiée par phagocytose. (A) les images représentant de des moutons opsonisées globules rouges (SRBCs) phagocytose par les cellules MH-S. Les flèches pointent vers des SRBCs. La barre d’échelle = 25 µm. (B) Quantification de SRBCs phagocytose par les cellules MH-S surexprimant TRIM72 (TRIM72OE) en présence d’IgG (phagocytose médiée par les FcγR) ou d’IgM (phagocytose médiée par les CR) ; n = 6 pour chaque groupe, *p < 0,05 et **p < 0,005 comparativement aux témoins WT. (C) des images représentatives de l’ingestion de particules zymosan Alexa Fluor-488-conjugué par AMs primaires isolement du WT ou TRIM72 sourisKO . Les flèches dans le panneau de A et B indiquent zymosan + cellules. La barre d’échelle = 50 µm. (D) les résultats statistiques du pourcentage de zymosan contenant AMs ; n = 3 pour chaque groupe, p > 0,05. Ce chiffre est reproduit avec la permission de l' American Thoracic Society13. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3: phagocytose In vivo P. aeruginosa GFP. (A) des images représentatives de broncho-alvéolaire lavage liquide (LLBA) cellule cytospin diapositives à partir de WT et TRIM72 de sourisKO 1 h après l’injection P. aeruginosa GFP. Kwik-Diff coloration identifie AMs (grands, rond de cellules) et des neutrophiles ; GFP identifie les cellules phagocytaires (flèches blanches) et contraste d’interférence différentielle GFP+ (DIC) bactéries intériorisées de GFP (flèches noires) dans le Mam. Les barres d’échelle = 50 µm. (B) Quantification du pourcentage d’AMs et de neutrophiles dans BALF de WT et TRIM72 de sourisKO 1 h après l’injection de P. aeruginosa . (C) Quantification du pourcentage d’AMs phagocytaires chez la sourisKO WT et TRIM72 ; n = 3 pour chaque groupe, *p < 0,05. Les données sont présentées comme moyenne (± et). Ce chiffre est reproduit avec la permission de l' American Thoracic Society13. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Dégagement de bactéries In vivo à l’aide P. aeruginosa (P.A.). (A), le pourcentage de perte de poids (poids corporel) de WT et TRIM72KO souris naïves après la première injection intrapéritonéale de 2,5 x 105 UFC/mL PAO1 (un isolat clinique de P. aeruginosa) ; n = 13 pour WT (carrés noirs), n = 8 pour TRIM72KO (cercles rouges), *p < 0,05, **p < 0,005 comparativement à m/m (B) le pourcentage de survie au jour 2, après le 3 x 107 UFC/mL P. aeruginosa injection intrapéritonéale ; n = 10 pour WT (cercles noirs solides) et TRIM72KO (carrés rouges solides), *p < 0,05 pour WT versus TRIM72 groupesKO . (C), un diagramme de dispersion de la charge bactérienne tout-jour 2 de l’injection de P. aeruginosa en WT et TRIM72KO. La ligne pointillée grise désigne la dose injectée bactérienne ; ↑ désigne les souris qui sont morts. Pour WT versus TRIM72 groupesKO , p < 0,05. Ce chiffre est reproduit avec la permission de l' American Thoracic Society13. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Tout en remplissant une fonction d’échange de gaz, le poumon confronte constamment allergènes, pathogènes et les particules étrangères. AMs fournissent la première ligne de défense en raison de leur fonction principale, à savoir la phagocytose. AMs est également coordonnent avec d’autres cellules de système immunitaires à détruire les agents pathogènes et la résolution de l’inflammation. Ici, nous avons décrit les méthodes permettant d’évaluer plus précisément la phagocytose par AMs isolé par les poumons de souris. Le protocole présenté dans ce manuscrit, explique une étude détaillée de phagocytose in vivo et in vitro, qui peut également être utilisée pour étudier la fonction des macrophages et la clairance bactérienne dans d’autres organes.
La phagocytose in vitro décrite repose sur l’idée simple d’incubation imprégnées de sérum de perles FITC ou opsonized SRBCs avec AMs cultivées pour initier la phagocytose. Cette méthode comprend les étapes d’un lavage et la lyse des hématies nonphagocytized pour réduire le fond. Il faut ne pas se détacher de l’AMs collés. L’étape de lavage mettant en cause la solution de lyse ACK doit être faite au cours de 1 min, comme un lavage plus long temps entraîne la lyse des macrophages.
En outre, dans l’analyse d’imagerie, nous avons caractérisé le pourcentage de phagocytose des cellules tant l’indice phagocytaire pour avoir une vue complète de la fonction de phagocytose AM. Nous avons également expliqué la méthode pour distinguer les PRR - FcγR- et phagocytose médiée par les CR dans les macrophages murins lignée cellulaire MH-S. En collaboration avec modulation génétique, cette étape est utile en essayant d’acquérir des connaissances mécanistes sur la voie de la phagocytose spécifique qui a été touchée par la manipulation du gène cible.
Précédents rapports documentés de méthodes pour évaluer l’assimilation bactérienne ; la méthode plus notable est la gentamicine protection test14. Dans le protocole présenté ici, nous avons aussi montré une méthode d’imagerie pour mesurer in vivo phagocytose. Il y a quelques facteurs clés qui rendent cette méthode mieux en comparaison avec les méthodes publiées antérieurement. La méthode décrite ici consiste en une injection par voie intratrachéale de P. aeruginosa GFP, suivie d’une coloration différentielle des cellules BALF. Cette méthode met en évidence l’utilisation de bactéries fluorescentes, qui permet d’identifier les bactéries ingérées dans les phagocytes. En outre, la coloration différentielle des cellules BALF permet de différencier spécifiquement la capacité phagocytaire des AMs d’autres cellules immunitaires dans l’environnement in vivo et d’évaluer la contribution relative des différents phagocytes pour éliminer les bactéries charges du poumon. Une limitation mineure de cette méthode est qu’elle requiert une administration intratrachéale prudent afin d’éviter la variabilité entre les souris.
De plus, nous explique la méthode pour établir une cote de bactéries P. aeruginosa chez la souris dans le contexte d’une pneumonie. Afin de caractériser cette méthode, nous avons déterminé la perte de poids de corps et de la mortalité après l’administration intratrachéale de P. aeruginosa et utilisé un test quantitatif pour déterminer la charge de bactéries. La mortalité est un paramètre important pour évaluer la réponse immunitaire complète du corps. Nous avons utilisé des échantillons de poumon de cette expérience pour évaluer la charge bactérienne. Cependant, charge bactérienne peut également déterminée de poumon échantillons récoltés dans les 48h suivant une dose non létale d’injection bactérienne. La réussite du test sera déterminée par une normalisation de la synchronisation de l’injection, la qualité de l’agent pathogène et la dose d’injection et l’optimisation d’une méthode d’homogénéisation qui perturbe complètement le poumon sans casser les bactéries membrane de la cellule.
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Ce travail est soutenu par grant R01HL116826 à X. Zhao.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
18-G Needle | Nipro Medical | CI+1832-2C | Molecular Biology grade |
2,7-diaminofluorene (DAF) | Sigma-Aldrich | D17106 | Molecular Biology grade |
70% Ethanol | Decon Labs Inc. | 18C27B | Analytical grade |
96-well plate | Corning | 3603 | Cell Biology grade |
ACK lysis buffer | Life Technologies | A10492 | Molecular Biology grade |
Alexa fluor-488 Zymosan-A-bioparticle | Thermofisher Scientific | Z23373 | Molecular Biology grade |
C5 deficient serum | Sigma-Aldrich | C1163 | Biochemical reagent |
Centrifuge | Labnet International | C0160-R | |
Cytospin 4 Cytocentrifuge | Thermofisher Scientific | A78300101 Issue 11 | |
DMEM Cell Culture Media | Gibco | 11995-065 | Cell Biology grade |
FBS | Atlanta Biologicals | S11550 | Cell Biology grade |
Flow Cytometer | BD Biosciences | FACSCalibur | |
Flow Jo Software | FlowJo, LLC | ||
Forceps | Dumont | 0508-SS/45-PS-1 | Suitable for laboratory animal dissection |
FITC-carboxylated latex beads | Sigma-Aldrich | L4530 | Cell Biology grade |
GFP-P. aeruginosa | ATCC | 101045GFP | Suitable for cell infection assays |
Glass bottom dish | MatTek Corp. | P35G-0.170-14-C | Cell Biology grade |
High-Pressure Syringe | Penn-Century | FMJ-250 | Suitable for laboratory animal use |
Homogenizer | Omni International | TH-01 | |
Hydrogen peroxide | Sigma-Aldrich | H1009 | Analytical grade |
Inverted Fluorescence Microscope | Olympus | IX73 | |
Ketamine Hydrochloride | Hospira | CA-2904 | Pharmaceutical grade |
Shandon Kwik-Diff Stains | Thermofisher Scientific | 9990700 | Cell Biology grade |
LB Agar | Fisher Scientific | BP1425 | Molecular Biology grade |
LB Broth | Fisher Scientific | BP1427 | Molecular Biology grade |
MicroSprayer Aerosolizer | Penn-Century | IA-1C | Suitable for laboratory animal use |
Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich | P6148 | Reagent grade |
PBS | Gibco | 20012-027 | Cell Biology grade |
rabbit anti-SRBC-IgG | MP Biomedicals | 55806 | Suitable for immuno-assays |
rabbit anti-SRBC-IgM | Cedarline Laboratories | CL9000-M | Suitable for immuno-assays |
Scissors | Miltex | 5-2 | Suitable for laboratory animal dissection |
Small Animal Laryngoscope | Penn-Century | LS-2 | Suitable for laboratory animal use |
Sodium Dodecyl Sulfate (SDS) | BioRad | 1610301 | Analytical grade |
Spring Scissors (Med) | Fine Science Tools | 15012-12 | Suitable for laboratory animal dissection |
Spring Scissors (Small) | Fine Science Tools | 91500-09 | Suitable for laboratory animal dissection |
sheep red blood cells (SRBCs) | MP Biomedicals | 55876 | Washed, preserved SRBCs |
Urea | Sigma-Aldrich | U5378 | Molecular Biology grade |
Xylazine | Akorn Animal Health | 59399-110-20 | Pharmaceutical grade |
Demande d’autorisation pour utiliser le texte ou les figures de cet article JoVE
Demande d’autorisationThis article has been published
Video Coming Soon